Oznaczanie zawartości rtęci całkowitej w tkankach kormorana czarnego i wybranych gatunków ryb z zastosowaniem techniki CVAAS

Transkrypt

1 Oznaczanie zawartości rtęci całkowitej w tkankach kormorana czarnego i wybranych gatunków ryb z zastosowaniem techniki CVAAS Piotr Konieczka 1, Małgorzata Misztal-Szkudlińska 2, Jacek Namieśnik 1, Piotr Szefer 2 1 Katedra Chemii Analitycznej, Wydział Chemiczny, Politechnika Gdańska, ul. G. Narutowicza 11/12, Gdańsk 2 Katedra i Zakład Bromatologii, Wydział Farmacji, Gdański Uniwersytet Medyczny, al. Hallera 107, Gdańsk

2

3 Próbki Analizowano tkanki miękkie 55 osobników kormorana czarnego. Badane próbki pochodziły z ekosystemu Zalewu Wiślanego. Zawartość rtęci oznaczono w narządach wewnętrznych kormorana czarnego takich jak: wątroba nerki mięśnie przełyk żołądek jelito tchawica płuca

4 Próbki

5 Próbki Dodatkowo oznaczano całkowitą zawartość rtęci w wybranych gatunkach ryb stanowiących podstawę diety kormoranów. Przebadano następujące gatunki ryb: śledź, stynka, karaś, karaś srebrzysty, płoć, lin, jazgarz.

6 Procedura Po zliofilizowaniu i zhomogenizowaniu materiału biologicznego oznaczono zawartość rtęci całkowitej za pomocą analizatora rtęci MA-2000 firmy NIC (Japonia) z wykorzystaniem absorpcyjnej spektroskopii atomowej techniką zimnych par CVAAS. Masy odważek materiału biologicznego mieściły się w zakresie od 10 do 50 mg. Dla każdej próbki wykonano po 3 niezależne oznaczenia.

7 Analizator rtęci MA-2000

8 Walidacja Przed wykonaniem pomiarów opracowana procedura analityczna została poddana procesowi walidacji. W trakcie walidacji wyznaczono następujące parametry: selektywność liniowość powtarzalność granicę wykrywalności (LOD) granicę oznaczalności (LOQ) poprawność niepewność

9 Selektywność W przypadku techniki zimnych par, rtęć jest uwalniana z badanej próbki a następnie (po ewentualnej redukcji do rtęci atomowej) jest zatrzymywana na złożu ze złotem w postaci amalgamatu. Następnie amalgamat jest podgrzewany do temperatury 600 C a uwolniona atomowa rtęć jest kierowana w strumieniu powietrza do kuwety pomiarowej, gdzie następuje pomiar absorbancji dla charakterystycznej długości fali 253,7 nm. Źródłem promieniowania jest rtęciowa lampa z katodą wnękową.

10 Selektywność Ten sposób pomiaru gwarantuje selektywność z dwóch powodów: reakcja tworzenia amalgamatu jest selektywna dla rtęci, absorpcja promieniowania następuje przy charakterystycznej dla rtęci długości fali.

11 Liniowość 0,3 Absorbancja, wysokość piku 0,25 0,2 0,15 0,1 0, ,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 zawartość Hg, ng

12 Liniowość 70 Absorbancja, wysokość piku zawartość Hg, ng

13 Liniowość Absorbancja, pole powierzchni piku zawartość Hg, ng

14 Liniowość Absorbancja, pole powierzchni piku zawartość Hg, ng

15 LOD & LOQ LOD = 0,12 ng LOQ = 0,36 ng 0,3 Absorbancja, wysokość piku 0,25 0,2 0,15 0,1 0, ,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 zawartość Hg, ng

16 LOD & LOQ Poprawność oszacowania LOD sprawdzono w oparciu o zależności: 10 LOD > c min LOD < cmin c min 0,20 ng LOD 0,12 ng Oszacowana wartość LOD jest poprawna.

