Modulacja FcεRI-zależnej aktywacji komórek tucznych przez receptory hamujące

164 IMMUNOLOGIA KLINICZNA Modulacja FcεRI-zależnej aktywacji komórek tucznych przez receptory hamujące Modulation of FcεRI-dependent mast cell activity by inhibitory receptors EWA BRZEZIŃSKA-BŁASZCZYK Zakład Immunologii Doświadczalnej, Uniwersytet Medyczny w Łodzi Streszczenie Komórki tuczne odgrywają kluczową rolę w procesach alergicznych. Te komórki pełnią istotną rolę w natychmiastowej fazie reakcji alergicznej oraz biorą udział w rozwoju przewlekłego zapalenia alergicznego. Co więcej, mediatory pochodzące z komórek tucznych współuczestniczą w procesie przebudowy (remodelingu) struktury dróg oddechowych w przebiegu astmy oskrzelowej. Wydaje się więc bardzo ważne, aby poznać i zrozumieć mechanizmy wpływające na zależną od IgE aktywność komórek tucznych. W pracy omówiono mechanizmy obniżające IgE-zależną stymulację komórek tucznych związane z receptorami hamującymi zawierającymi motywy ITIM (immunoreceptor tyrosine-based inhibition motif), takimi jak FcγRIIB, glikoproteiny CD300a i gp49b1, cząsteczki PIR- B (paired immunoglobulin-like receptor B), PECAM-1 (platelet endothelial cell adhesion molecule-1) oraz CD172a. Słowa kluczowe: komórki tuczne, mechanizmy alergii, receptory hamujące Summary Mast cells are the main effector cells of allergic processes. These cells play a central role in immediate phase of allergic reaction and are involved in chronic allergic inflammation. What is more, mast cell-derived mediators take part in airway remodeling in the course of chronic bronchial asthma. Therefore, it seems to be very important to explain the mechanisms influencing IgE-dependent mast cell activity. This paper describes the downregulating IgE-mediated mast cell stimulation mechanisms associated with immunoreceptor tyrosine-based inhibition motifs (ITIM), such as FcγRIIB, glycoproteins CD300a and gp49b1, paired immunoglobulin-like receptor B (PIR-B), platelet endothelial cell adhesion molecule-1 (PECAM- 1) and CD172a. Keywords: mast cells, allergic mechanisms, inhibitory receptors Alergia Astma Immunologia 2013, 18 (3): 164-169 www.alergia-astma-immunologia.eu Przyjęto do druku: 15.11.2012 Adres do korespondencji / Address for correspondence Prof. dr hab. n. med. Ewa Brzezińska-Błaszczyk Zakład Immunologii Doświadczalnej, Uniwersytet Medyczny w Łodzi ul. Pomorska 251, 92-213 Łódź tel. (42) 675 73 06 fax (42) 675 73 06 email: ewab@csk.umed.lodz.pl Wykaz skrótów: ITIM (immunoreceptor tyrosine-based inhibition motif) CRD (carbohydrate-recognition domain) domena rozpoznająca węglowodany PIR-B (paired immunoglobulin-like receptor B) PECAM-1 (platelet endothelial cell adhesion molecule-1) cząsteczka adhezji komórkowej płytek i śródbłonka PCA (passive cutaneous anaphylaxis) bierna anafilaksja skórna PSA (passive systemic anaphylaxis) bierna uogólniona anafilaksja Wstęp BAL (bronchoalveolar lavage fluid) popłuczyny oskrzelowo-pęcherzykowe BMMCs (bone marrow-derived mast cells) komórki tuczne pochodzące ze szpiku kostnego CBMCs (cord blood-derived mast cells) komórki tuczne hodowane z krwi pepowinowej MBP (major basic protein) główne białko zasadowe EDN (eosinophil-derived neurotoxin) neurotoksyna eozynofilowa Komórki tuczne (mastocyty) pełnią kluczową rolę w inicjowaniu reakcji nadwrażliwości typu I leżącej u podstaw procesów alergicznych. Krzyżowe związanie receptorów o wysokim powinowactwie do IgE (FcεRI) poprzez swoiste przeciwciała IgE i antygen (alergen) prowadzi do aktywacji komórek tucznych i w efekcie do ich degranulacji z równoczesnym uwolnieniem do tkanek mediatorów preformowanych, do syntezy i wydzielania mediatorów wtórnych pochodzących z przemian fosfolipidów błonowych oraz do syntezy de novo wielu cytokin i chemokin [1]. Mediatory preformowane oraz mediatory, cytokiny i chemokiny syntetyzowane de novo nie tylko warunkują wystąpienie objawów fazy wczesnej reakcji alergicznej, ale także ak-

