Mutacje w genie kodującym białko sialofosforowe zębiny (DSPP) nie zawsze skutkujące fenotypem dentinogenesis imperfecta typu II bądź dysplazją zębiny*

Transkrypt

1 PROTET. STOMATOL., 2013, LXIII, 1, 5-13 Mutacje w genie kodującym białko sialofosforowe zębiny (DSPP) nie zawsze skutkujące fenotypem dentinogenesis imperfecta typu II bądź dysplazją zębiny* Mutations in the DSPP coding sequence not always resulting in the phenotype of dentinogenesis imperfecta type II or dentin dysplasia Izabela Maciejewska 1, Paulina Bautembach-Koberda 1, Agnieszka Maciejewska 2, Ryszard Pawłowski 2 1 Katedra i Zakład Protetyki Stomatologicznej Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego Kierownik: dr hab. Z. Bereznowski, prof. nadzw. GUMed 2 Katedra i Zakład Medycyny Sądowej Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego Kierownik: dr hab. Z. Jankowski HASŁA INDEKSOWE: DSPP, analiza molekularna, dentinogenesis imperfecta typu II, dysplazja zębiny KEY WORDS: DSPP, molecular analysis, dentinogenesis imperfecta type II, dentin dysplasia Streszczenie Wprowadzenie. Dentinogenesis imperfecta typu II (DGI) oraz dysplazja zębiny (DD) są rzadkimi, izolowanymi wrodzonymi wadami rozwojowymi polegającymi na nieprawidłowym formowaniu zębiny zarówno w zębach mlecznych jak i stałych. Poza istotną zmianą koloru zębów dochodzi do ich szybkiego starcia, a następnie utraty. Leczenie zachowawcze jak i protetyczne pacjentów chorujących na DGI/DD niejednokrotnie jest nieskuteczne. Przy planowaniu leczenia pacjentów z DGI/DD niezbędnym jest potwierdzenie rozpoznania metodami diagnostyki molekularnej. Za fenotyp DGI/DD odpowiedzialne są mutacje w genie DSPP, który wykazuje wysoki stopień polimorfizmu oraz posiada długie sekwencje repetywne, co utrudnia jego sekwencjonowanie. Cel pracy. Analiza molekularna genu DSPP u przypadkowych osób nie wykazujących cech klinicznych fenotypu dentinogenesis imperfecta typu II bądź dysplazji zębiny. Summary Introduction. Both Dentinogenesis imperfecta (DGI) type II and dentin dysplasia (DD) are classified as infrequent, hereditary dentin disorders, resulting in the abnormal dentin formation of deciduous and permanent teeth. The phenotype DGI/DD is manifested by significant discoloration and rapid teeth abrasion, potentially leading to edentulism. Due to severely disordered anatomy of the pulp chamber and root canals, including shortened roots, the treatment of patients diagnosed with DGI/DD must start in youth and last a lifetime. However, it happens quite often that neither conservative nor prosthetic treatment in this group of patients brings about satisfactory results. Therefore, in planning the long-term treatment molecular diagnostic methods should be used to confirm preliminary diagnosis. The phenotype of DGI/DD reflects mutations in DSPP gene, which is highly polymorphic and has long repetitive sequence. This makes the DSPP analysis *Praca finansowana z grantu nr. N N IM. 5

