Spis treści. Aparatura



Podobne dokumenty
SPIS TREŚCI OD AUTORÓW... 5

Zestawienie urządzeń

Metody badania ekspresji genów

PROJEKT WSPÓŁFINANSOWANY PRZEZ UNIĘ EUROPEJSKĄ Z EUROPEJSKIEGO FUNDUSZU ROZWOJU REGIONALNEGO 1 z 7

Wydziału Biotechnologii i Nauk o Żywności

Katedra Epizootiologii. Wyposażenie i możliwości badawcze

Techniki immunochemiczne. opierają się na specyficznych oddziaływaniach między antygenami a przeciwciałami

Elementy enzymologii i biochemii białek. Skrypt dla studentów biologii i biotechnologii

Polska-Lublin: Aparatura kontrolna i badawcza 2015/S

FORMULARZ OFERTOWY. Wartość netto (zł) kol. (3) x kol. (4) (1) (2) (3) (4) (5) 1 Łaźnia wodna z wytrząsaniem 1

Scenariusz lekcji otwartej z biologii - zakres rozszerzony w klasie I LO

KARTA KURSU. Metody biologii molekularnej w ochronie środowiska. Molecular biological methods in environmental protection. Kod Punktacja ECTS* 2

Zestawy do izolacji DNA i RNA

Chemia lipidów i białek SYLABUS

ODNAWIALNE ŹRÓDŁA ENERGII I GOSPODARKA ODPADAMI STUDIA STACJONARNE

Biochemia SYLABUS A. Informacje ogólne

KARTA KURSU (realizowanego w module specjalności) Biologia eksperymentalna i środowiskowa

S YL AB US MODUŁ U ( PRZEDMIOTU) I nforma cje ogólne

Analiza instrumentalna

Techniki molekularne ćw. 1 1 z 6

Sylabus Biologia molekularna

Enzymologia SYLABUS A. Informacje ogólne

S YLABUS MODUŁU (PRZEDMIOTU) I nformacje ogólne

Zakład Biologii Molekularnej Materiały do ćwiczeń z przedmiotu: BIOLOGIA MOLEKULARNA

Biologia molekularna

Laboratorium Pomorskiego Parku Naukowo-Technologicznego Gdynia.

Techniki biologii molekularnej Kod przedmiotu

Materiał obowiązujący do ćwiczeń z analizy instrumentalnej II rok OAM

Państwowa Wyższa Szkoła Zawodowa w Suwałkach Instytut Ochrony Zdrowia

Niniejsze rozporządzenie wiąże w całości i jest bezpośrednio stosowane we wszystkich państwach członkowskich.

Rok akademicki: 2015/2016 Kod: EIB s Punkty ECTS: 5. Poziom studiów: Studia I stopnia Forma i tryb studiów: Stacjonarne

PARAMETRY TECHNICZNE I ILOŚCIOWE PRZEDMIOTU NINIEJSZEGO POSTĘPOWANIA

Nazwa jednostki prowadzącej kierunek: Wyższa Szkoła Medyczna w Białymstoku Wydział Ogólnomedyczny

Podstawy chromatografii i technik elektromigracyjnych / Zygfryd Witkiewicz, Joanna Kałużna-Czaplińska. wyd. 6-1 w PWN. Warszawa, cop.

Przedmiot zamówienia: sprzedaż i dostarczenie aparatury laboratoryjnej dla Centrum Nowych Technologii UW- postępowanie

Wysokosprawna chromatografia cieczowa w analizie jakościowej i ilościowej

BAZA DYDAKTYCZNA I WARUNKI KSZTAŁCENIA W ZAWODZIE TECHNIK TECHNOLOGII ŻYWNOŚCI

BADANIE ZAWARTOŚCI WIELOPIERŚCIENIOWYCH WĘGLOWODORÓW AROMATYCZNYCH (OZNACZANIE ANTRACENU W PRÓBKACH GLEBY).

