Bartłomiej Igliński*, Roman Buczkowski, Grzegorz Piechota Uniwersytet Mikołaja Kopernika, Toruń Algi. Źródło energii i substancji chemicznych Algae. A source of energy and chemicals Algi postrzegane są jako jedne z głównych źródeł paliwa przyszłości oraz substancji chemicznych. Hodowla alg na skalę przemysłową odbywa się w stawach lub bioreaktorach. Biodiesel lub biometan z alg wydaje się być jedynym odnawialnym paliwem o potencjale mogącym całkowicie zastąpić paliwa ropopochodne bez negatywnego wpływu na dostawy żywności i innych produktów roślinnych. Glony jako organizmy autotroficzne wykorzystują promienie słoneczne, lecz robią to skuteczniej niż rośliny uprawne. Z alg można pozyskać biobutanol, chlorofil, β-1,3-glukan oraz wielonienasycone kwasy tłuszczowe. A review, with 32 refs., of farming algae and their processing to EtOH, biogas, biodiesel fuel and farmaceuticals. Gwałtowny wzrost populacji ludzi na świecie oraz kryzys gospodarczy zmusza naukę i przemysł do poszukiwania wydajnych i tanich źródeł pozyskiwania związków chemicznych, a w szczególności źródeł energii. Surowcem tym mogą stać się nadal niedoceniane algi (glony), które obecnie dostarczają wielu cennych substancji dla przemysłu kosmetycznego. Z alg otrzymywane są ekstrakty stosowane w kremach, tonikach i szamponach oraz mączki, które wykorzystuje się w maseczkach i kąpielach wyszczuplających. Algi to ogromne źródło bioenergii. Można z nich pozyskiwać bioetanol, biodiesel, biometan oraz biowodór. Glony asymilują ogromne ilości ditlenku węgla, gdyż na wytworzenie 100 Mg biomasy potrzebują one ok. 180 Mg CO 2, dodatkowo rozkładają inne zanieczyszczenia (azotany, fosforany, związki organiczne) zawarte w wodzie i coraz częściej wykorzystywane są w rekultywacji zbiorników wodnych 1). Od wielu lat glony spożywane są przez mieszkańców Dalekiego Wschodu. Obecnie wiele firm oferuje glony jako produkty spożywcze, probiotyczne lub odchudzające 2). Charakterystyka alg Algi, glony (łac. Algae, gr. Phykos) są grupą organizmów wydzieloną na podstawie kryteriów morfologicznych i ekologicznych. Cechami łączącymi gromady składające się na tę grupę morfologiczno-ekologiczną jest w większości przypadków autotrofizm i funkcja pierwotnego producenta materii organicznej w zbiornikach wodnych, a także pierwotne uzależnienie od wody oraz beztkankowa budowa ciała 3). Do glonów zalicza się organizmy jedno- lub wielokomórkowe, samożywne mikroskopijnej wielkości, jak również występujące w postaci rozłożystych plech. Glony żyją głównie w wodzie, ale również w miejscach wilgotnych: w glebie i na jej powierzchni, na kamieniach, pniach drzew, ścianach, a także na śniegu i lodzie (glony naśnieżne). Na początku XX w. termin glony zapożyczył z gwary góralskiej polski botanik Józef Rostafiński 4) i wprowadził go do systematyki botanicznej. Ponad połowa z 40 tys. odkrytych do dzisiaj gatunków glonów jest zaliczana do bakterii i protistów. Licząca ok. 17 tys. gatunków grupa glonów zielonych (czyli zielenic) jest włączona do królestwa roślin 5, 6). W ostatnim czasie algi są coraz częściej przedmiotem zainteresowania przemysłu i energetyki (rys. 1), ponieważ są one bardzo wydajnym producentem odnawialnej