2 I. Maciejewska i inni Materiał i metoda. Do analizy użyto DNA 10 probantów bez cech klinicznych dentinogenesis imperfecta typu II i/lub dysplazji zębiny. Wyniki. Analiza molekularna sekwencji genu DSPP u 10 przypadkowych probantów wykazała obecność 40 mutacji o charakterze SNP oraz 4 delecje bez zmiany odczytu sekwencji kodu genetycznego. W 10 przypadkach stwierdzono mutacje skutkujące zmianą kodowania sekwencji białka DSPP. W dziewięciu przypadkach zmiana kodowania sekwencji dotyczyła jednego z alleli, co pozwala wnioskować, że brak fenotypu był spowodowany powstawaniem funkcyjnego białka z jednego, zdrowego allela. W jednym przypadku stwierdzono zamianę kodu genetycznego w obydwu allelach. Wnioski. Diagnostyka molekularna sekwencji genu DSPP jednoznacznie potwierdza obecność mutacji skutkującej fenotypem DGI/DD, co ułatwia długoterminowe planowanie leczenia. Jednak istnieją mutacje, które nie powodują powstania fenotypu, dlatego celem lepszego poznania przyczyn dentinogenesis imperfecta typu II zasadnym wydaje się kontynuacja badań molekularnych. very challenging. Aim of the study. To analyse the coding sequence of DSPP in unrelated probants who do not present any clinical symptoms of DGI/DD. Material and methods. DNA of ten randomly selected probants was analysed by sequencing the DSPP gene. Results. The molecular analysis of ten randomly selected unrelated probants showed 40 SNP mutations and four deletions, which did not change the code reading. In the additional ten cases, SNP mutations resulted in the change of genetic code for a specific aminoacids; nine of them were classified as haplotypes since one allele coded the reference sequence and another allele coded the mutated codon. In one case the mutated codon appeared in both alleles. Conclusions. Our experiment proved that not every mutation in the DSPP gene results in phenotype of DGI/DD. Wstęp Dentinogenesis imperfecta typu II (DGI) (OMIM ) oraz dysplazja zębiny (DD) są izolowanymi wrodzonymi wadami rozwojowymi polegającymi na nieprawidłowym formowaniu zębiny zarówno w zębach mlecznych jak i stałych. Pomimo, iż DGI/DD należą do tzw. rzadkich wad rozwojowych, gdyż pojawiają się z częstotliwością 1:8000 żywych urodzeń (1, 2), to dla pacjentów obciążonych fenotypem, DGI/DD stanowią problem, z którym zmagają się przez całe życie. W ostatnim czasie zwrócono uwagę, iż dentinogenesis imperfecta typu II oraz dysplazja zębiny zostały pierwotnie sklasyfikowane jedynie na podstawie różnic w fenotypie, bez dogłębnej analizy molekularnej czynników genetycznych odpowiedzialnych za wystąpienie obu wad, podczas gdy obecnie dostępne metody badawcze związane z diagnostyką molekularną pozwalają przypuszczać, iż DGI oraz DD są jedną wadą rozwojową przejawiającą różny stopnień penetracji (3, 4). Fenotyp dentinogenesis imperfecta typu II objawia się opalizująco żółtym, błękitnym bądź bursztynowym zabarwieniem zębiny będącym bezpośrednim efektem zaburzeń procesu mineralizacji. W konsekwencji dochodzi do zmniejszenia właściwości amortyzacyjnych zębiny, co pomimo prawidłowej budowy pokrywającego ją szkliwa skutkuje jego intensywnym odpryskiwaniem, odsłonięciem zębiny na dużej powierzchni i następczym szybkim ścieraniem zębów. W skrajnych 6 PROTETYKA STOMATOLOGICZNA, 2013, LXIII, 1