CENTRUM TRANSFERU TECHNOLOGII W OBSZARZE OZE. BioProcessLab. Dr inż. Karina Michalska

Data wydruku: Dla rocznika: 2015/2016. Opis przedmiotu

Adsorpcja błękitu metylenowego na węglu aktywnym w obecności acetonu

REGULAMIN BHP PRACOWNI CHEMICZNEJ. POKAZ SZKŁA. TECHNIKA PRACY LABORATORYJNEJ. Wstęp. Regulamin pracowni studenckiej.

ZAKŁAD CHEMII ANALITYCZNEJ

Laboratorium z bionanostruktur. Prowadzący: mgr inż. Jan Procek Konsultacje: WT D- 1 8A

S YL AB US MODUŁ U ( PRZEDMIOTU) I nforma c j e ogólne. Toksykologia

S YLABUS MODUŁU (PRZEDMIOTU) I nformacje ogólne. Toksykologia. Nie dotyczy

ANALIZA ŚLADOWYCH ZANIECZYSZCZEŃ ŚRODOWISKA I ROK OŚ II

AmpliTest Babesia spp. (PCR)

SPIS TREŚCI do książki pt. Metody badań czynników szkodliwych w środowisku pracy

S YL AB US MODUŁ U ( PRZEDMIOTU) I nforma cje ogólne

BIOCHEMIA. 1. Informacje o przedmiocie (zajęciach), jednostce koordynującej przedmiot, osobie prowadzącej

Zapytanie ofertowe dotyczące zakupu SPEKTROFOTOMETR

Zarządzenie Nr 15/2011 Rektora Uniwersytetu Warmińsko-Mazurskiego w Olsztynie z dnia 25 marca 2011 roku

Wydział Budownictwa i Inżynierii Środowiska. Poziom i forma studiów. Ścieżka dyplomowania: przedmiotu: 0) Semestr: W - 15 C- 0 L- 30 P- 0 Ps- 0 S- 0

ĆWICZENIA LABORATORYJNE Z PODSTAW BIOCHEMII

ZASTOSOWANIE WYSOKOSPRAWNEJ CHROMATOGRAFII CIECZOWEJ DO OZNACZANIA BENZOESANU SODU W PRODUKTACH SPOŻYWCZYCH

SYLABUS. Wydział Biologiczno-Rolniczy. Katedra Biochemii i Biologii Komórki

Sylabus Biologia molekularna

JAK UNIKAĆ PODWÓJNEGO LICZENIA SKŁADOWYCH NIEPEWNOŚCI? Robert Gąsior

Wolne rodniki w komórkach SYLABUS A. Informacje ogólne

4 DNIOWY. pobyt obejmujący praktyczne zajęcia laboratoryjne

Grupaa. Substancje o znaczeniu biologicznym. I Wpisz znak X przy właêciwoêciach tłuszczu pochodzenia roêlinnego. 1 p.

PODSTAWOWE TECHNIKI PRACY LABORATORYJNEJ: WAŻENIE, SUSZENIE, STRĄCANIE OSADÓW, SĄCZENIE

Zakład Biologii Molekularnej Materiały do ćwiczeń z przedmiotu: BIOLOGIA MOLEKULARNA

ZAKRES AKREDYTACJI LABORATORIUM BADAWCZEGO Nr AB 907

SYLABUS. Wydział Biologiczno - Rolniczy. Katedra Biotechnologii i Mikrobiologii

Opis przedmiotu zamówienia wraz z wymaganiami technicznymi i zestawieniem parametrów

Uniwersytet Śląski w Katowicach str. 1 Wydział Matematyki, Fizyki i Chemii

Ćwiczenie 1. Ćwiczenie Temat: Podstawowe reakcje nieorganiczne. Obliczenia stechiometryczne.