biomasy, szybko się namnażają, a ponadto wiele gatunków glonów wytwarza cenne substancje chemiczne, takie jak węglowodany, białka, tłuszcze i pigmenty, oraz można je hodować w różnych warunkach, w wodzie morskiej, zasolonej lub zanieczyszczonej, oczyszczając ją przy tym (bioremediacja) 6, 7). Dr Bartłomiej IGLIŃSKI w roku 2001 ukończył studia wyższe na Wydziale Chemii Uniwersytetu Mikołaja Kopernika w Toruniu. W 2007 r. obronił pracę doktorską Krystalizacja kwasu cytrynowego z elektrodializy cytrynianu trisodu. Jest sekretarzem Koła SITPChem przy UMK. Specjalność techniki membranowe i ochrona środowiska. * Autor do korespondencji: Zakład Chemicznych Procesów Proekologicznych, Wydział Chemii, Uniwersytet Mikołaja Kopernika, ul. Gagarina 7, 87-100 Toruń, tel.: (56) 611-43-31, fax: (56) 654-24-77, e-mail: iglinski@chem.umk.pl Dr hab. Roman BUCZKOWSKI w roku 1974 ukończył studia wyższe a w 1980 r. uzyskał tytuł doktora na Wydziale Matematyki, Fizyki i Chemii Uniwersytetu Mikołaja Kopernika w Toruniu. W 1994 r. obronił pracę habilitacyjną na Politechnice Szczecińskiej. Obecnie jest kierownikiem Zakładu Chemicznych Procesów Proekologicznych na Wydziale Chemii UMK. W 2004 r. reaktywował Koło SITPChem na UMK. Specjalność technologia chemiczna i ochrona środowiska. 1186 90/6(2011)
W zamkniętych fotobioreaktorach (rys. 3) można w dużym stopniu kontrolować warunki rozwoju mikroorganizmów, dzięki czemu uzyskuje się więcej biomasy niż w przypadku systemów otwartych. Fotoreaktory zbudowane są z materiału przepuszczającego światło i pozwalają na hodowlę dokładnie pożądanego gatunku mikroalg. Wyróżnia się fotobioreaktory cylindryczne (rurowe), panelowe (płytowe) oraz pionowo-kolumnowe 15, 16). 6, 7) Rys. 1. Możliwości wykorzystania alg 6, 7) Fig. 1. Possibile uses of algae Hodowla alg na skalę przemysłową Do prawidłowego rozwoju algi potrzebują światła, ditlenku węgla, soli nieorganicznych oraz wody o temp. 20 30ºC. Całoroczną hodowlę glonów można prowadzić w krajach o ciepłym klimacie. W przypadku Polski, hodowlę opłaca się prowadzić od kwietnia do października 8). W miesiącach zimowych trzeba by doświetlać i dogrzewać hodowlę, co podniosłoby znacząco koszt inwestycji. Miesiące zimowe można zatem wykorzystać na konieczne remonty i czyszczenie instalacji. Wprowadzane do bioreaktora sole powinny zawierać azot, fosfor i żelazo, ale podstawowym pierwiastkiem w suchej masie glonów jest węgiel 9). Doskonałą pożywką dla alg są ścieki 3 10) obfitujące w takie jony, jak NH 4+, NO 3 - i PO 4 3-. Praktyczne metody hodowli mikroalg na dużą skalę, to systemy otwarte (stawy kanałowe ) oraz zamknięte na powietrzu i w pomieszczeniach (fotobioreaktory) 11). Pierwsze takie rozwiązania powstały już w latach czterdziestych XX w. w Niemczech i USA 12). Staw do hodowli alg jest zbudowany w formie zamkniętej pętli recyrkulacyjnej tworzącej kanał o głębokości ok. 0,3 m (rys. 2). Mieszanie i cyrkulację zapewnia turbina wprowadzająca zawiesinę w ruch. Turbina pracująca ciągle zapobiega sedymentacji glonów. Biomasa glonów jest odprowadzana za turbiną na końcu pętli recyrkulacyjnej. Nakłady na budowę i utrzymanie systemów otwartych są niewielkie, problemem jest utrudniony