69 POSTÊPY BIOLOGII KOMÓRKI TOM 36, 2009 SUPLEMENT NR 25 (69 83) LIPOKSYGENAZA W KOMÓRKACH ROŒLINNYCH - BUDOWA I FUNKCJA LIPOXYGENASE IN PLANT CELLS - STRUCTURE AND FUNCTION Aleksandra SETA, Ewa SKÓRZYÑSKA-POLIT, Ewa SZCZUKA, Irena GIE WANOWSKA Zak³ad Anatomii i Cytologii Roœlin, Instytut Biologii UMCS, Lublin Streszczenie: Lipoksygenazy to enzymy szeroko rozpowszechnione zarówno w œwiecie roœlin jak i zwierz¹t. Enzymy te katalizuj¹ reakcje utleniania LIPOKSYGENAZA W KOMÓRKACH ROŒLINNYCH wielonienasyconych kwasów t³uszczowych zawieraj¹cych uk³ad wi¹zañ (1Z,4Z) pentadienowych. W artykule BUDOWA omówiono I budowê FUNKCJA i funkcje lipoksygenaz roœlinnych. Opisano równie biochemiczne i molekularne w³aœciwoœci lipoksygenaz ³¹cznie z reakcjami, LIPOXYGENASE które zachodz¹ IN PLANT z udzia³em CELLS enzymu STRUCTURE w komórkach AND FUNCTION roœlinnych. Uwzglêdniono g³ówne i poboczne szlaki przemian wodoronadtlenków kwasów t³uszczowych. Aleksandra Poza omówieniem SETA, Ewa fizjologicznej SKÓRZYÑSKA-POLIT, roli lipoksygenaz Ewa u SZCZUKA, roœlin, opisano rolê roœlinnych lipoksygenaz w technologii Irena GIE WANOWSKA ywnoœci i przemyœle. S³owa kluczowe: lipoksygenaza, komórki roœlinne, struktura lipoksygenazy, funkcje lipoksygenazy, Zak³ad Anatomii i Cytologii Roœlin, Instytut Biologii UMCS, Lublin Summary: Lipoxygenases are enzymes widely spread in the animal and plant kingdoms. Streszczenie: These Lipoksygenazy enzymes to enzymy catalyze szeroko dioxygenation rozpowszechnione of the zarówno long chain w œwiecie of fatty roœlin, acids, jak i which zwierz¹t. contain Enzymy te a katalizuj¹ cis, cis-1,4-pentadiene reakcje utleniania wielonienasyconych structure. In this kwasów article t³uszczowych the strucure zawieraj¹cych uk³ad wi¹zañ (1Z,4Z) pentadienowych. W artykule omówiono budowê i funkcje lipoksygenaz and functions of plant lipoxygenases are discussed. There are also described biochemical roœlinnych. Opisano równie biochemiczne i molekularne w³aœciwoœci lipoksygenaz ³¹cznie z reakcjami, and które molecular zachodz¹ z udzia³em properties enzymu of lipoxygenases w komórkach roœlinnych. including Uwzglêdniono reactions, which g³ówne proceeded i poboczne szlaki with participation przemian wodoronadtlenków of the enzyme kwasów in t³uszczowych. plant cells. Poza Into omówieniem account were fizjologicznej taken main roli lipoksygenaz and side pathways u roœlin, opisano of metabolism rolê roœlinnych of lipoksygenaz lipid hydroperoxy w technologii fatty ywnoœci acid. Beyond i przemyœle. the discussion of the S³owa physiological kluczowe: lipoksygenaza, function of komórki lipoxygenases roœlinne, struktura in plants, lipoksygenaz, the role funkcje of plant lipoksygenaz. lipoxygenases in food technology and industry is described. Summary: Lipoxygenases are enzymes widely spread in the animal and plant kingdoms. These enzymes catalyze Key dioxygenation words: lipoxygenases, of the long chain plant of fatty cells, acids, structure which contain of a lipoxygenases, cis, cis-1,4-pentadiene function structure. of lipoxygenases In this article the structure and functions of plant lipoxygenases are discussed. There are also described biochemical WSTÊPand molecular properties of lipoxygenases including reactions, which proceeded with participation of the enzyme in plant cells. Into account were taken main and side pathways of metabolism of Lipoksygenaza jest enzymem znanym od pocz¹tku lat trzydziestych XX wieku. lipid hydroperoxy fatty acid. Beyond the discussion of the physiological function of lipoxygenases in Po plants, raz the pierwszy role of plant obecnoœæ lipoxygenases lipoksygenazy in food technology u roœlin and industry zosta³a is stwierdzona described. przez André i Hou w 1932 roku [3]. W 1947 roku Theorell wraz ze wspó³pracownikami [71] Key words: lipoxygenases, plant cells, structure of lipoxygenases, function of lipoxygenases. wyizolowali i oczyœcili lipoksygenazê z nasion soi, jednak nie uda³o im siê wykazaæ obecnoœci adnego metalu lub grupy prostetycznej w centrum aktywnym enzymu. Dopiero po 26 latach Chan [14] wykaza³, WSTÊP e na cz¹steczkê enzymu przypada jeden niehemowy atom elaza. Jeszcze w latach 60. s¹dzono, e enzym ten znajduje siê tylko w nasionach roœlin str¹czkowych i niektórych zbó [21]. Od tamtego czasu obecnoœæ Lipoksygenaza LOX stwierdzono jest enzymem u ró nych znanym roœlin, od pocz¹tku poznano lat trzydziestych sekwencje wielu XX wieku. genów koduj¹cych Po raz pierwszy LOX, obecnoœæ zaproponowano lipoksygenazy te ró ne u roœlin modele zosta³a katalizy stwierdzona jak i opisano przez funkcje, André jakie i Hou pe³ni¹ w 1932 lipoksygenazy roku [3]. W w 1947 komórkach roku Theorell roœlinnych. wraz ze wspó³pracownikami [71] wyizolowali W AŒCIWOŒCI, i oczyœcili lipoksygenazê BUDOWA z I nasion WYSTÊPOWANIE soi, jednak nie uda³o ROŒLINNYCH im siê wykazaæ obecnoœci LIPOKSYGENAZ adnego metalu lub grupy prostetycznej w centrum aktywnym enzymu. Dopiero Lipoksygenazy po 26 latach nale ¹ Chan [14] do grupy wykaza³, enzymów e na cz¹steczkê zwanych enzymu dioksygenazami przypada jeden lub transferazami tlenowymi, które katalizuj¹ reakcje utleniania wielonienasyconych kwasów t³uszczowych zawieraj¹cych uk³ad wi¹zañ (1Z, 4Z) pentadienowych (ryc. 1.). Enzymy te s¹ szeroko rozpowszechnione zarówno w œwiecie roœlin jak i zwierz¹t. Obecnoœæ lipoksygenazy wykazano w komórkach ni szych eukariotów

