Techniki molekularne w biologii SYLABUS A. Informacje ogólne

Transkrypt

1 Techniki molekularne w biologii SYLABUS A. Informacje ogólne Elementy sylabusu Nazwa jednostki prowadzącej kierunek Nazwa kierunku studiów Poziom kształcenia Profil studiów Forma studiów Kod przedmiotu Język przedmiotu Rodzaj przedmiotu Rok studiów /semestr Wymagania wstępne Liczba godzin zajęć dydaktycznych z podziałem na formy prowadzenia zajęć Założenia i cele przedmiotu Metody dydaktyczne oraz ogólna forma zaliczenia przedmiotu Opis Uniwersytet w Białymstoku, Wydział Biologiczno-Chemiczny, Instytut Biologii biologia studia drugiego stopnia ogólnoakademicki stacjonarne 0200-BS2-2TMB polski Przedmiot obowiązkowy, moduł specjalnościowy (biologia ogólna i molekularna) I rok / II semestr (semestr letni) Student powinien posiadać zakres wiadomości z genetyki na poziomie studiów pierwszego stopnia w obszarze nauk przyrodniczych wykład 15 godz. laboratoria 15 godz. Celem przedmiotu jest poznanie tradycyjnych i nowoczesnych metod badawczych i analitycznych z zakresu biologii molekularnej, zdobycie umiejętności ich stosowania w celu badania polimorfizmów genetycznych, określenia genotypu osobnika, a także uzyskania i analizy sekwencji badanych odcinków DNA. Student poznaje także możliwości aplikacyjne poszczególnych technik analiz molekularnych oraz zdobywa praktyczne umiejętność ich wykonania wraz z obsługą niezbędnej do tego celu aparatury, takiej jak np. aparaty do elektroforezy agarozowej, termocyklery DNA i sekwenator oraz potrafi wykonać podstawowe analizy bioinformatyczne. Student umie przeglądać i wykorzystywać podstawowe bazy danych sekwencji DNA, np. NCBI (GenBank). Na wybranych przykładach zapoznaje się z możliwościami i ograniczeniami poszczególnych metod analiz. Przedmiot pokazuje techniki biologii molekularnej jako potężne narzędzie badawcze umożliwiające uzyskanie odpowiedzi na fundamentalne pytania z zakresu biologii ewolucyjnej, ekologii, genetyki oraz genomiki. Metody dydaktyczne: wykład, filmy i demonstracje on-line, konsultacje, wykonywanie eksperymentów badawczych według instrukcji podczas zajęć laboratoryjnych, analiza i interpretacja wyników. Formy zaliczenia przedmiotu: zaliczenie na ocenę laboratoriów, egzamin Efekty kształcenia i Odniesienie do kierunkowych efektów kształcenia 1. Student wyjaśnia zasady działania poszczególnych metod biologii molekularnej. K_W11, K_W09 2. Student charakteryzuje wady i zalety poszczególnych metod biologii molekularnej oraz zna ich zastosowanie. K_W11, K_U02 3. Student rozróżnia metody analiz wielkości fragmentów DNA od analiz sekwencji DNA. K_W11 4. Posługując się aparatem do elektroforezy, termocyklerem DNA i sekwenatorem student wykonuje podstawowe analizy molekularne w celu określenia genotypu K_W11, K_U01, K_U02, K_U03 badanego organizmu. 5. Student jest świadomy możliwości badawczych i aplikacyjnych, jakie dają narzędzia biologii molekularnej. K_U11 6. Student jest zdolny do zespołowej i samodzielnej pracy podczas wykonywania analiz laboratoryjnych i komputerowych z zakresu biologii molekularnej. K_K02, K_K04, K_K05 Punkty ECTS 4 Bilans nakładu pracy studenta ii Wskaźniki ilościowe Ogólny nakład pracy studenta: 100 godz. w tym: udział w wykładach: 15 godz.; udział w zajęciach laboratoryjnych: 15 godz.; przygotowanie się do zajęć, zaliczeń, egzaminów: 64 godz.; udział w konsultacjach, zaliczeniach, egzaminie: 6 godz. Nakład pracy studenta związany z zajęciami iii : Liczba godzin Punkty ECTS wymagającymi bezpośredniego udziału nauczyciela 36 1,5

2 o charakterze praktycznym 85 3,4 Data opracowania: Koordynator przedmiotu: Prof. dr hab. Mirosław Ratkiewicz

