Chlamydia pneumoniaeiggselisa medac Polski 0123 430TMBVPPL/150405
WYTWÓRCA medac Gesellschaft für klinische Spezialpräparate mbh Fehlandtstraße 3 D20354 Hamburg DYSTRYBUCJA medac Gesellschaft für klinische Spezialpräparate mbh Geschäftseinheit Diagnostika Theaterstraße 6 D22880 Wedel Telefon/Phone: ++49/ 4103 / 8006 348 Fax: ++49/ 4103 / 8006 359 ADRES DO ZAMÓWIEŃ Telefon/Phone: ++49/ 4103 / 8006 111 Fax: ++49/ 4103 / 8006 113 430TMBVPPL/150405
Chlamydia pneumoniaeiggselisa medac Test immunoenzymatyczny do wykrywania przeciwciał klasy IgG Przeciwko Chlamydia pneumoniae Nr kat.: 430TMB TYLKO DO DIAGNOSTYKI IN VITRO WSTĘP Chlamydie są bakteryjnymi patogenami Gramujemnymi. Charakteryzują się bezwzględnym wewnątrzkomórkowym cyklem rozwojowym w błonie śluzowej, w komórkach nabłonka i mięśni gładkich oraz według ostatnich doniesień w określonych strukturach tkankowych ośrodkowego układu nerwowego. Chlamydie są uzależnione od wysokoenergetycznych fosforanów wytwarzanych w komórkach gospodarza, dlatego są nazywane wewnętrznymi pasożytami energetycznymi. Rodzaj Chlamydia składa się z czterech gatunków: C. pneumoniae, C. psittaci, C. pecorum i C. trachomatis. C. pneumoniae i C. trachomatis są wyłącznie czynnikami chorobotwórczymi człowieka. C. psittaci jest chorobotwórczy dla człowieka oraz różnych gatunków zwierząt. Do dziś, C. pecorum został wyizolowany tylko od zwierząt. Zakażenia C. pneumoniae występują na całym świecie. Wywołują szereg schorzeń, których obraz kliniczny, poza objawami grypopodobnymi obejmuje zapalenie zatok, gardła, oskrzeli, przewlekłą obturacyjną chorobę płuc (POChP), zapalenie płuc oraz odczynowe zapalenie stawów. Udział C. pneumoniae w astmie o etiologii infekcyjnej, sarkoidozie, raku płuc, miażdżycy, zawale serca, udarze, stwardnieniu rozsianym, oraz późnym stadium choroby Alzheimera pozostaje w sferze aktualnych badań. Według Graystona i Saikku (1989), którzy jako pierwsi opisali ten gatunek chlamydii, prawie każdy człowiek jest przynajmniej raz w życiu zakażony C. pneumoniae. Bezobjawowy lub skąpoobjawowy przebieg zakażenia C. pneumoniae utrudnia rozpoznanie; nierozpoznane zakażenie może prowadzić do przewlekłego przebiegu schorzenia oraz do poważnych następstw. 430TMBVPPL/150405 1
Częstość występowania zakażenia C. pneumoniae oceniono na mniej niż 10% u dzieci w wieku przedszkolnym, ze wzrastającym odsetkiem zakażeń u osób powyżej 20 roku życia do 50% i do 80100% u osób powyżej 70 roku życia. W diagnostyce zakażeń C. pneumoniae wykorzystuje się wykrywanie bakterii w hodowli komórkowej, bezpośrednie wykrywanie antygenu, testy amplifikacji kwasu nukleinowego oraz metody serologiczne. Izolacja patogenu z hodowli komórkowej zwykle wymaga pasażowania bakterii; jest czasochłonna, jej wykonanie możliwe jest tylko w nielicznych, odpowiednio przygotowanych laboratoriach, a jej efekty są zadowalające tylko w niektórych przypadkach. Immunofluorescencja bezpośrednia(ifa) oraz test immunoenzymatyczny do wykrywania antygenu (EIA) nie miały dotąd szerokiego zastosowania, gdyż istniały doniesienia o ich niskiej czułości i swoistości. Komercyjne testy PCR lub LCR, jak