Klotho, nie tylko białko starzenia się

PRACE POGLĄDOWE Bartosz SOSNOWSKI 1 Hanna BACHÓRZEWSKA-GAJEWSKA 1,2 Slawomir DOBRZYCKI 1 Jolanta MALYSZKO 3 Klotho, nie tylko białko starzenia się Klotho not only antiageing protein 1 Klinika Kardiologii Inwazyjnej, Uniwersytet Medyczny, Bialystok Prof. dr hab. n. med. Sławomir Dobrzycki 2 Zakład Medycyny Klinicznej, Wydział Nauk o Zdrowiu, Uniwersytet Medyczny, Białystok 3 II Klinika Nefrologii, Uniwersytet Medyczny, Białystok Prof. dr hab. n. med. Jolanta Małyszko Dodatkowe słowa kluczowe: Klotho FGF23 gospodarka mineralna Additional key words: Klotho FGF23 mineral metabolism Adres do korespondencji: II Klinika Nefrologii Uniwersytet Medyczny 15-276 Bialystok, Ul. M. Sklodowskiej-Curie 24a Tel: 48858317872 Fax: 48858317870 e-mail: jolmal@poczta.onet.pl; jolanta.malyszko@umb.edu.pl Klotho, gen kodujący białko hamujące starzenie się organizmu, został odkryty w 1997 roku i nazwany na cześć greckiej bogini, która przędła nić ludzkiego żywota. Liczne doświadczenia na myszach potwierdziły, że zniszczenie lub utrata funkcji genu Klotho prowadzi do przyspieszonego starzenia i przedwczesnej śmierci. Oprócz skrócenia żywotności, myszy z niedoborem Klotho wykazywały zmiany w funkcjonowaniu wielu narządów, zwapnienia ektopowe, przyspieszony rozwój miażdżycy, osteoporozę i atrofię skóry. Nadekspresja genu u myszy hamowała natomiast starzenie się i wydłużała przeżycie. Złożone zmiany fenotypowe związane z inaktywacją genu Klotho potwierdzają jego wpływ na stan wielu układów i narządów. Gen Klotho ulega ekspresji w nerkach, mózgu i w mniejszym stopniu w innych narządach. Wyróżniamy dwie formy białka Klotho: transbłonową i sekrecyjną, a każda z nich odgrywa różne funkcje. Transbłonowa forma białka funkcjonuje jako niezbędny koreceptor czynnika fosfaturycznego FGF23, warunkując tym samym utrzymanie homeostazy wapniowo-fosforanowej poprzez wpływ na kanały jonowe zlokalizowane w nerkach oraz regulację stężenia PTH i witaminy D. Sekrecyjna forma białka Klotho funkcjonuje z kolei jako czynnik humoralny i reguluje działanie wielu kanałów jonowych i transporterów. Uczestniczy również w hamowaniu stresu oksydacyjnego oraz szlaku sygnalizacyjnego insuliny / IGF-1. Odkrycie białka Klotho doprowadziło do identyfikacji nowych osi łączących zaburzenia regulacji mineralnej z procesami starzenia się organizmu. Poprzez przyspieszenie procesu starzenia, niedobór białka Klotho może mieć także bezpośredni wpływ na rozwój chorób związanych z wiekiem takich jak nadciśnienie tętnicze, osteoporoza, choroby układu sercowo-naczyniowego czy przewlekła choroba nerek. Niewykluczone, że lepsze zrozumienie białka Klotho doprowadzi w przyszłości do zatrzymania procesu starzenia, a także zahamowania rozwoju chorób związanych z wiekiem. Klotho, the gene encoding the antiaging protein, was discovered in 1997 and named after a Greek Goddes who spun the thread of life. Numerous experiments on mice confirmed that destruction of the klotho gene or loss of klotho function leads to an accelerated aging and premature death. In addition to shortened life span, klotho-deficient mice demonstrated changes in functioning of multiple organs, ectopic calcification, enhanced development of arteriosclerosis, osteoporosis and atrophy of skin. In contrast, overexpression of a gene in mice inhibited aging and prolonged survival. The multisystemic phenotype induced by Klotho deficiency indicates that Klotho works on a variety of organs. Klotho is highly expressed in the kidney, brain, and to a lesser extent in other organs. Protein Klotho exists in two forms: membrane and secreted which play different functions. Membrane Klotho function as an obligate co-receptor required for signaling for the phosphaturic factor FGF23, regulates calcium-phosphate homeostasis through renal ion transport in addition to modulation of PTH and 1,25(OH)2D3. Soluble klotho functions