3 Dentinogenesis imperfecta mutacje genowe przypadkach w dwa lata może dojść do starcia zębów do brzegu wyrostka zębodołowego. W badaniu klinicznym zęby maja kształt beczułkowaty, natomiast w badaniu radiologicznym wykazują zwężenie obwodu szyjek zębowych oraz obliterację komór zęba i kanałów korzeniowych (5, 6). Cechą charakterystyczną obrazu DGI jest także skrócenie i zwężenie korzeni zębów. Zbliżone cechy obserwowane są u osób z dysplazją zębiny, jednak dotyczą one głównie uzębienia mlecznego, podczas gdy uzębienie stałe wykazuje jedynie niewielkie zmiany koloru zębów bez zaznaczonych cech morfologiczno-histologicznych z wyjątkiem częściej występujących zębiniaków (7, 4, 6). Z powodu nieprawidłowej mineralizacji zębiny, a tym samym osłabienia jej funkcji ochronnych w stosunku do miazgi zęba, w zębach pacjentów obciążonych DGI typu II dochodzi do częstych powikłań w postaci zapaleń miazgi z następczym zapaleniem tkanek okołowierzchołkowych. Obliteracja komór miazgi i kanałów korzeniowych, liczne zębiniaki oraz skrajnie zaburzona anatomia korzeni zębów nie pozwalają zarówno na skuteczne leczenie zachowawcze jak i endodontyczne zębów z fenotypem DGI/DD, dlatego pacjenci wykazujący cechy kliniczne DGI/ DD od wczesnych lat życia wymagają interwencji protetycznej, początkowo w zakresie protetyki stałej, a w krótkim czasie protetyki ruchomej. Zastosowanie stałych uzupełnień protetycznych w postaci wkładów koronowo-korzeniowych, koron czy mostów protetycznych jest często niemożliwe ze względu na znaczące skrócenie korzeni zębów, a tym samym brak możliwości uzyskania właściwego stosunku długości części korzeniowej do części koronowej planowanego uzupełnienia. Natomiast szybkie starcie koron zębów z jednoczesnym zaburzeniem płaszczyzny zgryzowej nie pozwala na uzyskanie retencji wystarczającej dla utrzymania samodzielnych koron protetycznych. Uwzględniając dodatkowo młodociany wiek pacjentów nasuwa się wniosek potwierdzony własnymi obserwacjami, że niejednokrotnie około 25 roku życia pacjenci z fenotypem dentinogenesis imperfecta typu II użytkują już protezy całkowite. Różny stopień penetracji wady o charakterze DGI/DD może być mylnie diagnozowany jako próchnica kwitnąca lub zaburzenie mineralizacji szkliwa o charakterze hipoplazji. Jednak przez wzgląd na znacząco różne rokowanie związane z fenotypem DGI/DD istotnym wydaje się postawienie precyzyjnego rozpoznania potwierdzonego badaniem z użyciem metod diagnostyki molekularnej. Cel pracy Celem niniejszej pracy jest zaprezentowanie mutacji w genie DSPP wykrytych w grupie przypadkowych osób, u których nie występowała żadna z cech fenotypu o charakterze DGI/DD. Materiał i metody Materiał badawczy stanowił DNA pochodzący od 10 niespokrewnionych osób (20 alleli), obojga płci, przebadanych w projekcie mającym na celu znalezienie mutacji przyczynowej fenotypu dentinogenesis imperfecta typu II i/ lub dysplazji zębiny. W badaniu klinicznym u żadnego z badanych nie stwierdzono ani jednej cechy fenotypu dentinogenesis imperfecta typu II i/lub dysplazji zębiny. DNA pobierano od pacjentów z użyciem sterylnych wymazówek poprzez pocieranie błony śluzowej policzków i warg. Standardowa izolacja DNA Materiał genetyczny izolowano klasyczną metodą organiczną z zastosowaniem proteinazy K oraz ekstrakcją zbuforowaną mieszaniną fenol chloroform alkohol izoamylowy wg metody Sambrooka i wsp. (8). Próbki PROTETYKA STOMATOLOGICZNA, 2013, LXIII, 1 7

