Wpływ dojrzewania na kruchość mięsa - hipotezy tenderyzacji. Piotr Domaradzki, Anna Litwińczuk Uniwersytet Przyrodniczy w Lublinie, Wydział Biologii i Hodowli Zwierząt, Katedra Towaroznawstwa i Przetwórstwa Surowców Zwierzęcych Wstęp Po śmierci zwierzęcia w mięśniach zachodzą rozmaite procesy fizykochemiczne w wyniku, których mięśnie tracą swoje funkcje przyżyciowe (zdolność skurczu i rozkurczu) i stają się mięsem o pożądanych cechach sensorycznych i technologicznych [Skrabka- Błotnicka 2007]. W przebiegu endogennych zmian zachodzących po uboju można wyróżnić trzy fazy: pre rigor mortis - przed stężeniem pośmiertnym; rigor mortis - stężenie pośmiertne; post rigor mortis - po stężeniu pośmiertnym. Bezpośrednio po uboju mięso zwierząt rzeźnych nie stanowi pełnowartościowego produktu spożywczego ze względu na szereg cech wyraźnie obniżających jego wartość. Właściwa obróbka termiczna surowca jest utrudniona, mięso jest twarde, gumowate, mało soczyste i ciężko strawne, a jego składniki odżywcze w niedostatecznym stopniu przyswajalne. Dojrzewanie zachodzi podczas przechowywania mięsa po stężeniu pośmiertnym (post rigor mortis) w niskiej temperaturze, wyższej od punktu zamarzania. W mięsie zachodzi wiele złożonych procesów biochemicznych, zmianie ulegają struktury morfologiczne oraz właściwości fizyczne i chemiczne mięsa. Efektem tych przemian jest przede wszystkim wykształcenie pożądanej tekstury, wzbogaceniu ulega profil smakowo-zapachowy (smakowitość i soczystość). Pod pojęciem dojrzewania rozumie się przede wszystkim proces tenderyzacji (poprawy, zwiększenia kruchości) mięsa, który (w opinii przeważającej większości badaczy) jest efektem działania endogennych enzymów mięśniowych, a nie enzymów pochodzenia mikrobiologicznego [Davine 2004, Honikel 2004, Schwägele 1999]. Często niektórzy autorzy terminu kondycjonowanie używają jako synonimu dojrzewania inni natomiast określają jedynie proces przejścia mięśni przez stan rigor mortis [Florek 2009]. W odniesieniu do mięsa kulinarnego, proces ten uznaje się za najbardziej ceniony i pożądany skutek poubojowej proteolizy. 1
Czas trwania dojrzewania, jego przebieg i ostateczny efekt uzależniony jest od wielu czynników: zarówno przedubojowych (np. postępowanie ze zwierzętami do momentu uboju) jak i poubojowych (temperatura w stanie rigor, szybkość glikolizy, końcowe ph oraz temperatura dojrzewania). Istotno rolę odgrywają również czynniki fizjologiczne (m.in. wiek), genetyczne (gatunek, rasa i płeć zwierząt), a także uwarunkowane naturalnymi różnicami między mięśniami, a związane z ich funkcją fizjologiczną i budową (stopień usieciowania tkanki łącznej, aktywność enzymów mięśniowych odpowiedzialnych za proces poubojowego dojrzewania) [Devine 2004, Honikel 2004, Novakofski i Brewer 2006, Watanabe i wsp. 1996]. Kruszenie mięsa wołowego jest procesem długotrwałym, zachodzącym z niejednakową szybkością w różnych mięśniach tej samej tuszy. Określenie optymalnych warunków w jakich powinno odbywać się dojrzewanie a przede wszystkim jego czasu nie jest więc sprawą łatwą. Hipotezy kruszenia mięsa Wzrost kruchości mięsa w procesie dojrzewania jest najbardziej odczuwalną sensorycznie i wymierną instrumentalnie zmianą jakościową surowca [Honikel 2004, Koohmaraie i Geesink 2006, Novakofski i Brewer 2006]. W procesie dojrzewania można wyróżnić dwie fazy (szybką i wolną). W pierwszej fazie wskutek osłabienia struktur miofibryli następuje szybki wzrost kruchości. Kolejna