zbiór alg, co zwiększa koszty pozyskania biopaliwa 13, 14). Rys. 2. Schemat stawu do produkcji alg 13) Fig. 2. Scheme of a pond for algae production 13) Mgr Grzegorz PIECHOTA ukończył studia wyższe na Wydziale Chemii UMK w Toruniu w 2009 r. Tytuł pracy magisterskiej: Chinolina i jej pochodne jako modyfikatory właściwości montmoryllonitu w układach nanokompozytowych. Obecnie jest doktorantem w Zakładzie Chemicznych Procesów Proekologicznych. Specjalność gospodarka odpadami i odnawialne źródła energii. Rys. 3. Schemat bioreaktora rurowego 14) Fig. 3. Scheme of a tubular bioreactor 14) Wewnątrz fotobioreaktora wyróżnić można strefę jasną (blisko źródła światła) oraz strefę ciemną (daleko od naświetlanej powierzchni). Obecność strefy zacienionej jest spowodowana absorpcją światła przez mikroalgi i ich samozacienianiem. Takie zjawisko powoduje tworzenie się w reaktorze zewnętrznej warstwy glonów narażonej na zbyt duże natężenia światła, które może powodować fotoinhibicję, środkowej warstwy o idealnym oświetleniu oraz wewnętrznej warstwy glonów z brakiem światła, gdzie procesy oddychania przebiegają z dużą intensywnością 17, 18). Aby zapewnić algom właściwe warunki świetlne, w niektórych bioreaktorach używane są specjalne panele emitujące światło w zakresie podczerwieni. Łącząc stosowną geometrię naświetlania z cyrkulacją medium można sprawić, że komórki będą krążyły między strefą świetlną i strefą zmroku reaktora w pewnej częstotliwości i regularnych odstępach. Obecnie trwają intensywne prace nad udoskonaleniem bioreaktorów 19). Przykładowo, Hsieh i Wu 20) testowali różne układy komór bioreaktora (rys. 4a), co bezpośrednio wpływało na stężenie pozyskanej biomasy alg Chlorella sp. (rys. 4b). Chisti 1) porównał produkcję alg w systemie stawu i fotobioreaktora, stwierdzając że produkcja glonów w przypadku fotobioreaktora charakteryzuje się wyższą wydajnością biomasy i oleju (tabela 1). Biomasę alg można oddzielić od roztworu w prosty sposób przez filtrację. Proces rozdziału jest zdecydowanie tańszy i prostszy dla fotobioreaktorów niż dla stawów hodowlanych 21). Produkcja bioetanolu i biogazu Prace badawcze 22, 23) pokazują, że z glonów można pozyskać bioetanol z dużą wydajnością. Przykładowo, Hirayama i współpr. 22) wykazali, że produkcja alkoholu z alg jest zdecydowania tańsza i szybsza niż w przypadku konwencjonalnej fermentacji roślin bogatych w węglowodany. Ueda i współpr. 23) w swoim patencie zaproponowali dwustopniowe wykorzystanie biomasy alg. W pierwszym etapie 90/6(2011) 1187
a) a) algi poddawane są fermentacji alkoholowej w celu uzyskania bioetanolu, a w drugim etapie w procesie fermentacji metanowej pozyskiwany jest biogaz. Pierwsza praca dotycząca produkcji biogazu z alg pochodzi już z 1957 r. 24). Mimo obiecujących rezultatów (Otsuka i Yoshino 25) otrzymali z Ulva sp. 180 cm 3 /g biogazu) jak dotąd pozyskiwanie biogazu z glonów nie jest wykorzystywane na skalę przemysłową. Tabela 1. Porównanie stawu i fotobioreaktora 1) Table 1. Comparison of a pond and photobioreactor 1) Zmienna Staw Fotobioreaktor Produkcja biomasy, kg 100 000 100 000 Wydajność objętościowa, kg/m 3 dzień 0,117 1,535 Wydajność powierzchniowa, kg/m 2 dzień 0,035 