CHARAKTERYSTYKA MIKROBIOLOGICZNA SADU ŚLIWY WĘGIERKI ZWYKŁEJ Z REJONU PODGÓRSKIEGO. Tadeusz Tuszyński, Paweł Satora

1 CHARAKTERYSTYKA MIKROBIOLOGICZNA SADU ŚLIWY WĘGIERKI ZWYKŁEJ Z REJONU PODGÓRSKIEGO Tadeusz Tuszyński, Paweł Satora Katedra Technologii Fermentacji i Mikrobiologii Technicznej, Wydział Technologii Żywności, Akademia Rolnicza, Kraków Słowa kluczowe: sad, śliwa, mikroflora drzew, powietrza i gleby Próby do oznaczeń pobierano z sześciu punktów sadu śliwy Węgierki Zwykłej, w pięciu różnych terminach (kwiecień październik 1999). Skład ilościowy i jakościowy mikroflory bytującej na drzewach śliw był istotnie uwarunkowany ich obecnością w glebie i powietrzu. Charakterystyka jakościowa mikroorganizmów wykazała 30 gatunków bakterii, 20 gatunków drożdży oraz 60 kultur pleśni. Najliczniej w próbkach identyfikowane były drobnoustroje z rodzajów Micrococcus, Staphylococcus, Rhodotorula, Cladosporium, Penicillium i Trichoderma. Na powierzchni drzew dominowały szczepy drożdży z rodzajów Rhodotorula, Candida oraz Debaryomyces, Aureobasidium i grzyby strzępkowe z gatunku Rhizopus nigricans, które charakteryzowały się stosunkowo dobrymi właściwościami fermentacyjnymi w stosunku do wielu cukrów. WSTĘP Głównym siedliskiem drobnoustrojów w środowisku naturalnym jest gleba i woda, gdzie znajdują one wystarczającą ilość składników pokarmowych, dzięki czemu są w stanie przetrwać niekorzystne warunki zewnętrzne, np. niską temperaturę w czasie zimy [Conclin, 2002]. Najliczniejszą grupę mikroorganizmów w atmosferze stanowią pleśnie (do 20000 jtk/m 3 ) szczególnie z rodzajów Cladosporium, Alternaria, Penicillium, Aspergillus oraz Fusarium [Stępalska i in., 1999] i drożdże (do 60000 jtk/m 3 ), wśród których przeważają niefermentujące szczepy Candida, obok mniej licznych drożdży fermentujących. Zazwyczaj powietrze zawiera komórki bakteryjne (do 10000 jtk/m 3 ) oraz promieniowce od 10 do 2000 jtk/m 3 [Krzysztofik, 1992]. W grupie aerobakterii najczęściej spotykane są: przetrwalnikujący rodzaj Bacillus i tlenowe ziarniaki. Na powierzchnię drzew i owoców, drobnoustroje przenoszone są przez powietrze lub owady w których przewodzie pokarmowym pełnią rolę symbiontów [Morais i in., 1995]. Skażenie mikrobiologiczne owoców, następuje także podczas ich bezpośredniego kontaktu z podłożem (trawą, glebą), w czasie zbiorów. Skład mikroflory występującej na powierzchni części wegetatywnych roślin (liście i kora), uzależniony jest od skażenia powietrza, szczególnie na początku wiosny w fazie rozwoju liści. Następnie zaczynają dominować szczepy przystosowane do wykorzystywania celulozy, stanowiącej w tym środowisku podstawowe źródło węgla. Analizy jakościowe i ilościowe wskazują na duże zróżnicowanie drobnoustrojów, uzależnione od gatunku badanej rośliny. Generalnie przeważają