70 A. SETA, E. SKÓRZYÑSKA-POLIT, E. SZCZUKA, I. GIE WANOWSKA niehemowy atom elaza. Jeszcze w latach 60. s¹dzono, e enzym ten znajduje siê tylko w nasionach roœlin str¹czkowych i niektórych zbó [21]. Od tamtego czasu obecnoœæ LOX stwierdzono u ró nych roœlin, poznano sekwencje wielu genów koduj¹cych LOX, zaproponowano te ró ne modele katalizy, jak i opisano funkcje, jakie pe³ni¹ lipoksygenazy w komórkach roœlinnych. W AŒCIWOŒCI, BUDOWA I WYSTÊPOWANIE ROŒLINNYCH LIPOKSYGENAZ Lipoksygenazy nale ¹ do grupy enzymów zwanych dioksygenazami lub transferazami tlenowymi, które katalizuj¹ reakcje utleniania wielonienasyconych kwasów t³uszczowych zawieraj¹cych uk³ad wi¹zañ (1Z, 4Z) pentadienowych (ryc. 1). Enzymy te s¹ szeroko rozpowszechnione zarówno w œwiecie roœlin, jak i zwierz¹t. Obecnoœæ lipoksygenazy wykazano w komórkach ni szych eukariotów, takich jak: dro d e piekarnicze [59], algi [80] i grzyby [31] oraz u niektórych organizmów prokariotycznych cyjanobakterii [6]. Ponadto aktywnoœæ LOX zosta³a opisana u mchów [69], a tak e u ponad 60 gatunków roœlin wy szych [75]. Lipoksygenaza jest równie kluczowym enzymem bior¹cym udzia³ w biosyntezie leukotrienów i lipoksyn u ssaków [60]. Roœlinne lipoksygenazy s¹ wszechstronnymi, wielofunkcyjnymi enzymami, katalizuj¹cymi przynajmniej trzy typy reakcji: regio- i stereospecyficzn¹ dioksygenacjê substratów lipidowych (aktywnoœæ dioksygenazy) [28], drugorzêdow¹ konwersjê wodoronadtlenków lipidów (aktywnoœæ hydroksyperoksydazy) [41] oraz tworzenie epoksyleukotrienów (aktywnoœæ syntazy leukotrienów) [65]. Niemniej, w warunkach fizjologicznych przewa a pierwszy typ reakcji. Substratami dla LOX u roœlin s¹ kwasy linolowy (C18:2) i linolenowy (C18:3). Wiêkszoœæ roœlinnych lipoksygenaz preferuje wolne kwasy t³uszczowe [66], wyj¹tek stanowi¹ dwa enzymy: LOX-1 z nasion soi i LOX z korzeni ogórka, które wykazuj¹ du e powinowactwo wzglêdem zwi¹zanych kwasów t³uszczowych [9,45]. Produktami katalizowanych reakcji s¹ wodoronadtlenki kwasów t³uszczowych. W zale noœci od miejsca wbudowania cz¹steczki tlenu powstaj¹ 9- i 13- wodoronadtlenki (kwasy (10E,12Z)-9-hydroperoksy-10,12-oktadekadienowy 9-HPOD i (9Z,11E)-13-hydroperoksy-9,11-oktadekadienowy 13-HPOD z kwasu linolowego oraz kwasy (10E,12Z,15Z)-9-hydroperoksy-10,12,15-oktadekatrienowy 9-HPOT i (9Z,11E,15Z)-13- hydroperoksy-9,12,15-oktadekatrienowy 13-HPOT z kwasu linolenowego), nastêpuje równie przekszta³cenie s¹siaduj¹cego wi¹zania cis w trans [66]. Najwczeœniej odkryt¹ i najlepiej poznan¹ spoœród roœlinnych lipoksygenaz jest LOX-1 z nasion soi. Lipoksygenaza 1 to pojedynczy polipeptyd zbudowany z RYCINA 1. Schemat reakcji katalizowanej przez lipoksygenazê: R1, R2 reszty acylowe FIGURE 1. Scheme of the reaction catalysed by lipoxygenase: R1, R2 acyl groups 839 aminokwasów, maj¹cy budowê dwudomenow¹ (ryc. 2). Mniejsza N-koñcowa dome-

71 na I sk³ada siê z oœmiu antyrównoleg³ych struktur b. Zlokalizowana jest przy jednym koñcu domeny II, zaginaj¹c siê w pobli u proponowanego miejsca wejœcia substratu [55]. Prawdopodobnie domena ta pe³ni funkcje regulacyjne przy wi¹zaniu, transporcie i uwalnianiu substratów oraz produktów [47]. Domena II zbudowana jest w wiêkszoœci z a-helis i stanowi ok. 75% ca³ej cz¹steczki. W obrêbie tej domeny znajduje siê centrum katalityczne enzymu i zachodzi w³aœciwa reakcja dioksygenacji [72]. Cz¹steczka lipoksygenazy ma dwie kieszenie w domenie II (ryc. 2). Pierwszy otwór ma kszta³t lejka zwróconego do His-499, His-504 i His-690 i tworzy hydrofobowy tunel, który staje siê w koñcowym odcinku bardzo w¹ski. Prawdopodobnie jest to œcie ka, któr¹ porusza siê cz¹steczka tlenu. Druga szczelina zwrócona jest do C-terminalnej izoleucyny, His-499 i His-690. Jest d³u sza i szersza w stosunku do kieszeni I, sk³ada siê z hydrofobowych lub neutralnych aminokwasów. Struktura ta to prawdopodobnie kieszeñ wi¹ ¹ca substrat [8]. Lipoksygenazy to metaloproteiny zawieraj¹ce w centrum aktywnym zwi¹zany niehemowo atom elaza [14]. Jedynym znanym przyk³adem enzymu o znacz¹cej homologii z lipoksygenazami, ale maj¹cym w centrum aktywnym mangan a nie elazo jest lipoksygenaza manganowa u grzyba Gaumannomyces graminis [70]. W wi¹zaniu metalu uczestniczy szeœæ ligandów: trzy konserwatywne histydyny (His-499, His-504, His-690) z bogatego w histydyny regionu cz¹steczki, C-koñcowa izoleucyna oraz atom tlenu cz¹steczki wody, szóstym potencjalnym ligandem jest atom tlenu asparaginy (Asn-694) [8]. Na podstawie strukturalnego podobieñstwa bia³ek Shibata i in. [64] zaproponowali podzia³ genów roœlinnych lipoksygenaz na dwie rodziny. Zgodnie z zaleceniami Komisji do Spraw Nomenklatury Genów Roœlinnych Miêdzynarodowego Towarzystwa Biologii Molekularnej Roœlin pierwsz¹ rodzinê genów nazwano Lox1, drug¹ Lox2. Do rodziny Lox1 nale y wiêkszoœæ genów poznanych lipoksygenaz roœlinnych. Cech¹ charakterystyczn¹ produktów genów z tej grupy jest brak peptydu sygnalnego w czêœci N-terminalnej. W rodzinie Lox2 znajduj¹ siê geny koduj¹ce enzymy maj¹ce peptyd tranzytowy odpowiedzialny za transport tych bia³ek do chloroplastów. Enzym tego typu wyizolowany z ry u wprowadza cz¹steczkê tlenu w pozycjê C-13 kwasu linolenowego, który w du ej iloœci wystêpuje w chloroplastach, g³ównie w b³onach tylakoidalnych. Szczególn¹ cech¹ tego enzymu jest jego aktywnoœæ tylko w kwaœnym œrodowisku, w odró nieniu od innych lipoksygenaz roœlinnych, które wykazuj¹ zwykle szeroki zakres tolerancji ph [63]. MECHANIZM REAKCJI Pierwszy model cyklu katalitycznego lipoksygenazy zaproponowa³ de Groot ze wspó³pracownikami w 1975 roku [16] (ryc. 3). Zgodnie z tym schematem katalitycznie nieaktywna lipoksygenaza (zawieraj¹ca Fe 2+ ) wymaga obecnoœci wodoronadtlenków kwasów t³uszczowych w celu aktywacji, polegaj¹cej na utlenieniu elaza w centrum aktywnym. Wodoronadtlenki te powstaj¹ w wyniku autooksydacji lub mog¹ byæ produktem dzia³alnoœci ma³ej iloœci aktywnej lipoksygenazy.