3 SYLABUS B. Informacje szczegółowe Elementy składowe sylabusu Opis Nazwa przedmiotu Techniki molekularne w biologii Kod przedmiotu 0200-BS2-2TMB Nazwa kierunku biologia, studia drugiego stopnia Nazwa jednostki prowadzącej kierunek Wydział Biologiczno-Chemiczny UwB, Instytut Biologii Język przedmiotu polski Rok studiów/ semestr I rok / II semestr (semestr letni) Liczba godzin zajęć dydaktycznych oraz 15 godz., wykład forma prowadzenia zajęć Prowadzący Prof. dr hab. Mirosław Ratkiewicz prof. UwB Treści merytoryczne przedmiotu: 1. Podstawowe techniki analiz białek i DNA: nieinwazyjne i inwazyjne pobieranie prób do badań molekularnych, metody izolacji DNA, oznaczania ilości i jakości wyizolowanego DNA. 2. Elektroforeza białek, metody immunologiczne (przeciwciała mono i poliklonalne), ELISA, reakcja PCR i jej odmiany RFLP-PCR, RT-PCR, Fast PCR, Hot-Start PCR, real-time PCR i inne). Optymalizacja reakcji PCR. 3. Zasady projektowania starterów do reakcji PCR, ocena ich jakości. 4. Analiza SNP, AFLP, SSCP, FISH i mikromacierzy DNA. 5. Sekwencjonowanie DNA metodą detoksy. 6. Pirosekwencjonowanie, sekwencjonowanie w nanoporach. Sekwenatory nowej generacji (Roche 454, Illumina i inne), zasady ich funkcjonowania. 7. Kody kreskowe organizmów żywych (DNA barcoding), DNA metabarcoding (DNA barcoding z prób środowiskowych). 8. Genomika porównawcza, genomika środowiskowa, genomika populacji, genetyka biocenoz. Diagnostyka i epidemiologia molekularna. Efekty kształcenia wraz ze sposobem ich weryfikacji Efekty kształcenia: 1. Student wyjaśnia zasady poszczególnych metod biologii molekularnej. 2. Student charakteryzuje wady i zalety poszczególnych metod biologii molekularnej oraz zna ich zastosowanie. 3. Student rozróżnia metody analiz wielkości fragmentów DNA od analiz sekwencji DNA i potrafi stosować je w praktyce. 4. Student jest świadomy możliwości badawczych i aplikacyjnych, jakie dają narzędzia biologii molekularnej. Forma i warunki zaliczenia przedmiotu Wykaz literatury podstawowej i uzupełniającej Sposoby weryfikacji: 1. Egzamin pisemny podsumowujący przedmiot (test zamknięty i pytania otwarte). 1. Obecność na zajęciach. 2. Pozytywna ocena zaliczenia laboratoriów. 3. Pozytywna ocena egzaminu. Literatura podstawowa: Węgleński P. (red.) Genetyka molekularna PWN. Warszawa Bal. J. (red.) Biologia molekularna w medycynie. PWN Pilot. M, Rutkowski R. (red.) Zastosowanie metod molekularnych w badaniach ekologicznych. MiIZ PAN. Słomski R. (red.) Przykłady analiz DNA. AP. Poznań. Słomski R. (red.) Analiza DNA. Teoria i praktyka. UP. Poznań. Buchowicz J Biotechnologia molekularna. Modyfikacje genetyczne, postępy, problemy. Literatura uzupełniająca: Baxvanis A., Quelette F Bioinformatyka. Wydawnictwa

