UNIWERSYTET GDAŃSKI WYDZIAŁ CHEMII Pracownia studencka Katedra Analizy Środowiska Instrukcja do ćwiczeń laboratoryjnych Ćwiczenie nr 2 ZASTOSOWANIE SPEKTROFOTOMETRII W NADFIOLECIE I ŚWIETLE WIDZIALNYM (UV-Vis) DO OZNACZANIA FENOLI W WODZIE Monitoring Środowiska Gdańsk, 2019
I. WPROWADZENIE Fenole należą do związków aromatycznych, spośród których wyróżniają się obecnością co najmniej jednej grupy hydroksylowej OH związanej bezpośrednio z węglem pierścienia aromatycznego. W ściekach najczęściej występują fenole mono- i diwodorotlenowe. Szczególnie szkodliwe są fenole monowodorotlenowe, określane jako lotne z parą wodną. Zasada oznaczania fenoli metodą pośrednią Fenole wydziela się z wody za pomocą destylacji z parą wodną z kwaśnego roztworu (w środowisku kwaśnym fenole są niezdysocjowanymi kwasami lotnymi z parą wodną, podczas gdy fenolany nie destylują z parą wodną). Za pomocą spektrofotometrii UV/VIS można oznaczyć fenole obecne w wodzie lub ściekach metodą pośrednią, tzn. po przeprowadzeniu ich w barwny związek absorbujący promieniowanie UV/VIS. Do oznaczeń wykorzystuje się tworzenie przez fenole barwnych pochodnych z 4-aminoantypiryną (1-fenylo-2,3-dimetylo-4-aminopirazolonem). Reakcję przeprowadza się w środowisku alkalicznym (ph = 9,8) w obecności heksacyjanożelazianu(iii) potasu jako utleniacza: 4-aminoantypiryna fenol barwna pochodna fenolu Produkty reakcji charakteryzują się barwą od zielonożółtej do pomarańczowej, w zależności od stężenia fenoli i absorbują promieniowanie w zakresie widzialnym. Pomiaru absorbancji dokonuje się przy długości fali = 460 nm. Z uwagi na podatność fenoli na biochemiczne i chemiczne utlenianie analizę należy wykonać w krótkim czasie (do 4 godz. od momentu pobrania próbki) lub utrwalić próbkę bezpośrednio po pobraniu. Utrwalenie wykonuje się przez zakwaszenie kwasem fosforowym(v) wobec oranżu metylowego do ph = 4.0. Bezpośrednio po tym dodaje się roztwór siarczanu(vi) miedzi(ii) - jako inhibitora biodegradacji - w takiej ilości, aby uzyskać stężenie 1 g/l wody. Jony Cu 2+ tworzą nielotne kompleksy z fenolami wielowodorotlenowymi, wytrącają ewentualne zanieczyszczenia jonami S 2- w postaci CuS. Środowisko kwaśne zapobiega tworzeniu się Cu(OH) 2, który utlenia 2
fenole. Jeżeli próbka wody jest zanieczyszczona olejami lub smarami, należy je usunąć poprzez ekstrakcję tetrachlorkiem węgla. II. CZĘŚĆ DOŚWIADCZALNA 1.1. Destylacja parą wodną (wykonanie za uzgodnieniem z prowadzącym) Do kolby kulistej poj. 500 ml odmierzyć cylindrem 100 ml badanej próbki wody. Dodać do próbki 5 kropli oranżu metylowego i za pomocą roztworu kwasu fosforowego(v) (1:9, v/v) doprowadzić ph do poniżej 4,0 (do osiągnięcia barwy bladoróżowej). Następnie wprowadzić 1 ml roztworu CuSO 4 (jeśli próbka była utrwalana, nie należy dodawać H 3 PO 4 i CuSO 4 ). Wprowadzić kaolin i oddestylować około 90 ml cieczy (ustawienie mocy grzania na regulatorze napięcia ~7), przerwać destylację na parę minut, po czym dodać do kolby 10 ml wody destylowanej i kontynuować destylację do uzyskania 100 ml destylatu. Destylat przenieść ilościowo do rozdzielacza i dalej postępować w taki sam sposób, jak podano dla roztworów wzorcowych. Zmierzyć absorbancję (A) warstwy chloroformowej, zaś zawartość fenoli (c) odczytać z wykresu wykonanej krzywej kalibracyjnej A = f(c). 1.2. Sporządzenie krzywej kalibracyjnej 1. Z roztworu podstawowego fenolu o stężeniu 0,1 mg/ml przygotować roztwór roboczy o stężeniu 0,001 mg/ml. 2. Do rozdzielaczy o pojemności 500 ml odmierzyć kolejno 0; 10; 20; 40 oraz 60 ml roztworu roboczego fenolu, co odpowiada 0,00; 0,01; 0,02; 0,04 oraz 0,06 mg fenolu. 