72 A. SETA, E. SKÓRZYÑSKA-POLIT, E. SZCZUKA, I. GIE WANOWSKA RYCINA 2. LOX-1 struktura trzeciorzêdowa [42, zmienione] FIGURE 2. LOX-1, a three-dimensional structure [42, modified] RYCINA 3. Aerobowy i anaerobowy cykl katalityczny lipoksygenazy [16, zmienione] FIGURE 3. Aerobic and anaerobic cycle of lipoxygenase [16, modified]

73 Po fazie inicjacji (A), w której powstaj¹cy produkt jest wykorzystywany do aktywacji kolejnych cz¹steczek enzymu, nastêpuje w³aœciwa reakcja produkcji wodoronadtlenków. W pierwszym etapie dochodzi do usuniêcia z substratu atomu wodoru pro-s z grupy metylenowej po³o onej miêdzy wi¹zaniami podwójnymi (B). W wyniku tej reakcji dochodzi do powstania rodnika kwasu t³uszczowego oraz redukcji elaza w centrum aktywnym enzymu. W przypadku braku tlenu, w anaerobowym cyklu, rodnik oddysocjowuje od enzymu (F) i staje siê substratem dla reakcji wolnorodnikowych. W obecnoœci tlenu nie dochodzi do dysocjacji kompleksu enzym rodnik. W wyniku przy³¹czenia tlenu powstaje rodnik nadtlenkowy kwasu t³uszczowego (C), który jest nastêpnie transformowany przez enzym do anionu nadtlenkowego, przy jednoczesnym utlenieniu elaza w centrum aktywnym enzymu (D). Powsta³y anion reaguje z jonem wodoru, tworzy siê wodoronadtlenek kwasu t³uszczowego, który oddysocjowuje od enzymu (E). Po cyklu katalitycznym enzym jest gotowy do kolejnej reakcji. Zaproponowany przez de Groota schemat reakcji zosta³ potwierdzony póÿniejszymi badaniami [61] i zaakceptowany przez szerokie grono uczonych. SZLAKI PRZEMIAN WODORONADTLENKÓW KWASÓW T USZCZOWYCH Wodoronadtlenki kwasów t³uszczowych s¹ potencjalnie niebezpieczne i powinny byæ szybko metabolizowane. Dotychczas opisano cztery g³ówne i trzy poboczne szlaki przemian wodoronadtlenków nienasyconych kwasów t³uszczowych. W pierwszym szlaku uczestniczy liaza wodoronadtlenkowa (HPL). U wiêkszoœci przebadanych roœlin HPL wystêpuje jako enzym b³onowy, w liœciach herbaty [34] i szpinaku [76] zlokalizowana jest w b³onach tylakoidalnych chloroplastów, a tylko w jednym przypadku wystêpuje jako wolne rozpuszczone w cytoplazmie bia³ko [74]. Enzym ten katalizuje ciêcie hydroperoksykwasu w s¹siedztwie wêgla z grup¹ wodoronadtlenkow¹, w wyniku czego powstaj¹ z 13-HPOT szeœciowêglowe aldehydy i dwunastowêglowe aldokwasy, natomiast z 9-HPOT dziewiêciowêglowe aldehydy i dziewiêciowêglowe aldokwasy. Pierwszorzêdne produkty katalizy ulegaj¹ nastêpnie izomeryzacji, redukcji przez dehydrogenazê alkoholow¹ lub utlenianiu [26] (ryc. 4). Drugim szlakiem, jakiemu mog¹ podlegaæ wodoronadtlenki kwasów t³uszczowych, jest szlak syntazy tlenku allenowego (AOS; EC 4.2.1.92) (ryc. 5). W wyniku reakcji katalizowanej przez AOS dochodzi do powstania niestabilnych tlenków allenowych, które mog¹ ulegaæ spontanicznej hydrolizie do a- i g-ketoli [32] lub s¹ przekszta³cane przez enzym cyklazê tlenku allenowego (AOC; EC 5.3.99.6) do kwasu (9S,13S)-12-okso-10,15(Z) fitodienowego [30]. Cykliczny kwas 12-oksofitodienowy ulega zale nej od NADPH redukcji oraz trzem kolejnym b-oksydacjom tworz¹c kwas 7-izo-jasmonowy prekursor kwasu jasmonowego [77]. Biologiczna aktywnoœæ zwi¹zków z rodziny kwasu jasmonowego jest bardzo rozleg³a. Kwas jasmonowy jest znanym promotorem starzenia siê komórek. Wspólnie ze swoim estrem metylowym hamuje wzrost tkanek roœlinnych, ogranicza respiracjê, stymuluje

74 A. SETA, E. SKÓRZYÑSKA-POLIT, E. SZCZUKA, I. GIE WANOWSKA RYCINA 4. Metabolizm 9(S)-HPOT i 13(S)-HPOT z udzia³em liazy wodoronadtlenkowej (HPL) [26, zmienione ] FIGURE 4. Metabolism of 9(S)-HPOT and 13(S)-HPOT with hydroperoxide lyase (HPL) [26, modified] gromadzenie bia³ek zapasowych, opadanie liœci, wzrost opornoœci szparkowej oraz degradacjê chlorofilu. Mo e równie wp³ywaæ na degradacjê bia³ek m.in. RuBisCo oraz na syntezê wtórnych metabolitów, takich jak: flawonoidy, alkaloidy, antocyjany. Wykazano, i ester metylowy kwasu jasmonowego indukuje ekspresjê inhibitorów proteinaz w liœciach tytoniu [17], ponadto mo e funkcjonowaæ jako cz¹steczka sygnalna nie tylko w obrêbie jednej roœliny, ale tak e pomiêdzy roœlinami [66]. W szlaku syntazy eteru dwuwinylowego (DES) dochodzi do powstawania niezwyk³ych oksylipin maj¹cych w ³añcuchu wodorowêglowym atom tlenu. Po raz pierwszy opisanymi eterami dwuwinylowymi by³y kwasy kolnelinowy i kolneleninowy wyizolowane z bulw ziemniaka [22]. Oksylipiny tego typu odkryto równie w algach Laminaria sinclairii [54] i Polyneura latissima [37] oraz w czosnku [25]. Obecnoœæ syntazy eteru dwuwinylowego, efektywnie katalizuj¹cej powstawanie kwasów kolnelinowego i kolneleninowego, wykazano tak e w tkankach korzenia pomidora [12]. Wykazano, e kwas kolnelinowy jest potencjalnym inhibitorem 9-LOX [15], a kwas eterolowy z czosnku hamuje aktywnoœæ 13-LOX. Niektóre etery dwuwinylowe wykazuj¹ dzia³anie grzybobójcze i przeciwwirusowe. AOS, HPL i DES nale ¹ do podrodziny CYP74, która stanowi czêœæ bia³ek rodziny cytochromu P450. Scharakteryzowano te szlak przemian wodoronadtlenków kwasów t³uszczowych z udzia³em peroksydazy (POX). POX jest hemoprotein¹, która wykorzystuje wodoronadtlenki kwasów t³uszczowych jako donory tlenu dla wewn¹trzcz¹steczkowych i miêdzycz¹steczkowych reakcji epoksydacji wi¹zañ podwójnych [33] (ryc. 6).

