Metaboliczna i regulacyjna rola syntazy kwasów tłuszczowych

Metaboliczna i regulacyjna rola syntazy kwasów tłuszczowych STRESZCZENIE Syntaza kwasów tłuszczowych () jest enzymem katalizującym syntezę kwasu palmitynowego z malonylo-, acetylo- i NADPH. Enzym ten występuje w wielu narządach, a najwyższą jego aktywność zaobserwowano w komórkach wątroby, tkanki tłuszczowej oraz gruczołu mlekowego w okresie laktacji. Kwas palmitynowy powstający w reakcji katalizowanej przez jest substratem do biosyntezy długołańcuchowych oraz nienasyconych kwasów tłuszczowych. Podczas spożywania pokarmu bogatego w węglowodany powstające w wątrobie kwasy tłuszczowe są substratami do syntezy triacylogliceroli (zapasowego materiału energetycznego gromadzonego w tkance tłuszczowej), fosfolipidów błonowych oraz lipidów pełniących różne funkcje regulacyjne. W niniejszym artykule przeglądowym omówiono budowę, regulację i rolę w tkankach lipogennych. Szczególną uwagę zwrócono na regulacyjną rolę w syntezie naturalnego liganda PPARα w wątrobie, w syntezie tlenku azotu w komórkach śródbłonka naczyniowego, w kardioprotekcji i rozwoju miażdżycy oraz na udział podwzgórzowej w regulacji spożycia pokarmów. Na końcu omówiono funkcje w komórkach nowotworowych, komórkach które charakteryzują się wysoką aktywnością tego enzymu. WPROWADZENIE Syntaza kwasów tłuszczowych ( lub N; EC 2.3.1.85), kodowana przez Fasn, katalizuje reakcję: acetylo- + 7 malonylo- + 14 NADPH + H + palmitynian + 7 CO 2 + 8 -SH + 14 NADP + + 6 H 2 O. W wątrobie i tkance tłuszczowej zasadniczą rolą tego enzymu jest synteza kwasów tłuszczowych, głównie kwasu palmitynowego, niezbędnego do syntezy lipidów (Ryc. 1). W okresie laktacji wysoka aktywność jest również obecna w gruczołach mlekowych, a produkowane przez te gruczoły kwasy tłuszczowe GLUKOZA GLUT BŁONA KOMÓRKI LIPOGENNEJ Julian Świerczyński 1,* Tomasz Śledziński 2 1 Katedra i Zakład Biochemii, 2 Katedra i Zakład Biochemii Farmaceutycznej, Gdański Uniwersytet Medyczny, Gdańsk * Katedra i Zakład Biochemii, Gdański Uniwersytet Medyczny, ul. Dębinki 1, 80-211 Gdańsk; tel.: (58) 349 14 62, faks: (58) 349 14 65, e-mail: juls@gumed.edu.pl Artykuł otrzymano 15 lutego 2012 r. Artykuł zaakceptowano 17 kwietnia 2012 r. Słowa kluczowe:, PPAR, miażdżyca, kardioprotekcja, homeostaza energetyczna, proliferacja komórek Wykaz skrótów: 16:0/18:1-GPC 1-palmitoilo-2-oleilo-sn-glicerolo-3-fosfocholina; ACP białko przenoszące acyl; ChREBP białko wiążące element odpowiedzi na węglowodany; DAG diacyloglicerol; TAG triacyloglicerol; enos endotelialna syntaza tlenku azotu; syntaza kwasów tłuszczowych; Fasn gen kodujący ; LXR wątrobowy receptor X; PPAR receptor aktywujący proliferację peroksysomów; SREBP białko wiążące element odpowiedzi na sterole GLUKOZA GLUKOZO-6-FOSFORAN faza oksydacyjna szlaku fosfopentozowego RYBULOZO-5-FOSFORAN glikoliza NADP + NADPH PIROGRONIAN enzym jabłczanowy JABŁCZAN SZCZAWIOOCTAN JABŁCZAN MITOCHONDRIUM PIROGRONIAN dehydrogenaza CO pirogronianowa 2 ACETYLO- CYTRYNIAN syntaza cytrynianowa Podziękowanie: Autorzy dziękują prof. dr hab. Leonowi Żelewskiemu oraz dr Ewie Stelmańskiej za cenne i krytyczne uwagi w czasie pisania tego artykułu. Praca powstała w ramach realizacji projektu badawczego ST-41 Wpływ diety restrykcyjnej na metabolizm lipidów w wątrobie i mięśniach szkieletowych szczurów. 1.Triacyloglicerole (gromadzone głównie w tkance tłuszczowej) 2. Inne lipidy: a) składniki błon b) uczestniczące w modyfikacjach potranslacyjnych c) uczestniczące w sygnalizacji komórkowej PALMITYNIAN JABŁCZAN CYTRYNIAN 14 NADP + 14 NADPH liaza SZCZAWIOOCTAN ATP-cytrynianowa 7 CO 2 CO 2 7 MALONYLO- ACETYLO- karboksylaza acetylo- Rycina 1. Ogólny schemat przemiany glukozy (węglowodanów) w kwasy tłuszczowe (palmitynian). Glukoza jest transportowana do komórki przez transporter (GLUT) i w procesie glikolizy ulega przemianie do kwasu pirogronowego. Następnie pirogronian jest transportowany do mitochondriów, gdzie ulega oksydacyjnej dekarboksylacji do acetylo-. Acetylo- łączy się ze szczawiooctanem w wyniku czego powstaje cytrynian. Ten przy udziale translokatora dla kwasów trikarboksylowych przemieszcza się z mitochondriów do cytosolu. W cytosolu, cytrynian pod wpływem ATP-liazy cytrynianowej ulega przemianie do szczawiooctanu i acetylo-, substratu do biosyntezy kwasów tłuszczowych. W cytosolu, biosyntezę kwasów tłuszczowych, głównie kwasu palmitynowego, z acetylo- katalizują dwa enzymy: karboksylaza acetylo- i syntaza kwasów tłuszczowych. Karboksylaza acetylo- katalizuje syntezę malonylo- - z acetylo- i CO 2. Syntaza kwasów tłuszczowych (oznaczana symbolem lub N) katalizuje syntezę kwasu palmitynowego (w mniejszych ilościach innych kwasów tłuszczowych) z malonylo- i acetylo-. NADPH niezbędny do syntezy kwasów tłuszczowych, w katalizowanej przez reakcji, jest produkowany przez dehydrogenazy szlaku fosfopentozowego i enzym jabłczanowy. Postępy Biochemii 58 (2) 2012 175

ACETYLO- WĄTROBA PALMITYNIAN (aktywacja, elongacja, desaturacja) ACYLO- LDL-R INNE NARZĄDY GLICEROLO-3-P GLICEROL MALONYLO- LDL-R TAG DAG CHOLESTEROL ESTRY CHOLESTEROLU FOSFOLIPIDY VLDL są niezbędne do syntezy lipidów zawartych w mleku [1]. Podczas spożywania pokarmu zawierającego duże ilości węglowodanów, syntetyzowane w wątrobie kwasy tłuszczowe są substratami do syntezy triacylogliceroli (TAG). Z kolei triacyloglicerole akumulowane są w postaci kropli tłuszczowych, bądź w znacznie większych ilościach pakowane do VLDL, które są wydzielane do krwi (Ryc. 2). Kwasy tłuszczowe syntetyzowane w tkance tłuszczowej są substratami do syntezy triacylogliceroli, magazynowanych w adipocytach w okresie resorpcyjnym. Triacyloglicerole w okresie postresorpcyjnym (bądź w stanie głodu) ulegają lipolizie do glicerolu i wolnych kwasów tłuszczowych. Uwolnione kwasy tłuszczowe są substratami energetycznymi dla wielu komórek zwierzęcych w tym mięśnia sercowego i mięśni szkieletowych. występuje w wielu narządach, również w tych, które nie są uznawane za narządy lipogenne, chociaż najwyższa aktywność tego enzymu jest obecna w tkankach lipogennych [2,3]. Nasuwa się więc pytanie, jaką rolę w tkankach nielipogennych pełni? Analizując równanie reakcji katalizowanej przez można przypuszczać, że enzym ten może regulować wewnątrzkomórkowe