Brzezińska-Błaszczyk E Modulacja FcεRI-zależnej aktywacji komórek tucznych... 165 tywnie współuczestniczą w rozwoju zapalenia alergicznego [2]. Co więcej, aktualne dane jednoznacznie wskazują, że wiele mediatorów i cytokin pochodzących z mastocytów współuczestniczy w procesie przebudowy (remodelingu) struktury dróg oddechowych [3,4]. Rozważając zatem, że komórki tuczne uczestniczą we wszystkich etapach rozwoju procesów alergicznych wydaje się niezwykle istotne, aby poznać i zrozumieć mechanizmy regulujące/modulujące ich aktywację w odpowiedzi na stymulację poprzez FcεRI IgE alergen. Stosunkowo niedawno wskazano, że reaktywność komórek, w tym szczególnie komórek zaangażowanych w przebieg różnych procesów immunologicznych, w odpowiedzi na daną stymulację może być regulowana poprzez sygnały negatywne uruchamiane w wyniku aktywacji cząsteczek błonowych zaliczonych do rodziny receptorów hamujących [5,6]. Cechą charakterystyczną receptorów hamujących jest występowanie w domenie cytoplazmatycznej motywu (lub kilku motywów) ITIM (immunoreceptor tyrosine-based inhibition motif), który jest sekwencją sześciu reszt aminokwasowych, w tym reszty tyrozynowej - I/V/ LxYxxL/V - gdzie x oznacza dowolną resztę aminokwasową [7]. Część receptorów hamujących zaliczono do grupy cząsteczek immunoglobulinopodobnych, bowiem w odcinku zewnątrzkomórkowym mają jedną lub więcej domen immunoglobulinopodobnych. Niektóre receptory hamujące w odcinku zewnątrzkomórkowym mają charakterystyczną domenę rozpoznającą węglowodany (carbohydrate-recognition domain, CRD) i zakwalifikowane są do rodziny cząsteczek lektynowych typu C (zależnych od wapnia). Mechanizm inicjujący ścieżkę przekazywania sygnałów związaną z receptorem hamującym nie jest jeszcze do końca poznany. Wiadomo jednak, że w pierwszym etapie dochodzi do fosforylacji reszty tyrozynowej obecnej w obrębie motywu/motywów ITIM z udziałem kinazy z rodziny Src i przyłączenia fosfataz tyrozynowych SHP-1 i/lub SHP-2 i/lub fosfatazy polifosforanu inozytolu (SHIP). Fosfatazy te biorą udział w defosforylacji różnych białek uczestniczących w wewnątrzkomórkowym przekazywaniu sygnału pozytywnego związanego z receptorem aktywującym, co w konsekwencji prowadzi do zablokowania ścieżki sygnałowej i odpowiedzi komórki. Mechanizmy aktywacji receptorów hamujących są zróżnicowane. Sygnałem inicjującym ścieżkę hamującą może być koagregacja receptora hamującego z danym receptorem aktywującym. Ścieżka hamująca może być jednak uruchamiana również na skutek koagregacji dwóch receptorów hamujących lub w wyniku przyłączenia liganda danego receptora hamującego [6,8]. Coraz więcej danych dokumentuje, że receptory hamujące są, poza innymi komórkami biorącymi udział w reakcjach immunologicznych, ekspresjonowane także przez komórki tuczne (tab. I) [9]. Dokładna rola tych receptorów w modulacji aktywności mastocytów w tkankach jest obecnie bardzo mało poznana. Szereg informacji wydaje się jednak wskazywać, że niektóre receptory hamujące wpływają na aktywność mastocytów w reakcji anafilaktycznej wpływając tym samym na przebieg procesów alergicznych. Do tej grupy receptorów hamujących należy FcγRIIB, CD300a, cząsteczka PIR-B (paired immunoglobulin-like receptor B), gp49b1, CD172a oraz cząsteczka adhezji komórkowej płytek i śródbłonka (platelet endothelial cell adhesion molecule-1, PECAM-1). Koagregacja receptora hamującego z FcεRI obniża aktywację mastocytów zależną od IgE Obecnie wydaje się, że niektóre receptory hamujące mogą wywierać wpływ na aktywność komórek tucznych indukowaną reakcją FcεRI IgE antygen poprzez ich koagregację