75 RYCINA 5. Szlak przemian wodoronadtlenków kwasów t³uszczowych z udzia³em AOS na przyk³adzie 13(S)-HPOT [26, zmienione] FIGURE 5. The metabolic pathway of fatty acids hydroperoxide with AOS, illustrated with an example of 13(S)-HPOT [26, modified] Epoksykwasy t³uszczowe stanowi¹ substrat dla obecnej u wielu roœlin hydrolazy epoksydów. W wyniku enzymatycznej hydrolizy kwasów koronarowego i wernolowego powstaj¹ toksyczne diole [48]. Epoksydy, diole oraz ich pochodne w-hydroksylowe stanowi¹ monomery kutyny. Podczas interakcji roœlina patogen zwi¹zki te uwalniane s¹ przez kutynazê i mog¹ uczestniczyæ w odpowiedzi obronnej. Oprócz tych czterech g³ównych i doœæ dobrze scharakteryzowanych szlaków wystêpuj¹ jeszcze trzy mniej poznane szlaki metabolizmu wodoronadtlenków kwasów t³uszczowych. W warunkach niskiej zawartoœci tlenu lipoksygenaza mo e katalizowaæ ciêcie wi¹zania miêdzy tlenami, co prowadzi do powstania alkoksy rodników, które mog¹ ulegaæ rearan acji do ketodienów [41]. Wykazano obecnoœæ takich endogennych zwi¹zków, ale ich fizjologiczna rola nie zosta³a wyjaœniona. Lipoksygenaza mo e równie katalizowaæ podwójn¹ dioksygenacjê substratów lipidowych [7].

76 A. SETA, E. SKÓRZYÑSKA-POLIT, E. SZCZUKA, I. GIE WANOWSKA RYCINA 6. Szlak peroksydazy (POX): ROOH wodoronadtlenek kwasu t³uszczowego, ROH wodorotlenek kwasu t³uszczowego [26, zmienione] FIGURE 6. The peroxidase pathway (POX): ROOH fatty acid hydroperoxide, ROH hydroxy fatty acid [26, modified] W szlaku syntazy epoksyalkoholi (EAS) dochodzi do powstania epoksyalkoholi z wodoro(nad)tlenków kwasów t³uszczowych przez wewn¹trzcz¹steczkow¹ rearan- acjê katalizowan¹ przez EAS [29]. Syntaza epoksyalkoholi mo e wykazywaæ identyczn¹ regiospecyficznoœæ jak peroksydaza, ró ni siê jednak stereospecyficznoœci¹ [19]. Aktywnoœæ szlaku EAS wykazano u gatunków z rodziny psiankowatych, a powstaj¹ce w tym szlaku oksylipiny prawdopodobnie bior¹ udzia³ w odpowiedzi roœliny na atak patogena [23]. Szlak niezale nej od POX redukcji prowadzi do powstania hydroksykwasów t³uszczowych z wodoronadtlenków kwasów t³uszczowych. FIZJOLOGICZNA ROLA LIPOKSYGENAZ I BIOLOGICZNA FUNKCJA NIEKTÓRYCH PRODUKTÓW SZLAKU LIPOKSYGENAZOWEGO U ROŒLIN Zaanga owanie lipoksygenazy w ró ne procesy fizjologiczne przedstawiono na rycinie 7. Lipoksygenazy s¹ obecne w nasionach roœlin, gdzie funkcjonuj¹ jako

77 RYCINA 7. Udzia³ lipoksygenazy w ró norodnych procesach na ró nych etapach rozwoju roœliny [52, zmienione]. FIGURE 7. The participation of LOX in various processes during different stages of plant development [52, modified] wegetatywne bia³ka zapasowe (VSP) [52], jak równie mog¹ byæ zaanga owane w reakcje obronne [10]. Podczas kie³kowania nowe lipoksygenazy s¹ syntetyzowane w siewkach i liœcieniach. W kie³kuj¹cych nasionach ogórka swoiste lipoksygenazy zwi¹zane z cia³ami t³uszczowymi mog¹ wi¹zaæ tlen do zestryfikowanych kwasów t³uszczowych, co u³atwia uwalnianie lipidów do cytoplazmy [18]. Lipoksygenazy s¹ zaanga owane w kontrolê wzrostu i rozwoju bulw ziemniaka prawdopodobnie przez inicjacjê syntezy oksylipin, które reguluj¹ wzrost komórek i wp³ywaj¹ na reorganizacjê mikrotubul [40]. W dojrzewaj¹cych owocach pomidora wykazano aktywnoœæ trzech ró nych lipoksygenaz. Enzymy te uczestnicz¹ w odpowiedzi obronnej, ponadto bior¹ udzia³ w syntezie zwi¹zków nadaj¹cych smak i zapach owocom pomidora, jak równie w degradacji b³on tylakoidalnych podczas przechodzenia chloroplastów w chromoplasty [27]. Lipoksygenazy mog¹ uczestniczyæ w metabolizmie lipidów i reorganizacji b³on. Wykazano, e lipoksygenaza jest zaanga owana w programowan¹ œmieræ ró nych komórek i tkanek indukowan¹ przez ró ne bodÿce. Po katalizowanej przez LOX reakcji przy³¹czenia cz¹steczkowego tlenu do kwasów t³uszczowych w fosfolipidach buduj¹cych b³ony mitochondrialne, dochodzi m.in. do zmiany p³ynnoœci i przepuszczalnoœci tych b³on. Te modyfikacje prowadz¹ do powstawania podobnych do porów struktur w membranach, co skutkuje zmian¹ potencja³u mitochondriów, sprzyja uwalnianiu cytochromu c i innych pro-apoptotycznych bia³ek z tych organelli, stymuluje uwalnianie wapnia do cytoplazmy [42]. U roœlin w odpowiedzi na infekcje spowodowane przez patogenne wirusy, bakterie, grzyby lub nicienie dochodzi do reakcji nadwra liwoœci (HR) w miejscu ataku patogena. Reakcja ta zwi¹zana jest z ró norodnymi biochemicznymi procesami, które prowadz¹ do gwa³townej œmierci komórek, co umo liwia oddzielenie zara onych tkanek i ogranicza rozwój patogena [35]. Wykazano, e powstaj¹ce w wyniku dzia³alnoœci lipoksygenazy wolne rodniki