4 I. Maciejewska i inni oczyszczano, zagęszczano, a następnie mierzono stężenie DNA przy użyciu standardowej metody fluorymetrycznej DNA z wykorzystaniem aparatu Fluoroskan Ascent FL oraz barwnika PicoGreen. Amplifikacja fragmentów genu DSPP Amplifikacja poszczególnych eksonów DSPP (eksony 1, 2, 3, 4.1, 4.2, 5.1, 5.2) prowadzona była z zastosowaniem sekwencji starterów opisanych przez McKnight i wsp. (9) natomiast eksony 5.4, 5.5 i 5.6 amplifikowano stosując startery opisane przez Bai i wsp. (10). Reakcję PCR prowadzono w termocyklerach firmy Perkin Elemer z serii Celem sprawdzenia poprawności procesu amplifikacji produkty rozdzielano elektroforetycznie w 2,6% żelu agarozowym w buforze TBE, a następnie wybarwiano fluorescencyjnym barwnikiem interkalującym SybrGreen. Kolejno produkty amplifikacji poddawano oczyszczaniu ze składników mieszaniny reakcyjnej PCR oraz soli z wykorzystaniem mikrokolumienek Microcon 100 (Millipore, USA) lub przy użyciu zestawu ExoSap (USB, USA). Sekwencjonowanie produktów amplifikacji Powielone fragmenty poddano sekwencjonowaniu metodą cyklicznego sekwencjonowania ze znakowanymi fluorescencyjnie terminatorami, wykorzystując komercyjnie dostępny zestaw firmy Applied Biosystems, BigDye Terminator Cycle Sequencing Kit v Reakcję sekwencjonowania amplikonów prowadzono dla obu nici DNA. Następnie produkty reakcji sekwencjonowania zostały poddane elektroforezie kapilarnej wykorzystując do tego celu dwa automatyczne analizatory DNA typu ABI Prism 310 oraz Urządzenia te pracują w oparciu o metodę elektroforezy kapilarnej rozdziału fragmentów DNA oraz metodę laserowo wzbudzanej fluorescencji, która służy detekcji znakowanych fluorescencyjnie cząsteczek DNA. Uzyskane wyniki analizowano przy pomocy oprogramowania ABI PRISM Sequencing Analysis Software 5.2. Dodatkowo każda uzyskana sekwencja została sprawdzona metodą manualną pod kątem poprawności odczytów poszczególnych nukleotydów. Uzyskane sekwencje importowano i analizowano za pomocą programu Sequence Navigator 2.5 umożliwiającego porównywanie uzyskanych sekwencji do sekwencji referencyjnej. Do oceny istotności oznaczonych mutacji użyto bazy danych Ensembl. (www. ensembl.com). Celem potwierdzenia uzyskanych wyników każde badanie wykonano trzykrotnie. Wyniki Analiza sekwencji DNA w zakresie genu DSPP wykazała obecność mutacji zarówno w sekwencji kodującej białko DSP jak i DPP (tab. I). Ponadto w sekwencji kodującej białko DSP wykryto 2 mutacje typu SNP o cechach polimorfizmu polegające na zamianie ostatniego nukleotydu w sekwencji kodonu. W sekwencji kodującej białko DPP tego samego typu polimorfizm wykryto w 38 kodonach zlokalizowanych w eksonie 5. Poza polimorfizmem o charakterze SNP u czterech z badanych osób (40%) wykryto polimorfizm polegający na delecjach fragmentów DNA w obrębie eksonu 5 w zakresie sekwencji kodującej białko DPP. Wykryte delecje dotyczyły fragmentów odpowiednio: u dwóch osób 75 nukleotydowej (g ), u jednej osoby 22 nukleotydowej (g ) oraz u jednej osoby 171 nukleotydowej (g ). Wszystkie delecje dotyczyły całych kodonów (były podzielne przez 3) i nie powodowały przesunięcia ramki odczytu. Dyskusja DGI/DD spowodowane są mutacją w genie DSPP kodującym główne, niekolagenowe 8 PROTETYKA STOMATOLOGICZNA, 2013, LXIII, 1