faza (wolna) charakteryzuje się osłabieniem struktur łącznotkankowych, tzn. omięsnej wewnętrznej i śródmięsnej [Takahashi 1996]. Mechanizm przemian zachodzących w mięsie w procesie dojrzewania, prowadzący do wzrostu jego kruchości, jest złożony i nie do końca wyjaśniony. Aktualnie istnieją dwie główne hipotezy tenderyzacji mięsa, które można podzielić na: enzymatyczne i nieenzymatyczne. Teoria enzymatyczna Większość badaczy uważa, że za zmiany zachodzące podczas dojrzewania odpowiedzialne są enzymy wenątrztkankowe, a zmiany te powodują konwersję (przejście) mięśni w mięso. Wśród enzymów odpowiedzialnych za kruszenie mięsa wymienia się: system kalpainowy, enzymy lizosomalne z grupy katepsyn, proteinazy multikatalityczne (MPC) oraz kaspazy (peptydazy cysteinowe). Spośród wyżej wymienionych enzymów w świetle aktualnych badań naukowych za kruszenie mięsa w największym stopniu odpowiadają kalpainy (cysteinowe endopeptydazy), które mają bezpośredni dostęp do 2
miofibryli w komórce [Koohmaraie 1996]. Uważa się, że to głównie białka cytoszkieletowe, które tworzą strukturę włókna mięśniowego są głównymi substratami systemów proteolitycznych - ich rozpad rozluźnia strukturę mięśnia, czyniąc mięso bardziej kruchym. Kalpainy Na proteolityczny system kalpainowy składa się: µ-kalpaina, m-kalpaina (wymagające do aktywacji jonów Ca 2+ ) i kalpastatyna (endogenny inhibitor kapalin, pełniący główną rolę w regulacji sytemu kalpainowego w mięśniach post mortem) [Juszczuk-Kubiak i Rosochacki 2007, Geesink i wsp. 2006]. Optimum aktywności kapalin obserwuje się w ph ok. 7,0 i temperaturze 25 C, natomiast ich aktywność spada przy ph<6,0. Zdaniem Koohmaraie go [1992] stopień inaktywacji proteolitycznej µ-kalpainy zwiększa się wraz ze spadkiem ph i wzrostem temperatury. Badania Huff-Lonergan i wsp. [1996] dowiodły jednak, że oczyszczone miofibryle są degradowane przez µ-kalpainę w temp. 4 C przy ph równym 5,6 z dodatkiem chlorku wapnia. W testach in vitro wykazano, że kalpainy rozkładają troponinę T, desminę i w mniejszym stopniu alfa-aktyninę i tyminę [Kołczak 2000]. Aktywność kalpain modyfikowana jest przez kalpastatynę, endogenny enzym inhibitujący, który ogranicza tylko aktywność kalpain, nie działa na inne proteazy cysteinowe. Kalpastatyna jest również substratem kalpainy. Jednakże powstające w wyniku hydrolizy peptydy mają nadal zdolność hamowania aktywności kapalin [Koohmaraie i Geesink 2006, Nowak 2005]. Aktywność µ-kalpainy zmniejsza się gwałtownie w ciągu pierwszych dni po uboju (po 72 h jej aktywność praktyczne zanika) podobnie dzieje się z aktywnością kalpastatyny, natomiast aktywność m-kalpainy jest stabilna [Koohmaraie 1992]. Uważa się, że µ-kalpaina odpowiada za początek kruszenia, a m-kalpaina i inne proteazy mogą przyczyniać się do dalszej proteolizy w późniejszym okresie dojrzewania [Geesink i wsp. 2006]. Aktywność i poziom kalpain decyduje o tempie i rozmiarze kruszenia. Im wyższa jest aktywność kalpain oraz im wyższy stosunek kalpaina/kalpastatyna, tym bardziej kruche otrzymujemy mięso [Nowak 2005]. Podczas procesu dojrzewania zachodzą zmiany w mikro- i ultrastrukturze włókien mięśniowych. Miofibryle ulegają fragmentacji na mniejsze jednostki strukturalne, złożone z różnej liczby sarkomerów. Podstawowe zmiany strukturalne zachodzą w regionie linii Z i prążka I. Następuje degradacja białek regulacyjnych miofibryli i cytoszkieletowych (stabilizujących układ przestrzenny filamentów): troponiny T, troponiny I, titiny, desminy, dystrofiny, nebuliny, winkuliny, meta-winkuliny Rozkład wymienionych białek strukturalnych prowadzi do pojawienia się w ekstraktach tkanki mięśniowej nowych 3