78 A. SETA, E. SKÓRZYÑSKA-POLIT, E. SZCZUKA, I. GIE WANOWSKA i toksyczne pó³produkty mog¹ prowadziæ do degradacji organelli podczas procesów prowadz¹cych do œmierci komórki w reakcji nadwra liwoœci [43]. Aktywnoœæ LOX u roœlin zmienia siê w warunkach stresu, jest zwiêkszana pod wp³ywem dzia³ania metali ciê kich [67], w odpowiedzi na suszê [68], atak patogena lub/i dzia³anie elicytorów [24], czy zranienie [39]. U Arabidopsis thaliana stwierdzono wystêpowanie 6 aktywnoœci lipoksygenazowych. Substratami dla AtLOX-1 i AtLOX-5, które s¹ 9(S)-lipoksygenazami, by³y dwa kwasy linolowy albo linolenowy. Natomiast dla AtLOX-2, AtLOX-3, AtLOX-4, AtLOX-6, które s¹ 13(S)- lipoksygenazami, substratem by³ tylko kwas linolenowy. aden z enzymów znalezionych u Arabidopisis thaliana nie mia³ mo liwoœci wytwarzania mieszaniny tych wodoronadtlenków [4]. Powsta³e wodoronadtlenki s³u ¹ jako substrat dla któregoœ z enzymów szlaku lipoksygenazowego. W wyniku reakcji katalizowanej przez ró ne enzymy powstaje szereg zwi¹zków cyklicznych i niecyklicznych, nazwanych oksylipinami, których funkcja w komórce roœlinnej jest ró norodna. Funkcjonuj¹ jako cz¹stki sygna³owe w procesie rozwoju, w czasie uszkodzeñ mechanicznych czy podczas ataku owadów i patogenów. Wœród oksylipin produktów 13-LOX najlepiej poznane i scharakteryzowane s¹ produkty dzia³ania syntazy tlenku allenowego (AOS) i liazy wodoronadtlenkowej (HPL). Najlepiej poznanymi z kolei oksylipinami powstaj¹cymi w szlaku zapocz¹tkowywanym przez HPL s¹ szeœciowêglowe zwi¹zki tzw. lotne zielone zapachy maj¹ce aktywnoœæ antymikrobiologiczn¹ [53]. Wy ej wymienione produkty z obu szlaków s¹ równie regulatorami ekspresji genów obrony u roœlin [1, 5, 78]. Pewne oksylipiny mog¹ mieæ równie efekt cytotoksyczny na patogeny. Andersson i in. (2006) wykazali, i wirulentne bia³ko AvrRpm1 pochodz¹ce z Pseudomonas syringae indukowa³o u Arabidopsis thaliana syntezê 9-LOX i 13-LOX oksylipin. W wiêkszoœci akumulowanymi oksylipinami okaza³y siê kwasy jasmonowy, 12-oksofitodienowy i dinor-okso-fitodienowy. Wiêkszoœæ z wytworzonych oksylipin by³a w³¹czona do glicerolipidów, a nowo powsta³y mono-galaktozylodiacyloglicerol zawiera³ dwa kwasy 12-okso-fitodienowe i jeden dinor-okso-fitodienowy. Zwi¹zek ten, nazwany arabidopsin¹ E, by³ akumulowany w du ych iloœciach i hamowa³ w warunkach in vitro wzrost bakteryjnego patogena. Substancja ta by³a akumulowana równie po rozpoznaniu innego wirulentnego bia³ka AvrRpt2. Otrzymane wyniki autorzy wyjaœniaj¹ konserwowanym charakterem reakcji obronnych roœliny przeciwko bakteryjnym patogenom. Wed³ug Nemchenko i in. [51] w literaturze jest ma³o informacji na temat fizjologicznej funkcji LOX i jej produktów u roœlin jednoliœciennych. U Zea mays dwa produkty genów ZmLOX10 i ZmLOX11 zosta³y rozpoznane jako lipoksygenazy 2 typu (maj¹ce peptyd tranzytowy wprowadzaj¹cy bia³ka do chloroplastów) i stwierdzono, e s¹ to enzymy 13-LOX. Te dwie LOX maj¹ce ponad 90% homologiê sekwencji aminokwasowej, znalezione na ró nych chromosomach, powsta³y w wyniku zajœcia segmentalnej duplikacji, ale obecnie ich ekspresja jest ró nie regulowana. ZmLOX10 ulegaj¹cy ekspresji przede wszystkim w liœciach jest stymulowany przez zranienie, stres ch³odu, kwas jasmonowy, kwas salicylowy, kwas abscysynowy, jak równie po inokulacji awirulentym szczepem Cochiobolus carbonum. Co wiêcej,

79 akumulacja mrna regulowana jest rytmem cirkadialnym, a najwy szy poziom kwasu jest zwi¹zany z wysok¹ aktywnoœci¹ fotosyntetyczn¹ roœlin. ZmLOX11 podlega ekspresji preferencyjnie w eñskich kwiatach kukurydzy i jest indukowany tylko przez kwas abscysynowy [51]. Funkcje oksylipin 9-LOX s¹ mniej znane i obecnie intensywnie badane. Wiadomo, e grzybowe elicytory, takie jak: kryptogeina [58, 50] i harpina [49] czy hemibiotroficzny patogen Phytophtora infestans, aktywuj¹ g³ównie 9-LOX szlak [23]. Stwierdzono, e kwas 9-hydroksyoktadekadienowy (9-HOT) albo produkty 9-LOX s¹ endogennymi modulatorami formowania siê korzeni bocznych [73]. Co wiêcej, ci sami autorzy stwierdzili, i oksylipiny ze szlaku 9-LOX uczestnicz¹ w modyfikacjach œciany komórkowej zachodz¹cych nie tylko podczas rozwoju korzeni bocznych, ale tak e podczas ataku patogena w celu zatrzymania jego rozprzestrzeniania. Zmniejszenie ekspresji genu 9-LOX indukowanego atakiem patogena u Nicotiana tabacum spowodowa³o wzrost wra liwoœci tej roœliny na patogena, jakim jest Phytophthora parasitica var. nicotianae [56]. Przeciwnie zaœ, nadekspresja 9-LOX u tytoniu spowodowa³a wzrost opornoœci na Phytophthora parasitica [46], podobnie w przypadku transferazy jasmonianu metylu u Arabidopsis thaliana nadekspresja tego enzymu spowodowa³a zwiêkszenie odpornoœci na Botrytis cinerea [62]. ROLA ROŒLINNYCH LIPOKSYGENAZ W TECHNOLOGII YWNOŒCI I PRZEMYŒLE Enzymy utleniaj¹ce wzbudzaj¹ rosn¹ce