z cząsteczką FcεRI. Szereg danych dokumentuje także, że istotną rolę w tym procesie mogą pełnić cząsteczki FcγRIIB (CD32B). Należy podkreślić przy tym, że ekspresja FcγRIIB jest duża zarówno na mastocytach gryzoni [10-12], jak i na komórkach tucznych człowieka [13-16]. W warunkach doświadczalnych do aktywacji ścieżki sygnałowej tego receptora hamującego dochodzi po jego koagregacji z FcεRI za pomocą przeciwciał o podwójnej swoistości skierowanych przeciwko domenom zewnątrzkomórkowym obu receptorów [10] lub przy po- Tabela I. Ogólna charakterystyka receptorów hamujących komórek tucznych Receptor Liczba domen immunoglobulinopodobnych / liczba motywów ITIM Ekspresja na komórkach FcγRIIB 2 / 1 PIR-B 6 / 4 CD300a 1 / 4 CD172a 3 / 4 gp49b1 2 / 2 mastocyty, bazofile, neutrofile, monocyty, makrofagi, komórki dendrytyczne, limfocyty T, limfocyty B, komórki NK mastocyty, neutrofile, makrofagi, komórki dendrytyczne, limfocyty B mastocyty, neutrofile, eozynofile, monocyty, limfocyty T, limfocyty B, komórki NK mastocyty, bazofile, neutrofile, monocyty, makrofagi, komórki dendrytyczne mastocyty, neutrofile, eozynofile, komórki dendrytyczne, limfocyty T

166 Alergia Astma Immunologia 2013, 18 (3): 164-169 mocy białka fuzyjnego skonstruowanego z fragmentu Fc łańcucha ε IgE i fragmentu Fc łańcucha γ IgG połączonych krótkim peptydem łączącym (białko GE2) [14]. Koagregacja FcεRI z FcγRIIB może być również indukowana poprzez białko skonstruowane z fragmentu Fc łańcucha γ IgG oraz alergenu kota Fel d1 połączonych poprzez krótki peptyd wiążący (białko GFD), przy czym w agregacji obu receptorów współuczestniczy IgE swoiste dla Fel d1 związane z FcεRI [16]. Bezpośrednich dowodów na znaczącą rolę FcγRIIB w modulacji aktywności mastocytów w reakcji anafilaktycznej dostarczyły badania prowadzone w warunkach in vivo. Wykazano, że śródskórna iniekcja białka GE2 skutkuje całkowitym zahamowaniem indukowanej reakcji biernej anafilaksji skórnej (passive cutaneous anaphylaxis, PCA) u myszy [12,14-17], a dootrzewnowa iniekcja tego białka powoduje całkowite zablokowanie rozwoju indukowanej biernej uogólnionej reakcji anafilaktycznej (passive systemic anaphylaxis, PSA) [12]. U małp Cynomolgus uczulonych Ascaris suum terapeutyczna podskórna iniekcja białka GE2 blokuje wystąpienie reakcji skórnej prowokowanej wyciągiem antygenowym z A. suum, a efekt ten jest obserwowany aż do trzech tygodni od podania białka GE2 [12]. Podobnie u małp Rhesus uczulonych na antygeny kurzu domowego (Dermatophagoides farinae i D. pteronyssinus) śródskórna iniekcja białka GE2 pięć godzin przed wykonaniem testów skórnych powoduje zablokowanie rozwoju reakcji [15]. W badaniach in vivo wykazano również, że białko GFD blokuje reakcję PCA indukowaną dożylnym podaniem antygenu Fel d1 transgenicznym myszom wykazujących ekspresję podjednostki α ludzkiej cząsteczki FcεRI i uczulonych biernie swoistymi dla Fel d1 przeciwciałami IgE człowieka [16]. U myszy uczulonych antygenem Fel d1 podanie białka GFD powoduje istotne zmniejszenie nasilenia objawów nadreaktywności oskrzeli i nasilenia zapalenia alergicznego oraz znamienne obniżenie liczebności eozynofilów w popłuczynach oskrzelowo-pęcherzykowych (bronchoalveloar lavage fluid, BAL) po podaniu danego antygenu [16]. Podobnie u myszy uczulonych na antygen Fel d1 zastosowanie GFD przed wywołaniem reakcji skórnej na ten antygen powoduje hamowanie wystąpienia odczynu, a podanie tego białka dwa tygodnie przed wykonaniem testu prowokacyjnego z metacholiną skutkuje znamiennym zmniejszeniem nasilenia objawów nadreaktywności oskrzeli. Terapia uczulonych myszy białkiem GFD prowadzi również do istotnego zmniejszenia nasilenia objawów zapalenia alergicznego w drogach oddechowych, czyli istotnego zmniejszenia odsetka eozynofilów