0,072 Stężenie biomasy, kg/m 3 0,14 4,00 Wydajność oleju, m 3 /ha 99,4 136,9 Zużycie CO 2, kg 183,3 183,3 Tabela 2. Porównanie wydajności i zawartości oleju roślin oleistych i alg 26) Table 2. Comparison of productivity and oil content in oilseeds and algae 26) Wydajność oleju, Uprawa dm 3 /ha Kukurydza 172 Soja 446 Rzepak 1190 Jatrofa 1892 Orzech kokosowy 2689 Olej palmowy 5950 Mikroalgi Botryococcus braunil Chlorella sp. Crypthecodinium cohnii Cylindrotheca sp. Dunaliella primolecta Isochrysis sp. Monallanthus salina 59000 137000 Nannochloris sp. Nannochloropsis sp. Neochloris oleoabundans Nitzschia sp. Phaeodactylum tricornutum Schizochytrium sp. Tetraselmis sueica Zawartość oleju, % s.m. 15 20 25 75 28 32 20 16 37 23 25 33 powyżej 20 20 35 31 68 35 54 45 47 20 30 50 77 15 23 Produkcja biodiesla Algi charakteryzują się szybkim przyrostem biomasy, a co za tym idzie można z nich pozyskać duże ilości oleju roślinnego z przeznaczeniem na cele paliwowe. Przykładowo, rocznie z 1 ha powierzchni można pozyskać ok. 100 tys. dm 3 oleju, podczas gdy w przypadku oleju palmowego 5950 dm 3, oleju rzepakowego 1190 dm 3 a oleju kukurydzianego 172 dm 3 (tabela 2) 26). Zbiór roślin energetycznych oleistych przeprowadza się przeważnie raz w roku, zaś cykl dojrzewania alg trwa 1 10 dni, dodatek pożywki i dogodne warunki wegetacji sprawiają, że czas ten może być jeszcze krótszy, a wydajność wyższa 1, 18). Olej z glonów można pozyskiwać za pomocą prasy olejarskiej, stosując ekstrakcję rozpuszczalnikami, ekstrakcję płynem nadkrytycznym lub ultradźwiękami (tabela 3) 27). Rys. 4. (a) Układ komór bioreaktora, (b) zmiana stężenia biomasy alg w czasie 20) Fig. 4. (a) Compartment bioreactor system, (b) change of algae biomass in time 20) Tabela 3. Zalety i ograniczenia różnych metod ekstrakcji oleju z glonów 27) Table 3. Advantages and limitations of various methods for extracting oil from algae 27) Metoda Zalety Ograniczenia Prasa olejarska metoda łatwa, bez użycia dodatkowych chemikaliów proces powolny, potrzeba znacznych ilości biomasy Ekstrakcja stosowane rozpuszczalniki rozpuszczalniki są rozpuszczalnikami są stosunkowo niedrogie, łatwopalne i często regenerowalne toksyczne, potrzeba ich znaczne ilości Ekstrakcja płynem nadkrytycznym metoda łatwa, płyn nietoksyczny, niepalny Ultradźwięki/ krótki czas ekstrakcji, ekstrakcja ograniczenie ilości rozpuszczalnikami rozpuszczalnika często duże straty wynikające z interakcji pomiędzy płynem nadkrytycznym a próbą duże zużycie energii Ehimen i współpr. 28) wytwarzali biodiesel z alg Chlorella. W celu zapewnienia optymalnych warunków rozwoju wprowadzono NaNO 3 (1,49 g/dm 3 ), MgSO 4 (74,9 mg/dm 3 ), CaCl 2 2H 2 O (6 mg/dm 3 ), H 3 BO 3 (2,68 mg/dm 3 ) i MnCl 2 4H 2 O (0,22 mg/dm 3 ). Biomasa glonów przyrastała autotroficznie w temp. 25±1ºC, w 16-godzinnym dniu świetlnym o natężeniu 80,15 μmol/m 2 s. Przepuszczane powietrze zapewniało mieszanie i odpowiednie napowietrzanie. Biomasę oddzielano od roztworu poprzez wirowanie, a następnie suszono w temp. 80ºC. Olej pozyskiwano metodą ekstrakcyjną, transestryfikację prowadzono z wykorzystaniem metanolu i katalizatora zasadowego (KOH). Autorzy stwierdzili, że wyższe