stężenie malonylo- -, acetylo- i NADPH (substratów) oraz palmitynianu (głównego produktu reakcji). Substraty i produkty reakcji katalizowanej przez są również cząsteczkami regulującymi metabolizm. Acetylo- jest aktywatorem karboksylazy pirogronianowej, enzymu odgrywającego kluczową rolę w procesie glukoneogenezy w wątrobie [4]. NADPH jest inhibitorem dehydrogenazy glukozo 6-fosforanowej, enzymu regulującego cykl fosfopentozowy [5]. LDL APOPROTEINY GLICEROL HL LPL WKT TAG IDL WKT TKANKA TŁUSZCZOWA LPL GLUKOZA GLICEROLO-3-P VLDL KREW WKT CO 2 + H 2 O MIĘSIEŃ Rycina 2. Synteza triacylogliceroli (TAG) i powstawanie VLDL w wątrobie oraz ich wydzielanie i degradacja we krwi pod wpływem lipazy lipoproteinowej (LPL) i lipazy wątrobowej (HL). Uwolnione w czasie przemiany VLDL w LDL wolne kwasy tłuszczowe (WKT) są wychwytywane przez mięśnie szkieletowe i tkankę tłuszczową. W mięśniach szkieletowych i w mięśniu sercowym WKT są utleniane do CO 2 i H 2 O, a w tkance tłuszczowej ulegają przemianie do TAG. Powstające LDL są wychwytywane przy udziale receptora LDL (LDL-R) przez wątrobę oraz inne narządy. DAG diacyloglicerol. SYNTAZA KWASÓW TŁUSZCZOWYCH Malonylo- jest inhibitorem palmitoilotransferazy karnitynowej I, enzymu odgrywającego kluczową rolę w regulacji utleniania kwasów tłuszczowych [6]. Kwas palmitynowy jest również prekursorem sfingozyny (i jej fosforanowych pochodnych), ceramidów (i fosforanowych pochodnych ceramidów) oraz diacylogliceroli. Metabolity te odgrywają ważną rolę w regulacji wielu procesów metabolicznych oraz są zaangażowane w niektóre procesy patologiczne[7-10]. Ponadto wolne kwasy tłuszczowe wpływają na niektóre ścieżki sygnalizacyjne, a w konsekwencji na ekspresję genów kodujących adipokiny i cytokiny prozapalne [11]. Na tej podstawie można sądzić, że oprócz powszechnie akceptowanej roli w procesie biosyntezy lipidów (Ryc. 1), enzym ten może odgrywać ważną rolę regulacyjną. Ponadto brak (niedobór) lub zwiększona aktywność może być przyczyną niektórych procesów patologicznych. Obecna w komórkach ssaków jest enzymem wielofunkcyjnym. Jeden łańcuch polipeptydowy tego enzymu zawiera (od końca aminowego do końca karboksylowego polipeptydu) syntazę β-ketoacylową (KS), malonylo/acetylotransferazę (MAT), dehydratazę (DH), reduktazę enoilową (ER), reduktazę ketoacylową (KR), białko przenoszące acyl (ACP) i tioesterazę (TE) (Ryc. 3). Ponadto w łańcuchu polipeptydowym znajdują się dwie domeny niewykazujące aktywności enzymatycznej. Są to: pseudometylotransferaza (ФME) oraz pseudoketoreduktaza (ФKR). Do niedawna uważano, że aktywność enzymatyczną wykazuje tylko dimer zbudowany z dwóch identycznych monomerów ułożonych według schematu głowa do ogona (ang. head to tail homodimer). Według tego modelu grupa SH fosfopantoteiny ACP jednego z monomerów znajduje się w pobliżu grupy SH reszty cysteinylowej syntazy ketoacylowej (KS) drugiego monomeru (Ryc. 3A). Takie ułożenie monomerów sprawia, że homodimer ma dwa centra katalityczne (Ryc. 3A) [12]. Wyniki badań publikowane w ostatnich latach sugerują, że jest homodimerem ułożonym według schematu głowa do głowy (ang. head to head homodimer), w którym monomery przeplatają się w kształcie litery X (Ryc. 3B) [13]. Fragment monomeru zawierający KS i MAT jest odpowiedzialny za kondensację malonylo- z acetylo-, zaś fragment tego samego monomeru zawierający domeny DH, ER i KR modyfikuje podstawniki przy węglu β intermediatu powstającego w procesie biosyntezy kwasu palmitynowego. Według tego modelu, monomer 176 www.postepybiochemii.pl

A koniec-n Centrum aktywne koniec-c B KS MAT DH ФKR ФME ER KR ACP TE C TE SH SH SH SH Centrum aktywne TE ACP ACP MAT SH KR KR ER DH SH ER ФME ФME ФKR ФKR DH SH KS N N KS ER KR TE C (a nie tylko dimer jak wcześniej sądzono) jest również zdolny do syntezy kwasu palmitynowego [14]. W procesie biosyntezy kwasu palmitynowego katalizowanej przez, można wyróżnić trzy główne etapy: inicjację, elongację i terminację (Ryc. 4). Etap inicjacji biosyntezy kwasu palmitynowego, w którym udział biorą MAT i KS, polega na kondensacji malonylo- i acetylo-, związanej z uwolnieniem CO 2 i HS-. W wyniku tego procesu powstaje acetoacetylo-acp. Na etapie elongacji, w którym kolejno uczestniczą reduktaza (KR), dehydrataza (DH) i reduktaza (ER), następuje modyfikacja (kolejno: redukcja, dehydratacja i ponownie redukcja) podstawników przy węglu β powstającego intermediatu. W konsekwencji powstaje butyrylo-acp. Przyłączenie następnej cząsteczki malonylo- rozpoczyna kolejny cykl elongacji. Proces elongacji zachodzi dopóki długość kwasu tłuszczowego związanego z ACP nie osiągnie 16 atomów węgla (kwas palmitynowy). Etap terminacji, katalizowany przez tioesterazę (deacylazę), polega na hydrolitycznym odłączeniu od ACP kwasu palmitynowego. Powstały kwas palmitynowy, ФME ACP SH MAT ФKR DH MAT KS aby stać się substratem w procesie biosyntezy triacylogliceroli, fosfolipidów bądź substratem w procesie elongacji oraz procesie desaturacji, musi ulec przemianie do palmitoilo-. obecna w komórkach zwierząt nazywana jest I (type I lub N), natomiast enzym obecny w komórkach grzybów i w komórkach prokariotycznych II (type II ). W komórkach grzybów oraz w komórkach prokariotycznych aktywności enzymatyczne katalizujące syntezę palmitynianu z acetylo- i malonylo- nie tworzą jednego łańcucha polipeptydowego, a występują w postaci oddzielnych enzymów. II występuje również w mitochondriach komórek zwierzęcych [15]. Mitochondrialna jest zaangażowana między innymi w syntezę oktanoilo-acp, prekursora kwasu liponowego [15] uczestniczącego w oksydacyjnej dekarboksylacji 2-oksokwasów. Inaktywacja mitochondrialnej w komórkach grzybów powoduje utratę cytochromów i nieprawidłową funkcję łańcucha oddechowego [15]. REGULACJA AKTYWNOŚCI I Głównymi czynnikami wpływającymi na aktywność I (podobnie jak i pozostałych enzymów lipogennych) w tkankach (narządach) lipogennych ssaków są ilość i jakość spożywanego pokarmu. Wpływ węglowodanów, lipidów i głodzenia na ekspresję Fasn przedstawiono w uproszczeniu na rycinie 5. Zwierzęta głodzone lub karmione paszą bogatą w lipidy mają niską aktywność I w wątrobie i w tkance tłuszczowej [16-19]. Zwierzęta karmione paszą bogatą w węglowodany (szczególnie po okresie głodzenia) charakteryzują się wysoką aktywnością