w BAL oraz zmniejszonej akumulacji tych komórek w tkance płucnej [18]. Interesujące wydaje się przy tym, że terapeutyczne stosowanie białka GFD nie wpływa na poziom swoistych przeciwciał IgE oraz IgG2 skierowanych przeciwko antygenowi Fel d1 [18]. Obserwacje o wpływie koagregacji FcγRIIB z FcεRI na IgE-zależną aktywację mastocytów i, w konsekwencji, na przebieg procesów alergicznych znalazły potwierdzenie w wynikach badań prowadzonych w warunkach in vitro. Agregacja obu receptorów na mysich komórkach tucznych pochodzących ze szpiku kostnego (bone marrow-derived mast cells, BMMCs) powoduje niemal całkowite zahamowanie zależnej od IgE degranulacji, mierzonej stopniem uwalniania histaminy lub serotoniny [10-12]. W danych warunkach in vitro obserwuje się także znamienne obniżenie wydzielania syntetyzowanych de novo niektórych cytokin, to jest TNF i IL-4, z komórek BMMC [12]. Agregacja FcγRIIB z FcεRI indukuje zahamowanie degranulacji i wydzielania mediatorów preformowanych także z mastocytów człowieka, to jest komórek tucznych hodowanych z krwi pępowinowej (cord blood-derived mast cells, CBMCs) [13,16] i dojrzałych mastocytów izolowanych z tkanki płucnej [15]. Koagregacja obu receptorów indukuje również zahamowanie syntezy TNF przez mastocyty tkanki płucnej człowieka [13]. Wyniki badań przeprowadzonych na poziomie molekularnym także wskazują, iż koagregacja FcγRIIB z FcεRI prowadzi do aktywacji ścieżki związanej z receptorem hamującym z równoczesnym blokowaniem ścieżki aktywującej. Agregacja obu receptorów skutkuje bardzo szybką fosforylacją reszt tyrozynowych w obrębie motywu ITIM FcγRIIB [11,19,20], prawdopodobnie z udziałem kinaz Syk i Lyn [20], i natychmiastową rekrutacją fosfatazy SHIP [11,13,19,20]. Równocześnie dochodzi do szybkiego obniżenia aktywności kinaz kaskady MAP, to jest ERK1/2, JNK i p38 [12,13,19]. Agregacja FcγRIIB z FcεRI prowadzi również do istotnego zahamowania zwiększania stężenia jonów Ca 2+ w cytoplazmie mastocytów [13]. Glikoproteina CD300a jest obecna na mastocytach myszy i człowieka [21-24]. Rozważając rolę eozynofilów w rozwoju zapalenia alergicznego w przebiegu astmy oskrzelowej niezwykle intrygujące wydają się obserwacje, że główne białko zasadowe (major basic protein, MBP) i neurotoksyna eozynofilowa (eosinophil-derived neurotoxin, EDN) indukują obniżenie ekspresji tej glikoproteiny na komórkach CBMC [23]. Informacje na temat wpływu CD300a na odpowiedź mastocytów stymulowanych poprzez FcεRI są wprawdzie nieliczne, ale wydają się być starannie udokumentowane. W warunkach in vivo wykazano, że przeciwciała o podwójnej swoistości (anty-cd300a i anty-ige), indukujące agregację cząsteczki CD300a z FcεRI poprzez związane z FcεRI przeciwciała IgE, całkowicie hamują reakcję PCA u myszy. Co więcej, na modelu myszy z indukowaną astmą oskrzelową zaobserwowano, że te przeciwciała zastosowane 30 minut przed inhalacją antygenu powodują wyraźne zmniejszenie nasilenia objawów astmy. Stwierdzono bowiem obniżoną liczebność eozynofilów oraz niski poziom tryptazy, chemokiny CCL11, IL-4, IL-5 i IL-13 w BAL, a ocena histopatologiczna wskazała, iż w tych warunkach nie dochodzi do rozwoju eozynofilowego zapalenia okołooskrzelowego i okołonaczyniowego oraz do uszkodzenia nabłonka [22]. Obserwacje powyższe zostały potwierdzone badaniami w warunkach in vitro. Koagregacja CD300a z FcεRI (poprzez przeciwciała o podwójnej swoistości wiążące się z CD300a oraz IgE) powoduje znaczące zahamowanie uwalniania β-heksozaminidazy, tryptazy i IL-4 z komórek CBMC stymulowanych anty-ige [22,23]. W badaniach in vitro wykazano również, że aktywacja glikoproteiny CD300a skutkuje szybkim zahamowaniem fosforylacji kinaz Syk, ERK, p38 oraz cząsteczki LAT biorących udział w przekazywaniu sygnału od FcεRI [22].