stężenie alkoholu, szybkie mieszanie i wysoka temperatura korzystnie wpływają na wydajność transestryfikacji, którą podano w przeliczeniu na ciężar właściwy alg (rys. 5). Miao i Wu 29) wytwarzali biodiesel ze szczepu C. protothecoides. Autorzy stwierdzili, że zawartość oleju w glonach wyniosła 55%. Ze względu na dużą liczbę kwasową (8,97 mg KOH/g) jako katalizator wykorzystano kwas siarkowy(vi), zaś najbardziej optymalny stosunek molowy metanolu do oleju w temp. 30ºC wynosił 56:1. 1188 90/6(2011)
Rys. 5. Gęstość alg w funkcji czasu transestryfikacji 28) Fig. 5. Algae density as a function of transesterification time 28) Amin 26) porównał właściwości biodiesla z alg z olejem napędowym i ASTM Biodiesel standard (tabela 4). Warto zwrócić uwagę, że temperatura zablokowania zimnego filtra jest niższa dla biodiesla z alg (-11ºC) w porównaniu z olejem napędowym (-3ºC) i ASTM Biodiesel standard (0ºC). Tabela 4. Porównanie właściwości biodiesla z alg, oleju napędowego i ASTM biodiesel standard 26) Table 4. Comparison of the properties of biodiesel from algae, diesel and biodiesel standard ASTM 26) Parametr Biodiesel z alg Olej napędowy ASTM Biodiesel standard Gęstość, kg/dm 3 0,864 0,836 0,86-0,90 Lepkość, mm 2 /s, 40ºC 5,2 1,9 4,1 3,5-5,0 Temperatura zapłonu, ºC Temperatura krzepnięcia, ºC Temperatura zablokowania zimnego filtra, ºC Liczba kwasowa, mg KOH/mg 115 75-12 od 10 do -50 nie mniej niż 100-11 -3,0 0 0,374 maks. 0,5 maks. 0,5 Ciepło spalania, MJ/kg 41 40 45 Stosunek H/C 1,81 1,81 Inne zastosowania W procesie fermentacji można za alg pozyskać również inne cenne substancje, takie jak biobutanol lub bioaceton. Biobutanol jest cennym rozpuszczalnikiem organicznym, ostatnie badania wykazują 30), że może być z powodzeniem wykorzystywany jako paliwo transportowe. Ponadto, algi mogą być wykorzystywane do usuwania gazów cieplarnianych z przemysłu (biofiltracja) 7). Glony zawierają cenne kwasy omega-3, dlatego też wiele firm hoduje je i wprowadza do obrotu. Algi są również cennym źródłem chlorofilu, w suchej masie jego zawartość osiąga 4% 31). Chlorofil wykorzystywany jest w maściach, w leczeniu chorób wrzodowych oraz jako barwnik w kosmetykach. Zastosowanie komercyjne najczęściej znajdują 4 szczepy glonów: Arthrospira, Chlorella, D. salina i Alphanzomenon flos-aquae. Arthrospira jest szeroko ceniona przez smakoszy ze względu na cenne wartości odżywcze, dodatkowo szczep ten łagodzi objawy hiperlipoproteinemii, zmniejsza nadciśnienie i poprawia wydolność nerek. Najwięcej producentów alg ma swoje siedziby w Chinach i Indiach, największa farma o powierzchni 440 tys. m 2 znajduje się w Calipatria, CA, USA 14). Jedną z najważniejszych substancji pozyskiwanych z Chlorella jest β-1,3-glukan, stosowany w medycynie jako stymulator immunologiczny do obniżenia stężenia lipidów we krwi. Światowe zyski ze sprzedaży Chlorella sięgają rocznie 38 mln USD. Szczep ten jest produkowany przez ponad 80 firm. Największa z nich Taiwan Chlorella Manufacturing and Co. wytwarza ponad 400 Mg suchej masy glonu rocznie. Znaczącym producentem Chlorella są również nasi zachodni sąsiedzi; w Klötze produkuje się ponad 150 Mg suchej masy alg wykorzystując rurowe fotobioreaktory 