polipeptydów o masach cząsteczkowych 95 kda i 28-32 kda, które są dobrymi wskaźnikami zaawansowania pośmiertnej proteolizy. Ponadto degradacja desminy skutkuje fragmentacją miofibryli w wyniku zniszczenia poprzecznych połączeń pomiędzy nimi [Koohmaraie 1994, Koohmaraie 1996]. Właściwe białka kurczliwe - miozyna i aktyna - prawie nie ulegają rozkładowi w trakcie procesu dojrzewania w temperaturze chłodniczej [Huff-Lonergan i wsp. 2010, Honikel 2004] nawet po 56 dnaich [Kołczak 2000]. Zdaniem Taylor i wsp. [1995] oraz Pospiecha i Grześ [1997] za wzrost kruchości mięsa w czasie pierwszych 4-6 dni po uboju zwierzęcia (okres największego wzrost kruchości od 65% do 80% zmian) odpowiedzialny jest rozpad kostamerów (struktur filamentów, które łączą miofibryle z sarkolemmą) w wyniku destrukcji białek cytoszkieletowych tworzących te struktury, jak również rozpad innych międzymiofibrylarnych połączeń cytoszkieletowych między sarkolemmą a miofibrylami oraz białek na poziomie linii N 2 (rys.1.). Ponadto wykazano, że linia Z, jakkolwiek ulega degradacji w czasie przechowywania, to zmiany te maja miejsce w późniejszym okresie prawdopodobnie 7 do 10 dni po uboju zwierzęcia [Taylor i wsp. 1995]. Jednym z najważniejszych zjawisk, które występuje w tkance mięśniowej podczas okresu dojrzewania jest łatwość fragmentacji miofibryli na krótkie segmenty (w kontrolowanych warunkach homogenizacji), która nie występuje w tkance tuż po uboju. Zjawisko to wykorzystuje się do określania tzw. Indeksu Fragmentacji Miofibryli (MFI). Wartość MFI jest wysoce skorelowana z kruchością mięsa [Koohmaraie 1994]. 4
Rys. 1. Układ strukturalny włókna mięśniowego [Taylor i wsp. 1995]. Katepsyny Obecnie uważa się, że kruszenie mięsa przy udziale katepsyn jest raczej mało prawdopodobne. Katepsyny maja możliwość rozkładu miozyny, aktyny i alfa-aktyniny, podczas gdy w czasie normalnego dojrzewania tylko niewielka ilość tych białek jest degradowana [Devine 2004, Honikel 2004, Koohmaraie 1996]. Ponadto umieszczone są one w lizosomach i nie ma dowodu na to, że po śmierci zwierzęcia następuje ich uwolnienie i przechodzenie do cytoplazmy. Panuje również przekonanie, że katepsyny są tak silnie związane w lizosomach, że nawet elektryczna stymulacja nie uwalnia ich z lizosomów i w związku z tym nie odgrywają większej roli w procesie tenderyzacji mięsa [Koohmaraie 1994, 1996]. Niemniej jednak wśród niektórych badaczy pojawia się odmienne stanowisko. Zdaniem Pospiecha i wsp. [2003] rola katepsyn w procesach proteolizy białek w szczególnych przypadkach (zakwaszenie mięsa, dłuższe jego składowanie) może być istotna. Innym systemem mogącym teoretycznie odpowiadać za kruszenie mięsa jest multikatalityczny kompleks proteolityczny (MPC). Jednak kompleks ten działa na białka, 5