2 grzyby strzępkowe (rodzaje Cladosporium, Alternaria, Fusarium, Epicoccum) i organizmy drożdżopodobne (rodzaj Aureobasidium), a ich liczba kształtuje się w granicach 500-10000 jtk na cm 2 powierzchni, przy czym kora jest znacznie silniej skolonizowana [Davenport, 1974; Buck, 1998]. Często w posiewach pojawiają się również szczepy drożdżowe, zarówno niefermentujące (rodzaj Rhodotorula), jak i fermentujące. Z kwiatów i owoców można wyizolować podobną mikroflorę do występującej na powierzchni części wegetatywnych roślin. Najbardziej rozpowszechnione w tym środowisku drożdże oraz organizmy drożdżopodobne, z reguły charakteryzują się właściwościami fermentacyjnymi. Badania prowadzone na wiśniach wykazały, że najliczniej reprezentowane są rodzaje Alternaria, Aureobasidium i Cladosporium, obejmując 87-100% wszystkich grzybów strzępkowych [Olszak, 1994]. Na winogronach natomiast 50-75% całej populacji drożdżowej stanowią przedstawiciele rodzajów Kloeckera i Hanseniaspora [Davenport, 1974]. Powyższe tendencje potwierdzają również wyniki analizy innych owoców [Dugan, Roberts, 1994; Morais i in., 1995]. Dotychczasowe badania wykazały, że na skład ilościowy i jakościowy mikroorganizmów powietrza, gleby oraz drzew w sadach owocowych, mają wpływ liczne czynniki ekosystemu, lokalne warunki atmosferyczne, gatunek owoców i ich stopień dojrzałości [Davenport, 1974; Krzysztofik, 1992; Hasnain, 1993; Spotts,Cervantes, 1994]. Celem prowadzonych analiz było dokonanie ilościowej i jakościowej charakterystyki mikroflory gleby, powietrza oraz drzew i owoców w sadzie śliwowym z okolic Łącka. Wybrany rejon jest znany z wytwarzania oryginalnej śliwowicy, metodą fermentacji spontanicznej. Próby do oznaczeń, pobierano w pięciu różnych terminach (kwiecień - październik 1999 roku), każdorazowo z sześciu punktów (oznaczonych kolejnymi literami od A do F). Wyizolowane w posiewach mikroorganizmy bakteryjne, drożdżowe i grzyby strzępkowe identyfikowano i zabezpieczano do dalszych badań.

3 MATERIAŁY I METODY Ocenę mikrobiologiczną przeprowadzano w wieloletnim sadzie śliwy Węgierki Zwykłej (ok. 1 ha), nie poddawanym chemicznej ochronie oraz innym zabiegom pielęgnacyjnym i umiejscowionym w rejonie podgórskim (gmina Łącko), na terenie Beskidu Wyspowego w grzbietowej części lokalnego wzniesienia o wysokości 526 m n.p.m. Od strony północnej znajdują się zabudowania gospodarskie, a od południowej las mieszany z przewagą świerków. Wschodnia i zachodnia część badanego terenu nie jest osłonięta, stąd też najczęściej występujące na tym obszarze prądy powietrzne przebiegają ze wschodu oraz południowego-wschodu. Metodykę izolacji materiału badawczego uzależniono od rodzaju i miejsca jego pochodzenia (rys.1). Do oceny mikrobiologicznej, próby gruntu pobierano z głębokości około 10 cm. Około 1 g gleby umieszczano w moździerzu i mieszano delikatnie z drobnym piaskiem kwarcowym, a otrzymaną mieszaninę wysiewano na płytki wypełnione pożywką Martina-Johnsona (grzyby) lub agarem odżywczym do hodowli bakterii [Mańka, 1974]. Izolację drobnoustrojów z powietrza prowadzono metodą sedymentacyjną, eksponując przez okres 5 minut poziomo ustawione płytki Petriego z odpowiednią pożywką - agarem odżywczym dla bakterii i promieniowców, oraz agarem brzeczkowym dla pleśni i grzybów [Krzysztofik, 1992]. Mikroflorę z owoców, liści, kory i kwiatów (materia organiczna), wyosabniano poprzez powierzchniowe jej spłukanie sterylnym płynem fizjologicznym, a po przygotowaniu odpowiednich rozcieńczeń, posiewano na płytki z właściwym podłożem dla danej grupy drobnoustrojów. Wszystkie kultury mikroorganizmów namnażano (72 h, 28 0 C), odszczepiano sukcesywnie na skosy, w miarę pojawiania się kolonii, następnie identyfikowano monokultury na podstawie cech morfologicznych (makroskopowych i mikroskopowych) oraz biochemicznych przy pomocy odpowiednich kluczy mikrobiologicznych [Buchanan i Gibbon, 1974; Barnett i in., 1983; Fassatiova, 1983]. Przedstawione na rysunkach wyniki są średnią arytmetyczną z dwóch równoległych oznaczeń. Rys.1. Schemat lokalizacji poszczególnych punktów pomiarowych w sadzie