6, 17). D. salina hodowana jest głównie w celu pozyskania β-karotenu, którego zawartość w suchej masie może sięgnąć 15%. Alphanzomenon flos-aquae polecany jest przez wiele organizacji medycznych jako znakomity suplement diety. Glony są coraz częściej dodawane do pasz dla zwierząt. Przykładowo szczep Arthrospira jest wprowadzany (1 10% mas.) do pokarmu dla kotów, psów, rybek akwariowych, ptaków i koni. Algi są bardzo dobrym dodatkiem do pasz ze względu na znaczącą zawartość witamin, minerałów i kwasów tłuszczowych (tabela 5) 14). W przyszłości biomasa z alg może być na szeroką skalę wykorzystywana jako pokarm dla ludzi nie tylko w krajach azjatyckich. Tabela. 5. Wielonienasycone kwasy tłuszczowe pozyskiwane z alg 14) Table 5. Polyunsaturated fatty acids covered from algae 14) γ-linolenowy Arachidonowy Tymodonowy Kwas Zastosowanie Producent Dokozaheksaenowy Podsumowanie dodatek do produktów spożywczych dla dzieci do odżywek dodatek do produktó spożywczych dla dzieci do odżywek dodatek do odżywek, akwakultura dodatek do produktów spożywczych dla dzieci do odżywek, akwakultura Arthrospira Porphyridium Nannochloropsis, Phaeodactylum, Nitzschia Crypthecodinium, Schizochytrium Algi są cennym źródłem wielu substancji chemicznych. Można z nich pozyskać również biopaliwa ciekłe i gazowe. W przeciwieństwie do zbóż, z których głównie obecnie produkuje się bioetanol, 90/6(2011) 1189
oraz rzepaku lub soi, z których wytwarza się biodiesel 32), nie stanowią konkurencji na rynku produktów spożywczych. Można do nich znacznie swobodniej wprowadzać modyfikacje genetyczne zwiększające wydajność produkcji 6, 13). Według najnowszych obliczeń, produkcja takiej ilości biodiesla, która pokryłaby zapotrzebowanie całych Stanów Zjednoczonych w paliwo transportowe, wymagałaby wykorzystania jedynie 5% powierzchni do stworzenia bioplantacji (biofarm) alg 14). Z alg można otrzymać wiele cennych związków chemicznych, np. biobutanol, bioaceton, biometan, chlorofil lub kwasy omega-3. W najbliższych latach spodziewany jest szybki rozwój technologii pozyskiwania cennych substancji z glonów, głównie biodiesla. Otrzymano: 22-06-2010 LITERATURA 1. Y. Chisti, Biotechnol. Adv. 2007, 25, 294. 2. http://www.earthrise.com (wejście 7 czerwca 2010 r.). 3. Z. Podbielkowski, Glony, Wyd. Szkolne i Pedagogiczne, Warszawa 1996 r. 4. J. Rostafiński, Słownik polskich imion rodzajów oraz wyższych skupień roślin poprzedzony historyczną rozprawą o źródłach, Akademia Umiejętności, Kraków 1900 r. 5. N.T. Eriksen, Biotechnol. Lett. 2008, 30, 1525. 6. L. Brennan, P. Owende, Renew. Sust. Energ. Rev. 2010, 14, 557. 7. T.M. Mata, A.A. Martins, N.S. Caetano, Renew. Sust. Energ. Rev. 2010, 14, 217. 8. M. Krzemieniewski, M. Dębowski, M. Zieliński, Czysta Energia 2009, 9, 25. 9. SA Khan, S. Rasami, M.Z. Hussain, S. Prascad, U.C. Banerjee, Renew. Sust. Energ. Rev. 2009, 13, 2361. 10. L. Gouveia, A.C. Oliveira, J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2009, 26, 269. 11. E.M. Grima, F.G.A. Fernández, F.G. Camacho, F.C. Rubio, Y. Chisti, J. Appl. Phyc. 2000, 12, 355. 12. I.S. Suh, Ch-G. Lee, Biotechnol. Biop. Eng. 2003, 8, 313. 13. O. Jorquera, A. Kiperstok, E.A. Sales, M. Embiruçu, M.L. Ghirardi, Bioresource Technol. 