5 Dentinogenesis imperfecta mutacje genowe T a b e l a I. Mutacje w obrębie sekwencji kodujących białka DSP i DPP Mutacje w sekwencji kodującej DSP 33,3% Rodzaj mutacji ddna g.235a>t lub A/T Odsetek osob z mutacja polimorfizmem Aminokwas Sekwencja Ekson Haplotyp* Arg>Try CCA>TCA Ekson 4 1/2 20% g.2006a>g Lys>Arg AAA>AGA Ekson % g.2024a>a/g Asp>Gly GAC>GGC Ekson % g.3567c>c/t Glu>Asp GAC> GAT Ekson 5 2 Mutacje w sekwencji kodującej DPP 20% 50% 50% g.3568a>a/g Ser>Gly AGC>GGC Ekson 5 2 g.3598a>t (A/T) g.3615c>a (C/A) Ser>Cys AGT>TGT Ekson 5 1/2 Ser>Arg AGC>AGA Ekson 5 1/2 33,3% g.3728a>g (A/G) Asp>Gly GAT>GGT Ekson 5 1/2 10% g.3768c>c/a Ser>Arg AGC>AGA Ekson ,3% g.3805a>a/t Ser>Gly AGT>TGT Ekson 5 2 * 1 grupa z mutacją w obydwu allelach, ½ grupa z mutacją w obydwu allelach lub jednym z alleli, 2 grupa z mutacją w jednym z alleli. białko organicznej macierzy zębiny, które jest odpowiedzialne za proces nukleacji, a następnie wzrostu kryształów hydroksyapatytów zębiny. Ludzkie białko DSPP składa się z 1301 aminokwasów (aa) i natychmiast po translacji podlega modyfikacjom polegającym na przecięciu białka macierzystego na białka potomne o różnych właściwościach biochemicznych (11, 12). Pierwsze białko pochodne DSP powstaje z aa (13). Pomimo, iż struktura DSP była bardzo szczegółowo badana to rola białka w mineralizacji zębiny nie została dotąd precyzyjnie określona, jednak fosforylacja oraz glikozylacja DSP sugeruje, iż pośredniczy ono w procesie mineralizacji zębiny oraz konwersji prezębiny w zębinę (14-17). Sekwencja drugiego białka potomnego zwanego DPP liczy około 500 aminokwasów. (4, 13, 18, 19). Wysoka zawartość reszt kwasu asparaginowego, glutaminowego oraz seryny nadaje białku DPP silnie PROTETYKA STOMATOLOGICZNA, 2013, LXIII, 1 9

6 I. Maciejewska i inni hydrofilny oraz kwaśny charakter, co bezpośrednio wpływa na jego funkcję promineralizacyjną. Duża ilość reszt seryny ulega bowiem fosforylacji, a budowa przestrzenna DPP sprawia, że rdzeń białka tworzy strukturę przypominającą wstęgę, na obrzeżach której gromadzą się grupy fosforanowe, co w konsekwencji ułatwia wiązanie wolnych jonów wapniowych znajdujących się w otaczającym środowisku (20). Ciekawym pozostaje fakt, iż DPP działa promineralizująco jedynie w niskich stężeniach, podczas gdy wysokie stężenia białka hamują mineralizację, zapobiegając tym samym hipermineralizacji zębiny (15, 21, 22). Gen kodujący DSPP liczy 8343 pary zasad, zlokalizowany jest na chromosomie 4q22.1 i składa się z 5 eksonów i 4 intronów (15). Pierwszy ekson genu DSPP jest eksonem niekodującym, natomiast ekson drugi koduje sekwencję peptydu sygnalizacyjnego oraz trzech pierwszych aminokwasów białka DSP. Sekwencja DSP jest kodowana w eksonie trzecim i czwartym oraz w niewielkiej ilości w eksonie piątym, podczas gdy całość sekwencji białka DPP kodowana jest w eksonie piątym i wykazuje wysoki stopień polimorfizmu (3, 9, 23, 24). Badania naukowe wskazują jednoznacznie, że za powstanie fenotypu DGI/DD odpowiedzialne są wyłącznie mutacje występujące w genie DSPP, jednak okazuje się, że nie każda mutacja powoduje powstanie wady wrodzonej, a dotychczas opisano jedynie około 30 mutacji przyczynowych. Jednak ku zaskoczeniu badaczy gen DSPP wykazuje duży stopień polimorfizmu, co objawia się faktem istnienia licznych odmienności (mutacji o charakterze SNP Single Nucleotide Polimorphism, oraz insercji i delecji bez przesunięcia ramki odczytu) w sekwencji DNA nie powodujących wystąpienia fenotypu