dotąd, nie są dostępne. Ograniczenia związane ze stosowaniem metod hodowlanych i niehodowlanych do diagnostyki zakażeń C. pneumoniae spowodowały iż metodą z wyboru stała się metoda serologiczna. Za złoty standard w diagnostyce rodzajowoswoistych przeciwciał uznaje się test mikroimmunofluorescencyjny (MIF). MIF jest testem pracochłonnym, subiektywnym i wymaga dużego doświadczenia; nie jest testem standaryzowanym; użycie różnych antygenów i różnych kryteriów punktu odcięcia do przebytych i obecnych zakażeń powoduje powstawanie znacznych różnic w wynikach wykonywanych w poszczególnych laboratoriach. W teście Chlamydia pneumoniaeselisa medac wykorzystany został wysokooczyszczony swoisty antygen. Wykrycie przeciwciał w klasach IgM, IgA oraz IgG pozwala na ocenę stadium zakażenia oraz skuteczność zastosowanego leczenia. Test Chlamydia pneumoniaeselisa medac spełnia potrzebę standaryzacji, obiektywności, powtarzalności oraz automatyzacji koniecznej w pracy laboratorium. 2 430TMBVPPL/150405
Oprócz zestawu Chlamydia pneumoniaeiggselisa medac Nr kat.: 430TMB na 96 oznaczeń Rozprowadzamy również następujące produkty: Chlamydia pneumoniaeigaselisa medac Nr kat.: 431TMB na 96 oznaczeń, Chlamydia pneumoniaeigmselisa medac Nr kat.: 432TMB na 96 oznaczeń, Chlamydia trachomatisiggpelisa medac Nr kat.: 497TMB na 96 oznaczeń, Chlamydia trachomatisigapelisa medac Nr kat.: 498TMB na 96 oznaczeń, ChlamydiaIgGrELISA medac Nr kat.: 480TMB na 96 oznaczeń, ChlamydiaIgArELISA medac Nr kat.: 490TMB na 96 oznaczeń, ChlamydiaIgMrELISA medac Nr kat.: 485TMB na 96 oznaczeń, chsp60iggelisa medac Nr kat.: 435 na 96 oznaczeń. 430TMBVPPL/150405 3
ZASADA TESTU Płytka jest opłaszczona wysokooczyszczonym antygenem swoistym dla C. pneumoniae. Swoiste przeciwciała przeciwko C. pneumoniae znajdujące się w próbce wiążą się z antygenem. Znakowane enzymem peroksydazą przeciwciała antyludzkie klasy IgG wiążą się z przeciwciałami IgG (P = peroksydaza). Inkubacja z substratem TMB (*). Reakcja jest zatrzymana przez dodanie kwasu siarkowego. Natężenie barwy odczytuje się spektrofotometrycznie. Zalety testu Wysoka czułsość i swoistość. Paski z możliwością podziału pozwalające na efektywne użycie testu. 4 430TMBVPPL/150405
SKŁAD ZESTAWU Nr kat.: 430TMB 1. MTP Mikropłytka: 12 x 8 dołków, zakodowana na różowo (z ramką i pochłaniaczem w szczelnie zamkniętej torebce aluminiowej), z możliwością podziału, w kształcie litery U, pokryta swoistym dla C. pneumoniae antygenem i FCS, gotowa do użycia. 2. CONTROL Kontrola ujemna: 2 fiolki po 0,75 ml każda, surowica ludzka, gotowa do użycia, barwiona na niebiesko, zawiera NBCS, fenol, ProClin 300 i siarczan gentamycyny. 3. CONTROL + Kontrola dodatnia: 2 fiolki po 0,75 ml każda, surowica ludzka, gotowa do użycia, barwiona na niebiesko, zawiera BSA, fenol, ProClin 300 i siarczan gentamycyny. 4. WB Bufor myjący: 1 butelka ze 100 ml PBS/Tween (10x), ph 7,27,4, zawiera ProClin 300. 5. BACDIL Rozcieńczalnik próbki: 1 butelka ze 110 ml PBS/Tween/NBCS, ph 7,0 7,2, gotowy do użycia, barwiony na niebiesko, zawiera ProClin 300. 6. CON Koniugat: 4 fiolki po 5,0 ml każda, kozie antyludzkie IgG, znakowane HRP, gotowy do użycia, barwiony na zielono, zawiera BSA, fenol, ProClin TM 300 i siarczan gentamycyny. 7. TMB Substrat TMB: 1 fiolka z 10 ml, gotowy do użycia. 8. STOP Roztwór hamujący: 2 fiolki po 14 ml każda, 0,5 M kwasu siarkowego(h 2 SO 4 ), gotowy do użycia. 430TMBVPPL/150405 5