4 WYNIKI Mikroflora gleby Analiza ilościowa mikroflory glebowej, wykazała bardzo duże zróżnicowanie, zależne zarówno od terminu poboru próby (rys.2), jak i punktu pomiarowego (rys.1). 30000 25000 Liczba mikroorganizmów [jtk/g] 20000 15000 10000 Bakterie Drożdże Pleśnie 5000 0 czerwiec lipiec sierpień październik Miesiące Rys.2. Średnia zawartość mikroorganizmów w próbach gleby pobieranych podczas sezonu wegetacyjnego (bakterie 10 3 ; drożdże i pleśnie 10 2 ) Pod względem liczebności dominowały mikroorganizmy bakteryjne, których minimalną liczbę 7,2 10 6 jtk/g gleby stwierdzono w miesiącu czerwcu, a maksymalna przypadała na okres lipca - 26,9 10 6 jtk/g gleby. Spośród badanych miejsc pobierania prób, wyróżniały się punkty D i E (rys.1), znajdujące się na stoku, w pobliżu lasu, w których wykazano stosunkowo wysokie liczby bakterii (od 21,2 10 6 do 30,0 10 6 jtk/g). Natomiast w punkcie F wyizolowano jedynie 5,9 10 6 jtk. Istotny wpływ na znaczne rozbieżności w ilościach komórek bakterii zasiedlających poszczególne powierzchnie gleby sadu, mogą mieć takie czynniki jak: oddziaływanie przylegającego lasu, niejednolity skład porostu trawy oraz różne wartości ph prób (tab.1).

5 Tabela 1. ph gleby w wybranych punktach pomiarowych badanego sadu Punkty badawcze ph czerwiec lipiec sierpień październik A 5,53 5,68 5,98 6,38 E 5,60 5,63 5,58 6,40 F 6,10 6,20 6,62 6,68 Wyniki analizy jakościowej mikroflory bakteryjnej potwierdziły duże jej zróżnicowanie w obrębie sadu. Z 17 gatunków bakterii, należących do 8 rodzajów, najliczniejszą grupę stanowiły gramdodatnie ziarniaki, z rodziny Micrococcaceae, na drugim miejscu pod względem częstotliwości występowania sklasyfikowano rodzaj Bacillus. Wahania ph prób prawdopodobnie uniemożliwiły rozwój bakterii azotowych z rodzaju Azotobacter, bardzo wymagających pod względem warunków wzrostu, które nie pojawiają się w środowisku, przy wartościach ph niższych od 6,0. Na uwagę zasługuje zależność, obserwowana pomiędzy obecnością przedstawicieli Micrococcaceae i Bacillus w glebie i powietrzu. Wzrost liczby drobnoustrojów z rodziny Micrococcaceae w glebie, wiązał się ze spadkiem zawartości mikroorganizmów z rodzaju Bacillus, podczas gdy równolegle w powietrzu proporcje te kształtowały się odwrotnie. W przeciwieństwie do występujących bakterii, liczebność organizmów drożdżowych okazała się mniej różnorodna. Najwięcej drożdży zanotowano w próbach pobieranych w lipcu (2,8 10 5 jtk/g), przez pozostały okres ich liczba utrzymywała się na zbliżonym poziomie, średnio około 1,7 10 5 jtk/g gleby. Podobnie jak to miało miejsce w przypadku bakterii, drożdże najliczniej pojawiły się w punktach D i E (około 2,8 10 5 jtk/g gleby). Ogółem zidentyfikowano 10 gatunków drożdży, przy czym dominowały szczepy niefermentujące z rodzajów Rhodotorula i Candida. Stosunkowo mało liczną grupę mikroorganizmów, stanowiły grzyby pleśniowe, a ich liczba była zazwyczaj odwrotnie proporcjonalna do liczby bakterii i drożdży. Maksimum stężenia grzybów strzępkowych w glebie miało miejsce z początkiem jesieni, w miesiącu październiku (1,1 10 6 jtk/g gleby). W okresie lipca stwierdzono najniższą zawartość grzybów w glebie - 0,6 10 6 jtk/g. Należy zauważyć, że punkty pomiarowe zdominowane głównie przez bakterie i drożdże charakteryzowały się zmniejszoną liczbą pleśni. Najwięcej grzybów strzępkowych występowało w gruncie od strony lasu (punkty D i E), oraz w miejscach najbardziej narażonych na działanie wiatru (punkt F, rys.1). W wyniku prowadzonej izolacji z gleby otrzymano 289 czystych kultur grzybowych, spośród których po dalszych badaniach wyodrębniono 50 różnych gatunków należących do 27 rodzajów, w tym 2 grzyby określono jako niezarodnikujące (Dematiaceae i Mucedinaceae).