2010, 101, 1406. 14. P. Spolaore, C. Joannie-Cassan, E. Duran, A. Isambert, J. Biosci. Bioeg. 2006, 101, nr 2, 87. 15. Q. Li, W. Du, D. Liu, Appl. Microbiol. Biot. 2008, 80, 749. 16. http://biotec.molecularpharming.org (wejście 18.05.10). 17. M. Frąc, S. Jezierska-Tys, J. Tys, Acta Agrophys. 2009, 13, nr 3, 627. 18. A.H. Scragg, A.M. Illman, A. Carden, S.W. Shales, Biomass Bioenerg. 2002, 23, 67. 19. Y. Chisti, Trends Biotechnol. 2008, 26, nr 3, 126. 20. Ch-H. Hsieh, W-T. Wu, Biochem. Eng. J. 2009, 46, 300. 21. www.cyanotech.com (wejście 26.05.10). 22. S. Hirayama, R. Ueda, Y. Ogushi, A. Hirano, Y. Samejima, K. Hon-Nami, S. Kunito, Stud. Surf. Sci. Catal. 1998, 114, 657. 23. R. Ueda, S. Hirayama, K. Sugata, H. Nakayama, Pat. USA 5 578 472 (1996). 24. J.W. Oswald, H.B. Gotaas, Trans. ASCE 1957, 122, 73. 25. K. Otsuka, A. Yoshino, Conf. Proc. MTS/IEEE Techno-Ocean 04 2004, 1770. 26. S. Amin, Energ. Conv. Manage. 2009, 50, 1834. 27. R. Harun, M. Singh, G.M. Forde, M.K. Danquah, Renew. Sust. Energ. Rev. 2010, 14, 1037. 28. E.A. Ehimen, Z.F. Sun, C.G. Carringtion, Fuel 2010, 89, 677. 29. X. Miao, Q. Wu, Bioresource Technol. 2006, 97, 841. 30. L. Tao, A. Aden, In Vitro Cell.Dev.Biol.-Plant 2009, 49, 199. 31. K. Marxen, K.H. Vanselow, S. Lippemeier, R. Hintze, A. Ruser, U.-P. Hansen, J. Appl. Phycol. 2005, 17, 535. 32. M. Owczuk, Przem. Chem. 2009, 88, nr 3, 240. Politechnika Wrocławska, Wydział Chemiczny Zakład Inżynierii i Technologii Polimerów zaprasza na XX konferencję naukową M O D Y F I K A C J A P O L I M E R Ó W która odbędzie się 12 14 września 2011 r. Wrocław, Hotel Diament Tematyka Konferencji obejmie: Modyfikację chemiczną i reaktywne przetwarzanie polimerów Modyfikację fizyczną i kompozyty/nanokompozyty polimerowe Fotooptyczne oraz ciepło- i elektroprzewodzące układy polimerowe Recykling i tworzywa polimerowe z surowców odnawialnych/wtórnych Nowe zastosowania oraz metody badań właściwości polimerów Wzorem lat ubiegłych prace zaakceptowane przez Komitet Naukowy zostaną po pozytywnej recenzji wydane w formie pracy zbiorowej Modyfikacja Polimerów". Termin nadsyłania prac 17 czerwca 2011 r. Koszt konferencji: do 17 czerwca 2011 r.: 1350 zł (doktoranci 1100 zł), pokój 1-osob., 1150 zł (doktoranci 900 zł), pokój 2-osob., obejmuje zakwaterowanie, wyżywienie, materiały konferencyjne oraz imprezy towarzyszące. Termin nadsyłania zgłoszeń: 20 kwietnia 2011 r. Adres do korespondencji: Dr inż. Grażyna Kędziora lub prof. dr hab. inż. Ryszard Steller Politechnika Wrocławska, Wydział Chemiczny Wybrzeże Wyspiańskiego 27, 50-370 Wrocław Przewodnicząca Komitetu Naukowego dr hab. inż. Ryszard Steller Przewodnicząca Komitetu Organizacyjnego dr inż. Wanda Meissner Sekretarz dr inż. Grażyna Kędziora Informacje: e-mail: ryszard.steller@pwr.wroc.pl, tel.: (71) 320-33-21 e-mail: grazyna.kedziora@pwr.wroc.pl, tel. (71) 320-26-60 Patronat Honorowy: prof. dr hab. inż. Tadeusz Więckowski, Rektor Politechniki Wrocławskiej prof. dr hab. inż. Andrzej Matynia, Dziekan Wydziału Chemicznego Politechniki Wrocławskiej Zarząd Oddziału Wrocławskiego SITPChem Organizatorzy serdecznie zapraszają do udziału w konferencji! 1190 90/6(2011)