1. PRZECHOWYWANIE I TRWAŁOŚĆ MATERIAŁ/ODCZYNNIK STAN PRZECHOWYWANIE TRWAŁOŚĆ Zestaw testowy zamknięty 2 8 C Do końca daty ważności Mikropłytka otwarty 2 8 C w 12 tygodni torebce z pochłaniaczem Kontrole otwarty 2 8 C 12 tygodni Bufor myjący rozcieńczony 2 8 C 12 tygodni Rozc. próbki otwarty 2 8 C 12 tygodni Koniugat otwarty 2 8 C 12 tygodni Substrat TMB otwarty 2 8 C 12 tygodni Roztwór hamujący otwarty 2 8 C Do końca daty ważności Nie używać odczynników po dacie ważności. 2. ODCZYNNIKI I MATERIAŁY WYMAGANE, ALE NIE DOSTARCZONE 2.1. Woda do iniekcji (H 2 O redyst.). Użycie wody dejonizowanej może zakłócić przebieg reakcji. 2.2. Mikropipety o zmiennej pojemności. 2.3. Czyste szklane lub plastikowe pojemniki do rozcieńczania buforu myjącego i próbki. 2.4. Odpowiednie urządzenie do mycia mikropłytki (tj. pipeta wielokanałowa lub płuczka do ELISA ). 2.5. Cieplarka na 37 C. 2.6. Czytnik mikropłytki z filtrami na 450 nm i 620 650 nm. 3. PRZYGOTOWANIE ODCZYNNIKÓW Przed rozpoczęciem wykonywania testu wszystkie elementy zestawu muszą być w temperaturze pokojowej (TP). Obliczyć ilość potrzebnych dołków. 3.1. Mikropłytka Po każdorazowym wyjęciu płytki torebka aluminiowa musi zostać szczelnie zamknięta wraz z pochłaniaczem. Przechowywanie i trwałość płytek jest wyjaśnione w punkcie 1. 6 430TMBVPPL/150405
3.2. Bufor myjący Zmieszać jedną objętość buforu myjącego (10x) z dziewięcioma objętościami wody iniekcyjnej (tj. 50 ml buforu myjącego (10x) z 450 ml wody). 10 ml rozcieńczonego buforu myjącego potrzeba na osiem dołków. W przypadku krystalizacji, w buforze myjącym (10x) podgrzać (max. 37 C) i/lub wymieszać w TP. Nie mieszać odczynników (mikropłytek, kontroli, koniugatów) z różnych zestawów. Rozcieńczalnik próbki, bufor myjący, substrat TMB i roztwór zatrzymujący można stosować wymiennie z produktami innych zestawów firmy medac (Chlamydiai MycoplasmaELISA). Nie można mieszać odczynników z zestawów innych producentów. Wiarygodne i powtarzalne wyniki uzyskuje się tylko wówczas jeśli ściśle przestrzegane są procedury testowe. 4. PRÓBKA 4.1. Test stosuje się do próbek surowicy krwi, a nie do osocza. 4.2. Przygotowanie surowic, tj. inaktywacja, nie jest konieczne. Nie mogą one jednak być zanieczyszczone mikroorganizmami ani nie powinny zawierać erytrocytów. 4.3. Surowice muszą być rozcieńczone w stosunku 1:50 przy użyciu rozcieńczalnika próbki. 5.A. PROCEDURA WYKONANIA TESTU 5.1. Przeciąć torebkę aluminiową powyżej zgrzewu i wyjąć potrzebną ilość mikropłytek z dołkami (patrz 3.1.). Mikropłytki z dołkami są gotowe do użycia i nie muszą być przemywane. 5.2. Pipetą dodać 50 µl rozcieńczalnika próbek do dołka A1 (blank patrz 6.A.) oraz 50 µl kontroli ujemnej (podwójnie) oraz do pojedynczych dołków kontroli dodatniej i rozcieńczonej próbki pacjenta. Jeśli jest to konieczne mikropłytki mogą być przechowywane w wilgotnej komorze do 30 min w temp. pokojowej przed wykonaniem testu. 430TMBVPPL/150405 7