as a humoral factor and regulates the activity of several ion channels and transporters. The secreted Klotho can also inhibit oxydative stres and the insulin and insulin-like growth factor 1 (IGF-1) pathways. The discovery of the protein klotho led to the identification of new axes connecting endocrine disturbances in the homeostasis of the calcium-phosphate to the aging of the organism. Klotho deficiency may not only be a trigger for accelerated aging but also in development of age- -associated diseases, including hypertension, osteoporosis, cardiovascular disease, and CKD. Conceivably, better understanding of Klotho protein might provide a novel treatment strategy for aging and age-associated diseases. Wstęp Starzenie się definiowane jest jako postępujący wraz z wiekiem proces, polegający na stałym zmniejszaniu się niezbędnej dla przeżycia i płodności biologicznej aktywności organizmu. Proces ten uwarun- 25

kowany jest przez wiele czynników, jednak kluczowy wpływ na jego przebieg wywiera tło genetyczne oraz stres środowiskowy. Stanowi niezależny, niemodyfikowalny czynnik ryzyka wielu chorób cywilizacyjnych takich jak nowotwory, schorzenia sercowo- -naczyniowe czy choroby nerek. Od wielu lat na całym świecie prowadzone są badania mające na celu odnalezienie genu, który mógłby zatrzymać proces starzenia, a tym samym zapewnić ludziom długowieczność. Idealnym kandydatem wydaje się być Klotho (KL, określany również jako αkl) gen zidentyfikowany w 1997 roku w Japonii przez zespół badaczy pod kierownictwem dr Kuro- -o, którego nazwa wywodzi się od imienia greckiej bogini Klotho, która wraz z siostrami Atropos i Lachesis decydowała o długości ludzkiego żywota [1]. Odkrycie to miało czysto przypadkowy charakter w trakcie prac nad mysim modelem nadciśnienia tętniczego doszło wówczas do insercji transgenu do fragmentu 5 regionu promotorowego genu KL prowadząc do jego inaktywacji. Powstała linia myszek transgenicznych KL-/- uważana była początkowo za bezużyteczną. Dopiero dalsza obserwacja wzrostu gryzoni pozwoliła zrozumieć skalę dokonanego odkrycia. U myszy, które podobnie jak heterozygoty KL-/+ oraz osobniki typu dzikiego, rozwijały się prawidłowo do 3-4 tygodnia życia, obserwowano następnie zahamowanie wzrostu oraz występowanie szeregu objawów przedwczesnego starzenia się organizmu, takich jak: miażdżyca tętnic, hipogonadyzm, przedwczesna inwolucja grasicy, atrofia skóry, zanik mięśni, osteoporoza, rozedma płuc, zaburzenia poznawcze, degeneracja neuronów ruchowych czy upośledzenie słuchu [1-2,4-5]. Myszy z inaktywowanym genem Klotho umierały przedwcześnie około 8-9 tygodnia życia [1-3], z kolei osobniki z nadekspresją genu cechowały się znacznym wydłużeniem czasu przeżycia w porównaniu do przedstawicieli typu dzikiego długość życia samców uległa wydłużeniu o około 31%, samic zaś o około 19% [3-4]. Odkrycie to zapoczątkowało intensywne badania mające na celu lepsze poznanie i zrozumienie struktury i funkcji genu oraz kodowanego przez niego białka. Rycina 1 Ekspresja genu Klotho w poszczególnych tkankach [1]. Klotho expression in various tissues [1]. Struktura genu i białka Klotho Gen Klotho obejmujący około 50 kpz zlokalizowany jest u człowieka na chromosomie 13q12 (u myszy na chromosomie 5), składa się z 5 eksonów i 4 intronów [6,7]. Gen ten koduje pojedyncze białko transbłonowe występujące w błonie komórkowej oraz strukturach siateczki endoplazmatycznej [1,7] i aparatu Golgiego [8]. Najwyższą ekspresję transbłonowej formy białka Klotho obserwuje się w kanalikach nerkowych i splocie naczyniówkowym w mózgu [1, 9]. Niewielkie ilości białka obecne są także w przysadce, uchu wewnętrznym, przytarczycach, trzustce, jelicie grubym, mięśniach szkieletowych, pęcherzu moczowym, gonadach oraz w komórkach nabłonkowych piersi [7,10-12]. Transbłonowa forma białka Klotho człowieka utworzona jest z 1014 aminokwasów, a swoją strukturą w 86% przypomina białko