KARTA KURSU. Kod Punktacja ECTS* 3

Sekcja I: Instytucja zamawiająca/podmiot zamawiający

ZAKRES TREŚCI: 1. budowa chemiczna organizmów 3. lokalizacja DNA w komórce 2. budowa i funkcjonowanie komórki 4. budowa i właściwości DNA.

ŚLADAMI DR HAUSA I KOŚCI CZYLI SZKOLNE LABORATORIUM KRYMINALISTYCZNE

ĆWICZENIA Z BIOCHEMII

ZADANIE NR 1 INWESTYCJE BUDOWLANE GLIWICE

e) nasiona słonecznika; śruta poekstrakcyjna słonecznikowa; śruta poekstrakcyjna słonecznikowa z częściowo obłuszczonych nasion słonecznika;

1. SACHARYDY W ŻYWNOŚCI - BUDOWA I PRZEKSZTAŁCENIA

Scenariusz lekcji chemii w klasie III gimnazjum. Temat lekcji: Białka skład pierwiastkowy, budowa, właściwości i reakcje charakterystyczne

OZNACZANIE WYBRANYCH FARMACEUTYKÓW W PRÓBACH WODY.

Wpływ ilości modyfikatora na współczynnik retencji w technice wysokosprawnej chromatografii cieczowej

Chemia fizyczna kierunek technologia chemiczna Harmonogram laboratorium dla II roku w semestrze zimowym 2015/2016

ZAŁĄCZNIKI. do wniosku dotyczącego ROZPORZĄDZENIA PARLAMENTU EUROPEJSKIEGO I RADY

Biuro Oddziału Kształcenia Podyplomowego Wydziału Farmaceutycznego informuje, iż kurs: Moduł/Kurs

Projekt współfinansowany przez Unię Europejską ze środków Europejskiego Funduszu Społecznego

ZAKRES AKREDYTACJI LABORATORIUM BADAWCZEGO Nr AB 775

Oznaczanie mocznika w płynach ustrojowych metodą hydrolizy enzymatycznej

Interdyscyplinarny charakter badań równoważności biologicznej produktów leczniczych

1. Regulamin bezpieczeństwa i higieny pracy Pierwsza pomoc w nagłych wypadkach Literatura... 12

Sekcja I: Instytucja zamawiająca/podmiot zamawiający

Próba kontrolna (PK) 1000 l 1000 l

LABORATORIUM CHEMII ORGANICZNEJ PROGRAM ĆWICZEŃ

Cukry - czy każdy cukier jest słodki? Wykrywanie skrobi.

Data wydruku: Dla rocznika: 2015/2016. Opis przedmiotu

Analizator mleka z licznikiem komórek somatycznych LACTOSCAN COMBO

Syngen Gel/PCR Mini Kit

CEL ĆWICZENIA: Zapoznanie się z przykładową procedurą odsalania oczyszczanych preparatów enzymatycznych w procesie klasycznej filtracji żelowej.

S YL AB US MODUŁ U ( PRZEDMIOTU) I nforma cje ogólne. I rok, semestr II

ĆWICZENIE NR 3 BADANIE MIKROBIOLOGICZNEGO UTLENIENIA AMONIAKU DO AZOTYNÓW ZA POMOCĄ BAKTERII NITROSOMONAS sp.

Instrukcja do ćwiczeń laboratoryjnych

Transkrypt:

