Techniki molekularne w mikrobiologii SYLABUS A. Informacje ogólne

Transkrypt

1 Techniki molekularne w mikrobiologii A. Informacje ogólne Elementy sylabusu Nazwa jednostki prowadzącej kierunek Nazwa kierunku studiów Poziom kształcenia Profil studiów Forma studiów Rodzaj Rok studiów /semestr Wymagania wstępne Liczba godzin zajęć dydaktycznych z podziałem na formy prowadzenia zajęć Założenia i cele Metody dydaktyczne oraz ogólna forma zaliczenia Uniwersytet w Białymstoku, Wydział Biologiczno-Chemiczny, Instytut Biologii biologia studia pierwszego stopnia ogólnoakademicki stacjonarne przedmiot obowiązkowy, moduł specjalnościowy biologia molekularna i eksperymentalna III rok / V semestr Student powinien mieć zaliczony przedmiot Mikrobiologia wykład 15 godz. laboratoria 15 godz. Celem jest wprowadzenie studenta w zagadnienia podstawowych technik molekularnych wykorzystywanych w mikrobiologii. Podczas realizacji zajęć student nabywa umiejętność posługiwania się podstawowymi technikami molekularnymi stosowanymi w mikrobiologii. Przedmiot umożliwia także studentom zrozumienie zastosowań najważniejszych metod molekularnych stosowanych w badaniach mikrobiologicznych. Metody dydaktyczne: wykład, konsultacje, wykonywanie doświadczeń według instrukcji podczas zajęć laboratoryjnych, analiza wyników Formy zaliczenia : zaliczenie na ocenę laboratoriów, egzamin. Efekty kształcenia i 1. Student opisuje podstawowe techniki biologii molekularnej oraz ich zastosowania w genetyce mikroorganizmów. 2. Student posługuje się terminologią fachową w celu opisu genomów mikroorganizmów oraz procesów zachodzących w genomach tych mikroorganizmów. 3. Student rozpoznaje, ocenia i wykazuje świadomość możliwych zagrożeń mikrobiologicznych w laboratorium, środowisku oraz żywności. 4. Student nabiera praktycznej umiejętności pracy z aparaturą laboratorium biologii molekularnej mikroorganizmów. 5. Student wykazuje dbałość o bezpieczeństwo pracy w laboratorium i świadomość poszanowania pracy własnej i innych. Odniesienie do kierunkowych efektów kształcenia K_W01, K_U07 K_W03, K_W07, K_U07, K_K08 K_U01, K_K07, K_U12 K_U12, K_K02, K_K06 K_U16, K_K05, K_K09 Punkty ECTS 2 Bilans nakładu pracy studenta ii Wskaźniki ilościowe Ogólny nakład pracy studenta: 50 godz. w tym: udział w wykładach: 15 godz.; udział w zajęciach laboratoryjnych: 15 godz.; przygotowanie się do zajęć, zaliczeń, egzaminów: 16,3 godz.; udział w konsultacjach, zaliczeniach, egzaminie: 3,8 godz. Nakład pracy studenta związany z zajęciami iii : Liczba godzin Punkty ECTS wymagającymi bezpośredniego udziału nauczyciela 33,8 1,4 o charakterze praktycznym 35 1,4 Data opracowania: Koordynator :