zidentyfikowane u myszy [2]. Zbudowana jest z trzech domen: krótkiej, pozbawionej aktywności wewnątrzkomórkowej domeny C-końcowej (11 aa), domeny transbłonowej (21 aa) oraz długiej, zewnątrzkomórkowej domeny N-końcowej (980 aa). W skład domeny zewnątrzkomórkowej wchodzą dwie zbudowane z 440 aminokwasów homologiczne podjednostki określane jako KL1 i KL2 [13] (Ryc. 1, Ryc. 2). Udowodniono, iż z uwagi na sekwencję zbliżoną do b-glukozydazy spotykanej u bakterii i roślin, powtórzenia KL1 i KL2 wykazują in vitro aktywność enzymatyczną, a hydrolizie przy udziale białka Klotho podlegają m.in. glukoronidy estradiolu, estronu i estriolu [4,13-14]. Powtórzenia KL1 i KL2 połączone są ze sobą poprzez odcinek łącznikowy, w obrębie którego znajduje się sekwencja aminokwasów Lys-Lys-Arg-Lys stanowiąca miejsce działania enzymów proteolitycznych należących do rodziny ADAM (ang. a disintegrin and metalloproteinase domain- -containing protein), a konkretnie ADAM10 i ADAM17 [2,8,13]. Enzymy te dokonują cięcia transbłonowej formy białka Klotho tuż za domeną transbłonową (cięcie α) lub w obrębie fragmentu łączącego podjednostki KL1 i KL2 (cięcie β) [15,16]. Powstałe w wyniku działania enzymów fragmenty o masie cząsteczkowej odpowiednio 130 i 68 kda stanowią drugą obok transbłonowej formę białka, tzw Klotho sekrecyjne (skl) [2,8,13,17] i uwalniane są do osocza, płynu mózgowo-rdzeniowego i moczu [18,19]. Z powodu różnej wydajności obu procesów enzymatycznych białko powstałe w wyniku cięcia α stanowi dominującą formę skl. Sekrecyjna forma białka może także powstawać w wyniku alternatywnego składania RNA (ang. alternative splicing) obejmuje wówczas 549 reszt aminokwasowych i dopowiada fragmentowi KL1 białka błonowego [7]. Na podstawie analizy podobieństwa sekwencji aminokwasów zidentyfikowane zostały kolejne 2 geny należące do rodziny Klotho, tj. βklotho oraz γklotho, kodujące analogicznie nazwane białka transbłonowe [20-22], jednakże ich funkcje nie zostały dotychczas dokładnie poznane [22]. Rycina 2 Struktura białka Klotho. Klotho structure. Klotho a regulacja gospodarki wapniowo-fosforanowej. Zarówno wapń jak i fosfor pełnią kluczową rolę w prawidłowym funkcjonowaniu organizmu człowieka, dlatego też utrzymanie prawidłowej homeostazy wapniowo- -fosforanowej staje się niezmiernie ważne. Pomimo, że masa wapnia zgromadzonego w ustroju stanowi tylko 2% całkowitej masy ciała, pierwiastek ten spełnia szereg zadań, funkcjonując zarówno jako czynnik zewnątrz- jak i wewnątrzkomórkowy. Wapń stanowi istotny budulec układu kostnego, aktywuje wiele szlaków enzymatycznych, pełni rolę międzykomórkowego przekaźnika sygnału oraz uczestniczy w procesach odpornościowych i regeneracyjnych. Jony wapnia wywierają także nieoceniony wpływ na mechanizm krzepnięcia krwi, funkcjonowanie układu mięśniowego czy proces zapłodnienia [23-25]. Fosfor z kolei zaangażowany jest w biosyntezę nukleotydów i fosfolipidów, stanowi czynnik niezbędny dla prawidłowego funkcjonowania wielu szlaków metabolicznych i układu nerwowego, pomaga w utrzymaniu równowagi kwasowo- -zasadowej organizmu oraz odpowiada za utrzymywanie integralności morfologicznej i czynnościowej układu ruchu [26,27]. Przez wiele lat za czynniki odgrywające główną rolę w regulacji gospodarki wapniowo-fosforanowej uznawane był parathormon, witamina D i kalcytonina, wywierające działanie na poziomie kości, nerek i przewodu pokarmowego. Dopiero odkrycie czynnika wzrostu fibroblastów 23 (FGF 23) i jego funkcji spowodowało weryfikację dotychczasowej wiedzy dotyczącej mechanizmów regulacji gospodarki wapniowo-fosforanowej [28,31]. Zależności pomiędzy funkcją przytarczyc, nerek, kości i przewodu pokarmowego okazały się być bowiem znacznie bardziej skomplikowane. Identyfikacja oraz zrozumienie nowego czynnika odgrywającego kluczową rolę w utrzymywaniu homeostazy pomiędzy stężeniem jonów wapnia i fosforu udowodniła, 26 B. Sosnowski i wsp.