DGI/DD. W prowadzonych w ramach obecnego projektu badaniach molekularnych kodu genetycznego sekwencji genu DSPP kodującego niekolagenowe białko zębiny DSPP stwierdzono obecność licznych mutacji typu SNP oraz delecji bez przesunięcia ramki odczytu. Fakt, iż u żadnej z przebadanych osób nie stwierdzono ani jednej cechy fenotypu o charakterze dentinogenesis imperfecta typu II bądź dysplazji zębiny, świadczy, że wykryte mutacje miały charakter polimorfizmu. Zgodnie z zasadami diagnostyki molekularnej za polimorfizm uznaje się mutację, która występuje co najmniej w 1% populacji i nie skutkuje powstaniem fenotypu jednostki chorobowej przypisywanej mutacjom w danym genie. Gen kodujący białko DSPP jest oceniany jako gen wysoce polimorficzny (4, 10, 15, 16). Szczególną uwagę zwrócono na liczne delecje sekwencji kodującej białko DPP w rejonie repetytywnych powtórzeń sekwencji SSD (seryna-seryna-kwas asparaginowy) (3, 22). Autorzy podkreślają, że w tym rejonie genu może dochodzić do utraty nawet 225 nukleotydów. W przypadku naszych pacjentów zaobserwowaliśmy utratę 171 nukleotydów u jednego z przebadanych pacjentów, przy czym podobnie jak to miało miejsce we wcześniejszych badaniach każda delecja dotyczyła całych kodonów, co w budowie białka skutkuje jedynie jego skróceniem, a nie zmianą odczytu kodu genetycznego. W konsekwencji mutacja taka pomimo, że dotyczy długiej sekwencji aminokwasowej (w tym przypadku wypadło 57 aminokwasów) nie powoduje zaburzeń w funkcjonowaniu białka i tym należy tłumaczyć brak cech klinicznych dentinogenesis imperfecta typu II lub dysplazji zębiny u przebadanych pacjentów. Nieco większe trudności sprawia wytłumaczenie braku fenotypu u osób, u których stwierdziliśmy mutacje typu SNP zarówno w sekwencji kodującej białko DSP jak i DPP. Przez wzgląd na degenerację kodu genetycznego zamiana ostatniego nukleotydu w kodonie, w znamienitej większości przypadków nie skutkuje zmianą kodowania aminokwasu. Wyjątkiem jest jedynie kodon ATG wybiórczo kodujący metioninę oraz kodon TGG kodujący 10 PROTETYKA STOMATOLOGICZNA, 2013, LXIII, 1

7 Dentinogenesis imperfecta mutacje genowe tryptofan. W naszych badaniach oznaczyliśmy łącznie czterdzieści przypadków zmiany trzeciego nukleotydu w kodonie, dwa w sekwencji kodującej białko DSP (ekson 4) oraz trzydzieści osiem w sekwencji kodującej białko DPP (ekson 5). Istotnym jednak wydaje się fakt, iż pomimo wykrycia 10 mutacji skutkujących zmianą kodowania pojedynczych aminokwasów, probanci nie posiadali cech fenotypu DGI/ DD. U dziewięciu badanych osób, z dużym prawdopodobieństwem należy rozważać fakt istnienia tzw. haplotypów. Oznacza to, że każdy z dwóch alleli koduje odmienną sekwencję danego kodonu, a brak fenotypu wynika z faktu, iż białko DSP/DPP aktywne w przestrzeni zewnątrzkomórkowej odontoblasta powstało z dominującego, zdrowego allela. Teorię tę potwierdzają również badania innych autorów (22, 25). Jednak na chwilę obecną trudno wytłumaczyć cztery przypadki mutacji, w których osoba badana posiadała zmieniony kod genetyczny w obu allelach (1 haplotyp), nie wykazując przy tym żadnych cech klinicznych dentinogenesis imperfecta typu II lub dysplazji zębiny. Mutacje w tym obszarze powinny powodować zmiany fenotypowe, jednak nie wiadomo na ile właśnie te, prowadzą do zmian