I w tkankach lipogennych [16-19]. Podobnie jest regulowana aktywność I w wątrobie i tkance tłuszczowej człowieka. Dlatego u ludzi spożywających typową dietę (zawierającą około 100 g lipidów na dobę) tempo syntezy lipidów w wątrobie i tkance tłuszczowej jest niewielkie [2,20]. Powodem tego jest wystarczająca ilość triacylogliceroli dostarczana do organizmu z pokarmem oraz hamowanie syntezy kwasów tłuszczowych przez spożyte lipidy. Insulina, hormony tarczycy oraz glukokortykosteroidy, podobnie jak dieta bogata w węglowodany, zwiększają aktywność I [16,17,21]. Glukagon, podobnie jak głodzenie zwierząt, powoduje obniżenie aktywności I [16,17]. Hormonalna regulacja (podobnie jak regulacja powodowana zmianą ilości i jakości pokarmu) aktywności I w tkankach lipogennych odbywa się głównie na etapie transkrypcji [16,17]. Wpływ węglowodanów na ekspresję Fasn może być bezpośredni poprzez glukozę lub pośredni, poprzez insulinę. Dieta bogata w węglowodany zwiększa wydzielanie insuliny. Z kolei, insulina zwiększa ekspresję Fasn poprzez aktywację SREBP1c (ang. sterol regulatory element binding protein 1c) [22] oraz USF1 i USF2 (ang. upstream stimulatory fac- Postępy Biochemii 58 (2) 2012 177 C-koniec N-koniec Rycina 3. Modele budowy I: A model głowa do ogona (ang. head to tail homodimer), B głowa do głowy (ang. head to head homodimer). KS syntaza β-ketoacylowa; MAT malonylo/acetylotransferaza; DH dehydrataza; ER reduktaza enoilowa; KR reduktaza ketoacylowa; ACP białko przenoszące acyl; TE tioesteraza; SH grupa tiolowa. palmitynian TERMINACJA TE ELONGACJA H 2 O acylo-acp ER enoilo-acp acetylo- acetylo-acp NADP + NADPH H 2 O MAT KS malonylo- malonylo-acp DH ELONGACJA INICJACJA β-ketoacylo-acp 3-hydroksyacylo-ACP Rycina 4. Etapy reakcji katalizowanej przez I. Do powstania palmitynianu niezbędne jest siedmiokrotne powtórzenie przedstawionego cyklu reakcji. KS syntaza β-ketoacylowa; MAT malonylo/acetylotransferaza; DH dehydrataza; ER reduktaza enoilowa; KR reduktaza ketoacylowa; ACP białko przenoszące acyl; TE tioesteraza. CO 2 KR NADPH NADP + ELONGACJA

WĘGLOWODANY INSULINA SREBP1c GLUKOZA ChREBP Ekspresja Fasn SREBP1c LIPIDY ChREBP Ekspresja Fasn GŁODZENIE GLUKAGON camp Ekspresja Fasn Rycina 5. Uproszczony schemat przedstawiający wpływ węglowodanów, lipidów i głodzenia na ekspresję Fasn w wątrobie i tkance tłuszczowej. SREBP1c białko wiążące element odpowiedzi na sterole; ChREBP białko wiążące element odpowiedzi na węglowodany; camp cykliczny adenozynomonofosforan. tors 1 and 2) [23,24]. Wpływ glukozy na ekspresję Fasn w wątrobie zachodzi przy udziale czynnika transkrypcyjnego ChREBP (ang. carbohydrate response element binding protein) [25]. W promotorze Fasn znajdują się sekwencje SRE (ang. sterol regulatory element) wiążące SREBP1c [26], sekwencje ChRE (ang. carbohydrate response element) wiążące ChREBP [27] oraz element odpowiedzi na insulinę (IRE, ang. insulin response element), który obejmuje sekwencje SRE. Element ten jest niezbędny do stymulującego działania insuliny na ekspresję Fasn [28]. Do tego elementu wiążą się USF1 i USF2 [24], a mutacja w tym rejonie DNA uniemożliwia wiązanie tych czynników oraz znosi stymulujący wpływ insuliny na ekspresję Fasn. Należy jednak pamiętać, że mutacje w tym rejonie DNA uniemożliwiają również wiązanie SREBP-1c [23]. Stawia to rolę czynników USF w regulacji transkrypcji Fasn pod znakiem zapytania. Dodatkowo w promotorze Fasn znajduje się sekwencja DR-1 (ang. direct repeat 1) niezbędna do uzyskania maksymalnego, stymulującego wpływu glukozy na ekspresję Fasn [29]. Do tej sekwencji wiąże się HNF-4α (ang. hepatic nuclear factor-4α) i poprzez oddziaływanie z ChREBP wzmacnia stymulujący wpływ glukozy na ekspresję Fasn [29]. Ważną rolę w regulacji ekspresji Fasn przez ChREBP w wątrobie odgrywa metabolizm glukozy przy udziale glukokinazy [30]. W ten sposób działanie insuliny (poprzez aktywację SREBP1c) i glukozy (poprzez ChREBP) na ekspresję Fasn jest synergistyczne [30]. Dieta bogata w lipidy, a szczególnie zawarte w niej wielonienasycone kwasy tłuszczowe, hamuje lipogenezę poprzez hamowanie działania SREBP1c [31]i ChREBP [32], a w konsekwencji hamowanie ekspresji Fasn. Hamujący wpływ glukagonu na ekspresję Fasn jest związany ze wzmożoną syntezą camp w komórce i wiązaniem odpowiednich czynników transkrypcyjnych z elementem CCAAT promotora Fasn [33]. Większość danych (przytoczonych powyżej) dotyczy regulacji transkrypcji Fasn u szczura. Promotor Fasn charakteryzuje się sekwencją o wysokim stopniu zachowania w ewolucji pomiędzy różnymi gatunkami ssaków. Można więc przypuszczać, że gen ten jest podobnie regulowany w tkankach lipogennych innych gatunków, w tym również człowieka. Aktywność I może być regulowana również na etapie potranslacyjnym. Na uwagę zasługuje regulacja aktywności I poprzez fosforylację i defosforylację enzymu [34]. W wątrobie gołębia [35]oraz w komórkach 3T3L1 [36]wykazano hamowanie aktywności I w wyniku fosforylacji i aktywację enzymu w wyniku defosforylacji. Wykazano również acetylację reszt lizylowych w I [37], choć nie badano zależności pomiędzy stopniem acetylacji a aktywnością enzymu. Z tego względu można mieć wątpliwości czy acetylacja I ma jakiekolwiek znaczenie regulacyjne. Zaskakującym wynikiem jest hamujący wpływ insuliny na aktywność wątrobowej I, obserwowany kilka minut po podaniu tego hormonu [38]. W tym przypadku hamowanie aktywności I jest zależne od stymulowanej insuliną fosforylacji białka CEACAM1 (ang. carcinoembryonic antigen-related cell adhesion molecule 1). Białko to w formie ufosforylowanej wiąże się z enzymem i hamuje jego aktywność [38]. Z fizjologicznego punktu widzenia jest to zjawisko kompletnie niejasne, ponieważ wpływ insuliny na aktywność I jest odwrotny do dobrze udokumentowanego stymulującego wpływu tego hormonu na ekspresję Fasn. FUNKCJA I W WĄTROBIE I TKANCE TŁUSZCZOWEJ Jak już zaznaczono, powstające w wątrobie kwasy tłuszczowe są substratami do syntezy lipidów, głównie triacylogliceroli, które są pakowane do VLDL i wraz z nimi wydzielane do krwi (Ryc. 2). We krwi, triacyloglicerole zawarte w VLDL są degradowane głównie przy udziale lipazy lipoproteinowej do kwasów tłuszczowych i glicerolu. U ludzi rola I w procesie lipogenezy może być znacząca tylko podczas spożywania diety