Spis treści Aparatura I. Podstawowe wyposażenie laboratoryjne... 13 I.I. Probówki i naczynia laboratoryjne... 13 I.II. Pipety... 17 I.II.I. Rodzaje pipet automatycznych... 17 I.II.II. Techniki pipetowania... 18 I.II.III. Zastosowanie poszczególnych technik pipetowania... 19 I.II.IV. ABC zasad pipetowania... 19 I.II.V. Pipetowanie cieczy lotnych... 19 I.II.VI. Dokładność a precyzja... 19 I.II.VII. Podstawy utrzymywania pipet w czystości... 20 I.II.VIII. Pipetory... 20 I.II.IX. Końcówki do pipet... 20 I.III. Lejek Büchnera i kolba Büchnera... 21 I.III.I. Schemat postępowania podczas sączenia... 21 II. Aparatura pomocnicza... 22 II.I. Laboratoryjna waga techniczna... 22 II.I.I. Kalibracja wagi... 22 II.I.II. Tarowanie wagi... 22 II.I.III. Błędy ważenia... 22 II.I.IV. Odważanie substancji niebezpiecznych... 23 II.I.V. Instrukcja poprawnego ważenia substancji i prawidłowego użytkowania wagi... 23 II.I.VI. Czyszczenie i konserwacja wagi... 23 II.II. Mikroskop świetlny i kontrastowo-fazowy... 24 II.II.I. Obserwacja preparatów pod mikroskopem... 26 II.III. Blok grzejny z funkcją wytrząsania (termomikser)... 28 II.III.I. Kontrola temperatury i częstotliwości... 28 II.III.II. Wybrane informacje techniczne... 29 II.IV. Łaźnia wodna... 30 II.IV.I.Opis przyrządu... 30 II.V. Wirówki, wirówki próżniowe... 31 II.V.I. Podstawowe zasady pracy z typowymi wirówkami laboratoryjnymi... 32 II.V.II. Wirówki próżniowe... 33 II.VI. Miniwytrząsarki do probówek (typu vortex)... 34 III. Techniki przygotowania próbek... 35 III.I. Homogenizatory mechaniczne... 35 III.I.I. Podstawowe zasady pracy z homogenizatorami mechanicznymi... 35 III.II. Homogenizatory ultradźwiękowe... 37 III.II.I. Podstawowe zasady pracy z homogenizatorami ultradźwiękowymi... 37 III.III. Filtry strzykawkowe... 39 III.IV. Kolumienka SCX ekstrakcja do fazy stałej... 40 III.V. System wysokosprawnej chromatografii cieczowej (HPLC)... 41 5

IV. Metody rozdziału i analizy białek... 44 IV.I. Zestaw do elektroforezy w żelu agarozowym... 44 IV.I.I. Instrukcja obsługi aparatu... 44 IV.II. Zestaw do elektroforezy w żelu poliakrylamidowym... 47 IV.III. Zestaw do transferu białek... 49 IV.IV. Spektrofotometr... 50 Ćwiczenia laboratoryjne 6 1. BHP... 55 1.1. Cel zajęć... 55 1.2. Regulamin laboratorium... 55 1.3. Zasady postępowania z odpadami... 58 1.4. Wypadki w laboratorium pierwsza pomoc... 59 1.5. Warunki uzyskania zaliczenia... 60 2. Izolacja DNA z tkanki roślinnej... 61 2.1. Wprowadzenie... 61 2.1.1. DNA... 61 2.1.2. Elektroforeza... 62 2.1.3. Elektroforeza w żelu agarozowym... 63 2.1.4. Elektroforeza w żelu poliakrylamidowym... 64 2.1.5. Techniki barwienia... 64 2.2. Cel ćwiczenia... 64 2.3. Materiały... 65 2.4. Przebieg ćwiczenia... 65 2.4.1. Izolacja materiału genetycznego z komórek zielonego groszku... 65 2.4.2. Rozdział elektroforetyczny DNA... 66 2.5. Opracowanie wyników... 66 2.6. Podsumowanie... 67 2.7. Zagadnienia... 67 2.8. Literatura... 67 3. Wykrywanie obecności antygenów glikanowych przy użyciu techniki Western blotting... 68 3.1. Wprowadzenie... 68 3.1.1. Wydajność elektrotransferu... 68 3.1.2. Detekcja... 68 3.1.3. Lektyny... 69 3.2. Cel ćwiczenia... 70 3.3. Materiały... 70 3.4. Przebieg ćwiczenia... 71 3.4.1. Polimeryzacja żeli SDS-PAGE... 71 3.4.2. Izolacja białek z materiału biologicznego... 71 3.4.3. Rozdział elektroforetyczny... 72 3.4.4. Transfer białek z żelu poliakrylamidowego na membranę PVDF... 72 3.4.5. Detekcja... 72 3.5. Opracowanie wyników... 72 3.6. Podsumowanie... 73 3.7. Zagadnienia... 73 3.8. Literatura... 73 4. Ilościowe oznaczanie białek... 74 4.1. Wprowadzenie... 74 4.1.1. Pomiar absorbancji w nadfiolecie... 74 4.1.2. Metoda Lowry ego... 74 4.1.3. Metoda Bradforda... 74 4.1.4. Metoda BCA (kwas bis-cynchoninowy)... 75