których produktów ich rozkładu nie stwierdza się podczas dojrzewania. W związku z tym enzymów tych nie uznaje się za przyczyniające się do tenderyzacji mięsa [Koohmaraie 1996]. Apoptoza Najnowszym obecnie kierunkiem w badaniach próbujących wyjaśnić zmiany zachodzące w mięśniach po uboju jest hipoteza dotycząca programowalnej śmierci komórki [Florek i Litwińczuk 2011]. Programowana śmierć komórek (apoptoza, apo - odległość, ptosis - wypadnięcie) jest fizjologicznym mechanizmem naturalnie występującym w żywych organizmach, zapewniającym ich selektywną eliminację. Proces ten usuwa nadmierne (zbyteczne), zużyte, uszkodzone lub potencjalnie niebezpieczne komórki organizmu bez uszkodzenia komórek sąsiednich [Fidzianska i wsp. 1991]. Zdaniem Ouali i wsp. [2006] z podobnym zjawiskiem mamy do czynienia po uboju i wykrwawieniu zwierząt rzeźnych, gdzie wszystkie komórki i tkanki są nieodwracalnie pozbawione substancji odżywczych i tlenu. W tych bardzo szkodliwych warunkach środowiska, komórki mięśniowe nie mają innego wyjścia, jak tylko zapoczątkować kierunek samobójstwa (zainicjować proces apoptozy). Wszystkie peptydazy biorące udział w apoptozie określa się jako kaspazy (caspases). Do tej pory zostało zidentyfikowanych 14 kaspaz, przy czym niektóre z nich są charakterystyczne dla poszczególnych gatunków zwierząt, ale nie ma wątpliwości, że istnieją jeszcze inne niezidentyfikowane enzymy należące do tej rodziny. Kaspazy są obojętnymi peptydazami cysteinowymi, a ich aktywność jest uzależniona od zakwaszenia mięśni w podobnym stopniu do kalpain i proteasomów. Również jony wapnia podobnie jak przy aktywacji kalpain są niezbędnym i istotnym efektorem uruchomienia i kontroli apoptozy [Orreniusi i wsp. 2003, Ouali i wsp. 2006, Szabadkai i wsp. 2004]. Zdaniem Kempa i wsp. [2010] kaspazy mają zdolność do degradowania jak również do inaaktwyacji kalpastatyny. Według Ouali i wsp. [2006] rozpatrując tenderyzację mięsa, w kontekście wprowadzenia zaprogramowanej śmierci komórkowej pierwszymi aktywnymi peptydazami po wykrwawieniu zwierząt byłyby niewątpliwie kaspazy. Peptydazy te, bowiem specjalizują się w niszczeniu komórek i prawdopodobnie jako pierwsze degradują kluczowe białka utrzymujące złożoną strukturę przestrzenną miofibryli w komórkach mięśniowych oraz prawdopodobnie ułatwiają działania innych wewnątrzkomórkowych systemów proteolitycznych (odpowiedzialnych za dalszą hydrolizę składników komórkowych i organelli), włączając w to np. katepsyny, kalpainy, proteasomy i inne. Wspomniani wcześniej autorzy zauważają jednak, że stopień uszkodzenia komórek z powodu zmian warunków 6
fizykochemicznych (ph, siła jonowa, niska dostępność energii, itp.) zachodzących w mięśniach zwierząt po wykrwawieniu, będzie mniej rozległy w porównaniu do zmian apoptycznych zachodzących w warunkach in vivo. Apoptoza i jej potencjalny związek z innymi hipotezami dotyczącymi tenderyzacji tkanki mięśniowej jest całkowicie nowym spojrzeniem na proces kruszenia mięsa (konwersji mięśni w mięso). W związku z powyższym wymagane są dalsze szczegółowe badania odnośnie tej teorii. Metaloproteinazy Oprócz wyżej wymienionych systemów enzymatycznych wpływających na tenderyzację mięsa zalicza się także enzymy zwane metaloproteinazami, m.in. kolagenazy, żelatynazy, stromielizyny [Pisula i Pospiech, 2011]. Odpowiedzialne są one za degradacje struktur śródmięśniowej tkanki łącznej (kolagenu, laminy, fibronektyny, elastyny i proteoglikanów), jednak ich aktywność wzrasta w późniejszym okresie dojrzewania poubojowego. Teoria wapniowa W latach 90 ubiegłego wieku Takahashi wysunął tzw. wapniową teorię kruszenia mięsa, która w opinii wielu badaczy jest mniej prawdopodobna, w porównaniu z teorią enzymatyczną. Teoria wapniowa zakłada, że degradacja białek cytoszkieletowych i kruszenie mięsa zachodzi bez udziału proteaz w wyniku działania jonów wapnia, które powodują: osłabienie struktury miofibryli i filamentów pośrednich