Zastosowanie spektrofotometrii w nadfiolecie i świetle widzialnym (UV-VIS) do oznaczania fenoli w wodzie

Transkrypt

1 Pracownia studencka Katedry Analizy Środowiska Instrukcja do ćwiczeń laboratoryjnych Ćwiczenie nr 3 Zastosowanie spektrofotometrii w nadfiolecie i świetle widzialnym (UV-VIS) do oznaczania fenoli w wodzie Nauka o Środowisku Gdańsk, 2012

2 1. Wstęp Nauka o Środowisku Ćwiczenie 3 2 Fenole są bardzo często używane jako reagenty w przemyśle chemicznym a wśród nich głównie fenol i krezol. Odprowadzane ze ściekami do środowiska wodnego stanowią poważne zagrożenie. Znajdują się przede wszystkim w ściekach z koksowni, gazowni, rafinerii, z zakładów produkcji tworzyw sztucznych, barwników, środków ochrony roślin. Do wód podziemnych fenole przedostają się z wysypisk odpadów komunalnych, gdzie powstają w wyniku rozkładu białka, związków humusowych, lignin i innych. Fenole są związkami toksycznymi dla środowiska wodnego i zakłócają procesy samooczyszczania. Niewielkie ilości fenoli, naturalnie występujące w wodach lądowych, nie stanowią zagrożenia dla zdrowia. Problem pojawia się w czasie chlorowania wody. W czasie dezynfekcji wody w wyniku chlorowania substancji humusowych powstają chlorofenole. Jest to ogólna nazwa pochodnych fenolu, w którym jeden lub więcej atomów wodoru jest zastąpiony atomem chloru. W sumie tworzą one 19 różnych kongenerów. Wszystkie chlorowe pochodne fenolu charakteryzują się bardzo intensywnym zapachem, wyczuwalnym w wodzie nawet na poziomie ppb (części na miliard). Woda pitna po dezynfekcji, zawierająca 4-chlorofenol, 2,4,5-trichlorofenol lub 2,4,6-trichlorofenol jest głównym źródłem narażenia człowieka na toksyczne działanie chlorofenoli. Dopuszczalna zawartość fenoli, oznaczana jako suma wszystkich pochodnych fenolu (tzw. indeks fenolowy) została przedstawiona w Tab. 3. Prezentowane stężenia są wartościami granicznymi w klasach czystości wód od I do V zarówno dla wód powierzchniowych, jak i wód podziemnych. Tab. 1. Wartości graniczne stężeń (mg/l) sumy fenoli (indeks fenolowy) Chlorofenole przedostają się do naturalnego środowiska wodnego ze ściekami z przemysłu chemicznego, ale głównie ze źródeł rolniczych na skutek stosowania pestycydów. W warstwach powierzchniowych wód chlorowe pochodne fenolu ulegają przemianom fotochemicznym, prowadzącym do powstania nowych związków o różnym stopniu toksyczności i trwałości, np. fotodegradacja pentachlorofenolu prowadzi do powstania około 30 nowych związków chemicznych: pochodnych fenolu, katecholi, alkoholi i kwasów karboksylowych. W wodach chlorofenole ulegają stopniowej adsorpcji w osadach dennych, gdzie ulegają biodegradacji z udziałem mikroorganizmów. Najbardziej toksycznym i uciążliwym chlorofenolem w środowisku jest pentachlorofenol (PCP), stosowany głównie jako herbicyd do niszczenia młodych chwastów dwuliściennych (fungicyd) oraz jako środek do zaprawiania drewna. Techniczny preparat PCP może być zanieczyszczony polichlorodibenzodioksynami (PCDDs) i polichlorodibenzofuranami

3 3 (PCDFs), co znacznie podnosi jego działanie toksyczne. Innym źródłem PCP w środowisku jest przemysł celulozowo-papierniczy. Powstaje on także w wyniku rozpadu innych pestycydów, tj. lindanu lub heksachlorobenzenu. PCP wchłania się do ustroju przez przewód pokarmowy, skórę oraz układ oddechowy. Bez względu na drogę narażenia, pentachlorofenol jest związkiem toksycznym (LD mg/kg), wykazującym u ludzi działanie silnie drażniące na skórę i błony śluzowe. Przy bezpośrednim kontakcie wywołuje stany zapalne skóry i oparzenia, a przy wielokrotnym działaniu trądzik chlorowy i czyraczność. Badania toksykologiczne wykazują, iż wysokie dawki PCP mogą powodować zmiany mutagenne u zwierząt. 2. Zasada oznaczania fenoli metodą pośrednią Za pomocą spektrofotometrii UV/VIS można oznaczyć fenole obecne w wodzie lub ściekach metodą pośrednią, tzn. po przeprowadzeniu ich w barwny związek absorbujący promieniowanie UV/VIS. Fenole wydziela się z wody za pomocą destylacji z parą wodną z kwaśnego roztworu (w środowisku kwaśnym fenole są niezdysocjowanymi kwasami lotnymi z parą wodną, podczas gdy fenolany nie destylują z parą wodną). Do oznaczeń wykorzystuje się tworzenie przez fenole barwnych pochodnych z 4-aminoantypiryną (1-fenylo-2,3-dimetylo-4- aminopirazolonem). Reakcje przeprowadza się w środowisku alkalicznym (ph = 9,8) w obecności heksacyjanożelazianu(iii) potasu jako utleniacza: Rys. 1. Schemat 4-aminoantypiryny z fenolem w środowisku alkalicznym Produkty reakcji charakteryzują się barwą od zielonożółtej do pomarańczowej, w zależności od stężenia fenoli i absorbują promieniowanie w zakresie widzialnym. Pomiaru absorbancji dokonuje się przy długości fali ʎ = 460 nm. Z uwagi na podatność fenoli na biochemiczne i chemiczne utlenianie analizę należy wykonać w krótkim czasie (do 4 godz. od momentu pobrania próbki) lub utrwalić próbkę bezpośrednio po pobraniu. Utrwalenie dokonuje się przez zakwaszenie kwasem fosforowym(v) wobec oranżu metylowego do ph = 4.0. Bezpośrednio po tym dodaje się roztwór siarczanu(vi) miedzi(ii) - jako inhibitora biodegradacji - w takiej ilości, aby uzyskać stężenie 1 g/dm 3 wody. Jony Cu 2+ tworzą nielotne kompleksy z fenolami wielowodorotlenowymi,