Brzezińska-Błaszczyk E Modulacja FcεRI-zależnej aktywacji komórek tucznych... 167 Komórki tuczne cechują się również znaczącą ekspresją glikoproteiny gp49b1 [25-27], cząsteczki PIR-B [28-30] oraz CD172a [31-33]. W badaniach in vitro wykazano, że także te receptory hamujące mogą regulować odpowiedź anafilaktyczną mastocytów poprzez ich agregację z FcεRI. Krzyżowe połączenie cząsteczki gp49b1 z FcεRI powoduje znaczące zmniejszenie degranulacji komórek tucznych stymulowanych reakcją IgE-antygen z równoczesnym obniżeniem uwalniania β-heksozaminidazy [25,27,34]. W tych warunkach dochodzi również do istotnego zahamowania uwalniania jonów Ca 2+ z magazynów wewątrzkomórkowych i ich napływu do komórki [27]. Co więcej, koagregacja gp49b1 z FcεRI indukuje hamowanie syntezy i wydzielania leukotrienu C 4 (LTC 4 ) [25], mediatora o silnym działaniu prozapalnym odgrywającego istotną rolę w rozwoju zapalenia alergicznego. Podobnie koagregacja FcεRI z cząsteczką PIR- B, poprzez przeciwciała o podwójnej swoistości, prowadzi do zmniejszenia poziomu uwalnianej z mastocytów pod wpływem reakcji anafilaktycznej serotoniny z równoczesnym zahamowaniem wzrostu stężenia jonów wapnia w cytoplazmie [28,29]. Krzyżowe związanie CD172a z FcεRI, przy zastosowaniu przeciwciał o podwójnej swoistości, także skutkuje znaczącym hamowaniem degranulacji komórek tucznych, uwalniania serotoniny i obniżeniem mobilizacji jonów Ca 2+ oraz powoduje zmniejszenie wytwarzania i wydzielania TNF [31]. Receptory hamujące modulują reaktywność mastocytów w reakcji zależnej od IgE Bardzo ciekawe są informacje, że niektóre receptory hamujące, w tym FcγRIIB, gp49b1, PECAM-1 oraz CD300a mogą regulować reaktywność komórek tucznych w reakcji anafilaktycznej poprzez mechanizm niezależny od koagregacji z cząsteczką FcεRI. Dane takie pochodzą głównie z badań prowadzonych w warunkach in vivo na myszach z delecją genu dla danej cząsteczki. U myszy nie wykazujących ekspresji cząsteczki FcγRIIB (myszy FcγRIIB -/- ) zaobserwowano znamienne nasilenie objawów PSA oraz znacznie wyższą śmiertelność zwierząt, w porównaniu do kontrolnych myszy dzikich. W osoczu myszy z grupy doświadczalnej stwierdzono istotnie wyższy poziom histaminy, a w tkance płucnej znamiennie więcej zdegranulowanych mastocytów [35]. U myszy bez ekspresji cząsteczki gp49b1 (myszy gp49b1 -/- ) opisano zwiększone nasilenie reakcji PCA (zwiększony obrzęk) indukowanej podaniem antygenu, a histologicznie zmniejszenie liczebności nieuszkodzonych mastocytów w skórze w porównaniu do myszy bez delecji genu [26]. U myszy gp49b1 -/- czynnie uczulonych antygenem obserwuje się również wyraźne nasilenie odczynu skórnego na śródskórne podanie antygenu. Po wywołaniu uogólnionej reakcji anafilaktycznej u tych myszy, poprzez dożylne podanie antygenu, zaobserwowano znacznie częściej występujący wstrząs anafilaktyczny zakończony zgonem zwierzęcia [26]. U uczulonych myszy gp49b1 -/- po indukcji alergicznego zapalenia spojówek obserwowano znaczące zwiększenie liczebności zdegranulowanych komórek tucznych w spojówkach [36]. Także w tkance płucnej histologicznie stwierdzono zwiększone nasilenie objawów zapalenia alergicznego, a w BAL wyższe poziomy IL-4 i IL-13 [36]. Podobnie u myszy bez ekspresji PECAM-1 w warunkach in vivo zaobserwowano, na podstawie stężenia histaminy we krwi zwierząt, zwiększone nasilenie reakcji PSA, w porównaniu do myszy PECAM-1 +/+, a także większe nasilenie reakcji PCA. W badaniach in vitro stwierdzono dodatkowo, iż IgE-zależna degranulacja komórek BMMC pochodzących od myszy PECAM-1 -/-, oceniana w oparciu o ilość uwolnionej