4.2. Cel ćwiczenia... 75 4.3. Pomiar absorbancji w nadfiolecie... 75 4.3.1. Materiały... 75 4.3.2. Przebieg ćwiczenia... 75 4.3.3. Opracowanie wyników... 75 4.4. Pomiar stężenia białek metodą Lowry ego... 76 4.4.1. Materiały... 76 4.4.2. Przebieg ćwiczenia... 76 4.5. Oznaczanie stężenia białek metodą Bradforda... 76 4.5.1. Materiały... 76 4.5.2. Przebieg ćwiczenia... 77 4.6. Pomiar stężenia białek metodą BCA (kwas bis-cynchoninowy)... 77 4.6.1. Materiały... 77 4.6.2. Przebieg ćwiczenia... 77 4.7. Podsumowanie... 78 4.8. Zagadnienia... 78 4.9. Przygotowanie roztworów do ćwiczenia... 79 4.10. Literatura... 79 5. Reakcje enzymatyczne badanie reakcji rozkładu skrobi przez α-amylazę... 80 5.1. Wprowadzenie... 80 5.1.1. Skrobia... 80 5.1.2. Charakterystyka α-amylazy... 80 5.1.3. Czynniki wpływające na aktywność enzymów... 81 5.2. Cel ćwiczenia... 81 5.3. Materiały... 81 5.4. Przebieg ćwiczenia... 82 5.4.1. Obserwacja stopniowego rozkładu skrobi przez amylazę w wodzie... 83 5.4.2. Badanie inhibitorów i aktywatorów amylazy... 83 5.4.3. Określenie wpływu ph na aktywność amylazy... 83 5.4.4. Określenie wpływu temperatury na aktywność amylazy... 84 5.5. Opracowanie wyników... 84 5.6. Zagadnienia... 85 5.7. Literatura... 85 6. Izolacja i badanie właściwości lizozymu wyizolowanego z białka jaja kurzego z wykorzystaniem chromatografii jonowymiennej... 86 6.1. Wprowadzenie... 86 6.1.1. Ściana komórkowa bakterii... 86 6.1.2. Charakterystyka lizozymu... 87 6.1.3. Zastosowanie chromatografii jonowymiennej do izolacji lizozymu... 87 6.2. Cel ćwiczenia... 88 6.3. Materiały... 88 6.4. Przebieg ćwiczenia... 89 6.4.1. Przygotowanie białka... 89 6.4.2. Filtracja białka... 89 6.4.3. Izolacja enzymu chromatografia jonowymienna... 90 6.4.4. Przygotowanie kolumny... 90 6.4.5. Izolacja lizozymu... 90 6.4.6. Przemywanie kolumny... 90 6.4.7. Pomiar spektrofotometryczny... 90 6.5. Opracowanie wyników... 91 6.6. Zagadnienia... 91 6.7. Literatura... 91 7