bogatej w węglowodany. U osób spożywających dietę, w której 75% kalorii pochodziło z węglowodanów a tylko 10% z lipidów, prawie połowa triacylogliceroli obecnych w VLDL zawierała kwasy tłuszczowe syntetyzowane de novo [34]. Z kolei podczas spożywania typowej diety, w której 40% kalorii pochodzi z lipidów a 45% z węglowodanów, udział syntetyzowanych kwasów tłuszczowych zawartych w triacyloglicerolach obecnych w VLDL jest niewielki (zaledwie kilka procent) [34,39]. To sugeruje, że u osób spożywających przeciętną dietę, rola wątrobowej I w syntezie kwasów tłuszczowych używanych do tworzenia triacylogliceroli (a dalej VLDL) jest niewielka. Potwierdzają to również badania na zwierzętach. U otyłych myszy (myszy ob/ob) wielokrotny wzrost lipogenezy wątrobowej nie powoduje znaczącego wzrostu stężenia triacylogliceroli we krwi [40]. Brak zależności pomiędzy aktywnością I a stężeniem TAG we krwi wykazano również u myszy KOL (myszy pozbawionych wątrobowego genu Fasn) [41]. Nie stwierdzono również zależności pomiędzy aktywnością I w tkance tłuszczowej a BMI u osób otyłych poddanych zabiegom bariatrycznym [42]. Stwierdzono natomiast dodatnią korelację pomiędzy BMI a aktywnością dehydrogenazy 3-fosfoglicerolowej [42]. Dehydrogenaza 3-fosfoglicerolowa dostarcza w tkance tłuszczowej 3-fosfoglicerolu niezbędnego do syntezy triacylogliceroli. Można więc przypuszczać, że kwasy tłuszczowe niezbędne do wzmożonej syntezy triacylogliceroli u osób otyłych pochodzą z lipoprotein. Nie należy jednak całkowicie negować roli aktywności I w rozwoju otyłości u ludzi, gdyż stwierdzono występowanie niektórych wariantów I (np. Val1483Ile) u osób otyłych [43]. 178 www.postepybiochemii.pl

CDP-CHOLINA GLICEROLO-3-P SIATECZKA ENDOPLAZMATYCZNA DAG PALMITOILO- MALONYLO- PALMITYNIAN 16:0/18:1 GPC ACC OLEILO- ACETYLO- W warunkach patologicznych rola I, szczególnie w akumulacji lipidów w wątrobie, może być znacząca. U pacjentów z niealkoholowym stłuszczeniem wątroby prawie 30% kwasów tłuszczowych syntetyzowanych w procesie lipogenezy jest wbudowywanych w triacyloglicerole [44]. Potwierdzają to również badania na zwierzętach. U otyłych myszy (ob/ob) stwierdzono współzależność pomiędzy stłuszczeniem wątroby a aktywnością [45]. Zahamowanie aktywności I platensymycyną u otyłych myszy (db/db) karmionych fruktozą, powodowało obniżenie akumulacji lipidów w wątrobie [46]. Zależność pomiędzy podwyższoną aktywnością I (oraz innych enzymów lipogennych) a stężeniem triacylogliceroli we krwi obserwowano również w doświadczalnej, przewlekłej chorobie nerek [47,48]. I odgrywa kluczową rolę w okresie płodowym, gdyż myszy z nieczynnym genem Fasn we wszystkich narządach (ang. whole body knockout of ) giną w tym czasie [49]. Prawdopodobnie jest to spowodowane brakiem syntezy lipidów niezbędnych do tworzenia błon komórkowych. Podsumowując, I jest niezbędna do prawidłowego rozwoju płodu oraz pełni ważną rolę w tkankach lipogennych w czasie spożywania diety bogatej w węglowodany. Ponadto w niektórych stanach patologicznych zaburzona przemiana lipidów jest związana ze zmianami aktywności I. ROLA I W SYNTEZIE NATURALNEGO LIGANDA PPARα DNA Ostatnio opublikowane wyniki badań wskazują, że I odgrywa ważną rolę w syntezie 1-palmitoilo-2-oleilo-sn- -glicerolo-3-fosfocholiny (16:0/18:1-GPC). Lipid ten jest? DAG 16:0/18:1 GPC CDP-CHOLINA 16:0/18:1 GPC 16:0/18:1 GPC PPARα JĄDRO KOMÓRKOWE kompleks aktywujący ekspresję genów regulujących utlenianie kwasów tłuszczowych naturalnym ligandem receptora aktywującego proliferację peroksysomów α (PPARα, ang. peroxisome proliferator-activated receptor α)[41]. Z kolei PPARα odgrywa ważną rolę w regulacji metabolizmu energetycznego komórek, przede wszystkim w regulacji transkrypcji genów kodujących enzymy uczestniczące w utlenianiu kwasów tłuszczowych [50]. Kwas palmitynowy, powstały w wyniku reakcji katalizowanej przez I, jest aktywowany do palmitoilo-, a następnie wbudowywany do 1-acylo- -3-fosfoglicerolu, bądź metabolizowany przy udziale elongazy i desaturazy do oleilo-. Ten ostatni jest substratem do syntezy (wspólnie z powstałym 1-acylo-3-fosfoglicerolem) diacyloglicerolu (DAG). Z kolei DAG i CDP-cholina są substratami do biosyntezy 16:0/18:1-GPC. Związanie 16:0/18:1-GPC z PPARα w jądrze komórkowym, powoduje aktywację transkrypcji genów kodujących białka uczestniczące w metabolizmie energetycznym wątroby, głównie genów biorących udział w katabolizmie lipidów (Ryc. 6). Co ciekawe, z trzech znanych izoform PPAR (α, β i γ), 16:0/18:1-GPC wiąże się specyficznie tylko z PPARα. Nie wiąże się natomiast z PPARγ, który odgrywa ważną rolę w procesie różnicowania adipocytów i magazynowaniu lipidów w tkance tłuszczowej [50]. Słabo wiąże się z PPARβ, odgrywającym rolę w metabolizmie glukozy i lipidów [50]. Niejasne jest miejsce syntezy 16:0/18:1-GPC w hepatocytach. Wiadomo, że większość fosfolipidów jest syntetyzowana w siateczce endoplazmatycznej. Nasuwa się więc pytanie, w jaki sposób cząsteczka 16:0/18:1-GPC jest transportowana do jądra komórkowego? Być może 16:0/18:1-GPC jest również syntetyzowany w jądrze komórkowym (Ryc. 6). Pomimo tych wątpliwości, przedstawione przez zespół Semenkovicha [41] wyniki badań wskazują, że I odgrywa ważną rolę w syntezie naturalnego liganda PPARα, a w konsekwencji w regulacji metabolizmu lipidów i węglowodanów w wątrobie. Należy dodać, że do syntezy naturalnego liganda PPARα, oprócz kwasu palmitynowego powstającego w reakcji katalizowanej przez I, mogą być użyte kwasy tłuszczowe pochodzące z chylomikronów (z diety), ale nie kwasy tłuszczowe uwolnione z tkanki tłuszczowej. Z tego względu Semenkovich i współpracownicy [41] wprowadzili podział tłuszczów na nowe (ang. new fat ) i stare (ang. old fat ). Nowe, czyli syntetyzowane przy udziale lub dostarczane do wątroby z diety mogą być używane do syntezy 16:0/18:1-GPC. Natomiast stare, pochodzące z tkanki tłuszczowej nie mogą być użyte do syntezy tego lipidu. Można przypuszczać, że organizm uruchamiając powyżej opisany mechanizm, broni się przed nadmierną akumulacją lipidów pochodzących Postępy Biochemii 58 (2) 2012 179 PPARα Rycina 6. Rola wątrobowej w syntezie 16:0/18:1-GPC liganda PPARα. Fizjologiczne znaczenie tego procesu. ACC karboksylaza acetylo-; PPARα receptor aktywujący proliferację peroksysomów α.