5.3. Inkubować mikropłytkę przez 60 min (± 5 min) w temp. 37 (± 1 C) w wilgotnej komorze lub szczelnie zakleić folią inkubacyjną. 5.4. Po inkubacji wypłukać mikropłytkę trzykrotnie, używając do każdego dołka po 200 µl buforu myjącego. Zwrócić uwagę czy wszystkie dołki są wypełnione. Po płukaniu osuszyć mikropłytkę na bibule filtracyjnej. Nie dopuścić do całkowitego wysuszenia płytki! Działać natychmiast! 5.5. Dodać koniugatu (barwa zielona) do każdego dołka. 50 µl koniugatu musi być wprowadzone za pomocą pipety do każdego dołka jeśli test jest wykonywany ręcznie. Uwaga: Podczas pracy ze sprzętem automatycznym, do dołków musi być wprowadzone 60 µl koniugatu, ze względu na większe odparowywanie w komorach inkubacyjnych w automatach. Podczas oceny testu została zatwierdzona jego przydatność do użytku z wykorzystaniem sprzętu automatycznego. Tym niemniej zalecamy weryfikację kompatybilności sprzętu używanego w laboratorium ze stosowanym zestawem testowym. o C 5.6. Ponownie inkubować próbkę przez 60 min (± 5 min) w temp. 37 (± 1 C) w mokrej łaźni lub zakryć folią inkubacyjną. o C 5.7. Po inkubacji ponownie przemyć mikropłytkę (patrz 5.4.). 5.8. Dodać 50 µl substratu TMB do każdego dołka i inkubować przez 30 min (± 2 min) w temp. 37 o C (± 1 C) w mokrej łaźni lub zakryć folią inkubacyjną i przechowywać w ciemnym miejscu. Próbki dodatnie zmienią zabarwienie na niebieskie. 5.9. Zatrzymać reakcję przez dodanie 100 µl roztworu hamującego do każdego dołka. Próbki dodatnie zmieniają zabarwienie na żółte. Wysuszyć mikropłytkę od spodu przed odczytem fotometrycznym i zadbać, żeby w dołkach nie było pęcherzyków powietrza. Odczyt powinien nastąpić w ciągu 15 min po dodaniu roztworu zatrzymującego! 8 430TMBVPPL/150405
5.B. TABELE PROCEDURY TESTU Rozcieńczalnik próbki Kontrola ujemna Kontrola dodatnia Próbka Blank (A1) 50 µl Kontrola ujemna 50 µl Kontrola dodatnia 50 µl Próbka 50 µl Inkubować przez 60 min w temp. 37 C, przemyć 3 x przy użyciu 200 µl buforu myjącego. Koniugat 50/60 µl *) 50/60 µl *) 50/60 µl *) 50/60 µl *) Inkubować przez 60 min w temp. 37 C, przemyć 3 x przy użyciu 200 µl buforu myjącego. Substrat TMB 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl Inkubować przez 30 min w temp. 37 o C w ciemnym miejscu. Roztwór zatrzymujący 100 µl 100 µl 100 µl 100 µl Odczyt fotometryczny przy 450 nm (ref. 620 650 nm) *) ręczna/automatyczna procedura (patrz 5.5.) 6.A. OBLICZANIE WYNIKÓW (WAŻNOŚĆ) Odczytaj wartość OD przy 450 nm (referencyjna długość fali 620 650 nm). Odejmij wartość OD (gęstość optyczna)próby ślepej (dołek A1) od wszystkich innych wartości OD. Wartość OD próby ślepej musi być < 0,100. Średnia wartość OD kontroli ujemnej musi być < 0,100. Wartość OD kontroli dodatniej musi być > 0,800. Punkt odcięcia = średnia wartość OD kontroli ujemnej + 0,380 Szara strefa = Punkt odcięcia ± 10% 430TMBVPPL/150405 9