6 Stwierdzono ponadto duże różnice jakościowe w zbiorowiskach grzybów glebowych pomiędzy wybranymi punktami pobrania prób. Cladosporium 3% Chrysosporium 2% Humicola 2% Mucor 2% Paecilomyces 6% inne 7% Penicillium 30% Preussia 9% Drożdże 9% Absidia 14% Trichoderma 16% Rys.3. Mikroflora grzybowa gleby badanego sadu Oznaczenia mikrobiologiczne wskazują, że w glebie przeważają zarodniki, czterech rodzajów grzybów (około 60%): Penicillium, Trichoderma, Absidia i Preussia, pozostałe rodzaje stanowiły poniżej 7% populacji. Na stanowisku F (rys.1), zidentyfikowano rodzaj Penicillium (około 45% populacji), głównie dzięki bardzo dużej liczebności P. aurantiogriseum. We wszystkich trzech badanych punktach występowały następujące gatunki grzybów strzępkowych: Absidia spinosa, Chrysosporium pannorum, Mucor piriformis, Paecilomyces carneus, Penicillium aurantiogriseum, Penicillium fellutanum,preussia aemulans, Preussia fleischhakii i Trichoderma koningii. Traktując łącznie wyniki izolacji mikroorganizmów z poszczególnych punktów badawczych można zauważyć, że w glebie dominowały grzyby z rodzaju Penicillium (około 30% populacji), gatunki z rodziny Mucoraceae (17%), oraz rodzaj Trichoderma (16%), natomiast udział drożdżaków był znacznie mniejszy około 9% badanej populacji grzybów (rys.3).

7 Mikroflora powietrza Powietrze jest środowiskiem buforowym pomiędzy glebą, a organizmami roślinnymi, takimi jak drzewa. Jednocześnie bardzo mała ilość składników odżywczych dla mikroorganizmów, nie sprzyja ich namnażaniu. Stąd też skład ilościowy mikroflory atmosfery jest znacznie uboższy od występującej w glebie i na drzewach, natomiast pod względem jakościowym powietrze stanowi wypadkową tych dwóch siedlisk. 7000 6000 Liczba mikroorganizmów [jtk/m3] 5000 4000 3000 2000 Bakterie Drożdże Pleśnie 1000 0 kwiecień czerwiec lipiec sierpień październik Miesiące Rys.4. Średnia zawartość mikroorganizmów w powietrzu podczas sezonu wegetacyjnego Stosunkowo najwięcej drobnoustrojów wyizolowano w próbkach z punktu B, znajdującego się między zabudowaniami gospodarskimi i lasem (5200 jtk/m 3 ). Liczba bakterii była istotnie zróżnicowana w zależności od miejsca (od 255 do 4345 jtk/m 3 ) oraz terminu pobrania próby od około 1500 w okresie kwietnia i października do ponad 6000 jtk/m 3 w czerwcu (rys.4). Wśród bakterii przeważały drobnoustroje z rodzajów Micrococcus, Staphylococcus, oraz Bacillus, które zaobserwowano niemal we wszystkich posiewach. Pozostałe grupy bakterii, obecne w próbach pobranych w kwietniu i październiku, stanowiły minimalny udział wyizolowanej mikroflory tej grupy. Zawartość grzybów strzępkowych, występujących w poszczególnych stanowiskach badawczych, okazała się bardzo zróżnicowana. Największą ich liczbę (1500-1800 jtk/m 3 )