17 LOD & LOQ i zakres pomiarowy W oparciu o zależności: LOQ = 3 LOD Wartość LOQ została obliczona jako: LOQ = 0,36 ng Z kolei zakres pomiarowy: 0, ng

18 Powtarzalność CV - próbki roztworów wzorcowych, % zakres, ng 0, , ,0 7,7 0,21 6,1 1,5 3,6 0,91 4,4 CV próbki rzeczywiste, % 1,6 8,7 2,4 10 0,23 5,6 0,14 6,2

19 Poprawność W celu wyznaczenia poprawności metody zastosowano certyfikowane materiały odniesienia: DORM-2 mięśnie ryby (Dogfish) (National Research Council, Kanada) TORT-2 homar (National Research Council, Kanada) BCR-463 tuńczyk (IRMM, Belgia) ERM-CE278 tkanka małża (IRMM, Belgia)

20 0,25 ERM-CE278 0,35 TORT-2 0,2 0,3 zawartość Hg, mg/kg 0,15 0,1 0,05 98,8% ± 5,3% zawartość Hg, mg/kg 0,25 0,2 0,15 0,1 0,05 101% ± 22% 0 wartość odniesienia wartość oznaczona 0 wartość odniesienia wartość oznaczona 4 3,5 BCR DORM-2 zawartość Hg, mg/kg 3 2,5 2 1,5 1 0,5 97,1% ± 8,2% zawartość Hg, mg/kg ,8% ± 5,8% 0 wartość odniesienia wartość oznaczona 0 wartość odniesienia wartość oznaczona

21 Poprawność

22 Poprawność y = 1,060x - 18,92 R² = 0,

23 Niepewność Główne składowe budżetu niepewności to: niepewność związana z etapem kalibracji; niepewność związana z (nie)powtarzalnością wyników pomiarów, niepewność związana z określeniem poprawności.

24 Niepewność Oszacowanie złożonej niepewności przeprowadzono w oparciu o zależność: u = u + u + próbka 2 kal 2 powt u 2 popr gdzie: u próbka u kal u powt u popr - względna złożona niepewność wyniku dla próbki rzeczywistej, - względna standardowa niepewność związana z etapem kalibracji, - względna standardowa niepewność związana z powtarzalnością wyników pomiarów, - względna standardowa niepewność związana z wyznaczoną wartością poprawności.

25 Niepewność Standardowa niepewność związana z etapem kalibracji (sporządzenie serii roztworów wzorcowych, przeprowadzenie pomiarów dla tych roztworów, przybliżenie punktów pomiarowych prostą z wykorzystaniem metody regresji liniowej) została oszacowana w oparciu o wyznaczone parametry regresyjne krzywej kalibracyjnej. Obliczenia zostały przeprowadzone z uwzglęnieniem minimalnej masy odważki badanych próbek rzeczywistych.!

26 Niepewność zakres, ng 0,2 1,0 2, kalibracja, % 5,1 3,5 2,1 4,4 powtarzalność, % 5,0 5,8 3,2 3,6 poprawność, % 2,6 2,6 4,2 2,8 rozszerzona U(k=2), %

27 Wyniki Ryby śledź lin płoć stynka jazgarz Clupea harengus Tinca tinca Rutilus rutilus Gymnocep Osmerus halus eperlanus cernuus ng/g s.m (ppb) karaś pospolity Carassius carassius karaś srebrzysty Carassius gibelio ,9 9,

28 Wyniki Kormorany Narząd MIN MAX średnia s µg/g s.m. (ppm) nerki 1, wątroba 1,4 80, płuca 0,82 6,94 2,8 1,4 mięśnie 0,49 5,56 2,0 1,1 jelito 0,28 6,18 1,6 1,0 żołądek 0,32 4,67 1,56 0,98 przełyk 0,17 3,16 1,36 0,76 tchawica 0,11 2,17 0,83 0,60

29 Wyniki Kormorany

30 Wyniki Kormorany MIN MAX średnia s µg/g s.m. (ppm) białko 0,76 5,5 2,5 1,1 żółtko 0,10 0,54 0,32 0,12 skorupka 0,10 0,40 0,19 0,10 całość 0,80 2,2 1,5 0,38

31 Wyniki

32

33