7 MALONYLO- INSULINA RECEPTOR INSULINY BŁONA KOMÓRKOWA ŚRÓDBŁONKA ACETYLO- 7 CO 2 z syntezy (głównie z węglowodanów) lub z pożywienia, produkując ligand PPARα. W konsekwencji dochodzi do stymulacji utleniania syntetyzowanych lub spożytych w nadmiarze lipidów (tzw. nowych lipidów ), co może zapobiegać otyłości i chorobom z nią związanych. A FUNKCJA KOMÓREK ŚRÓDBŁONKA NACZYNIOWeGO KAWEOLA ARGININA (PALMITYNIAN) enos enos (do komórek NO mięśni gładkich ściany naczyń krwionośnych) NO + CYTRULINA Rycina 7. Rola obecnej w komórkach śródbłonka naczyniowego w syntezie tlenku azotu (NO). enos endotelialna syntaza tlenku azotu. Komórki śródbłonka naczyniowego produkując tlenek azotu (NO) odgrywają kluczową rolę w regulacji dopływu tlenu oraz substratów energetycznych do mięśnia sercowego [51]. Produkowany w komórkach śródbłonka NO dyfunduje do mięśni gładkich ścian naczyń krwionośnych. Tam aktywuje rozpuszczalną (cytosolową) cyklazę guanylanową, zwiększając stężenie cgmp, co w konsekwencji powoduje rozszerzenie naczyń wieńcowych. Jednym z czynników stymulujących syntezę NO w reakcji katalizowanej przez endotelialną syntazę tlenku azotu (enos) jest insulina [52,53]. W tym procesie bierze udział ścieżka sygnalizacyjna z udziałem IRS, PI-3kinazy i kinazy Akt, dzięki której fosforylowane są reszty seryny (Ser1177 i Ser 615) enos. W wyniku tego procesu dochodzi do aktywacji enos [52]. Aktywacja ścieżki sygnalizacyjnej z udziałem IRS, PI-3kinazy i kinazy Akt stymuluje również transport argininy (substratu niezbędnego do syntezy NO) do komórek [53]. Stąd niedobór lub zaburzone działanie insuliny, jak np. w cukrzycy, prowadzi do obniżenia stężenia NO, a w konsekwencji do wzrostu ciśnienia tętniczego i przyspieszenia procesu miażdżycowego [54]. Ostatnio opublikowane wyniki badań wskazują, że insulina może stymulować syntezę NO indukując I w komórkach śródbłonka naczyniowego [55]. I obecna w komórkach śródbłonka naczyniowego, katalizuje syntezę kwasu palmitynowego niezbędnego do palmitoilacji enos, co umożliwia zakotwiczenie tego enzymu w obrębie kaweoli błony komórkowej. Zakotwiczenie enos w błonie komórkowej warunkuje jej pełną aktywność enzymatyczną (Ryc. 7). Insulina indukując, zwiększa syntezę kwasu palmitynowego, a w konsekwencji palmitoilację enos. Rolę insuliny i w palmitoilacji, a w konsekwencji aktywacji enos potwierdzają również wyniki badań na zwierzętach z doświadczalnie wywołaną cukrzycą (cukrzyca spowodowana brakiem insuliny po podaniu streptozotocyny) oraz na myszach db/db (cukrzyca spowodowana niewrażliwością na insulinę). W obu tych modelach doświadczalnych wykazano zmniejszoną palmitoilację enos [55]. Ponadto wykazano, że brak endotelialnej aktywności zaburza proces angiogenezy oraz przyczynia się do zwiększonej podatności na procesy zapalne [55]. Podsumowując, I odgrywa ważną rolę w fizjologii i patologii komórek śródbłonka naczyniowego oraz procesów zależnych od prawidłowej funkcji komórek śródbłonka. Brak zaś (względnie znaczny niedobór) aktywności I może być przyczyną dysfunkcji śródbłonka naczyniowego. Nasuwa się jednak pytanie, dlaczego do palmitoilacji jest preferowany kwas palmitynowy syntetyzowany de novo w komórkach śródbłonka, a nie teoretycznie łatwo dostępne kwasy tłuszczowe krążące w stosunkowo wysokim stężeniu (około 0,5 mm) we krwi? Ponadto wiadomo, że krążące we krwi kwasy tłuszczowe hamują syntezę NO [56] i wykazują działanie prozapalne [57]. Wykazują więc działanie przeciwstawne do kwasu palmitynowego produkowanego w komórkach śródbłonka. Wyjaśnienie tych wątpliwości wymaga dalszych badań, tym bardziej, że w niedawno opublikowanej pracy wykazano, że wzrost lipogenezy w komórkach naczyń krwionośnych jest związany z ich kalcyfikacją [58], procesem, który jest jedną z głównych przyczyn śmierci pacjentów z przewlekłą chorobą nerek [59]. KARDIOPROTEKCYJNA ROLA W warunkach normoksji utlenianie kwasów tłuszczowych w mięśniu sercowym dostarcza ponad 60% energii niezbędnej do prawidłowego funkcjonowania tego narządu. Pozostała część energii powstaje w wyniku utleniania glukozy, kwasu mlekowego i ciał ketonowych [60]. Kwasy tłuszczowe utleniane w sercu pochodzą głównie z triacylogliceroli zawartych w lipoproteinach (w okresie resorpcyjnym) bądź z triacylogliceroli zakumulowanych w tkance tłuszczowej (w okresie postresorpcyjnym) [61]. Te dobrze udokumentowane dane oraz powszechnie akceptowany pogląd, że serce jest narządem utleniającym kwasy tłuszczowe, a nie narządem magazynującym lipidy (lub magazynującym niewielkie ilości lipidów) sprawiły, że proces lipogenezy nie był badany w tym narządzie, chociaż ekspresja Fasn w sercu znana była od wielu lat [16]. Niedawno stwierdzono, że serca myszy pozbawione Fasn (ang. Kard mice = Knokout in the Myocardium), wykazują prawidłową funkcję w warunkach spoczynkowych [62]. W warunkach stresu wywołanego ostrym doświadczalnym nadciśnieniem tętniczym (spowodowanym podwiązaniem aorty) większość badanych myszy ginęła, głównie z powodu arytmii [62]. W kardiomiocytach tych myszy wykazano hiperaktywację kanałów wapniowych typu L (LTCC, ang. L-type calcium channels) oraz aktywację zależnej od wapnia kinazy białkowej II (CaMKII), regulującej aktywność LTCC. Zahamowanie aktywności CaMKII u myszy FA- SKard znosiło efekty wywołane ostrym doświadczalnym nadciśnieniem tętniczym. Sugeruje to, że CaMKII odgrywa 180 www.postepybiochemii.pl

kluczową rolę w patogenezie opisanych zaburzeń funkcji serca spowodowanej stresem hemodynamicznym i brakiem. Podobne zmiany (chociaż mniej nasilone) obserwowano w sercach starzejących się myszy Kard. Te ciekawe obserwacje, jakkolwiek nie do końca jasne, sugerują ścisły związek pomiędzy ekspresją Fasn a zależną od jonów wapnia wewnątrzkomórkową sygnalizacją. Sugerują również, że zwiększona aktywność może chronić kardiomiocyty przed nadmiernym (patologicznym) napływem jonów wapnia do komórek mięśnia sercowego w warunkach hemodynamicznego stresu. Nierozwiązanym problemem pozostaje mechanizm aktywacji CaMKII związany z brakiem aktywności w mięśniu sercowym. Prawdopodobnie jest to związane z brakiem syntezy kwasu palmitynowego, substratu do palmitoilacji białek uczestniczących w transporcie wapnia przez błonę komórkową, bądź modyfikacją składu lipidowego kaweoli odgrywających istotną rolę w procesie sygnalizacji komórkowej [62]. POTENCJALNA ROLA