przez uwolnienie fosfolipidów z matrycy linii Z, zmiany w filamentach konektyny, nebuliny i desminy oraz prawdopodobnie osłabienie endomysium i perimysium błon łącznotkankowych otaczających miofibryle i włókno mięśniowe [Takahashi 1996]. Podsumowanie Kruszenie mięsa jest procesem długotrwałym, szczególnie w odniesieniu do wołowiny. Uzyskanie zadowalającej kruchości wołowiny kulinarnej wymaga kondycjonowania w temperaturze chłodniczej przez 10-14 dni, cielęciny i baraniny 4-7 dni, wieprzowiny 3-5 dni a mięsa drobiowego 0,5-1dnia [Honikel 2004, Koohmaraie i Geesink 2006, Litwińczuk i wsp. 2004, Schwägele 1999]. Według Takahashiego [1996] mięsień semitendinosus przechowywany w temperaturze 4 C osiąga optymalną kruchość: u bydła w 12 dniu, u świń w 5 dniu, a u kurcząt w 2 dniu po uboju. 7
Zdaniem Koohmaraie i wsp. [2002] poubojowa proteoliza, którą można obserwować już bezpośrednio po uboju jest odbiciem procesów jakie zachodziły za życia zwierzęcia, szczególnie w zakresie intensywności jej przebiegu. Sugestie te są zbieżne z doniesieniem Pospiecha i wsp. [2003], którzy podają, że wolniejsze procesy metabolizmu białek za życia skutkują powolniejszym ich rozkładem po uboju. Jako przykład podają proces dojrzewania mięsa z dzika, który zachodzi nawet dłużej niż w przypadku bydła. Biorąc jednak pod uwagę, że 70-80 kg dzik uzyskuje tę masę dopiero po 3-4 latach, można wnioskować, że aparat enzymatyczny jego mięśni jest wolniejszy od będącego w mięsie normalnej świni czy nawet bydła. Obecnie coraz większą uwagę poświęca się hodowli zwierząt w warunkach żywienia ekstensywnego podkreślając jego ekologiczny aspekt. Jednak tak utrzymywane zwierzęta osiągają masę ubojową po dłuższym czasie w porównaniu do opasanych intensywnie co budzi obawy, że wiek zwierzęcia negatywnie wpłynie na jakość mięsa w tym przede wszystkim na jego kruchość [Pisula i wsp. 2007]. Porównując mięso pochodzące od zwierząt hodowanych w warunkach intensywnych i ekstensywnych nie stwierdzono istotnych różnic w zakresie tej cechy. Zdaniem Razminowicz i wsp. [2006] proces dojrzewania jest istotnym zabiegiem technologicznym, który niweluje te różnice. Tylko mięso, w którym osiągnięto optymalną końcową kruchość powinno być przekazywane do dystrybucji jako surowiec kulinarny. Literatura 1. Devine C.E. 2004. Ageing. In W.K. Jensen, C. Devine, M. Dikeman (eds.), Encyclopedia of Meat Sciences, Amsterdam, London, Elsevier Academic Press, 330-338. 2. Fidzianska A., Kaminska A., Glinka Z. 1991. Muscle cell death. Ultrastructural differences between muscle cell necrosis and apoptosis. Neuropatologia Polska, 29, 19-28. 3. Florek M. 2009. Wpływ wybranych czynników na wartość rzeźną cieląt, właściwości fizykochemiczne mięsa i jego wartość odżywczą. Rozpr. hab. 337, Wyd. UP w Lublinie 4. Florek M. Litwinczuk Z. 2011 Konwersja mięśni do mięsa - znaczenie apoptozy Medycyna Weterynaryjna, 8 (67), 531-535. 5. Geesink G.H., Kuchay S., Chishti A.H., Koohmaraie M. 2006. l-calpain is essential for postmortem proteolysis of muscle proteins. J. Animal Sci., 84, 2834-2840. 6. Honikel K.O. 2004.Vom Fleisch zum Produkt. Fleischwirtschaft 5, 228-234. 7. Huff Lonergan E., Zhang W., Lonergan S.M., 2010. Biochemistry of postmortem muscle - Lessons on mechanisms of meat tenderization. Meat Sci., 86, 184-195. 8. Huff-Lonergan E., Mitsuhashi T., Beekman D.D., Parrish F.C.,Jr., Olson D.G., Robson R.M. 1996. Proteolysis of specific muscle structural proteins by µ-calpain at low ph and temperature is similar to degradation in post mortem Bovine Muscle. J. Anim. Sci., 74, 993-1008. 9. Juszczuk-Kubiak E., Rosochacki S. 2007. Geny warunkujące jakość mięsa u bydła proteoliza w mięśniach a kruchość wołowiny. Prz. Hod., 12, 4-6. 8