w strukturze białka owocujących pojawieniem się cech fenotypowych charakterystycznych dla dentinogenesis imperfecta typu II. Omawianych mutacji jak dotąd nie zgłoszono również jako polimorfizmu w międzynarodowej bazie Ensembl. W dalszym ciągu nie wiadomo dlaczego mutacja jednego nukleotydu typu zmiana u niektórych pacjentów skutkuje fenotypem, a mutacja tego samego typu ale innego nukleotydu nie powoduje żadnych objawów klinicznych. Przyczyna prawdopodobnie tkwi w budowie białka kodowanego przez zmutowaną sekwencję. W przypadku zmiany aminokwasu kluczowego dla funkcji lub konformacji przestrzennej białka, fenotyp się pojawia, podczas gdy zamiana mniej ważnego aminokwasu w danym pokoleniu pozostaje tzw. mutacją utajoną i wykrywana jest przypadkowo jak to miało miejsce u naszych probantów. Jednak ogromne koszty jakie niesie za sobą leczenie stomatologiczne, a szczególnie protetyczne pacjentów z wadą dentinogensis imperfecta typu II oraz dysplazją zębiny powinno skłaniać do jak najbardziej skrupulatnego diagnozowania chorych i ich rodzin, celem jednoznacznego potwierdzenia rozpoznania oraz określenia prawdopodobieństwa dotknięcia tym schorzeniem przyszłych pokoleń. Diagnostyka molekularna sekwencji genu DSPP jednoznacznie potwierdza obecność mutacji skutkujących fenotypem DGI/DD, co ułatwia stworzenie długoplanowego, wielospecjalistycznego leczenia. Jednak poczynione w obecnej pracy obserwacje pozwalają wnioskować, że nie wszystkie mutacje w genie DSPP, powodują powstanie fenotypu, dlatego celem lepszego poznania przyczyn dentinogenesis imperfecta typu II zasadnym wydaje się kontynuacja, a nawet intensyfikacja badań molekularnych w zakresie sekwencji genu DSPP. Piśmiennictwo 1. Bixler D., Conneally P. M., Christen G.: Dentinogenesis imperfecta: genetic variations in a six-generation family. J. Dent. Res., 1969, 48: Witkop C. J., Maclean P. J., Schmidt J. L.: Medical and dental findings in the Brandywine isolate. Ala. J. Med. Sci., 1966, 3, Beattie M. L., Kim J. W., Gong S. G., Murdoch-Kinach C. A., Simmer J. P., Hu J. C.: Phenotypic variation in dentinogenesis imperfecta/dentin dysplasia linked to 4q21. J. Dent. Res., 2006, 85,3x Kim J. W., Simmer J. P.: Hereditary dentin defects. J. Dent. Res., 2007, 86, Acevedo A. C., Santos L. J., Paula L. M., Dong J., McDougall M.: Phenotype characterization and DSPP mutational analysis of three Brazilian dentinogenesis imperfecta PROTETYKA STOMATOLOGICZNA, 2013, LXIII, 1 11

8 I. Maciejewska i inni type II families. Cells Tissues Organs, 2009, 189, McDougall M., Dong J., Acevedo A. C.: Molecular basis of human dentin diseases. Am. J. Med. Genet., 2006, 140, Mcdonnell S. T., Mackie I., Dixon M. J.: Hereditary dentine disorders: dentinogenesis imperfecta and dentine dysplasia. Orphanet. J. Rare Dis., 2008, 3, Sambrook J., Fritsch E. F., Maniatis T.: Molecular Cloning: A laboratory manual, 2nd Edition. Cold Spring Harbor Press, New York, McKnight D. A., Hart P. S., Hart T. C., Hartsfield J. K., Wilson A., Wright J. T., Fisher L. W.: A comprehensive analysis of normal variation and disease-causing mutations in the human DSPP gene. Hum. Mutat., 2008, 29, Bai H., Agula H., Wu Q., Zhou W., Sun Y.: A novel DSPP mutation causes dentinogenesis imperfecta type II in a large Mongolian family. BMC