zainteresowanie technologów ywnoœci w zwi¹zku z wp³ywem, jaki wywieraj¹ na kolor, smak i trwa³oœæ produktów pochodzenia roœlinnego. Lipoksygenazy zas³uguj¹ na szczególn¹ uwagê ze wzglêdu na powszechne wystêpowanie, zdolnoœæ do tworzenia reaktywnych form tlenu i przeprowadzania reakcji wspó³utleniania. Zwi¹zki powstaj¹ce w szlakach lipoksygenazy odpowiedzialne s¹ za powstawanie przyjemnych i po ¹danych aromatów: pomidora, ziemniaka, melona, ogórka, banana, awokado. Hultin i Proctor (1961) zidentyfikowali 2-heksenal jako g³ówny sk³adnik nadaj¹cy aromat bananom, (2E)-heksenal jest jednym z g³ównych czynników aromatu pomidora [11], (2E,6Z)-nonadienal nadaje zapach œwie ym ogórkom [20], a (3Z,6Z)-nonadienal owocom melona [38]. Nie wszystkie aldehydy czy alkohole powstaj¹ce w szlakach lipoksygenazy odczuwane s¹ jako przyjemne aromaty, niektóre z nich nadaj¹ zje³cza³y zapach produktom z roœlin str¹czkowych. Powstaj¹cy w wyniku dzia³alnoœci LOX-2 n-heksenal jest g³ównym zwi¹zkiem pogarszaj¹cym jakoœæ produktów z soi [44]. Jak widaæ z powy szych przyk³adów chemiczne ró nice miêdzy przyjemnymi i nieprzyjemnymi aromatami s¹ bardzo ma³e. Wykazano, e aktywnoœæ lipoksygenazy jest znacznie wy sza w liœciach wykorzystywanych do produkcji wysokogatunkowej czarnej herbaty ni w tych u ytych w produktach o ni szej jakoœci [57]. Lipoksygenazy uczestnicz¹ w reakcjach wspó³utleniania ksenobiotyków i endobiotyków. Reakcje te przebiegaj¹ z udzia³em wielonienasyconych kwasów t³uszczowych

80 A. SETA, E. SKÓRZYÑSKA-POLIT, E. SZCZUKA, I. GIE WANOWSKA jako g³ównych produktów. Dzia³alnoœæ lipoksygenazy powoduje straty wa nych sk³adników od ywczych, takich jak: witaminy C i E, luteiny a tak e barwników, g³ównie karotenoidów i chlorofili [13]. Po ¹dana ó³ta barwa makaronu zwi¹zana jest z obecnoœci¹ luteiny w semolinie. W wyniku aktywnoœci enzymów utleniaj¹cych, zw³aszcza lipoksygenazy dochodzi do strat tego barwnika w procesie technologicznym. Powstaj¹ce w reakcjach utleniania wolne rodniki niszcz¹ strukturê, smak i kolor produktów ywnoœciowych. Pomimo tych negatywnych oddzia³ywañ lipoksygenaza by³a enzymem komercyjnie wykorzystywanym jeszcze przed jej odkryciem. Ma³e iloœci m¹ki sojowej by³y od dawna dodawane do m¹ki chlebowej z pszenicy w celu jej wybielenia. Dodatek lipoksygenazy znacznie poprawia w³aœciwoœci reologiczne ciasta chlebowego, prawdopodobnie przez tworzenie wi¹zañ dwusiarczkowych pomiêdzy bia³kami glutenu [13]. Liczne dane literaturowe dowodz¹, e aktywnoœæ lipoksygenazy jest niezbêdna do zachowania odpowiedniej odpornoœci na infekcje bakteryjne, grzybowe i na atak insektów, tym samym wp³ywa na wielkoœæ plonów i wyd³u a okres trwa³oœci produktów pochodzenia roœlinnego. Aktywnoœæ lipoksygenazy mo e stanowiæ specyficzny wskaÿnik kontroli w procesach przetwarzania i przechowywania ywnoœci. Almosnino i wspó³pracownicy (1996) wskazali na mo liwoœæ zastosowania obecnych w wyt³okach jab³kowych enzymów, w tym lipoksygenazy, do produkcji zwi¹zków aromatycznych na skalê przemys³ow¹. Istnieje równie mo liwoœæ wykorzystania lipoksygenaz w przemyœle papierniczym do rozk³adu frakcji lipidowej w procesie produkcji papieru. Zastosowanie LOX stanowi alternatywê dla u ycia lakazy, która w prawdzie efektywnie redukuje lipofiln¹ i hydrofiln¹ frakcjê drewna, ale jednoczeœnie wp³ywa na zmniejszenie jasnoœci miazgi drzewnej i w konsekwencji obni a jakoœæ papieru [79]. LITERATURA [1] ALMÉRAS E, STOLZ S, VOLLENWEIDER S, REYMOND P, MÉNE-SAFFRANÉ L, FARMER EE. Reactive electrophile species activate defense gene expression in Arabidopsis. Plant J 2003; 34: 205 216. [2] ALMOSNINO A, BENSOUSSAN M, BELIN J. Unsaturated fatty acid bioconversion by apple pomace enzyme system. Factors influencing the production of aroma compounds. Food Chem 1996; 55: 327 332. [3] ANDRE E, HOU K-W. The presence of a lipid oxidase in soybean, Glycine soya, Lieb. CR Acad Sci 1932; 194: 645 647. [4] BANNENBERG G, MARTÍNEZ M, HAMBERG M, CASTRESANA C. Diversity of the enzymatic activity in the lipoxygenase gene family of Arabidopsis thaliana. Lipids 2009; 44: 85 95. [5] BATE NJ, ROTHSTEIN SJ. C6-volatiles derived from the lipoxygenase pathway induce a subset of defense-related genes. Plant J 1998; 16: 561 569. [6] BENEYTOUT J, ANDRIANARISON R, RAKOTOARISOA Z, TIXIER M. Properties of a lipoxygenase in green algae (Oscillatoria sp.). Plant Physiol 1989; 91: 367 372. [7] BILD GS, RAMADOSS CS, LIM S, AXELROD B. Double dioxygenation of arachidonic acid by soybean lipoxygenase-1. Biochem Biophys Res Commun 1977; 74: 949 954. [8] BOYINGTON JC, GAFFNEY BJ, AMZEL LM. The three-dimensional structure of an arachidonic acid 15-1ipoxygenase. Science 1993; 260: 1482 1486.