iż poza magazynem wapnia i fosforu, układ kostny stanowi także ważny narząd wydzielania wewnętrznego [28-31]. Czynnik wzrostu fibroblastów 23 (ang. Fibroblast Growth Factor 23 FGF23) jest białkiem o masie cząsteczkowej 28 kda składającym z 251 aminokwasów [32,33]. Gen kodujący FGF23 znajduje się na chromosomie 12p13 [31,33] i został pierwotnie zidentyfikowany u pacjentów z autosomalną dominującą krzywicą hipofosfatemiczną (ADHR, ang. autosomal dominant hypophosphatemic rickets) [34,35]. Głównym miejscem syntezy i wydzielania FGF23 są osteoblasty i osteocyty [31,36-38], jednakże ekspresję białka stwierdzono także między innymi w nerkach, przytarczycach, śliniankach, żołądku, wątrobie, jelicie cienkim i mięśniach szkieletowych [31,32]. FGF23 należy do rodziny 22 zidentyfikowanych dotychczas czynników wzrostu fibroblastów [39,40], a swoją strukturą przypomina zwłaszcza czynnik FGF21 [31]. Czynniki wzrostu fibroblastów stanowią rodzinę białek charakteryzujących się odmiennymi funkcjami w rozwoju i metabolizmie. Ogrywają istotną rolę w przebiegu wielu procesów regulując proliferację, różnicowanie, przeżywalność i migrację komórek, biorą także udział w procesie angiogenezy oraz gojenia się ran [39-41]. Spośród 22 znanych czynników tylko 18 (FGF1 FGF10 oraz FGF16 FGF23) wywiera biologiczne funkcje po związaniu się ze zlokalizowanym na powierzchni komórek docelowych odpowiednim receptorem o aktywności kinazy tyrozynowej [40,42]. Zidentyfikowano dotychczas cztery receptory dla FGF: FGFR1, FGFR2, FGFR3 i FGFR4, kodowane przez geny zlokalizowane odpowiednio na chromosomach 8p12, 10q26, 4p16.3 oraz 5q35.1 [43,44]. Zbudowane są z domeny zewnątrzkomórkowej, odcinka transbłonowego oraz domeny wewnątrzkomórkowej, wykazującej aktywność katalityczną. Połączenie FGF z odpowiednim receptorem powoduje jego dimeryzację oraz powstanie zmian konformacyjnych w obrębie jego struktury [45,46]. Proces dimeryzacji receptorów FGFR, a także stabilność utworzonego kompleksu FGFR FGF regulowana jest przez siarczan heparanu (ang. heparansulfate - HS). Czynniki FGF działające w sposób para bądź autokrynny charakteryzują się wysokim powinowactwem do HS. FGF23 należące wraz z FGF19 i FGF21 do 19 porodziny czynników wzrostu fibroblastów cechuje się małym powinowactwem do HS i w przeciwieństwie do pozostałych przedstawicieli może przedostawać się do układu krążenia, pełniąc tym samym funkcje endokrynne [17,47]. Wykazano, że FGF23 jest jednym z głównych regulatorów równowagi wapniowo-fosforanowej. Stanowi kluczowy element osi FGF23-kości-nerki, która w świetle ostatnich badań i obserwacji uznawana jest za nowy system regulacyjny, działający równolegle do osi PTH-witamina D [1,38,43,48-52]. Udowodniono, że poprzez zmniejszenie ekspresji kotransporterów sodowo-fosforanowych NaPi-2a (ang. sodium-phosphate cotransporter type-2a) oraz NaPi-2c (ang. sodium-phosphate cotransporter type-2c) w kanaliku proksymalnym Rycina 3 Fosfaturyczne działanie FGF23. Fosphaturic properties of FGF23. zmniejsza nerkową reabsorpcję fosforanów, prowadząc do zwiększenia wydalania fosforanów z moczem [31, 53, 54, 58]. Poprzez obniżenie aktywności 1α-hydroksylazy i zwiększenie aktywności 24-hydroksylazy w cewce proksymalnej prowadzi także do znacznego obniżenia stężenia witaminy D w surowicy, skutkując znacznym ograniczeniem wchłaniania fosforanów z przewodu pokarmowego [31,32,53,55,56] (Ryc. 3). Nadmierna ekspresja FGF23 prowadzi do hipofosfatemii, obniżenia stężenia 1,25(OH)2 D oraz krzywicy lub osteomalacji, natomiast niedobór FGF23 skutkuje ciężką hiperfosfatemią, wzrostem stężenia 1,25(OH)2 D i tworzeniem się zwapnień tkanek miękkich [31,32,53]. Istnieje szereg sprzężeń zwrotnych mających wpływ na poziom krążącego w ustroju FGF23 (Ryc. 5). Wykazano, że szlaki kontrolujące stężenie wapnia regulują także stężenie FGF-23 [59]. PTH stymulując aktywność 1α-hydroksylazy, zwiększa syntezę 1,25(OH)2D, która to poprzez wiązanie z VDRE (vitamin D response element) bezpośrednio zwiększa ekspresję FGF23 w osteocytach [60-62]. Udowodniono także, że FGF23 wywiera bezpośredni wpływ na komórki przytarczyc, prowadząc do zmniejszenia syntezy i wydzielania PTH [57]. Pierwsze podejrzenia dotyczące zależności między działaniem FGF23 a białkiem Klotho zostały wysnute na podstawie licznych badań przeprowadzonych na myszach. Zaobserwowano, iż zarówno osobniki Klotho -/- jak i FGF -/- charakteryzowały się szeregiem identycznych zmian fenotypowych obejmujących między innymi upośledzony wzrost, zanik narządów wewnętrznych, zmniejszenie mineralizacji kości czy masywne zwapnienia tkanek miękkich. U obu grup odnotowano nieprawidłową resorpcję fosforanów w nerkach, a także zwiększoną syntezę kalcytriolu, prowadzące do ciężkiej hiperkalcemii i hiperfosfatemii [2,30,49,52,63]. Zastanawiający był także fakt występowania znacznej