8 wyizolowano ze strefy osłoniętej przez skupiska drzew leśnych, co odpowiada punktom pomiarowym D i E. Należy podkreślić, że udział grzybów zawartych w atmosferze był odwrotnie proporcjonalny do liczby komórek bakteryjnych. W próbach pobranych w kwietniu, sierpniu i wrześniu stwierdzono od 1700 do 2500 jtk/m 3 powietrza. Przez kolejne miesiące liczba grzybów strzępkowych utrzymywała się na znacznie niższym poziomie (450 600 jtk/m 3 ). Ogółem sklasyfikowano w powietrzu około 30 gatunków różnych grzybów strzępkowych, a ich obecność uzależniona była głównie od okresu pobrania prób. Zdecydowaną przewagę uzyskał rodzaj Cladosporium (41% całej populacji grzybów), następnie Rhizooctonia (13%), Alternaria (9%), Aspergillus (7%) i Botrytis (rys.5). Stemphylium 2% Rhizopus 2% Inne 10% Fusarium 2% Aureobasidium 2% Trichothecium 3% Penicillium 3% Cladosporium 41% Botrytis 6% Aspergillus 7% Alternaria 9% Rhizooctonia 13% Rys.5. Mikroflora grzybowa powietrza badanego sadu Drożdże występowały w powietrzu sporadycznie (do 160 komórek/m 3 ). Posiewy nie wykazały przewagi określonego rodzaju, natomiast stwierdzono obecność czterech gatunków, charakteryzujących się brakiem zdolności fermentacyjnych, należących do trzech rodzajów: Candida, Lipomyces i Rhodotorula.

9 Mikroflora owoców, kory i liści śliwy Węgierki Zwykłej W trakcie badań mikroflory śliw najliczniejszą grupę stanowiły bakterie (rys.6). 50000 45000 40000 Liczba mikroorganizmów [jtk/g] 35000 30000 25000 20000 15000 10000 Bakterie Drożdże Pleśnie 5000 0 kwiecień czerwiec lipiec sierpień Miesiące Rys.6. Średnia zawartość mikroorganizmów na drzewach śliwy Węgierki Zwykłej w okresie wegetacyjnym (bakterie 10 2 ; drożdże i pleśnie 10) Ich średnia zawartość w 1 g materiału organicznego wynosiła około 2,72 10 7 jtk. Najwyższą liczbę kolonii bakterii, stwierdzono w czerwcu (4,87 10 7 jtk/g). Kolejne pomiary wykazywały stopniowe obniżenie ich liczby, co należy tłumaczyć spadkiem średnich dobowych temperatur. Pod względem lokalizacji najkorzystniejsze warunki sprzyjające wzrostowi tych mikroorganizmów, zaistniały w punkcie B, najbardziej narażonym na podmuchy wiatru, skąd wyizolowywano średnio dwa razy więcej bakterii niż z innych miejsc pomiarowych. Powierzchnia owoców była całkowicie zdominowana przez ziarniaki z rodzaju Micrococcus, przy minimalnym udziale przedstawicieli innych rodzajów. Liczną grupę zasiedlającą zarówno owoce jak i korę, stanowiła również mikroflora drożdżowa. Podobnie jak miało to miejsce w przypadku bakterii, wzrost liczby drożdży stwierdzono w czerwcu 2,2 10 5 jtk/g, a minimum w lipcu (1,1 10 5 jtk/g). Podwyższona temperatura miesiąca lipca (ponad 30 0 C), prawdopodobnie nie sprzyjała rozwojowi niektórych rodzajów drożdżaków [Barnett i in., 1983]. Najodpowiedniejszy dla wzrostu drożdży, podobnie jak w przypadku mikroflory bakteryjnej, okazał się punkt pomiarowy B (rys.1).

10 Dokonana charakterystyka jakościowa wyizolowanych szczepów z owoców śliw, wykazała stosunkowo wysoki udział drożdży fermentujących. Gatunkiem dominującym był Debaryomyces hansenii, który stanowił ponad 30% wszystkich kolonii drożdży. Na drugim miejscu pod względem liczebności, występowały drożdże z rodzaju Rhodotorula, produkujące charakterystyczne różowe barwniki karotenoidowe. Rhizooctonia 4% Penicillium 4% Cunninghamella 4% Botrytis 7% Inne 4% Debaryomyces 18% Rhizopus 7% Drożdże nieferm. 15% Mucor hiemalis 11% Aureobasidium 11% Rhodotorula 15% Rys.7. Mikroflora grzybowa drzew śliwy Węgierki Zwykłej badanego sadu Zawartość zarodników pleśniowych na owocach i pniu śliw, różniła się zasadniczo od pozostałej mikroflory. Maksymalną liczbę pleśni stwierdzono w kwietniu i lipcu po około 2,0 10 5 jtk/g badanego materiału, natomiast w czerwcu już tylko 1,3 10 5 jtk/g. Z punktu pomiarowego B wyizolowano nie tylko najliczniejszą mikroflorę bakteryjną i drożdżową, ale także najwięcej kultur pleśniowych, w porównaniu do pozostałych miejsc pobierania prób. Podczas analiz mikrobiologicznych drzew w sadzie śliwy Węgierki Zwykłej, wyosobniono ogółem około 20 gatunków pleśni, głównie należących do rzędu Mucorales (Mucor i Rhizopus) i rodzajów Botrytis, Fusarium, Aspergillus oraz Penicillium (rys.7).