serotoniny, jest znacząco wyższa w porównaniu z degranulacją komórek BMMC uzyskanych od myszy PECAM-1 +/+ [37]. Udokumentowano również, że zablokowanie cząsteczki CD300a przez przeciwciała neutralizujące u myszy z doświadczalnie indukowanym alergicznym zapaleniem otrzewnej powoduje znamienne zwiększenie aktywacji mastocytów pod wpływem danego antygenu (po 45 minutach zwiększona aktywność tryptazy, po 24 godzinach znamiennie podwyższone stężenie chemokiny CCL11 oraz zwiększony napływ eozynofilów) w porównaniu do myszy kontrolnych [23]. Niezwykle intrygujące są obserwacje, że cząsteczka gp49b1 oraz cząsteczka PIR-B mają swoje naturalne endogenne ligandy. Naturalnym ligandem gp49b1 jest integryna αvβ3 (CD51/CD61) [38], obecna w błonie wielu komórek, w tym w błonie mastocytów [39]. W warunkach in vitro wykazano, że zależna od IgE degranulacja i uwalnianie β-heksozaminidazy z komórek BMMC jest obniżona po koagregacji cząsteczki gp49b1 z integryną αvβ3 [38]. Naturalnym agonistą cząsteczki PIR-B są występujące na wszystkich komórkach cząsteczki MHC klasy I [30,40]. W błonie komórek tucznych cząsteczki PIR-B i MHC I pozostają w ścisłej asocjacji [30]. W warunkach in vitro na modelu komórek BMMC nie wykazujących ekspresji PIR-B (komórki Pirb -/- ) lub bez ekspresji β2-mikroglobuliny (łańucha lekkiego MHC klasy I) (komórki β2m -/- ) stwierdzono, że komórki te charakteryzują się wyższą reaktywnością na stymulację anafilaktyczną. W danych warunkach obserwowano zwiększone wydzielanie histaminy oraz podwyższoną syntezę IL-1β, GM-CSF oraz chemokiny CCL3, w porównaniu z komórkami z prawidłową ekspresją obu cząsteczek. Komórki BMMC z delecją genów dla PIR-B lub β2-mikroglobuliny syntetyzują zwiększone ilości IL-6, GM-CSF i CCL3, w porównaniu z komórkami z prawidłową ekspresją tych cząsteczek, także w odpowiedzi na stymulację pod wpływem lipopolisacharydu (LPS). W warunkach in vivo u myszy Pirb -/- lub β2m -/- obserwuje się znaczne nasilenie objawów reakcji PSA [30]. Warto nadmienić, że informacje, iż cząsteczki gp49b1 oraz PIR-B w kooperacji z ich naturalnymi ligandami modulują aktywność mastocytów pozwoliły na sugestie, że te receptory hamujące i ich ligandy stanowią fizjologiczny wewnętrzny nieswoisty system regulacji reaktywności mastocytów w tkankach [26,30,38]. Uwagi końcowe Niektóre cząsteczki z rodziny receptorów hamujących mogą regulować odpowiedź komórek tucznych na aktywację indukowaną stymulacją FcεRI. Tym samym receptory hamujące komórek tucznych mogą modulować stopień

168 Alergia Astma Immunologia 2013, 18 (3): 164-169 nasilenia reakcji anafilaktycznej oraz zapalenia alergicznego a więc wpływać na przebieg procesów alergicznych. Wydaje się niezwykle intrygujące, iż koagregacja niektórych receptorów hamujących z FcεRI prowadzi do zmniejszenia lub całkowitego zahamowania zależnej od IgE odpowiedzi mastocytów. Te spostrzeżenia, udokumentowane nie tylko w badaniach prowadzonych w warunkach in vitro, ale także w warunkach in vivo, mogą wskazywać na możliwość wprowadzenia w przyszłości nowych sposobów terapii chorób alergicznych u człowieka ukierunkowanych na aktywację sygnałów negatywnych związanych z receptorem hamującym obecnym na komórkach tucznych. Należy brać pod uwagę, że mechanizmy warunkujące rozwój procesów alergicznych są bardzo skomplikowane i przebiegają ze współudziałem wielu różnych populacji komórkowych. Poza mastocytami, także wiele innych populacji komórek zaangażowanych w rozwój reakcji alergicznych bazofile, eozynofile, neutrofile, komórki dendrytyczne, limfocyty B, limfocyty T cechuje się ekspresją receptorów hamujących. Regulacja rozwoju oraz nasilenia procesów alergicznych mogłaby więc zależeć także od modulacji aktywności, via receptory hamujące, innych niż mastocyty komórek [41,42]. Piśmiennictwo 1. Bradding P, Walls AF, Holgate ST. The role of the mast cell in the pathophysiology of asthma. J Allergy Clin Immunol 2006; 117: 1277-84. 