hiperfosfatemii, podwyższonego stężenia 1,25 (OH) 2D i zmniejszonego wydalania fosforanów pomimo skrajnie wysokiego stężenia FGF23 u osobników z inaktywowanym genem Klotho [18,64,65]. Dopiero w 2006 r zespół naukowców z Japonii udowodnił rolę białka Klotho jako kofaktora niezbędnego dla działania FGF23. Wykazali oni, iż poprzez tworzenie kompleksów z FGFR, Klotho w znaczący sposób zwiększa ich powinowactwo do FGF23, umożliwiając dalszą aktywację szlaku MAPK (ang. mitogen-activated protein kinases) [10]. Udowodniono także wpływ sekrecyjnej formy białka Klotho na hamowanie nerkowej resorpcji fosforanów. Wykazano, iż dzięki aktywności β-glukuronidazy forma ta modyfikuje N-glikany kotransporterów sodowo-fosforanowych NaPi-2a, prowadząc do ich inaktywacji i proteolitycznej degradacji [9,64]. Klotho okazało się być także kluczowym czynnikiem wpływającym na rekrutację ATPazy Na+K+ do błony komórkowej, biorąc tym samym udział w regulacji gospodarki wapniowej ustroju [66]. Zaobserwowano, iż w odpowiedzi na spadek zewnątrzkomórkowego stężenia wapnia, białko to wzmaga rekrutację ATPazy Na+K+ do błony komórkowej, a wytwarzany przez enzym gradient sodowo-potasowy wzmaga uwalnianie PTH w przytarczycach [66,67] (Ryc. 4). 27

pomiędzy zablokowaniem transmisji sygnału na szlaku zależnym od insuliny/igf-1 a długością przeżycia został udowodniony między innymi u myszy, muszki owocowej oraz nicieni [68-71]. Już od początku badań prowadzonych pod kierownictwem dr Kuro- -o, uwagę zwracała znaczna hipoglikemia oraz wysoka wrażliwość na insulinę u myszy z inaktywowanym genem Klotho. Co ciekawe jego nadekspresja prowadziła natomiast do umiarkowanej oporności na działanie insuliny i IGF-1. Powyższe obserwacje stały się podstawą teorii mówiącej o wpływie Klotho na blokowanie szlaku insuliny/igf-1 [4,18,72]. Mechanizm, za sprawą którego Klotho przyczynia się do inhibicji szlaku insuliny i IGF-1 nie został do końca poznany. Wykazano, że wpływ białka opiera się na hamowaniu autofosforylacji receptorów insuliny i IGF-1 prowadzącym do zablokowania aktywacji dalszych białek sygnałowych [73, 74]. Zahamowanie szlaku insuliny/igf-1, wywiera wpływ na regulację ekspresji wielu genów, w tym także kodujących enzymy antyoksydacyjne takie jak katalaza i mitochondrialna manganowa dysmutaza ponadtlenkowa (SOD2, ang. superoxide dismutase 2). Enzymy te usuwając reaktywne formy tlenu przyczyniają się do redukcji stresu oksydacyjnego, ogrywającego istotną rolę w progresji procesu starzenia [75,76]. Myszy z nadekspresją Klotho wykazują zwiększoną ekspresję SOD2 w porównaniu do osobników typu dzikiego. U myszy tych odnotowuje się również spadek stężenia w moczu 8-hydroksydeoksyguanozyny (8-OHdG, ang. 8-hydroxydeoxyguanosine), będącej markerem oksydacyjnych uszkodzeń DNA. Rycina 4 Wpływ białka Klotho na stężenie Ca2+. Effects of Klotho on calcium levels. Rycina 5 Schemat regulacji homeostazy wapniowo-fosforanowej ustroju. Scheme of calcium-phosphate regulation. Udział białka Klotho w hamowaniu szlaku insuliny/insulinopodobnego czynnika wzrostu Szlaki sygnalizacyjne inicjowane przez insulinę, insulinopodobny czynnik wzrostu1 (IGF-1, ang. insulin-like growth factor 1) oraz ich homologi odgrywają istotną rolę w kontroli starzenia się organizmów. Związek Podsumowanie Odkrycie dokonane przez zespół dr Kuro-o doprowadziło do identyfikacji nowych osi endokrynnych łączących zaburzenia w homeostazie gospodarki wapniowofosforanowej z procesem starzenia się organizmu. Dalsze badania dotyczące molekularnego mechanizmu działania białka daje nadzieje na lepsze zrozumienia procesu starzenia się, a tym samym możliwość wpływu na zapobieganie rozwojowi chorób związanych z wiekiem. Piśmiennictwo 1. Kuro-o M, Matsumura Y, Aizawa H, Kawaguchi H, Suga T. et al: Mutation of the mouse klotho gene leads to a syndrome resembling ageing. Nature 1997; 390: 45-51. 2. Wang Y, Sun Z: Current understanding of Klotho. Ageing Res Rev. 2009; 8: 43-51. 3. Kurosu H, Kuro-o M: The Klotho gene family as a regulator of endocrine fibroblast growth factors. Mol Cell Endocrinol. 2009; 299: 72-78. 4. Kuro-o M: Klotho and aging. Biochim Biophys Acta 2009; 1790: 1049-1058. 5. Nagai T, Yamada K, Kim HC, Kim YS, Noda Y. et al: Cognition impairment in the genetic model of aging klotho gene mutant mice: a role of oxidative stress. FASEB J. 2003; 17: 50-52. 6. Matsumura Y, Aizawa H, Shiraki-Iida T, Nagai R, Kuro-o M, Nabeshima Y: Identification of the human klotho gene and its two transcripts encoding membrane and secreted klotho protein. Biochem Biophys Res Commun. 1998; 242: 626-630. 7. Shiraki-Iida T, Aizawa H, Matsumura Y, Sekine S, Iida A. et al: Structure of the mouse klotho gene and its two transcripts encoding membrane and secreted protein. FEBS Lett. 1998; 424: 6-10. 8. Imura A, Tsuji Y, Murata M, Maeda R, Kubota K. 28 B. Sosnowski i wsp.