W POWSTAWANIU MIAŻDŻYCY Makrofagi i powstające z nich w wyniku akumulacji lipidów komórki piankowate odgrywają ważną rolę w powstawaniu blaszek miażdżycowych w ścianach naczyń krwionośnych [63]. Obecność w blaszkach miażdżycowych sugerowała, że również lipidy syntetyzowane w makrofagach, a nie tylko lipidy krążące we krwi i wychwytywane przez makrofagi, mogą odgrywać istotną rolę w powstawaniu miażdżycy naczyń krwionośnych. U myszy podatnych na miażdżycę (ang. Apo E deficient mice), których makrofagi pozbawiono Fasn (ang. KOM mice knock-out in macrophages), choroba ta rozwija się znacznie wolniej w porównaniu do myszy kontrolnych [64]. Ekspresja genu kodującego LXRα (ang. liver X receptor) i Abca1 genu regulowanego przez LXRα jest znacznie wyższa u myszy KOM niż u myszy typu dzikiego. W tym samym czasie zmniejsza się ekspresja genu kodującego proaterogenny receptor CD36 (receptor odpowiedzialny za wychwyt zmodyfikowanych LDL). Sugeruje to, że niska aktywność w makrofagach zmniejsza możliwość powstawania miażdżycy naczyń krwionośnych, głównie poprzez wpływ na poziom ekspresji genu kodującego LXRα. Z kolei LXRα zwiększając ekspresję genu Abca1 zwiększa poziom ABCA1 (ang. ABCA1 [LIPIDY] LXRα CD36 MIAŻDŻYCA ABCA1 [LIPIDY] LXRα CD36 MIAŻDŻYCA Rycina 8. Rola obecnej w makrofagach w powstawaniu miażdżycy. LXR wątrobowy receptor X; ABCA1 ang. ATP-binding cassette transporter 1; CD36 ang. Cluster of Differentiation 36. ATP-binding cassette, sub-family A member 1), który jest odpowiedzialny za usuwanie cholesterolu z komórek piankowatych [65]. LXRα zmniejszając poziom CD36 w komórkach piankowatych zmniejsza pobieranie zmodyfikowanych (utlenionych) LDL przez te komórki [66]. Podsumowując, syntetyzując kwas palmitynowy, prekursor bliżej nieokreślonego lipidu hamującego ekspresję genu kodującego LXRα powoduje zwiększenie poziomu cholesterolu w komórkach piankowatych. Konsekwencją tych zdarzeń jest przyśpieszony rozwój miażdżycy naczyń krwionośnych. Z kolei brak aktywności (lub niska aktywność tego enzymu) w makrofagach obniża stężenie lipidu hamującego ekspresję genu kodującego LXRα, a tym samym zapobiega miażdżycy (Ryc. 8). Koncepcja ta jest zgodna z wynikami badań, które sugerują, że zahamowanie syntezy kwasów tłuszczowych w różnicujących się monocytach (jest to istotny etap w powstawaniu miażdżycy) jest związana z hamowaniem akumulacji lipoprotein w tych komórkach [67]. ROLA W UTRZYMANIU HOMEOSTAZY ENERGETYCZNEJ ORGANIZMU Ośrodkowy układ nerwowy, a w szczególności podwzgórze, reguluje ilość spożywanego pokarmu, a w konsekwencji wpływa na rozwój otyłości i związanej z nią cukrzycy. występuje w komórkach ośrodkowego układu nerwowego (OUN), w tym również w podwzgórzu zwierząt i człowieka [68,69]. Przeciwnie do tkanek lipogennych, poziom mrna i białka w OUN nie obniża się w czasie głodzenia [68]. Zahamowanie środkami farmakologicznymi aktywności w podwzgórzu powoduje znaczne obniżenie masy ciała zwierząt doświadczalnych i ilości spożywanej przez nie paszy [70,71], stymulację utleniania kwasów tłuszczowych [72] oraz wzrost stężenia malonylo- w OUN [73]. Sugerowało to, że i jeden z jej substratów, malonylo-, odgrywają kluczową rolę w regulacji spożycia pokarmu [73]. Okazało się jednak, że stosowane środki farmakologiczne nie są specyficznymi inhibitorami, a wpływają na wiele procesów fizjologicznych w OUN, które mogą być związane z regulacją spożycia pokarmu [74,75]. Ponadto nie we wszystkich modelach doświadczalnych obserwowano ścisłą zależność pomiędzy stężeniem malonylo- - a stężeniami neuropeptydów regulujących łaknienie w podwzgórzu [76]. Stawiało to rolę i malonylo- w regulacji spożycia pokarmu pod znakiem zapytania. Wątpliwości te zostały wyjaśnione dzięki zastosowaniu myszy pozbawionych Fasn w podwzgórzu [77]. Inaktywacja Fasn w podwzgórzu powoduje hypofagię, chudnięcie oraz wzmożoną aktywność fizyczną badanych zwierząt [77]. W podwzgórzu tych zwierząt stwierdzono zaburzoną sygnalizację wewnątrzkomórkową zależną od PPARα. Podanie do podwzgórza tych zwierząt agonistów PPARα zwiększało aktywność genów kontrolowanych przez PPARα i jednocześnie powodowało normalizację spożycia pokarmu przez zwierzęta. Wyniki te sugerują, że w podwzgórzu, podobnie jak w wątrobie, uczestniczy w syntezie liganda PPARα (bądź substratu potrzebnego do syntezy liganda). Z kolei aktywacja PPARα przez ten ligand powoduje indukcję palmitoilotransferazy karnitynowej I i dekarboksylazy malonylo- (co prowadzi do obniżenia stężenia malonylo-). W ten sposób poprzez syntezę aktywatora Postępy Biochemii 58 (2) 2012 181

PPARα w podwzgórzu może wpływać na homeostazę energetyczną organizmu. NADEKSPRESJA Fasn W KOMÓRKACH NOWOTWOROWYCH Wysoką aktywność stwierdzono w wielu nowotworach [78,79]. Szczególnie wysoką ekspresję Fasn wykazują nowotwory charakteryzujące się złym rokowaniem [80,81]. Nadekspresja Fasn w komórkach nowotworowych prostaty i piersi powoduje zwiększenie ich proliferacji i wzrostu [82,83]. Z kolei zahamowanie ekspresji Fasn przez sirna lub zahamowanie aktywności przez środki farmakologiczne, powoduje zahamowanie wzrostu komórek nowotworowych oraz aktywację apoptozy [84,85]. Przedstawione fakty sugerują, że odgrywa ważną rolę w proliferacji komórek nowotworowych. Należy jednak dodać, że nie we wszystkich komórkach nowotworowych stwierdzono ścisłą zależność pomiędzy aktywnością a ich wzrostem [86]. Ponadto podwyższoną aktywność stwierdzono również w stanach przedrakowych oraz guzach niezłośliwych [87]. Pomimo wielu niejasności, wydaje się, że rola w komórkach nowotworowych jest związana z regulacją cyklu komórkowego zależną od syntezy lipidów błonowych. Zahamowanie bowiem aktywności powoduje: a) zahamowanie syntezy DNA [88], b) zahamowanie przejścia faz G1/S [85], c) nadekspresję genów kontrolujących cykl komórkowy [89] oraz d) akumulację p53 [90]. Synteza lipidów jest najwyższa w fazie S cyklu komórkowego [91]. Można więc przypuszczać, że niedobór fosfolipidów, spowodowany zahamowaniem, może być jedną z przyczyn hamowania cyklu komórkowego. Kwas palmitynowy syntetyzowany przez w komórkach nowotworowych jest substratem nie tylko do biosyntezy lipidów, ale również substratem w procesie palmitoilacji białek umożliwiającym ich zakotwiczenie w błonach komórkowych oraz w procesie syntezy cząsteczek sygnałowych. Palmitoilacja białek umożliwia ich