6.B. SZACOWANIE WYNIKÓW: 6.B.1. JAKOŚCIOWE Wynik OD < szarej strefy OD punktu odcięcia +/ 10% OD > szarej strefy Wartość ujemny wątpliwy dodatni 6.B.2. ILOŚCIOWE Wsk.punktu odc.: OD próbki Wartość OD pkt.odc. < 0,9 ujemny 0,9 1,1 wątpliwy > 1,1 dodatni Próbki z wątpliwymi wartościami OD powinny zostać ponownie zbadane razem ze świeżo pobranymi próbkami 14 dni później w celu określenia zmiany wartości miana. Wyniki powinny zawsze być odczytywane w odniesieniu do wartości IgA i IgM, obrazu klinicznego i dodatkowych parametrów diagnostycznych. Duże stężenie hemoglobiny, bilirubiny czy lipidów w surowicy nie ma wpływu na wynik badania. Nie można wykluczyć wystąpienia reakcji krzyżowej z przeciwciałami przeciwjądrowymi, przeciwciałami heterofilnymi oraz z przeciwciałami przeciwko C. psittaci i C. trachomatis w pojedynczych przypadkach. 10 430TMBVPPL/150405
6.C. INTERPRETACJA SWOISTYCH IgG/IgA W SUROWICY Możliwy wynik IgG IgA + + + + +/ +/ + +/ +/ + Interpretacja 1. IgG i IgA dodatnie; wskazuje na aktywne zakażenie. Dalsze postępowanie zależy od objawów i stężenia. 2. Tylko IgG dodatnie; wskazuje na przebyte zakażenie. W przypadku podejrzenia zakażenia wyznaczyć czterokrotny wzrost stęż. IgG pomiędzy dwoma próbkami surowicy i powtórzyć IgA. 3. IgG dodatnie, IgA wątpliwe; możliwość wczesnego lub ustępującego zakażenia; powtórzyć IgA po 1014 dniach. 4. Tylko IgG wątpliwe; zakażenie przebyte niewykluczone. W przypadku podejrzenia klinicznego powtórzyć IgG i IgA po 1014 dniach. 5. Tylko IgA dodatnie; możliwość wczesnego stadium aktywnego zakażenia lub pojedyncze przetrwałe IgA. Powtórz IgA i IgG po 1014 dniach. 6. Tylko IgA wątpliwe; możliwość wczesnego stadium aktywnego zakażenia; powtórzyć IgG i IgA po 1014 dniach. 7. IgG wątpliwe, IgA dodatnie; możliwość wczesnego stadium aktywnego zakażenia. Powtórzyć IgG i IgA po 1014 dniach. 8. IgG i IgA ujemne; nie ma wskaźników zakażenia. W przypadku uzasadnionych podejrzeń klinicznych wykonać bezpośrednie wykrycie antygenu i powtórzyć IgG i IgA po 1014 dniach. Komentarz: W przypadkach świeżego ostrego zakażenia chlamydialnego wyniki serologiczne przeciwciał mogą być ujemne pomimo obrazu klinicznego i wykrycia antygenu. Jeśli pożądane jest serologiczne potwierdzenie wykrycia antygenu lub powtórne badanie zalecane jest wykonanie testu po 1014 dniach, po serokonwersji. 430TMBVPPL/150405 11
7. ZASTOSOWANIE Podczas oceny diagnostycznej zanotowano następujące wyniki pracy. 7.A. SWOISTOŚĆ I CZUŁOŚĆ W celu określenia swoistości zbadano surowice pacjentów bez objawów ze strony układu oddechowego. Przy użyciu metody MIF nie wykryto żadnych przeciwciał przeciwko C. pneumoniae. W celu określenia czułości zbadano surowice pacjentów z podejrzeniem infekcji dróg oddechowych. Przy użyciu metody MIF we wszystkich surowicach wykryto przeciwciała przeciwko C. pneumoniae. Grupa Pacjentów Specyficzność IgA IgG Pacjenci bez objawów zakażenia dróg oddechowych; brak przeciwciał przeciwko C. pneumoniae w teście MIF. 93% (n=86) 95% (n=42) Grupa Pacjentów Czułość IgA IgG Pacjenci z objawami zakażenia dróg oddechowych; wszystkie surowice zawierały przeciwciała przeciwko C. pneumoniae w teście MIF. 95% (n=74) 99% (n=117) 12 430TMBVPPL/150405