Med. Genet., 2010, 11, von Marshall Z., Fisher L. W.: Dentin sialophosphoprotein (DSPP) is cleaved into its two natural dentin matrix products by three isoforms of bone morphogenetic protein-1 (BMP1). Matrix. Biol., 2010, 29, Suzuki S.: Dentin sialoprotein and dentin phosphoprotein have distinct roles in dentin mineralization. Matrix. Biol., 2009, 28, Yamakoshi Y., Hu J. C., Fukae M., Zhang H., Simmer J. P.: Dentin glycoprotein: the protein in the middle of the dentin sialophosphoprotein chimera. J. Biol. Chem., 2005, 280, Milan A. M., Sugars R.V., Embery G., Waddington R. J.: Modulation of collagen fibrillogenesis by dentinal proteoglycans. Calcif. Tissue Int., 2005, 76, McDoguall M., Simmons D., Luan X., Gu T. T., Dupont B. R.: Assignment of dentin sialophosphoprotein (DSPP) to the critical DGI 2 locus on human chromosome 4 band q21.3 by in situ hybridization. Cytogenet. Cell Genet., 1997, 79, Song Y., Wang C., Peng B., Ye X., Zhao G., Fan M., Fu Q., Bian Z.: Phenotypes and genotypes in 2 DGI families with different DSPP mutations. Oral Surgery Oral Medicine, Oral Pathology, Oral Radiolology and Endodontics, 2006, 102, Xiao S., Yu C., Chou X., Yuan W., Wang Y., Bu L., Fu G., Qian M., Yang J., Shi Y., Hu L., Han B., Wang Z., Huang W., Liu J., Chen Z., Zhao G., Kong X.: Dentinogenesis imperfecta 1 with or without progressive hearing loss is associated with distinct mutations in DSPP. Nat. Genet., 2001, 27, Nieminen P., Papagiannoulis-Lascarides L., Waltimo-Siren J., Ollila P., Karjalainen S., Arte S., Veerkamp J., Walton V., Kustner E. C., Siltanen T., Holappa H., Lukinmaa P. L., Alaluusua S.: Frameshift mutations in dentin phosphoprotein and dependence of dentin disease phenotype on mutation location. J. Bone. Miner. Res., 2011, 26, Yamakoshi Y.: Dentinogenesis and Dentin Sialophosphoprotein (DSPP). J. Oral Biosci., 2009, 51, George A., Bannon L., Sabsay B., Dillon J. W., Malone J., Veis A., Jenkins N. A., Gilbert D. J., Copeland N. D.: The carboxyl-terminal domain of phosphophoryn contains unique extended triplet amino acid repeat sequences forming ordered carboxyl-phosphate interaction ridges that may be essential in the biomineralization process. J. Biol. Chem., 1996, 271, Boskey A., Spevak L., Tan M., Doty S. B., Butler W. T.: Dentin Sialoprotein (DSP) has limited effects on in vitro apatite formation and growth. Calcif. Tissue Int., 2000, 67, Butler W. T., Rietchie H. H., Bronckers A. L.: Extracellular matrix proteins of dentine. Ciba Found Symp., 1997, 205, Fedarko N. S, Jain A., Karadag A., Fisher 12 PROTETYKA STOMATOLOGICZNA, 2013, LXIII, 1

9 Dentinogenesis imperfecta mutacje genowe L. W.: Three small integrin binding ligand N-linked glycoproteins (SIBLINGs) bind and activate specific matrix metalloproteinases. FASEB J., 2004, 18, Fisher L. W., Fedarko N. S.: Six genes expressed in bones and teeth encode the current members of the SIBLING family of proteins. Connect Tissue Res., 2003, 44 Suppl., 1, McKnight D. A., Simmer J. P., Hart P. S., Hart T. C., Fisher L. W.: Overlapping DSPP mutations cause dentin dysplasia and dentinogenesis imperfecta. J. Dent. Res., 2008, 87, Zaakceptowano do druku 25.XI.2012 r. Adres autorów: Gdańsk, ul. E. Orzeszkowej 18 Zarząd Główny PTS PROTETYKA STOMATOLOGICZNA, 2013, LXIII, 1 13