81 [9] BRASH AR, INGRAM CD, HARRIS TM. Analysis of a specific oxygenation reaction of soybean lipoxygenase-1 with fatty acids esterified in phospholipids. Biochem 1987; 26: 5465 5471. [10] BUROW GB, GARDNER HW, KELLER NP. A penaut seed lipoxygenase responsive to Aspergillus colonization. Plant Mol Biol 2000; 42: 689 701. [11] BUTTERY RG, TERANISHI R, LING LC. Fresh tomato aroma volatiles: a quantitative study. Agric Food Chem 1987; 54: 33 43. [12] CALDELARI D, FARMER EE. A rapid assay for the coupled cell free generation of oxylipins. Phytochem 1998; 47: 599 604. [13] CASEY R, HUGHES RK. Recombinant lipoxygenases and oxylipin metabolism in relation to food quality. Food Biotechnol 2004; 18: 135 170. [14] CHAN HW. Soya-bean lipoxygenase: an iron-containing dioxygenase. Biochim Biophys Acta 1973; 327: 32 35. [15] COREY EJ, NAGATA R, WRIGHT SW. Biomimetic total synthesis of colneleic acid and its function as a lipoxygenase inhibitor. Tetrahedron Lett 1987; 28: 4917 4920. [16] DE GROOT JJ, VELDINK GA, VLIEGENTHART JFG, BOLDINGH J, WEVER R, VAN GELDER BF. Demonstration by EPR spectroscopy of the functional role of iron in soybean lipoxygenase-1. Biochim Biophys Acta 1975; 377: 71 79. [17] FARMER EE, RYAN C. Interplant communication: airborne methyl jasmonate induces synthesis proteinase inhibitors in plant leaves. Proc Natl Acad Sci USA 1990; 87: 7713 7716. [18] FEUSSNER I, KÜHN H, WASTERNACK C. Lipoxygenase-dependent degradation of storage lipids. Trends Plant Sci 2001; 6: 268 273. [19] FEUSSNER I, WASTERNACK C. The lipoxygenase pathway. Annu Rev Plant Biol 2002; 53: 275 297. [20] FORSS DA, DUNSTONE EA, RAMSHAW EH. The flavour of cucumbers. J Food Sci 1962; 27: 90 93. [21] GALLIARD T, CHAN HWS. Lipoxygenases. W: The biochemistry of plants (IV). PK STUMPF, EE COUN [red.]. New York: Academic Press 1980: 131 161. [22] GALLIARD T, PHILLIPS DR. The enzymic conversion of linoleic acid into 9-(nona-1', 3'-dienoxy) non-8-enoic acid, a novel unsaturated ether derivative isolated from homogenates of Solanum tuberosum tubers. Biochem J 1972; 129: 743 753. [23] GÖBEL C, FEUSSNER I, SCHMIDT A, SCHEEL D, SANCHEZ-SERRANO J, HAMBERG M, ROSHAL S. Oxylipin profiling reveals the preferential stimulation of 9-lipoxygenase pathway in elicitor-treated potato cells. J Biol Chem 2001; 276: 6267 6273. [24] GOMI K, YAMAMOTO H AKIMISTU K. Characterization of a lipoxygenase gene in rough lemon induced by Alternaria alternata. J Gen Plant Pathol 2002; 68: 21 30. [25] GRECHKIN A, FAZLIEV FN, MUKHTAROVA LS. The lipoxygenase pathway in garlic (Allium sativum L.) bulbs: detection of the novel divinyl ether oxylipins. FEBS Lett 1995; 388: 112 114. [26] GRECHKIN A. Recent developments in biochemistry of the plant lipoxygenase pathway. Prog Lipid Res 1998; 37: 317 352. [27] GRIFFITHS A, BARRY C, ALPUCHE-SOLIS AG, GRIERSON D. Ethylene and developmental signals regulate expression of lipoxygenase genes during tomato fruit ripening. J Exp Bot 1999; 50: 793 798. [28] HAMBERG M, SAMUELSSON B. On the specificity of the oxygenation of unsaturated fatty acids catalyzed by soybean lipoxidase. J Biol Chem 1967; 242: 5329 5335. [29] HAMBERG M. An epoxy alcohol synthase pathway in higher plants: biosynthesis of antifungal trihydroxy oxylipins in leaves of potato. Lipids 1999; 34: 1131 1142. [30] HAMBERG M. Biosynthesis of 12-oxo-10,15(Z)-phytodienoic acid: identification of an allene oxide cyclase. Biochem Biophys Res Commun 1988; 156: 543 550. [31] HAMBERG M. Isolation and structure of lipoxygenase from Saprolegnia parasitica. Biochim Biophys Acta 1986; 876: 688 692. [32] HAMBERG M. Mechanism of corn hydroperoxide isomerase: detection of 12,13(S)-oxido-9(Z),11- octadecadienoic acid. Biochim Biophys Acta 1987; 920: 76 84. [33] HAMBERG M. Pathways in the biosynthesis of oxylipins in plants. J Lipid Mediat 1993; 6: 375 384. [34] HATANAKA A, KAJIWARA T, SEKIYA J, IMOTO M, INOUYE S. Participation and properties of lipoxygenase and hydroperoxide lyase in volatile C6-aldehyde formation from C18-unsaturated fatty acids in isolated tea chloroplasts. Plant Cell Physiol 1982; 23: 91 99. [35] HEATH MC. Apoptosis, programmed cell death and the hypersensitive response. Eur J Plant Pathol 1998; 104: 117 124. [36] HULTIN H, PROCTOR B. Changes in some volatile constituents of the banana during ripening, storage and processing. Food Technol 1961; 15: 440 444.

82 A. SETA, E. SKÓRZYÑSKA-POLIT, E. SZCZUKA, I. GIE WANOWSKA [37] JIANG ZD, GERWICK WH. Novel oxylipins from the temperate red alga Polyneura latissima: Evidence for an arachidonate 9(S)-lipoxygenase. Lipids 1997; 32: 231 235. [38] KEMP TR, KANAVEL DE, STOLTZ LP. Cis-6-nonenal: a flavour component of muskmelon fruit. Phytochem 1972; 11: 3321 3322. [39] KIM E-S, CHOI E, KIM Y, CHO K, LEE A, SHIM J, RAKWAL R, AGRAWAL GK, HAN O. Dual positional specificity and expression of non-traditional lipoxygenase induced by wounding and methyl jasmonate in maize seedlings. Plant Mol Biol 2003; 52: 1203 1213. [40] KOLOMIETS M, HANNAPEL D, CHEN H, TYMESON M, GLADON R. Lipoxygenase is involved in the control of potato tuber development. Plant Cell 2001; 13: 613 626. [41]KÜHN H,WIESNER R, RATHMANN J, SCHEWE T. Formation of ketodienoic fatty acids by the pure pea lipoxygenase-1. Eicosanoids 1991; 4: 9 14. [42] MACCARRONE M, MELINO G, FINAZZI-AGRÓ A. Lipoxygenases and their involvement in programmed cell death. Cell Death Differ 2001; 8: 776 784. [43] MACCARRONE M, VAN ZADELHOFF G, VELDINK G, VLIEGENTHART JFG, FINAZZI-AGRÓ A. Early activation of lipoxygenase in lentil (Lens culinaris) root protoplasts by oxidative stress induces programmed cell death. Eur J Biochem 2000; 267: 5078 5084. [44] MATOBA T, HIDAKA H, NARITA H, KITAMURA K, KAIZUMA N, KITO M. Lipoxygenase-2 izoenzyme is responsible for generation of hexenal in soybean homogenate. J Agric Food Chem 1985; 33: 852 855. [45] MATSUI K, NISHIOKA M, IKEYOSHI M, MATSUMURA Y, MORI T, KAJIWARA T. Cucumber root lipoxygenase can act on acyl groups in phosphatidylcholine. Biochim Biophys Acta 1998; 1390: 8 20. [46] MÉNE-SAFFRANÉ L, ESQUERRÉ-TUGAYÉ MT, FOURNIER J. Constitutive expression of an inducible lipoxygenase in transgenic tobacco decreases susceptibility to Phytophthora parasitica var. nicotianae. Mol Breed 2003; 12: 271 282. [47] MINOR W, STECZKO J, STEC B, OTWINOWSKI