2 Elementy składowe sylabusu Nazwa Nazwa kierunku Nazwa jednostki prowadzącej kierunek Rok studiów/ semestr B. Informacje szczegółowe Techniki molekularne w mikrobiologii biologia, studia pierwszego stopnia Wydział Biologiczno-Chemiczny UwB, Instytut Biologii trzeci rok, piąty semestr (zimowy) Liczba godzin zajęć dydaktycznych oraz forma prowadzenia zajęć Prowadzący 15 godz., wykład Treści merytoryczne : 1. Genomy mikroorganizmów (wirusy, bakterie, grzyby jednokomórkowe). Cechy genetyczne wykorzystywane w analizach z zastosowaniem technik molekularnych. 2. Transfer genów wertykalny i horyzontalny oraz jego zastosowanie w technikach molekularnych. Markery molekularne w mikrobiologii. 3. Techniki molekularne dotyczące analiz białek (allozymy, izozymy) 4. Techniki molekularne analizujące kwasy nukleinowe. Sposób poboru prób, izolacja kwasów nukleinowych (DNA chromosomowe, DNA plazmidowe, RNA). Przygotowanie i przechowywanie prób. Ocena jakości wyizolowanego materiału. 5. Amplifikacja całych genomów. Techniki genotypowania oparte o tzw. genetyczne odciski palców (DNA fingerprinting). 6. Technika PCR i jej modyfikacje. Amplifikacja w czasie rzeczywistym na matrycy RNA (real-time RT-PCR). 7. Sekwencjonowanie DNA i techniki genotypowania mikroorganizmów oparte na analizach sekwencji nukleotydowych genów. 8. Techniki genotypowania oparte o analizę restrykcyjną fragmentów DNA. 9. Hybrydyzacja DNA-DNA. Southern, western oraz northern blot. 10. Fagotypowanie. 11. Praktyczne zastosowanie podstawowych technik molekularnych w mikrobiologii. Efekty kształcenia wraz ze sposobem ich weryfikacji Forma i warunki zaliczenia Wykaz literatury podstawowej i uzupełniającej Efekty kształcenia: 1. Student opisuje podstawowe techniki biologii molekularnej oraz ich zastosowania w genetyce mikroorganizmów. 2. Student posługuje się terminologią fachową w celu opisu genomów mikroorganizmów oraz podstawowych technik stosowanych w molekularnych analizach mikroorganizmów 3. Student rozpoznaje, ocenia i wykazuje świadomość możliwych zagrożeń mikrobiologicznych w laboratorium, środowisku oraz żywności. Sposoby weryfikacji: 1. Egzamin pisemny w formie testu zamkniętego 1. Obecność na zajęciach. 2. Pozytywna ocena zaliczenia laboratoriów. 3. Pozytywna ocena egzaminu. Literatura podstawowa: 1. Kunicki-Goldfinger W.J.H., Życie bakterii. PWN, Warszawa, Singleton P., Bakterie w biologii, biotechnologii i medycynie. PWN, Warszawa 2004.

3 3. Baj J., Markiewicz Z., Biologia molekularna bakterii. PWN, Warszawa, Kur J., Podstawy inżynierii genetycznej. Politechnika Gdańska, Gdańsk Literatura uzupełniająca: 1. KOSMOS. Problemy nauk biologicznych. Tom 51, Numer 3, strony , podpis osoby składającej sylabus