11 DYSKUSJA WYNIKÓW Badania przeprowadzone w sadzie śliwy Węgierki Zwykłej wykazały, silne zróżnicowanie mikroflory, zarówno pod względem ilościowym, jak i jakościowym. Obserwowana zmienność wiązała się z charakterem środowiska, skąd pobierano próby (gleba, powietrze, drzewa), oraz terminem oznaczeń i lokalizacją punktu pomiarowego. Istotnym czynnikiem warunkującym skład drobnoustrojów w glebie, powietrzu i na drzewach okazał się okres dokonywania analiz, a szczególnie warunki pogodowe i środowiskowe (głównie temperatura, wilgotność, nasłonecznienie, ph), jak również stopień dojrzałości owoców. Badany sad charakteryzował się kwaśnym odczynem gleby (tab.1), najbardziej optymalnym dla rozwoju grzybów pleśniowych, stąd też ich zawartość kształtowała się na stosunkowo wysokim poziomie (od 0,6 10 6 do 1,1 10 6 jtk/g). Uzyskano obraz zbliżony do wyników badań mikologicznych gleby sadu jabłoniowego [Mazzle, 1998]. Liczebność grzybów pasożytniczych była bardzo mała, występowały natomiast liczne saprofity z rodzajów Penicillium, Trichoderma i Absidia. Niski poziom ph podłoża, prawdopodobnie ograniczył wzrost niektórych bakterii (rodzaj Azotobacter), przez co nie stwierdzono ich w posiewach [Buchanan, Gibbon, 1974]. Miejsca bardziej narażone na podmuchy wiatru i inne zawirowania powietrza zbliżone do punktu B, charakteryzowały się wysoką liczbą mikroorganizmów, a zależność tę stwierdzono zarówno w powietrzu jak i na owocach śliw. Należy sądzić, że na liczniejsze zasiedlenie mikroorganizmów w ściśle określonych miejscach badanego sadu, miały wpływ warunki środowiskowe głównie ukształtowanie terenu i osłona lasem. W okresach o wyższej temperaturze i nasłonecznieniu (lipiec, sierpień), zwiększała się liczba zarodników pleśniowych oraz przetrwalników bakteryjnych odpornych na wymienione czynniki, malała natomiast zawartość żywych komórek bakterii i drożdży, które są zazwyczaj niszczone przez promienie ultrafioletowe [Krzysztofik, 1992]. Bezpośrednie sąsiedztwo lasu spowodowało znaczny wzrost zawartości bakterii, pleśni i drożdży w próbach z punktów D i E, wpływając zasadniczo na skład jakościowy mikroflory. Podobna sytuacja występowała w punkcie C, znajdującym się najbliżej zabudowań gospodarskich. Stwierdzano tam podwyższoną liczbę bakterii z rodzaju Streptococcus, które bardzo licznie towarzyszą działalności człowieka, i mogą być pasożytami zwierząt gospodarskich [Petrycka i inni, 1995]. W miarę dojrzewania owoców zwiększa się, przeważnie na ich powierzchni, udział drożdży oraz organizmów drożdżopodobnych np. Aureobasidium sp. Koncentracja tych mikroorganizmów na owocach badanych śliw okazała się jednak kilkakrotnie większa (od 10000 do ponad 20000 jtk/g) od określonej ich obecności na winogronach [Davenport, 1974] i