Z, BOLIN JT, WALTER R, AXELROD B. Crystal Structure of soybean lipoxygenase L-1 at 1.4 c resolution. Biochem 1996; 35: 10687 10701. [48] MOGHADDAM MF, GRANT DF, CHEEK JM, GREENE JF, WILLIAMSON KC, HAMMOCK BD. Bioactivation of leukotoxins to their toxic diols by epoxide hydrolase. Nat Med 1997; 3: 562 566. [49] MONTILLET JL, AGNEL JP, PONCHE, M, VAILLEAU F, ROBY D, TRIANTAPHYLIDES C. Lipoxygenase-mediated production of fatty acid hydroperoxides is a specific signature of the hypersensitive reaction in plants. Plant Physiol Biochem 2002; 40: 633 639. [50] MONTILLET JL, CHAMNONGPO S, RUSTERUCCI C, DAT J, VAN DE COTTE B, AGNEL JP, BATTE- STI C, INZE D, VAN BREUSEGEM F, TRIANTAPHYLIDES C. Fatty acid hydroperoxides and H 2 O 2 in the execution of hypersensitive cell death in tobacco leaves. Plant Physiol 2005; 138: 1516 1526. [51] NEMCHENKO A, KUNZE S, FEUSSNER I, KOLOMITES M. Duplicate maize 13-lipoxygenase genes are differentially regulated by circadian rhythm, cold stress, wounding, pathogen infection, and hormonal treatments. J Exp Bot 2006; 57: 3767 3779. [52] PORTA H, ROCHA-SOSA M. Plant lipoxygenases. Physiological and Molecular Features. Plant Physiol 2002; 130: 15 21. [53] PROST I, DHONDT S, ROTHE G, VINCENTE J, RODRIQUEZ MJ, KIFT N, CARBONNE F, GRIFFI- THS G, ESQUERRÉ-TUGAYÉ M-T, ROSHAL S, CASTRESANA C, HAMBERG M, FOURNIER J. Evaluation of the antimicrobial activities of plant oxylipins supports their involvement in defense against pathogens. Plant Physiol 2005; 139: 1902 1913. [54] PROTEAU JP, GERWICK WH. Divinyl ethers and hydroxy fatty acids from three species of Laminaria (brown algae). Lipids 1993; 28: 783 787. [55] RAMACHANDRAN S, RICHARDS-SUCHECK T, SKRZYPCZAK-JANKUN E, WHEELOCK M, FUNK MO. Catalysis sensitive conformational changes in soybean lipoxygenase revealed by limited proteolysis and monoclonal antibody experiments. Biochem 1995; 34: 14868 14873. [56] RANCÉ I, FOURNIER J, ESQUERRE -TUGAYÉM T. The incompatible interaction between Phytophthora parasitica var. nicotianae race 0 and tobacco is suppressed in transgenic plants expressing antisense lipoxygenase sequences. Proc Natl Acad Sci USA 1998; 95: 6554 6559. [57] ROBINSON DS, WU Z, DOMONEY C, CASEY R. Lipoxygenases and the quality of foods. Food Chem 1995; 54: 33 43. [58] RUSTERUCCI C, MONTILLET J-L, AGNEL J-P, BATTESTI C, ALONSO B, KNOLL A, BESSOULE J- J, ETIENNE P, SUTY L, BLEIN J-P, TRIANTAPHYLIDES C. Involvement of lipoxygenase-dependent production of fatty acid hydroperoxides in the development of the hypersensitive cell death induced by cryptogein on tobacco leaves. J Biol Chem 1999; 274: 36446 36455.

83 [59] SCHECHTER G, GROSSMAN S. Lipoxygenase from baker's yeast: purification and properties. Int J Biochem 1983; 15: 1295 1304. [60] SCHEWE T, RAPOPORT S, KUHN H. Enzymology and physiology of reticulocytes lipoxygenase: comparison with other lipoxygenases. Adv Enzymol Mol Biol 1986; 58: 191 272. [61] SCHILSTRA MJ, VELDINK GA, VLIEGENTHART JFG. The dioxygenation rate in lipoxygenase catalysis is determined by the amount of iron (HI) Lipoxygenase in solution. Biochem 1994; 33: 3974 3979. [62] SEO HS, SONG JT, CHEONG JJ, LEE YH, LEE YW, HWANG I, LEE JS, CHOI YD. Jasmonic acid carboxyl methyltransferase: a key enzyme for jasmonate-regulated plant responses. Proc Natl Acad Sci USA 2001; 98: 4788 4793. [63] SHIBATA D, AXELROD B. Plant lipoxygenases. J Lipid Med Cell Sig 1995; 12: 213 228. [64] SHIBATA D, SLUSARENKO A, CASEY R., HILDEBRAND D, BELL E. Lipoxygenases. Plant Mol Biol Rep 1994; 12: S41 S42. [65] SHIMIZU T, RADMARK O, SAMUELSSON B. Enzyme with dual lipoxygenase activities catalyses leukotriene A4 synthesis from arachidonic acid. Proc Nat Acad Sci USA 1984; 81: 689 693. [66] SIEDOW JN. Plant Lipoxygenase: Structure and Function. Ann Rev Plant Physiol Plant Mol Biol 1991; 42: 145 188. [67] SKÓRZYÑSKA-POLIT E, PAWLIKOWSKA-PAWLÊGA B, SZCZUKA E, DR KIEWICZ M, KRUPA Z. Localization and activity of lipoxygenase in Arabidopsis thaliana plants under heavy metal stress. Plant Growth Reg 2006; 48: 29 39. [68]SOFO A, DICHIO B, XILOYANNIS C, MASIA A. Lipoxygenase activity and proline accumulation in leaves and roots of olive trees in response to drought stress. Physiol Plant 2004; 121: 58 65. [69] STUMPE M, BODE J, GÖBEL C, WICHARD T, SCHAAF A, FRANK W, MARKUS FRANK M, RALF RESKI R, GEORG POHNERT G, FEUSSNER I. Biosynthesis of C9-aldehydes in the moss Physcomitrella patens. Biochim Biophys Acta 2006; 1761: 301 312. [70] SU C, OLIW EH. Manganese Lipoxygenase purification and characterization. J Biol Chem 1998; 273: 13072 13079. [71] THEORELL H, HOLMAN RT, AKESON A. Crystalline lipoxidase. Acta Chem Scand 1947; 1: 571 576. [72] VELDINK GA, HILBERS MP, NIEUWENHUIZEN WF, VLIEGENTHART JFG. Plant lipoxygenase: structure and mechanism. Portland Press Res Mon 1998; 4: 69 95. [73] VELLOSILLO T, MARTÍNEZ M, LÓPEZ MA, VICENTE J, CASCÓN T, DOLAN L, HAMBERG M, CASTRESANA C. Oxylipins produced by the 9-lipoxygenase pathway in Arabidopsis regulate lateral root development and defense responses through a specific signaling cascade. Plant Cell 2007; 19: 831 846. [74] VICK BA, ZIMMERMAN DC. Lipoxygenase and hydroperoxide lyase in germinating watermelon seedlings. Plant Physiol 1976; 57: 780 788. [75] VICK BA, ZIMMERMAN DC. Oxidative systems for modification of fatty acids: the lipoxygenase pathway. Biochem Plant 1987; 9: 53 90. [76] VICK BA, ZIMMERMAN DC. Pathways of fatty acid hydroperoxide metabolism in spinach leaf chloroplasts. Plant Physiol 1987; 85: 1073 1078. [77] VICK BA, ZIMMERMAN DC. The biosynthesis of jasmonic acid: a physiological role for plant lipoxygenase. Biochem Biophys Res Commun 1983; 111: 470 477. [78] WEICHERT H, STENZEL I, BERNDT E, WASTERNACK C, FEUSSNER I. Metabolic profiling of oxylipins upon salicylate treatment in barley leaves Preferential induction of the reductase pathway by salicylate. FEBS Lett 1999; 464: 133 137. [79] ZHANG X, NGUYEN D, PAICE M, TSANG A, RENAUD S. Degradation of wood extractives in thermomechanical pulp by soybean lipoxygenase. Enzyme Microb Technol 2007; 40: 866 873. [80] ZIMMERMAN DC, VICK BA. Lipoxygenase in Chlorella pyrenoidosa. Lipids 1973; 8: 264 266. Mgr Aleksandra Seta Zak³ad Anatomii i Cytologii Roœlin, Instytut Biologii UMCS ul. Akademicka 19, 20-033 Lublin e-mail: bionix@op.pl