10. Kemp C.M., Sensky P.L., Bardsley R.G., Buttery P.J. Parr T. 2010. Tenderness - An enzymatic view. Meat Sci., 84, 248-256. 11. Kołczak T., 2000. Wpływ czynników poubojowych na kruchość wołowiny. Gosp. Mięs. 5, 28-31. 12. Koohmaraie M. 1992. Effect of ph, Temperature, and inhibitors on autolysis and catalytic activity of bovine skeletal muscle m-calpain. J. Anim. Sci., 70, 3071-3080. 13. Koohmaraie M. 1994. Muscle proteinases and meat aging. Meat Science, 36, 93-104. 14. Koohmaraie M. 1996. Biochemical factors regulating the toughening and tenderization processes of meat. Meat Sci., 43(S), 193-201. 15. Koohmaraie M., Geesink G.H. 2006. Contribution of postmortem muscle biochemistry to the delivery of consistent meat quality with particular focus on the calpain system. Meat Sci., 74, 34 43. 16. Koohmaraie M., Kent M.P., Shackelford S.D., Veiseth E., Wheeler T.L. 2002. Meat tenderness and muscle growth: is there any relationship? Meat Sci., 62, 345-352. 17. Novakofski J., Brewer M.S. 2006. The paradox of toughening during the aging of tender steaks. J. Food Sci., 71, 473 479. 18. Nowak M., 2005. Rola kalpain w procesie kruszenia mięsa. Żywność. Nauka. Technologia. Jakość., 1(42), 5-17. 19. Orrenius S., Zhivotovsky B., Nicotera P. 2003. Regulation of cell death: the calciumapoptosis link. Nat. Rev. Mol. Cell Bio., 4, 552-565. 20. Ouali A., Herrera-Mendeza C.H., Coulisa G., Becilab S., Boudjellalb A., Aubrya L., Sentandreu M.A. 2006. Revisiting the conversion of muscle into meat and the underlying mechanisms. Meat Sci., 74, 44-58. 21. Pisula A., Pospiech E., 2011. Mięso Podstawy nauki i technologii. Wydawnictwo SGGW, Warszawa. 22. Pisula A., Tyburcy A., Dasiewicz K. 2007. Czynniki decydujące o jakości mięsa wołowego. Gosp. Mięs., 1, 4-11. 23. Pospiech E., Grześ B. 1997. Białka cytoszkieletowe i ich rola w kształtowaniu jakości mięsa. Gospodarka Mięsna, 8, 28-33. 24. Pospiech E., Grześ B., Łyczyński A., Borzuta K., Szalata M., Mikołajczak B., Iwańska E. 2003. Białka mięśniowe, ich przemiany a kruchość mięsa. Mięso i Wędliny, 1, 26-33. 25. Razminowicz R.H., Kreuzer M., Scheeder M.R.L. 2006. Quality of retail beef from two grass-based production systems in comparison with conventional beef. Meat Sci., 73, 351-361. 26. Schwägele F. 1999. Kühlung, Kühllagerung und Fleischreifung. Fleischwirtschaft, 6, 103-106. 27. Skrabka-Błotnicka T. 2007. Technologia żywności pochodzenia zwierzęcego. Wydawnictwo Akademii Ekonomicznej im. Oskara Langego we Wrocławiu, Wrocław. 28. Szabadkai G., Rizzuto R. 2004. Participation of endoplasmic reticulum and mitochondrial calcium handling in apoptosis: more than just neighbourhood. FEBS Lett., 567, 111-115. 29. Takahashi K.: 1996. Structural weakening of skeletal muscle tissue during post-mortem ageing of meat: the non-enzymatic mechanism of meat tenderization. Meat Sci., 43(S), 67-80. 30. Taylor R.G., Geesing G.H., Thompson V.F., Koohmaraie M., Goll D.E.: 1995. Is Z-disk degradation responsible for post mortem tenderization? J. Animal Sci., 73, 1351-1367. 31. Watanabe A., Daly C.C., Devine C.E. 1996. The effects of the ultimate ph of meat on tenderness changes during ageing. Meat Sci., 42, 67-78. 9