et al: Alpha-Klotho as a regulator of calcium homeostasis. Science 2007; 316: 1615-1618. 9. Hu MC, Shi M, Zhang J, Pastor J, Nakatani T. et al: Klotho: a novel phosphaturic substance acting as an autocrine enzyme in the renal proximal tubule. FASEB J. 2010; 24: 3438-3450. 10. Urakawa I, Yamazaki Y, Shimada T, Iijima K, Hasegawa H. et al: Klotho converts canonical FGF receptor into a specific receptor for FGF23. Nature 2006; 444: 770-774. 11. Ben-Dov IZ, Galitzer H, Lavi-Moshayoff V, Goetz R, Kuro-o M. et al: The parathyroid is a target organ for FGF23 in rats. J Clin Invest. 2007; 117: 4003-4008. 12. Ritter CS, Zhang S, Delmez J, Finch JL, Slatopolsky E: Differential expression and regulation of Klotho by paricalcitol in the kidney, parathyroid, and aorta of uremic rats. Kidney Int. 2015; 87: 1141-1152. 13. Huang CL: Regulation of ion channels by secreted Klotho: mechanisms and implications. Kidney Int. 2010; 77: 855-860. 14. Tohyama O, Imura A, Iwano A, Freund JN, Henrissat B. et al: Klotho is a novel beta-glucuronidase capable of hydrolyzing steroid beta-glucuronides. J Biol Chem 2004; 279: 9777-9784. 15. Bloch L, Sineshchekova O, Reichenbach D, Reiss K, Saftig P. et al: Klotho is a substrate for alpha-, beta- and gamma-secretase. FEBS Lett. 2009; 83: 3221-3224. 16. Chen CD, Podvin S, Gillespie E, Leeman SE, Abraham CR: Insulin stimulates the cleavage and release of the extracellular domain of Klotho by ADAM10 and ADAM17. Proc Natl Acad Sci U S A. 2007; 104: 19796-19801. 17. Kuro-o M: Klotho. Pflugers Arch. 2010; 459: 333-343. 18. Kurosu H, Yamamoto M, Clark JD, Pastor JV, Nandi A. et al: Suppression of aging in mice by the hormone Klotho. Science 2005; 309: 1829-1833. 19. Imura A, Iwano A, Tohyama O, Tsuji Y, Nozaki K. et al: Secreted Klotho protein in sera and CSF: implication for post-translational cleavage in release of Klotho protein from cell membrane. FEBS Lett. 2004; 565: 143-147. 20. Hu MC, Shiizaki K, Kuro-o M, Moe OW: Review Fibroblast growth factor 23 and Klotho: physiology and pathophysiology of an endocrine network of mineral metabolism. Annu Rev Physiol. 2013; 75: 503-533. 21. Ito S, Kinoshita S, Shiraishi N, Nakagawa S, Sekine S. et al: Molecular cloning and expression analyses of mouse betaklotho, which encodes a novel Klotho family protein. Mech Dev. 2000; 98: 115-119. 22. Yahata K, Mori K, Arai H, Koide S, Ogawa Y. et al: Molecular cloning and expression of a novel klotho-related protein. J Mol Med. 2000; 78: 389-394. 23. Brown EM: Extracellular Ca2+ sensing, regulation of parathyroid cell function, and role of Ca2+ and other ions as extracellular (first) messengers. Physiol Rev 1991; 71: 371 411. 24. Pozzan T, Rizzuto R, Volpe P, Meldolesi J: Molecular and cellular physiology of intracellular calcium stores. Physiol Rev 1994; 74: 595 636. 25. Lewin E, Olgaard K: Klotho, an important new factor for the activity of Ca2+ channels, connecting calcium homeostasis, ageing and uraemia. Nephrol Dial Transplant 2006; 21: 1770 1772. 26. Gattineni J, Baum M: Regulation of phosphate transport by fibroblast growth factor 23 (FGF23): conduplicatio for disorders of phosphate metabolism. Pediatr Nephrol. 2010; 25: 591-601. 27. Amanzadeh J, Reilly RF Jr: Hypophosphatemia: an evidence-based approach to its clinical consequences and management. Nat Clin Pract Nephrol. 2006; 2: 136-148. 28. Kuro-o M: Review Klotho as a regulator of fibroblast growth factor signaling and phosphate/calcium metabolism. Curr Opin Nephrol Hypertens. 2006; 15: 437-441. 29. Quarles LD: Review Endocrine functions of bone in mineral metabolism regulation. J Clin Invest. 2008; 118: 3820-3828. 