12 na wiśniach [Olszak, 1994]. Równocześnie w trakcie naszych badań stwierdzono jedynie znikomy udział drobnoustrojów patogennych tj. rodzaje..., które zwykle występują na roślinach [Ale-Agha, 1997]. Porównując trzy badane środowiska (gleba, powietrze, drzewa), należy zwrócić uwagę na występowanie pomiędzy nimi istotnej zależności. Jedną z nich było pojawienie się w tych samych terminach maksimum liczby mikroflory na drzewach i w powietrzu, przy jednoczesnej minimalnej ich zawartości w glebie, co można dostrzec na wykresie ilustrującym ogólną liczbę mikroorganizmów (rys. 2 i 6). Spadkowi ogólnej liczby drobnoustrojów gleby towarzyszył zazwyczaj wzrost ich liczby w powietrzu i na owocach. Podobne uwarunkowania stwierdzono podczas analizy ilościowej bakterii i pleśni. W przypadku drożdży, występowała proporcjonalna zależność pomiędzy ich liczbą w glebie i powietrzu. Owoce śliwy Węgierki Zwykłej z badanego sadu przeznaczane są do wytwarzania Śliwowicy Łąckiej. Jest to produkt fermentacji nastawów śliwkowych przez mikroflorę autochtoniczną, bytującą na owocach. Mikroorganizmy wyizolowane z powierzchni śliwek, kwiatów, kory oraz powietrza mają bezpośredni wpływ na skład chemiczny otrzymywanych spirytusów. W analizowanych środowiskach wykryto m.in. obecność drobnoustrojów charakteryzujących się silnymi zdolnościami fermentacyjnymi (rodzaje Debaryomyces, Aureobasidium, Rhizopus, Hansenula) oraz enzymatycznymi (amylazy, pektynazy, celulazy, esterazy), które poprzez rozluźnienie miąższu owoców, mogą oddziaływać bardzo korzystnie na przebieg procesu fermentacji [Madamwar i Patel, 1992; Ellis, 1995; Rana i in., 1996; Blanco i in., 1999; Barbosa i in., 2001]. W dalszych doświadczeniach będą szczegółowo rozpoznane możliwości fermentacyjne i macerujące wyizolowanych szczepów oraz ich skłonności do tworzenia komponentów smaku i aromatu. WNIOSKI Badany sad śliwy Węgierki Zwykłej charakteryzuje się stosunkowo dużym zróżnicowaniem ilościowym i jakościowym mikroorganizmów. Największą liczbę bakterii, drożdży i pleśni stwierdzono w okresie letnim. Istnieją swoiste powiązania pomiędzy mikroflorą bytującą na drzewach śliwy oraz obecnością drobnoustrojów w glebie i powietrzu. Przedstawiciele rodziny Micrococcaceae, rodzaju Bacillus, Rhodotorula, Candida, Trichoderma, Penicillium oraz rzędu Mucorales, stanowiły dominującą mikroflorę badanego środowiska. Na powierzchni owoców, kwiatów, liści i kory drzew, przeważały szczepy z rodzajów Debaryomyces, Aureobasidium oraz gatunku Rhizopus nigricans, które charakteryzują się dobrymi właściwościami fermentacyjnymi w stosunku do wielu cukrów.

13 STRESZCZENIE Badania obejmowały analizę mikrobiologiczną gleby, powietrza oraz drzew (liście, kora, kwiaty, owoce) w sadzie śliwy Węgierki Zwykłej, zlokalizowanym w rejonie podgórskim (okolice Łącka, 526 m n.p.m.). Próby do oznaczeń pobierano z sześciu punktów sadu, w pięciu różnych terminach (kwiecień październik 1999). Mikroorganizmy namnażano na odpowiednich podłożach mikrobiologicznych i identyfikowano na podstawie cech morfologicznych oraz testów biochemicznych. Największą liczbę kolonii bakterii, drożdży i pleśni stwierdzono w okresie letnim. Skład ilościowy i jakościowy mikroflory bytującej na drzewach śliw był istotnie uwarunkowany ich obecnością w glebie i powietrzu. Najbardziej zróżnicowaną grupę mikroorganizmów stanowiły grzyby strzępkowe (wyizolowano około 60 gatunków). Najliczniej w próbkach identyfikowane były drobnoustroje z rodzajów Micrococcus, Staphylococcus, Rhodotorula, Cladosporium, Penicillium i Trichoderma. Na powierzchni drzew dominowały szczepy drożdży z rodzajów Rhodotorula, Candida oraz Debaryomyces, Aureobasidium i pleśnie z gatunku Rhizopus nigricans, które z reguły, charakteryzują się stosunkowo dobrymi właściwościami fermentacyjnymi w stosunku do wielu cukrów. LITERATURA: 1. Ale-Agha N., Prunus-arten und ihre Pilzfloren (an Blättern, Früchten) im Duisburger Norden. Med. Fac. Landbouww. Univ. Gent, 1997, 62 (3b), 943-949. 2. Barbosa M.A.G., Rehn K.G., Menezes M., Mariano R.L.R., Antagonism of Trichoderma species on Cladosporium herbarum and their enzymatic characterization. Braz. J. Microbiol., 2001, 32, 98-104. 3. Barnett J. A., Payne R. W., Yarrow M., 1983, Yeasts: Characteristics and identification. Cambridge University Press, Cambridge. 4. Blanco P., Sieiro C., Villa T.G., Production of pectic enzymes in yeasts. FEMS Microbiology Letters 1999, 175, 1-9. 5. Buchanan R.E., Gibbon N.E., 1974, Bergey s Manual of Determinative Bacteriology. 8 th Edition. Williams & Wilkins, Baltimore. 6. Buck W. J., Lachance M.-A., Traquair J. A., Mycoflora of peach bark: population dynamics and composition. Can. J. Bot., 1998, 76, 345-354. 7. Conclin A.R., Jr., Soil Microorganisms. AEHS Magazine, 2002, 1-2. (internet) 8. Davenport R. R., Microecology of yeasts and yeast-like organisms associated with an English vineyard. Vitis, 1974, 13, 123-130.