2. Amin K. The role of mast cells in allergic inflammation. Respir Med 2012; 106: 9-14. 3. Oh CK. Mast cell mediators in airway remodeling. Chem Immunol Allergy 2005; 87: 85-100. 4. Okayama Y, Ra C, Saito H. Role of mast cells in airway remodeling. Curr Opin Immunol 2007; 19: 687-93. 5. Ravetch JV, Lanier LL. Immune inhibitory receptors. Science 2000; 290: 84-9. 6. Cooper MD. Inhibition of immune cell function. Immunol Rev 2008; 224: 7-10. 7. Vivier E, Daëron M. Immunoreceptor tyrosine-based inhibition motifs. Immunol Today 1997; 18: 286-91. 8. Yokoyama WM. Inhibitory receptors signal activation. Immunity 2008; 29: 515-17. 9. Li L, Yao Z. Mast cell and immune inhibitory receptors. Cell Mol Immunol 2004; 1: 408-15. 10. Daëron M, Malbec O, Latour S i wsp. Regulation of high-affinity IgE receptor-mediated mast cell activation by murine low-affinity IgG receptors. J Clin Invest 1995; 95: 577-85. 11. Fong DC, Malbec O, Arock M i wsp. Selective in vivo recruitment of the phosphatidylinositol phosphatase SHIP by phosphorylated FcγRIIB during negative regulation of IgE-dependent mouse mast cell activation. Immunol Lett 1996; 54: 83-91. 12. Mertsching E, Bafetti L, Hess H i wsp. A mouse Fcγ-Fcε protein that inhibits mast cells through activation of FcγRIIB, SH2 domain-containing inositol phosphatase 1, and SH2 domain-containing protein tyrosine phosphatases. J Allergy Clin Immunol 2008; 121: 441-7. 13. Kepley CL, Taghavi S, Mackay G i wsp. Co-aggregation of FcγRII with FcεRI on human mast cells inhibits antigen-induced secretion and involves SHIP-Grb2-Dok complexes. J Biol Chem 2004; 279: 35139-49. 14. Zhu D, Kepley CL, Zhang M i wsp. A novel human immunoglobulin Fcγ-Fcε bifunctional fusion protein inhibits FcεRI-mediated degranulation. Nat Med 2002; 8: 518-21. 15. Zhang K, Kepley CL, Terada T i wsp. Inhibition of allergen-specific IgE reactivity by a human Ig Fcγ-Fcε bifunctional fusion protein. J Allergy Clin Immunol 2004; 114: 321-7. 16. Zhu D, Kepley CI, Zhang K i wsp. A chimeric human-cat fushion protein blocks cat-induced allergy. Nat Med 2005; 11: 446-9. 17. Allen LC, Kepley CL, Saxon A i wsp. Modifications to an Fcγ-Fcε fusion protein alter its effectiveness in the inhibition of FcεRImediated functions. J Allergy Clin Immunol 2007; 20: 462-8. 18. Terada T, Zhang K, Belperio J i wsp. A chimeric human-cat Fcγ-Fel d1 fusion protein inhibits systemic, pulmonary, and cutaneous allergic reactivity to intratracheal challenge in mice sensitized to Fel d1, the major cat allergen. Clin Immunol 2006; 120: 45-56. 19. Ott VL, Tamir I, Niki M i wsp. Downstream of kinase, p62dok is a mediator of FcγIIB inhibition of FcεRI signaling. J Immunol 2002; 168: 4430-9. 20. Malbec O, Fong DC, Turner M i wsp. Fcε receptor I-associated lyn-dependent phosphorylation of Fcγ receptor IIB during negative regulation of mast cell activation. J Immunol 1998; 160: 1647-58. 21. Bachelet I, Munitz A, Berent-Maoz B i wsp. Suppression of normal and malignant kit signaling by a bispecific antibody linking kit with CD300a. J Immunol 2008: 180; 6064-9. 22. Bachelet I, Munitz A, Levi-Schaffer F. Abrogation of allergic reactions by a bispecific antibody fragment linking IgE to CD300a. J Allergy Clin Immunol 2006; 117: 1314-20. 