4 Elementy składowe sylabusu Nazwa Nazwa kierunku Nazwa jednostki prowadzącej kierunek Rok studiów/ semestr C. Informacje szczegółowe Techniki molekularne w mikrobiologii biologia, studia pierwszego stopnia Wydział Biologiczno-Chemiczny UwB, Instytut Biologii trzeci rok, piąty semestr (zimowy) Liczba godzin zajęć dydaktycznych oraz forma prowadzenia zajęć Prowadzący 15 godz., laboratoria Treści merytoryczne : 1. Organizacja pracy w laboratorium biologii molekularnej. Zasady pracy z substancjami niebezpiecznymi (np. EtBr, akrylamid). Zasady zachowania czystości i unikania skażeń mikrobiologicznych i materiałem genetycznym. 2. Metody izolacji i i oczyszczania DNA plazmidowego i chromosomalnego: izolacja DNA plazmidowego metodą lizy alkalicznej, metodą perełek szklanych, izolacja DNA w gradiencie gęstości CsCl + EtBr, izolacja DNA z użyciem komercyjnych zestawów (mini kolumny ze złożem krzemionkowym). 3. Enzymy restrykcyjne: charakterystyka, zastosowanie, trawienie DNA plazmidowego i chromosomalnego bakterii. Określanie aktywności endonukleaz. Profile restrykcyjne. Elektroforeza w pulsowo zmiennym polu elektrycznym (PFGE), polimorfizm fragmentów restrykcyjnych (RFLP). PCR-RFLP w identyfikacji gatunków grzybów i bakterii. 4. Enzymy modyfikujące DNA i RNA: polimerazy DNA i RNA, odwrotna transkryptaza, topoizomerazy, nukleazy, rybonukleazy, deoksyrybonukleazy, endonukleazy i egzonukleazy. 5. Łańcuchowa reakcja syntezy fragmentów DNA (PCR), jej odmiany i zastosowanie (np. real-time PCR, RT-PCR, PCR odwrócony i in.). 6. Sekwencjonowanie DNA, metody oznaczania sekwencji nukleotydów w DNA, metoda Sangera, metoda Maxama i Gilberta. 7. Elektroforeza białek w żelu poliakrylamidowym. 8. Komórki kompetentne, transformacja komórek Escherichia coli plazmidowym DNA. Klonowanie, wektory używane do klonowania genów w komórkach prokariotycznych. Technika elektroporacji i jej zastosowanie. 9. Hybrydyzacja kwasów nukleinowych metodą Southern i jej zastosowanie. Efekty kształcenia wraz ze sposobem ich weryfikacji Efekty kształcenia: 1. Student opisuje podstawowe techniki biologii molekularnej oraz ich zastosowania w genetyce mikroorganizmów. 2. Student posługuje się terminologią fachową w celu opisu genomów mikroorganizmów oraz procesów zachodzących w tych genomach. 3. Student rozpoznaje, ocenia i wykazuje świadomość możliwych zagrożeń mikrobiologicznych w laboratorium, środowisku oraz żywności. 4. Student nabiera praktycznej umiejętności pracy z aparaturą laboratorium biologii molekularnej mikroorganizmów. 5. Student dobiera metody badawcze, planuje i przeprowadza eksperymenty z zakresu genetyki mikroorganizmów. 6. Student wykazuje dbałość o bezpieczeństwo pracy w laboratorium i świadomość poszanowania pracy własnej i

5 Forma i warunki zaliczenia Wykaz literatury podstawowej i uzupełniającej innych. Sposoby weryfikacji: 1. Bieżąca kontrola stanu wiedzy studentów przed zajęciami (wejściówki). 2. Sprawdzian pisemny w formie testu zamkniętego. 3. Bieżąca ocena pracy zespołowej podczas analizy uzyskanych w trakcie zajęć wyników. 4. Sprawdzian praktyczny. 1. Obecność na zajęciach. 2. Pozytywna ocena pracy studenta podczas zajęć. 3. Pozytywna ocena zaliczenia laboratoriów (pozytywna ocena sprawdzianu testowego. Literatura podstawowa: 1. Kunicki-Goldfinger W.J.H., Życie bakterii. PWN, Warszawa, Singleton P., Bakterie w biologii, biotechnologii i medycynie. PWN, Warszawa Baj J., Markiewicz Z., Biologia molekularna bakterii. PWN, Warszawa, Kur J., Podstawy inżynierii genetycznej. Politechnika Gdańska, Gdańsk Literatura uzupełniająca: 1. KOSMOS. Problemy nauk biologicznych. Tom 51, Numer 3, strony , Sambrook J., Russell D.W., Molecular Cloning: A Laboratory Manual, CSHL Press, podpis osoby składającej sylabus i zakładanych efektów kształcenia w zakresie wiedzy, umiejętności i kompetencji społecznych, z uwzględnieniem form zajęć. Uwzględnia się tylko efekty możliwe do sprawdzenia (mierzalne / weryfikowalne). ii Przykładowe rodzaje aktywności: udział w wykładach, ćwiczeniach, przygotowanie do zajęć, udział w konsultacjach, realizacja zadań projektowych, pisanie eseju, przygotowanie do egzaminu. Liczba godzin nakładu pracy studenta powinna być zgodna z przypisanymi do tego punktami ECTS wg przelicznika : 1 ECTS h. iii Zajęcia wymagające bezpośredniego udziału nauczyciela są to tzw. godziny kontaktowe (również te nieujęte w rozkładzie zajęć, np. konsultacje lub zaliczenia/egzaminy). Suma punktów ECTS obu nakładów może być większa od ogólnej liczby punktów ECTS przypisanej temu przedmiotowi.