7. Komórki krwi podstawowe techniki badawcze... 92 7.1. Wprowadzenie... 92 7.1.1. Funkcja transportowa... 92 7.1.2. Funkcja obronna... 92 7.1.3. Zapewnienie stałego środowiska wewnątrz organizmu... 92 7.1.4. Białka krwi... 93 7.1.5. Elementy morfotyczne... 93 7.2. Cel ćwiczenia... 95 7.3. Materiały... 95 7.4. Przebieg ćwiczenia... 96 7.4.1. Liczenie komórek w komorze Bürkera... 96 7.4.2. Określenie wartości hematokrytu we krwi... 97 7.4.3. Barwienie leukocytów metodą Giemsy... 97 7.4.4. Próba krzyżowa... 98 7.5. Opracowanie wyników... 98 7.6. Podsumowanie... 98 7.7. Zagadnienia... 98 7.8. Literatura... 99 8. Izolacja kofeiny z produktów spożywczych... 100 8.1. Wprowadzenie... 100 8.2. Cel ćwiczenia... 101 8.3. Materiały... 101 8.4. Przebieg ćwiczenia... 101 8.4.1. Przebieg ćwiczenia dla grupy 1... 102 8.4.2. Przebieg ćwiczenia dla grupy 2... 103 8.4.3. Przebieg ćwiczenia dla grupy 3... 103 8.5. Opracowanie wyników... 104 8.6. Podsumowanie... 104 8.7. Zagadnienia... 104 8.8. Literatura... 105 9. Rozdział barwników fotosyntetycznych za pomocą TLC i RP-HPLC... 106 9.1. Wprowadzenie... 106 9.2. Cel ćwiczenia... 107 9.3. Materiały... 107 9.4. Przebieg ćwiczenia... 108 9.4.1. Przygotowanie materiału roślinnego... 108 9.4.2. Rozdział TLC... 108 9.4.3. Rozdział RP-HPLC... 108 9.5. Opracowanie wyników... 110 9.5.1. Rozdział TLC... 110 9.5.2. Rozdział RP-HPLC... 110 9.6. Podsumowanie... 111 9.7. Zagadnienia... 111 9.8. Literatura... 111 10. Lipidy... 112 10.1. Wprowadzenie... 112 10.1.1. Podział lipidów... 112 10.1.2. Właściwości fizyczne lipidów... 112 10.1.3. Właściwości chemiczne lipidów... 113 10.1.4. Analiza chemiczna tłuszczów... 113 10.2. Cel ćwiczenia... 113 10.3. Materiały... 113 8

10.4. Przebieg ćwiczenia... 114 10.4.1. Ogólny plan zajęć... 114 10.4.2. Izolacja lecytyny... 114 10.4.3. Badanie składu lecytyny... 114 10.5. Opracowanie wyników... 115 10.6. Podsumowanie... 116 10.7. Zagadnienia... 116 10.8. Literatura... 116 11. Identyfikacja cukrów... 117 11.1. Wprowadzenie... 117 11.1.1. Próba Molischa... 117 11.1.2. Próba Seliwanowa... 117 11.1.3. Próba Tollensa z floroglucyną... 118 11.1.4. Próba Biala... 118 11.1.5. Próba Fehlinga... 119 11.1.6. Próba Benedicta... 119 11.1.7. Próba Barfoeda... 119 11.1.8. Reakcja z jodem... 120 11.2. Cel ćwiczenia... 120 11.3. Materiały... 120 11.4. Przebieg ćwiczenia... 120 11.4.1. Procedura wykonania próby Molischa... 121 11.4.2. Analiza ketoz za pomocą próby Seliwanowa... 121 11.4.3. Oznaczanie pentoz w reakcji Tollensa z floroglucyną... 121 11.4.4. Wykonanie próby Biala... 121 11.4.5. Analiza cukrów redukujących za pomocą próby Fehlinga... 121 11.4.6. Przeprowadzenie próby Benedicta... 121 11.4.7. Wykonanie próby Barfoeda... 121 11.4.8. Oznaczanie polisacharydów w reakcji z jodem... 121 11.5. Opracowanie wyników... 122 11.6. Podsumowanie... 122 11.7. Zagadnienia... 123 11.8. Literatura... 123 Indeks... 124 9