3. Zawartość rozdzielaczy uzupełnić wodą destylowaną do objętości 100 ml. 4. Następnie do rozdzielaczy dodać 5 ml buforu amonowego (ph = 9,8). Jeśli roztwór jest za mało alkaliczny dodawać kroplami amoniak do uzyskania wymaganego ph. 5. Do rozdzielaczy wprowadzić kolejno 3 ml 2% roztworu 4-aminoantypiryny i 3 ml 8% roztworu heksacyjanożelazianu(iii) potasu. Zawartość rozdzielaczy wymieszać po dodaniu każdego z tych odczynników. 6. Po upływie 15 min wprowadzić 10 ml chloroformu i intensywnie wytrząsnąć 3-5 min. 7. Po rozdzieleniu się warstw: wodnej i chloroformowej, warstwę chloroformową przesączyć przez sączek zawierający bezwodny Na 2 SO 4 do cylindrów miarowych. 8. Warstwy wodne ekstrahować ponownie (2 razy po 5 ml chloroformu). 9. Frakcje chloroformowe dołączyć do tych samych cylindrów miarowych. 10. Objętość cylindrów uzupełnić do 20 ml chloroformem i wymieszać. 3
11. W celu wykreślenia krzywej kalibracyjnej A = f(c) zmierzyć absorbancję poszczególnych roztworów chloroformowych przy długości fali = 460 nm. Wyniki zapisać w tabeli wg poniższego schematu. Narysować krzywą kalibracyjną oraz wyznaczyć równanie krzywej. Wzór tabeli, do której należy wpisać wyniki pomiarów dotyczące krzywej kalibracyjnej. Lp Stężenie fenolu [mg/l] Absorbancja 1 0 2 3 4 5 Przeprowadzić analizę wg opisanej procedury dla próbki wody otrzymanej od prowadzącego. Zmierzyć absorbancję (A) warstwy chloroformowej, zaś zawartość fenoli (c) odczytać z wykresu wykonanej krzywej kalibracyjnej A = f(c). III. SPRAWOZDANIE 1. Cel ćwiczenia. 2. Krótka teoria uwzględniająca: fenole jako zanieczyszczenia wody i ich pochodzenie, zasada wykorzystanej na ćwiczeniach metody oznaczania fenoli z uwzględnieniem równań reakcji. 3. Część doświadczalna: opis badanych próbek, schematyczne przedstawienie przebiegu przeprowadzonego oznaczenia (w tym wykonania krzywej kalibracyjnej), przygotowanie roztworów, przykładowe obliczenia. 4. Wyniki (w tym wykres krzywej kalibracyjnej na podstawie danych doświadczalnych A=f(c); równanie prostej A=f(c)). Wyniki oznaczeń dla badanych próbek i ich dyskusja. 5. Podsumowanie. 6. Spis wykorzystanej literatury. 4
WYMAGANIA: organiczne zanieczyszczenia wody i ich pochodzenie ze szczególnym uwzględnieniem zanieczyszczenia fenolami, indeks fenolowy*, zasada metody oznaczania fenoli metodą pośrednią z uwzględnieniem równań reakcji, SPEKTROFOTOMETRIA: a) podstawy spektrofotometrycznego oznaczania substancji (absorpcja promieniowania elektromagnetycznego, absorbancja, transmitancja, prawo Lamberta-Beera, budowa fotometru) (teoria zawarta w dodatku pt. SPEKTROFOTOMETRIA UV/VIS oraz w niżej wymienionych książkach; b) metody pośrednia i bezpośrednia spektrofotometrycznego oznaczania substancji), metoda krzywej kalibracyjnej (skrypt Monitoring i analityka zanieczyszczeń w środowisku, rozdział 3.3.1. Metoda krzywej kalibracyjnej, niżej wymienione książki). *Skorzystać należy z opracowania Monitoring jakości wody * oraz ze skryptu Monitoring i analityka zanieczyszczeń w środowisku (https://chemia.ug.edu.pl/sites/default/files/_nodes/stronachemia/33539/files/monitoring.pdf) Informacje dotyczące technik spektrofotometrycznych znajdują się w książkach: Szczepaniak W., Metody instrumentalne w analizie chemicznej. W-wa, PWN, 1996. Minczewski J., Marczenko Z., Chemia analityczna. W-wa, PWN, 1976. tom 3. Ewing G. W., Metody instrumentalne w analizie chemicznej. W-wa, PWN, 1980. Źródła zewnętrzne Linki do wyników pomiarów jakości wody pitnej dla Gdańska https://www.sng.com.pl/strefaklienta/jakosc.aspx Jakość wody powierzchniowej, morskiej i głębinowej, raporty GIOŚ http://www.gios.gov.pl/pl/stan-srodowiska/monitoring-wod Normy prawne: ROZPORZĄDZENIE MINISTRA ZDROWIA z dnia 7 grudnia 2017 r. w sprawie jakości wody przeznaczonej do spożycia przez ludzi ROZPORZĄDZENIE MINISTRA ŚRODOWISKA z dnia 21 lipca 2016 r. w sprawie sposobu klasyfikacji stanu jednolitych części wód powierzchniowych oraz środowiskowych norm jakości dla substancji priorytetowych 5