4 4 wytrącają ewentualne zanieczyszczenia jonami S 2- w postaci CuS. Środowisko kwaśne zapobiega tworzeniu się Cu(OH) 2, który utlenia fenole. Jeżeli próbka wody jest zanieczyszczona olejami lub smarami, należy je usunąć poprzez ekstrakcję tetrachlorkiem węgla. 3. Wykonanie ćwiczenia 3.1. Destylacja z parą wodną Do kolby kulistej o poj. 500 ml odmierzyć cylindrem 100 ml badanej próbki wody. Dodać do próbki 5 kropli oranżu metylowego i za pomocą roztworu kwasu fosforowego(v) (1:9, v/v) doprowadzić ph do poniżej 4,0 (do osiągnięcia barwy bladoróżowej). Następnie wprowadzić 1 ml roztworu CuSO 4 (jeśli próbka była utrwalana, nie należy dodawać H 3 PO 4 i CuSO 4 ). Wprowadzić kaolin i oddestylować około 90 ml cieczy (ustawienie mocy grzania na regulatorze napięcia ~7), przerwać destylację na parę minut, po czym dodać do kolby 10 ml wody destylowanej i kontynuować destylację do uzyskania 100 ml destylatu. Destylat przenieść ilościowo do rozdzielacza i dalej postępować w taki sam sposób, jak podano dla roztworów wzorcowych. Zmierzyć absorbancję (A) warstwy chloroformowej, zaś zawartość fenoli (c) odczytać z wykresu wykonanej krzywej kalibracyjnej A = f(c) Sporządzenie krzywej kalibracyjnej Z roztworu podstawowego fenolu o stężeniu 0,1 mg/ml przygotować roztwór roboczy o stężeniu 0,001 mg/ml. Do rozdzielaczy o pojemności 500 ml odmierzyć kolejno 0; 10; 20; 40 oraz 60 ml roztworu roboczego fenolu, co odpowiada 0,00; 0,01; 0,02; 0,04 oraz 0,06 mg fenolu. Zawartość rozdzielaczy uzupełnić wodą destylowaną do objętości 100 ml. Następnie do rozdzielaczy dodać 5,0 ml buforu amonowego (ph = 9,8). Jeśli roztwór jest za mało alkaliczny dodawać kroplami amoniak do uzyskania wymaganego ph. Do rozdzielaczy wprowadzić kolejno 3,0 ml 2% roztworu 4-aminoantypiryny i 3,0 ml 8% roztworu heksacyjanożelazianu(iii) potasu. Zawartość rozdzielaczy wymieszać po dodaniu każdego z tych odczynników. Po upływie 15 min wprowadzić 10 ml chloroformu i intensywnie wytrząsnąć 3-5 min. Po rozdzieleniu się warstw: wodnej i chloroformowej, warstwę chloroformową przesączyć przez sączek zawierający bezwodny Na 2 SO 4 do cylindrów miarowych. Warstwy wodne ekstrahować ponownie (2 razy po 5 ml chloroformu). Frakcje chloroformowe dołączyć do tych samych cylindrów miarowych. Objętość cylindrów uzupełnić do 20 ml chloroformem. W celu wykreślenia krzywej kalibracyjnej A = f(c) zmierzyć absorbancję poszczególnych roztworów chloroformowych przy długości fali ʎ = 460 nm.

5 5 4. Zakres wymaganych wiadomości spektrofotometria UV/VIS prawa absorpcji odstępstwa od praw absorpcji analiza ilościowa metodą krzywej kalibracyjnej analiza ilościowa pośrednia i bezpośrednia wybór analitycznej długości fali błędy w analizie absorpcyjnej możliwości i ograniczenia spektrofotometrycznej analizy ilościowe aparatura 5. Literatura Szczepaniak W., Metody instrumentalne w analizie chemicznej. W-wa, PWN, Minczewski J., Marczenko Z., Chemia analityczna. W-wa, PWN, tom 3. Ewing G. W., Metody instrumentalne w analizie chemicznej. W-wa, PWN, 1980.