4 Naukowe PWN, Freeland J. Ekologia Molekularna PWN.. podpis osoby składającej sylabus

5 SYLABUS C. Informacje szczegółowe Elementy składowe sylabusu Opis Nazwa przedmiotu Techniki molekularne w biologii Kod przedmiotu 0200-BS2-2TMB Nazwa kierunku biologia, studia drugiego stopnia Nazwa jednostki prowadzącej kierunek Wydział Biologiczno-Chemiczny UwB, Instytut Biologii Język przedmiotu polski Rok studiów/ semestr I rok / II semestr (semestr letni) Liczba godzin zajęć dydaktycznych oraz 15 godz., laboratorium forma prowadzenia zajęć Prowadzący dr Magdalena Czajkowska Treści merytoryczne przedmiotu 1. Izolacja DNA z materiału zwierzęcego za pomocą zestawu A&A Biotechnology oraz określenie ilości i jakości wyizolowanego DNA za pomocą spektrofotometru i elektroforezy agarozowej oraz urządzenia Qubit. 2. Przygotowanie mieszaniny reakcyjnej multipleks FastPCR w celu genetycznej identyfikacji płci ssaków. Obsługa teromcyklera DNA, projektowanie profilu PCR i sprawdzenie produktów reakcji na żelu agarozowym. 3. Trawienie restryktazą powielonego fragmentu DNA w celu analizy polimorfizmów w populacji nornika zwyczajnego, elektroforeza na żelu agarozowym i wizualizacja prążków. Symulacja komputerowa działania restryktazy HaeIII na powielony fragment (program NEBcutter2.0). 4. Podstawy reakcji sekwencjonowania DNA, zasady i sposoby oczyszczania DNA po reakcji PCR, przygotowanie mieszaniny reakcyjnej, usuwanie nieprzyłączonych dideoksynukleotydów (ddntp) po reakcji sekwencjonowania zestawem ExTerminator A&A Biotechnology, programowanie sekwenatora DNA oraz rozdział fragmentów DNA na sekwenatorze kapilarnym. 5. Dopasowywanie (ang. alignment) sekwencji DNA (Programy Chromas Lite i BioEdit). Konstruowanie drzew filogenetycznych (program MEGA 4) Przegląd internetowych baz danych (NCBI i inne), Zapoznanie się z systemem BOLD. Projektowanie starterów do reakcji PCR (programy Primer3 i FastPCR). Efekty kształcenia wraz ze sposobem ich Efekty kształcenia: weryfikacji 1. Student charakteryzuje wady i zalety poszczególnych metod biologii molekularnej oraz zna ich zastosowanie. 2. Student rozróżnia metody analiz wielkości fragmentów DNA od analiz sekwencji DNA. 3. Posługując się aparatem do elektroforezy, termocyklerem DNA i sekwenatorem student wykonuje podstawowe analizy molekularne w celu określenia genotypu badanego organizmu. 4. Student jest świadomy możliwości badawczych i aplikacyjnych, jakie dają narzędzia biologii molekularnej. 5. Student jest zdolny do zespołowej i samodzielnej pracy podczas wykonywania analiz laboratoryjnych i komputerowych z zakresu biologii molekularnej. Forma i warunki zaliczenia przedmiotu Wykaz literatury podstawowej i uzupełniającej Sposoby weryfikacji: Pisemny sprawdzian teoretyczny: test i/lub pytania otwarte wiedza na temat stosowanych podczas zajęć laboratoryjnych metod biologii molekularnej oraz podstawowych analiz bioinformatycznych, w tym projektowania starterów, dopasowywania sekwencji DNA i obróbki danych molekularnych wraz z wykorzystaniem zasobów GenBanku. 1. Obecność na zajęciach. 2. Pozytywna ocena sprawdzianu Literatura podstawowa: Węgleński P. (red.) Genetyka molekularna PWN. Warszawa Bal. J. (red.) Biologia molekularna w medycynie. PWN

6 Pilot. M, Rutkowski R. (red.) Zastosowanie metod molekularnych w badaniach ekologicznych. MiIZ PAN. Słomski R. (red.) Przykłady analiz DNA. AP. Poznań. Słomski R. (red.) Analiza DNA. Teoria i praktyka. UP. Poznań. Buchowicz J Biotechnologia molekularna. Modyfikacje genetyczne, postępy, problemy. Literatura uzupełniająca: Baxvanis A., Quelette F Bioinformatyka. Wydawnictwa Naukowe PWN, 1. Freeland J. Ekologia Molekularna PWN.. podpis osoby składającej sylabus i Opis zakładanych efektów kształcenia w zakresie wiedzy, umiejętności i kompetencji społecznych, z uwzględnieniem form zajęć. Uwzględnia się tylko efekty możliwe do sprawdzenia (mierzalne / weryfikowalne). ii Przykładowe rodzaje aktywności: udział w wykładach, ćwiczeniach, przygotowanie do zajęć, udział w konsultacjach, realizacja zadań projektowych, pisanie eseju, przygotowanie do egzaminu. Liczba godzin nakładu pracy studenta powinna być zgodna z przypisanymi do tego przedmiotu punktami ECTS wg przelicznika : 1 ECTS h. iii Zajęcia wymagające bezpośredniego udziału nauczyciela są to tzw. godziny kontaktowe (również te nieujęte w rozkładzie zajęć, np. konsultacje lub zaliczenia/egzaminy). Suma punktów ECTS obu nakładów może być większa od ogólnej liczby punktów ECTS przypisanej temu przedmiotowi.