zakotwiczenie w tratwach lipidowych błon, dzięki czemu mogą one uczestniczyć w przekazywaniu sygnału, transporcie, regulacji apoptozy i adhezji komórek, procesach ściśle związanych z procesami nowotworowymi [92]. Wynika z tego, że palmitoilacja niektórych białek może również być procesem łączącym aktywność z proliferacją komórek nowotworowych. Chociaż wiele problemów nie zostało jeszcze wyjaśnionych, to nie ulega wątpliwości, że ekspresja Fasn jest podwyższona w wielu nowotworach, a jej zahamowanie prowadzi do hamowania proliferacji komórek nowotworowych. Te obserwacje stały się podstawą do poszukiwania specyficznych bądź selektywnych inhibitorów, potencjalnych leków przeciwnowotworowych [93-95]. UWAGI KOŃCOWE Syntaza kwasów tłuszczowych odgrywa ważną rolę w syntezie lipidów w wątrobie i tkance tłuszczowej, szczególnie podczas spożywania diety bogatej w węglowodany. Ostatnio publikowane prace wskazują, że może odgrywać ważną rolę w syntezie lipidowych cząsteczek sygnałowych, które mogą regulować wiele procesów fizjologicznych i wpływać na niektóre procesy patologiczne. Przykładem może być udział wątrobowej w syntezie 1-palmitoilo-2-oleilo-sn-glicerolo-3-fosfocholiny, naturalnego liganda PPARα, który odgrywa ważną rolę w regulacji metabolizmu energetycznego komórek. W związku z obserwacją, że zahamowanie w podwzgórzu skutkuje obniżeniem masy ciała i masy tkanki tłuszczowej, wydaje się, że enzym ten może odgrywać istotną rolę w regulacji homeostazy energetycznej organizmu. Stosunkowo wysoka aktywność w wielu nowotworach wskazuje, że enzym ten może odgrywać ważną rolę w procesie rozwoju nowotworów. Te obserwacje stały się podstawą do poszukiwania specyficznych, bądź selektywnych inhibitorów jako potencjalnych leków odchudzających (hamujących aktywność w podwzgórzu) i przeciwnowotworowych (hamujących aktywność w komórkach nowotworowych). Ciekawe obserwacje dotyczą również roli w układzie sercowo-naczyniowym. może odgrywać korzystną rolę w regulacji syntezy NO w komórkach śródbłonka naczyniowego oraz może pełnić funkcję kardioprotekcyjną, chroniąc kardiomiocyty przed nadmiernym napływem jonów wapnia do tych komórek. Z kolei związek aktywności obecnej w makrofagach z rozwojem miażdżycy naczyń krwionośnych oraz wzmożonej lipogenezy z procesem wapnienia ścian naczyń krwionośnych, sugeruje że enzym ten może niekorzystnie wpływać na układ sercowo-naczyniowy. PIŚMIENICTWO 1. Anderson SM, Rudolph MC, McManaman JL, Neville MC (2007) Key stages in mammary gland development. Secretory activation in the mammary gland: it s not just about milk protein synthesis! Breast Cancer Res 9: 204 2. Swierczynski J, Goyke E, Wach L, Pankiewicz A, Kochan Z, Adamonis W, Sledzinski Z, Aleksandrowicz Z (2000) Comparative study of the lipogenic potential of human and rat adipose tissue. Metabolism 49: 594-599 3. Semenkovich CF, Coleman T, Fiedorek FT Jr (1995) Human fatty acid synthase mrna: tissue distribution, genetic mapping, and kinetics of decay after glucose deprivation. J Lipid Res 36: 1507-1521 4. Yu LP, Xiang S, Lasso G, Gil D, Valle M, Tong L (2009) A symmetrical tetramer for S. aureus pyruvate carboxylase in complex with coenzyme A. Structure 17: 823-832 5. Ayala A, Fabregat I, Machado A (1990) Possible involvement of NADPH requirement in regulation of glucose-6-phosphate and 6-phosphogluconate dehydrogenase levels in rat liver. Mol Cell Biochem 95: 107-115 6. Nogalska A, Swierczynski J (2001) Malonyl-coenzyme A as a signaling molecule in appetite regulation. Postepy Biochem 47: 160-168 7. Grosch S, Schiffmann S, Geisslinger G (2012) Chain length-specific properties of ceramides. Prog Lipid Res 51: 50-62 8. Zheng W, Kollmeyer J, Symolon H, Momin A, Munter E, Wang E, Kelly S, Allegood JC, Liu Y, Peng Q, Ramaraju H, Sullards MC, Cabot M, Merrill AH, Jr (2006) Ceramides and other bioactive sphingolipid backbones in health and disease: lipidomic analysis, metabolism and roles in membrane structure, dynamics, signaling and autophagy. Biochim Biophys Acta 1758: 1864-1884 9. Konstantynowicz K, Miklosz A, Stepek T, Chabowski A (2011) The role of hepatic lipid accumulation in the development of insulin resistance in the liver. Postepy Hig Med Dosw (Online) 65: 236-243 10. Hannun YA, Obeid LM (2008) Principles of bioactive lipid signalling: lessons from sphingolipids. Nat Rev Mol Cell Biol 9: 139-150 11. Pawlak J, Derlacz RA (2011) The mechanism of insulin resistance in peripheral tissues. Postepy Biochem 57: 200-206 182 www.postepybiochemii.pl

12. Smith S (1994) The animal fatty acid synthase: one gene, one polypeptide, seven enzymes. EB J 8: 1248-1259 13. Maier T, Leibundgut M, Boehringer D, Ban N (2010) Structure and function of eukaryotic fatty acid synthases. Q Rev Biophys 43: 373-422 14. Liu H, Liu JY, Wu X, Zhang JT (2010) Biochemistry, molecular biology, and pharmacology of fatty acid synthase, an emerging therapeutic target and diagnosis/prognosis marker. Int J Biochem Mol Biol 1: 69-89 15. Hiltunen JK, Chen Z, Haapalainen AM, Wierenga RK, Kastaniotis AJ (2010) Mitochondrial fatty acid synthesis an adopted set of enzymes making a pathway of major importance for the cellular metabolism. Prog Lipid Res 49: 27-45 16. Semenkovich CF (1997) Regulation of fatty acid synthase (). Prog Lipid Res 36: 43-53 17. Sul HS, Wang D (1998) Nutritional and hormonal regulation of enzymes in fat synthesis: studies of fatty acid synthase and mitochondrial glycerol-3-phosphate acyltransferase gene transcription. Annu Rev Nutr 18: 331-351 18. Turyn J, Stojek M, Swierczynski J (2010) Up-regulation of stearoyl- - desaturase 1 and elongase 6 genes expression in rat lipogenic tissues by chronic food restriction and chronic food restriction/refeeding. Mol Cell Biochem 345: 181-188 19. Kochan Z, Karbowska J, Swierczynski J (1997) Unususal increase of lipogenesis in rat white adipose tissue after multiple cycles of starvation-refeeding. Metabolism 46: 10-17 20. Zelewski M, Swierczynski J (1990) Comparative studies on lipogenic enzyme activities in the liver of human and some animal species. Comp Biochem Physiol B 95: 469-472 21. Wilson SB, Back DW, Morris SM Jr, Swierczynski J, Goodridge AG (1986) Hormonal regulation of lipogenic enzymes in chick embryo hepatocytes in culture. Expression of the fatty acid synthase gene is regulated at both translational and