23. Bachelet I, Munitz A, Morreta A i wsp. The inhibitory receptor IRp60 (CD300a) is expressed and functional on human mast cells. J Immunol 2005; 175: 7989-95. 24. Munitz A, Bachelet I, Levi-Schaffer F. Reversal of airway inflammation and remodeling in asthma by a bispecific antibody fragment linking CCR3 to CD300a. J Allergy Clin Immunol 2006; 118: 1082-9. 25. Katz HR, Vivier E, Castells MC i wsp. Mouse mast cell gp49b1 contains two immunoreceptor tyrosine-based inhibition motifs and suppresses mast cell activation when coligated with the high-affinity Fc receptor for IgE. Proc. Natl Acad Sci USA 1996; 93: 10809-14. 26. Daheshia M, Friend DS, Grusby MJ i wsp. Increased severity of local and systemic anaphylactic reactions in gp49b1-deficient mice. J Exp Med 2001; 194: 227-33. 27. Lu-Kuo JM, Joyal DM, Austen KF i wsp. gp49b1 inhibits IgEinitiated mast cell activation through both immunoreceptor tyrosine-based inhibitory motifs, recruitment of src homology 2 domain-containing phosphatase-1, and suppression of early and late calcium mobilization. J Biol Chem 1999; 274: 5791-6. 28. Uehara T, Bléry M, Kang DW i wsp. Inhibition of IgE-mediated mast cell activation by the paired Ig-like receptor PIR-B. J Clin Invest 2001; 108: 1041-50. 29. Chen CC, Kang DW, Cooper MD i wsp. Mast cell regulation via paired immunoglobulin-like receptor PIR-B. Immunol Res 2002; 26: 191-7. 30. Masuda A, Nakamura A, Maeda T i wsp. Cis binding between inhibitory receptors and MHC class I can regulate mast cell activation. J Exp Med 2007; 204: 907-20.

Brzezińska-Błaszczyk E Modulacja FcεRI-zależnej aktywacji komórek tucznych... 169 31. Liénard H, Bruhns P, Malbec O i wsp. Signal regulatory proteins negatively regulate immunoreceptor-dependent cell activation. J Biol Chem 1999; 274: 32493-9. 32. Florian S, Ghannadan M, Mayerhofer M i wsp. Evaluation of normal and neoplastic human mast cells for expression of CD172a (SIRPα), CD47, and SHP-1. J Leukoc Biol 2005; 77: 984-92. 33. Krauth MT, Majlesi Y, Florian S i wsp. Cell surface membrane antigen phenotype of human gastrointestinal mast cells. Int Arch Allergy Immunol 2005; 138: 111-20. 34. Katz HR. Inhibition of anahylactic inflammation by the gp49b1 receptor on mast cells. Mol Immunol 2002; 38: 1301-5. 35. Ujike A, Ishikawa Y, Ono M i wsp. Modulation of immunoglobulin (Ig)E-mediated systemic anaphylaxis by low-affinity Fc receptors for IgG. J Exp Med 1999; 17: 1573-9. 36. Norris HH, Peterson ME, Stebbins CC i wsp. Inhibitory receptor gp49b regulates eosinophil infiltration during allergic inflammation. J Leukoc Biol 2007; 82: 1531-41. 37. Wong MX, Roberts D, Bartley PA i wsp. Absence of platelet endothelial cell adhesion molecule-1 (CD31) leads to increased severity of local and systemic IgE-mediated anaphylaxis and modulation of mast cell activation. J Immunol 2002; 168: 6455-62. 38. Castells MC, Klickstein LB, Hassani K i wsp. gp49b1-αvβ3 interaction inhibits antigen-induced mast cell activation. Nat Immunol 2001; 2: 436-42. 39. Oki T, Kitaura J, Eto K i wsp. Integrin αiibβ3 induces the adhesion and activation of mast cells through interaction with fibrinogen. J Immunol 2006; 176: 52-60. 40. Matsushita H, Endo S, Kobayashi E i wsp. Differential but competitive binding of Nogo protein and class I major histocompatibility complex (MHC I) to the PIR-B ectodomain provides an inhibition of cells. J Biol Chem 2011; 29: 25739-47. 41. Katz HR. Inhibitory receptors and allergy. Curr Opin Immunol 2002; 14: 698-704. 42. Shik D, Munitz A. Regulation of allergic inflammatory responses by inhibitory receptors. Clin Exp Allergy 2010; 40: 700-9.