7.B. DOKŁADNOŚĆ Próbka Różnice w obrębie próby Próbka Różnice pomiędzy próbami (n = 11) Śr. OD SD CV (%) n Śr. OD SD CV (%) NC 0,032 0,009 27 21 NC 0,035 0,004 11 BC 0,772 0,038 5 21 BC 0,824 0,073 9 PC 1,990 0,062 3 21 PC 2,133 0,149 7 N 1 1,951 0,098 5 21 N 3 1,655 0,140 8 N 2 0,731 0,030 4 21 N 4 1,027 0,087 8 NC = kontrola ujemna; BC = słabo dodatnia kontrola(nie zawarta w zestawie); PC = kontrola dodatnia OGÓLNE ZASADY UŻYTKOWANIA W celu uniknięcia skażenia nie używać zamiennie fiolek i zakrętek. Odczynniki muszą zostać zakryte natychmiast po użyciu aby uniknąć odparowywania i skażenia bakteryjnego. Odczynniki należy przechowywać zgodnie z dopuszczalnym okresem magazynowania. Po użyciu, wszystkie elementy testu powinny być przechowywane w oryginalnych opakowaniach, w celu uniknięcia pomieszania odczynników z innych zestawów diagnostycznych (patrz też 3.). INFORMACJE DOTYCZĄCE ZDROWIA I BEZPIECZEŃSTWA Muszą być przestrzegane miejscowe regulacje prawne dotyczące zasad bezpieczeństwa pracy i zdrowia. Odczynniki pochodzenia ludzkiego zostały przetestowane i są ujemne jeśli chodzi o HBsAg, przeciwciała przeciwko HIV1/2 i HCV. Jednakże, zalecane jest postępowanie z tymi materiałami, jak i z materiałami pochodzenia zwierzęcego,(patrz zawartość zestawu) jak z potencjalnie zakaźnymi oraz używanie ich z należytą ostrożnością. POZBYWANIE SIĘ ODPADÓW Pozostałości chemikaliów i preparatów są generalnie uważane za odpady niebezpieczne. Usuwanie tego rodzaju odpadów jest regulowane przez krajowe i regionalne rozporządzenia. Skontaktuj się z władzami lokalnymi lub firmami gospodarującymi odpadami, w celu uzyskania informacji w jaki sposób pozbyć się groźnych odpadów. Opublikowano dnia: 15.04.05 430TMBVPPL/150405 13
LITERATURA Balin, B.J., Gérard, H.C., Arking, E.J., Appelt, D.M., Branigan, P.J., Abrams, J.T., WhittumHudson, J.A., Hudson, A.P.: Identification and localization of Chlamydia pneumoniae in the Alzheimer s brain. Med. Microbiol. Immunol. 187, 2342 (1998). Christiansen, G., Boesen, T., Hjerno, K., Daugaard, L., Mygind, P., Madsen, A.S., Knudsen, K., Falk, E., Birkelund, S.: Molecular biology of Chlamydia pneumoniae surface proteins and their role in immunopathogenicity. Am. Heart J. 138, S491495 (1999). Danesh, J., Collins., Peto, R.: Chronic infections and coronary heart disease: is there a link? Lancet 350, 430436 (1997). Elkind, M.S., Lin, I.F., Grayston, J.T., Sacco, R.L.: Chlamydia pneumoniae and the risk of first ischemic stroke. The Northern Manhattan stroke study. Stroke 31, 15211525 (2000). Gérard, H.C., Schumacher, R.H., ElGabalawy, H., GoldbachManksy, R., Hudson, A.P.: Chlamydia pneumoniae present in the human synovium are viable and metabolically active. Microbiol. Pathol. 29, 1724 (2000). Grayston, J.T.: Epidemiology of Chlamydia pneumoniae (TWAR). In: Chlamydia Research. Angelika Stary (ed.). Proceedings of the Third Meeting of the European Society for Chlamydia Research, Vienna, Austria, 11.14. September, 211214 (1996). Grayston, J.T., Aldous, M.B., Easton, A., Wang, S.P., Kuo C.C., Campbell, L.A. Altman, J.: Evidence that Chlamydia pneumoniae causes pneumonia and bronchitis. J. Infect. Dis. 168, 12311235 (1993). Gupta, S., Leatham, E.W., Carrington, D., Mendall, M.A., Kaski, J.C., Camm, A.J.: Elevated Chlamydia pneumoniae antibodies, cardiovascular events, and azithromycin in male survivors of myocardial infarction. Circulation 69, 401407 (1997). Gurfinkel, E., Bozovich, G., Caroca, A., Beck, E, Mautner, B.: Randomised trial of roxithromycin in ninqwave coronary syndromes: ROXIS pilot study. Lancet 350, 404407 (1997). Hahn, D.L., Peeling, R.W., Dillon, E., McDonald, R., Saikku, P.: Serologic Markers for C. pneumoniae in asthma. Ann. Allergy Asthma Immunol. 84, 227233 (2000). Heinzl, S.: Chlamydien, Arteriosklerose, Asthma und MS. Med. Monatsschr. Pharm. 23, 37 (2000). Hunter, S.F., Hafler, D.A.: Ubiquitous pathogens: links between infection and autoimmunity in MS? Neurology 55, 164165 (2000). 14 430TMBVPPL/150405
Kuo, C.C., Jackson, L.A., Campbell, L.A., Grayston, J.T.: Chlamydia pneumoniae(twar). Clin. Microbiol. Rev. 8, 451461 (1995). LayhSchmitt, G., Bendl, C., Hildt, U., DongSi, T., Juttler, E., Schnitzler, P., GrondGinsbach, C., Grau, A.J.: Evidence for infection with Chlamydia pneumoniae in a subgroup of patients with multiple sclerosis. Ann. Neurol. 47, 652655 (2000). Maass, M., Bartels, C., Engel, P.M., Mamat, U., Sievers, H.H.: Endovascular presence of viable Chlamydia pneumoniae is a common phenomenon in coronary artery disease. J. Am. Coll. Cardiol. 31, 827 832 (1998). Morré, S.A., De Groot, C.J., Killestein, J., Meijer, C.J., Polman, C.H., Van der Valk, P., Van den Brule, A.J.: Is Chlamydia pneumoniae present in the central nervous system of multiple sclerosis patients? Ann. Neurol. 48, 399 (2000). Muhlestein, J.B.: The link between Chlamydia pneumoniae and atherosclerosis. Infect. Med. 14, 380382, 392, 426 (1997). Saikku, P.: Chronic Chlamydia pneumoniae infections. In: Chlamydia Research. Angelika Stary (ed.). Proceedings of the Third Meeting of the European Society for Chlamydia Research, Vienna, Austria, 11.14. September. 215218 (1996). Saikku, P., Leinonen, M., Mattila, K., Ekman, M.R., Nieminen, M.S., Mäkela, P.H., Huttunen, J.K., Valtonen, V.: Serological evidence of an association of a novel Chlamydia, TWAR, with chronic coronary heart disease and acute myocardial infarction. Lancet 2, 983986 (1988). Saikku, P., Leinonen, M., Tenkanen, L., Linnanmäki, E., Ekman, M.R., Manninen, V., Manttari, M., Frick, M.H., Huttunen, J.K.: Chronic Chlamydia pneumoniae infection as a risk factor for coronary heart disease in the Helsinki Heart Study. Ann. Int. Med. 116, 272278 (1992). Samra, Z., Soffer, Y.: IgA antichlamydial antibodies as a diagnostic tool for monitoring of active chlamydial infection. Eur. J. Epidemiol. 8, 882884 (1992). Schumacher, H.R.: Chlamydial Arthritis. In: Chlamydia Research. Pekka Saikku (ed.). Proceedings of the 4 th Meeting of the European Society for Chlamydia Research, Helsinki, Finland, 20.23. August. 229 (2000). Sriram, S., Stratton, C.W., Yao, S.: Chlamydia pneumoniae infection in the central nervous system in multiple sclerosis. Ann. Neurol. 46, 6 14 (1999). Stille, W., JustNübling, G.: Argumente für eine AntibiotikaTherapie der Arteriosklerose. Chemotherapie Journal 6, 15 (1997). 430TMBVPPL/150405 15