pretranslational steps. J Biol Chem 261: 15179-15182 22. Foretz M, Guichard C, Ferre P, Foufelle F (1999) Sterol regulatory element binding protein-1c is a major mediator of insulin action on the hepatic expression of glucokinase and lipogenesis-related genes. Proc Natl Acad Sci USA 96: 12737-12742 23. Wang D, Sul HS (1997) Upstream stimulatory factor binding to the E- -box at -65 is required for insulin regulation of the fatty acid synthase promoter. J Biol Chem 272: 26367-26374 24. Wang D, Sul HS (1995) Upstream stimulatory factors bind to insulin response sequence of the fatty acid synthase promoter. USF1 is regulated. J Biol Chem 270: 28716-28722 25. Denechaud PD, Bossard P, Lobaccaro JM, Millatt L, Staels B, Girard J, Postic C (2008) ChREBP, but not LXRs, is required for the induction of glucose-regulated genes in mouse liver. J Clin Invest 118: 956-964 26. Latasa MJ, Moon YS, Kim KH, Sul HS (2000) Nutritional regulation of the fatty acid synthase promoter in vivo: sterol regulatory element binding protein functions through an upstream region containing a sterol regulatory element. Proc Natl Acad Sci USA 97: 10619-10624 27. Rufo C, Teran-Garcia M, Nakamura MT, Koo SH, Towle HC, Clarke SD (2001) Involvement of a unique carbohydrate-responsive factor in the glucose regulation of rat liver fatty-acid synthase gene transcription. J Biol Chem 276: 21969-21975 28. Moustaid N, Beyer RS, Sul HS (1994) Identification of an insulin response element in the fatty acid synthase promoter. J Biol Chem 269: 5629-5634 29. Adamson AW, Suchankova G, Rufo C, Nakamura MT, Teran-Garcia M, Clarke SD, Gettys TW (2006) Hepatocyte nuclear factor-4alpha contributes to carbohydrate-induced transcriptional activation of hepatic fatty acid synthase. Biochem J 399: 285-295 30. Dentin R, Pegorier JP, Benhamed F, Foufelle F, Ferre P, Fauveau V, Magnuson MA, Girard J, Postic C (2004) Hepatic glucokinase is required for the synergistic action of ChREBP and SREBP-1c on glycolytic and lipogenic gene expression. J Biol Chem 279: 20314-20326 31. Moon YS, Latasa MJ, Griffin MJ, Sul HS (2002) Suppression of fatty acid synthase promoter by polyunsaturated fatty acids. J Lipid Res 43: 691-698 32. Dentin R, Benhamed F, Pegorier JP, Foufelle F, Viollet B, Vaulont S, Girard J, Postic C (2005) Polyunsaturated fatty acids suppress glycolytic and lipogenic genes through the inhibition of ChREBP nuclear protein translocation. J Clin Invest 115: 2843-2854 33. Roder K, Wolf SS, Beck KF, Sickinger S, Schweizer M (1997) NF-Y binds to the inverted CCAAT box, an essential element for camp-dependent regulation of the rat fatty acid synthase () gene. Gene 184: 21-26 34. Hudgins LC, Hellerstein M, Seidman C, Neese R, Diakun J, Hirsch J (1996) Human fatty acid synthesis is stimulated by a eucaloric low fat, high carbohydrate diet. J Clin Invest 97: 2081-2091 35. Qureshi AA, Jenik RA, Kim M, Lornitzo FA, Porter JW (1975) Separation of two active forms (holo-a and holo-b) of pigeon liver fatty acid synthetase and their interconversion by phosphorylation and dephosphorylation. Biochem Biophys Res Commun 66: 344-351 36. An Z, Wang H, Song P, Zhang M, Geng X, Zou MH (2007) Nicotine- -induced activation of AMP-activated protein kinase inhibits fatty acid synthase in 3T3L1 adipocytes: a role for oxidant stress. J Biol Chem 282: 26793-26801 37. Zhao S, Xu W, Jiang W, Yu W, Lin Y, Zhang T, Yao J, Zhou L, Zeng Y, Li H, Li Y, Shi J, An W, Hancock SM, He F, Qin L, Chin J, Yang P, Chen X, Lei Q, Xiong Y, Guan KL (2010) Regulation of cellular metabolism by protein lysine acetylation. Science 327: 1000-1004 38. Najjar SM, Yang Y, Fernstrom MA, Lee SJ, Deangelis AM, Rjaily GA, Al Share QY, Dai T, Miller TA, Ratnam S, Ruch RJ, Smith S, Lin SH, Beauchemin N, Oyarce AM (2005) Insulin acutely decreases hepatic fatty acid synthase activity. Cell Metab 2: 43-53 39. Hudgins LC, Hellerstein MK, Seidman CE, Neese RA, Tremaroli JD, Hirsch J (2000) Relationship between carbohydrate-induced hypertriglyceridemia and fatty acid synthesis in lean and obese subjects. J Lipid Res 41: 595-604 40. Wiegman CH, Bandsma RH, Ouwens M, van der Sluijs FH, Havinga R, Boer T, Reijngoud DJ, Romijn JA, Kuipers F (2003) Hepatic VLDL production in ob/ob mice is not stimulated by massive de novo lipogenesis but is less sensitive to the suppressive effects of insulin. Diabetes 52: 1081-1089 41. Chakravarthy MV, Lodhi IJ, Yin L, Malapaka RR, Xu HE, Turk J, Semenkovich CF (2009) Identification of a physiologically relevant endogenous ligand for PPARalpha in liver. Cell 138: 476-488 42. Swierczynski J, Zabrocka L, Goyke E, Raczynska S, Adamonis W, Sledzinski Z (2003) Enhanced glycerol 3-phosphate dehydrogenase activity in adipose tissue of obese humans. Mol Cell Biochem 254: 55-59 43. Kovacs P, Harper I, Hanson RL, Infante AM, Bogardus C, Tataranni PA, Baier LJ (2004) A novel missense substitution (Val1483Ile) in the fatty acid synthase gene () is associated with percentage of body fat and substrate oxidation rates in nondiabetic Pima Indians. Diabetes 53: 1915-1919 44. Donnelly KL, Smith CI, Schwarzenberg SJ, Jessurun J, Boldt MD, Parks EJ (2005) Sources of fatty acids stored in liver and secreted via lipoproteins in patients with nonalcoholic fatty liver disease. J Clin Invest 115: 1343-1351 45. Iizuka K, Miller B, Uyeda K (2006) Deficiency of carbohydrate-activated transcription factor ChREBP prevents obesity and improves plasma glucose control in leptin-deficient (ob/ob) mice. Am J Physiol Endocrinol Metab 291: E358-E364 46. Wu M, Singh SB, Wang J, Chung CC, Salituro G, Karanam BV, Lee SH, Powles M, Ellsworth KP, Lassman ME, Miller C, Myers RW, Tota MR, Zhang BB, Li C (2011) Antidiabetic and antisteatotic effects of the selective fatty acid synthase () inhibitor platensimycin in mouse models of diabetes. Proc Natl Acad Sci USA 108: 5378-5383 47. Szolkiewicz M, Nieweglowski T, Korczynska J, Sucajtys E, Stelmanska E, Goyke E, Swierczynski J, Rutkowski B (2002) Upregulation of fatty acid synthase gene expression in experimental chronic renal failure. Metabolism 51: 1605-1610 48. Korczynska J, Stelmanska E, Nogalska A, Szolkiewicz M, Goyke E, Swierczynski J, Rutkowski B (2004) Upregulation of lipogenic enzymes genes expression in white adipose tissue of rats with chronic renal Postępy Biochemii 58 (2) 2012 183