14 9. Dugan F. M., Roberts R. G., Etiology of preharvest colonization of bing cherry fruit by fungi. Phytopathology, 1994, 84 (10), 1031-1036. 10. Ellis M.A. 1995. Botrytis bunch rot or grey mould of grape. Ohio State University Extension Fact Sheet, Columbus. 11. Fassatiova O., 1983, Grzyby mikroskopowe w mikrobiologii technicznej. Wydawnictwo Naukowo-Techniczne, Warszawa, Polska (in Polish). 12. Fleet G. H., 1992, Wine Microbiology and Biotechnology. Harwood Academic Publishers, Sydney. 13. Hasnain S. M., Influence of meteorological factors on the air spora. Grana, 1993, 32, 184-188. 14. Krzysztofik B., 1992, Mikrobiologia powietrza. Wyd. Politechniki Warszawskiej, Warszawa, Polska (in Polish). 15. Madamwar D., Patel S., Formation of cellulases by co-culturing of Trichoderma reesei and Aspergillus niger on cellulosic waste. World J. Microb. Biotechn. 1992, 8, 183-186. 16. Mańka K., Zbiorowiska grzybów jako kryterium oceny wpływu środowiska na choroby roślin. Zesz. Problem. Postęp. Nauk Roln., 1994, Z. 160, 9-24 (in Polish). 17. Mazzola M., 1998: Changes in microbial community structure in response to apple roots: Impact on disease-supressive potential and development of apple replant disease. 7th International Congress of Plant Pathology, Edinburgh, Scotland. 18. Mędrela-Kuder E., Badania mikroflory powietrza atmosferycznego wybranych dzielnic Krakowa. Arch. Ochr. Środ., 1992, 2, 61-65 (in Polish). 19. Morais P. B., Martins M. B., Klaczko L. B., Medonca-Hagler L. C., Hagler A. H., Yeasts succsession in the Amazon Fruit Parahancornia amapa as resource partitioning among Drosophila spp. Appl. Enivron. Microbiol., 1995, 61 (12), 4251-4257. 20. Olszak M., Etiology of sour cherry fungal diseases in Poland: II. Isolation and identification of fungi infecting sour cherry organs. J. Fruit Ornam. Plant Res., 1994, 2 (3), 101-121. 21. Olszak M., Etiology of sour cherry fungal diseases in Poland: III. Pathogenicity of the isolated fungi. J. Fruit Ornam. Plant Re., 1994, 2 (4), 165-184. 22. Petrycka H., Godlewska-Zabłocka E., Kolasa M., Mikroflora powietrza atmosferycznego na obszarze oczyszczalni ścieków w Tychach-Urbanowicach. Gaz, woda i technika sanitarna, 1995, 8, 272-274 (in Polish). 23. Rana B.K., Johri B.N., Thakur I.S., Formation and activities of xylan-hydrolysing enzymes of Humicola grisea var thermoidea. World J. Microb. Biotechn. 1996, 12, 12-15. 24. Spotts R. A., Cervantes L. A., Effects of soil moisture, temperature and nutrient availability on the population dynamics of Mucor piriformis. Mycol. Res., 1994, 98 (3), 342-346.

15 25. Stępalska D., Harmata K., Kasprzyk I., Myszkowska D., Stach A., Occurence of airborne Cladosporium and Alternaria spores in Southern and Central Poland in 1995-1996. Aerobiologia, 1999, 15, 39-47.