30. Shimada T, Kakitani M, Yamazaki Y, Hasegawa H, Takeuchi Y. et al: Targeted ablation of Fgf23 demonstrates an essential physiological role of FGF23 in phosphate and vitamin D metabolism. J Clin Invest. 2004; 113: 561-568. 31. Martin A, David V, Quaries LD: Regulation and function of the FGF23/Klotho endocrine pathways. Physiol Rev 2012; 92: 131-155. 32. Quaries LD: Role of FGF23 in vitamin D and phosphate metabolism: Implications in chronic kidney disease. Exp Cell Res 2012; 318: 1040-1048. 33. Kokot F, Franek E: Postępy w badaniach nad gospodarką wapniowo-fosforanową część I. Postępy Nauk Medycznych 2007; 5: 168-174. 34. Shimada T, Muto T, Urakawa I, Yoneya T, Yamazaki Y. et al: Mutant FGF-23 responsible for autosomal dominant hypophosphatemic rickets in resistant to proteolytic cleavage and causes hypophosphatemia in vivo. Endocrinoloy 2002; 143: 3179-3182. 35. Imel EA, Hui SL, Econs MJ: FGF-23 concentrations vary with disease status in autosomal dominant hypophosphatemic rickets. J Bone Miner Res. 2007; 22: 520-526. 36. Mirams M, Robinson BG, Mason RS, Nelson AE: Bone as a source of FGF23: regulation by phosphate? Bone 2004; 35: 1192-1199. 37. Samadfam R, Richard C, Nguyen-Yamamoto L, Bolivar I, Goltzman D: Bone formation regulates circulating concentrations of fibroblast growth factor 23. Endocrinology 2009; 150: 4835-4845. 38. Yamashita T, Yoshioka M, Itoh N: Identification of a novel fibroblast growth factor, FGF-23, preferentially expressed in the ventrolateral thalamic nucleus of the brain. Biochem Biophys Res Commun. 2000 Oct; 277: 494-498. 39. Ornitz DM, Itoh N: Fibroblast growth factors. Genome Biol. 2001; 2: REVIEWS3005. 40. Beenken A, Mohammadi M: The FGF family: biology, pathophysiology and therapy. Nat Rev Drug Discov. 2009; 8: 235-253. 41. Belov AA, Mohammadi M: Molecular mechanisms of fibroblast growth factor signaling in physiology and pathology. Cold Spring Harb Perspect Biol. 2013; 5: a015958. 42. Beenken A, Mohammadi M: The structural biology of the FGF19 subfamily. Adv Exp Med Biol. 2012; 728: 1-24. 43. Itoh N, Ornitz DM: Evolution of the Fgf and Fgfr gene families. Trends Genet. 2004; 20: 563-569. 44. Tenhagen M, van Diest PJ, Ivanova IA, van der Wall E, van der Groep P: Fibroblast growth factor receptors in breast cancer: expression, downstream effects, and possible drug targets. Endocr Relat Cancer 2012; 19: R115-129. 45. Ahmad I, Iwata T, Leung HY: Mechanisms of FGFR- -mediated carcinogenesis. Biochim Biophys Acta 2012; 1823: 850-860. 46. Turner N, Grose R: Fibroblast growth factor signalling: from development to cancer. Nat Rev Cancer 2010; 10: 116-129. 47. Kuro-o M: Overview of the FGF23-Klotho axis. Pediatr Nephrol. 2010; 25: 583-590. 48. Hsu CY: FGF-23 and outcomes research when physiology meets epidemiology. N Engl J Med. 2008; 359: 640-642. 49. Kurosu H, Ogawa Y, Miyoshi M, Yamamoto M, Nandi A. et al: Regulation of fibroblast growth factor-23 signaling by klotho. J Biol Chem. 2006; 281: 6120-6123. 50. Saito H, Maeda A, Ohtomo S, Hirata M, Kusano K. et al: FGF-23 is regulated by 1alpha,25-dihydroxyvitamin D3 and phosphorus in vivo. J Biol Chem. 2005; 280: 2543-2549. 51. Shimada T, Mizutani S, Muto T, Yoneya T, Hino R. et al: Cloning and characterization of FGF23 as a causative factor of tumor-induced osteomalacia. Proc Natl Acad Sci. 2001; 98: 6500-6505. 52. Tsujikawa H, Kurotaki Y, Fujimori T, Fukuda K, Nabeshima Y: Klotho, a gene related to a syndrome resembling human premature aging, functions in a negative regulatory circuit of vitamin D endocrine system. Mol Endocrinol. 2003; 17: 2393-2403. 53. Fukumoto S, Shimizu Y: Fibroblast growth factor 23 as a phosphotropic hormone and beyond. J Bone Miner Metab. 2011; 29: 507-514 54. Shimada T, Hasegawa H, Yamazaki Y, Muto T, Hino R. et al: FGF-23 is a potent regulator of vitamin D metabolism and phosphate homeostasis. J Bone Miner Res. 2004; 19: 429-435. 55. Kuro-o M: A potential link between phosphate and aging lessons from. Mech Ageing Dev. 2010; 31: 270 275. 56. Prie D, Friedlander G: Reciprocal Control of 1,25-dihydroxyvitamin D and FGF23 formation involving the FGF23/Klotho system. Clin J Am Soc Nephrol. 2010; 5: 1717-1722. 57. Ben-Dov IZ, Galitzer H, Lavi-Moshayoff V, Goetz R, Kuro-o M et al: The parathyroid is a target organ for FGF23 in rats. J Clin Invest. 2007; 117: 4003-4008. 58. Bergwitz C, Jüppner H: Regulation of phosphate homeostasis by PTH, vitamin D, and FGF23. Ann Rev Med. 2010; 61: 91 104. 59. Kawata T, Imanishi Y, Kobayashi K, Miki T, Arnold A. et al: Parathyroid hormone regulates fibroblast growth factor-23 in a mouse model of primary hyperparathyroidism. J Am Soc Nephrol. 2007; 18: 2683-2688. 60. Fukagawa M, Nii-Kono T, Kazama JJ: Role of fibroblast growth factor 23 in health and in chronic kidney disease. Curr Opin Nephrol Hypertens. 2005; 14, 325-329. 61. Gutierrez O, Isakova T, Rhee E, Shah A, Holmes J.et al: Fibroblast growth factor-23 mitigates hyperphosphatemia but accentuates calcitriol deficiency in chronic kidney disease. J Am Soc Nephrol. 2005; 16: 2205-2215. 62. Liu S, Tang W, Zhou J, Stubbs JR, Luo Q. et al: Fibroblast growth factor 23 is a counter-regulatory phosphaturic hormone for vitamin D. J Am Soc Nephrol. 2006; 17: 1305-1315. 63. Stubbs JR, Liu S, Tang W, Zhou J, Wang Y. et al: Role of hyperphosphatemia and 1,25-dihydroxyvitamin D in vascular calcification and mortality in fibroblastic growth factor 23 null mice. J Am Soc Nephrol. 2007; 18: 2116-2124. 64. Kuro-o M: Klotho and aging process. Korean J Intern Med. 2011; 26: 113-122. 65. Medici D, Razzaque MS, Deluca S, Rector TL, Hou B. et al: FGF-23-Klotho signaling stimulates proliferation and prevents vitamin D-induced apoptosis. J Cell Biol. 2008; 182: 459-465. 66. Razzaque MS: Klotho and Na+,K+-ATPase activity: solving the calcium metabolizm dilemma? Nephrol Dial Transplant. 2008; 23: 459-461. 67. Nabeshima Y, Imura H: α-klotho: a regulator that integrates calcium homeostasis. Am J Nephrol. 2008; 28: 455-464. 68. Bartke A: Long-lived Klotho mice: new insights into the roles of IGF-1 and insulin in aging. Trends Endocrinol Metab. 2006; 17: 33-35. 69. Kenyon C, Chang J, Gensch E, Rudner A, Tabtiang R: A C. elegans mutant that lives twice as long as wild type. Nature 1993; 366: 461-464. 70. Clancy DJ, Gems D, Harshman LG, Oldham S, Stocker H. et al: Extension of life-span by loss of CHICO, a Drosophila insulin receptor substrate protein. Science 2001; 292: 104-106. 71. Holzenberger M, Dupont J, Ducos B, Leneuve P, Géloën A. et al: IGF-1 receptor regulates lifespan and resistance to oxidative stress in mice. Nature 2003; 421: 182-187. 72. Utsugi T, Ohno T, Ohyama Y, Uchiyama T, Saito Y. et al: Decreased insulin production and increased insulin sensitivity in the klotho mutant mouse, a novel animal model for human aging. Metabolism 2000; 49: 1118-1123. 73. Mitani H, Ishizaka N, Aizawa T, Ohno M, Usui S. et al: In vivo klotho gene transfer ameliorates angiotensin II-induced renal damage. Hypertension 2002; 39: 838-843. 74. Brunet A, Bonni A, Zigmond MJ, Lin MZ, Juo P. et al: Akt promotes cell survival by phosphorylating and inhibiting a Forkhead transcription factor. Cell 1999; 96: 857-868. 75. Kops GJ, Dansen TB, Polderman PE, Saarloos I, Wirtz KW. et al: Forkhead transcription factor FO- XO3a protects quiescent cells from oxidative stress. Nature 2002; 419: 316-321. 76. Yamamoto M, Clark JD, Pastor JV, Gurnani P, Nandi A. et al: Regulation of oxidative stress by the anti-aging hormone klotho. J Biol Chem. 2005; 280: 38029-38034. 29