Układ endokanabinoidowy i jego rola w regulacji metabolizmu tkanek obwodowych

Układ endokanabinoidowy i jego rola w regulacji metabolizmu tkanek obwodowych STRESZCZENIE Układ endokanabinoidowy (ECS, ang. endocannabinoid system) składa się z receptorów kanabinoidowych (CB1 i CB2), endogennych ligandów (endokanabinoidów) oraz enzymów uczestniczących w syntezie i degradacji tych związków. ECS odgrywa istotną rolę w regulacji szlaków metabolicznych związanych z lipogenezą i utylizacją kwasów tłuszczowych w wątrobie, mięśniach szkieletowych i tkance tłuszczowej. Aktywacja receptora CB1 prowadzi do zwiększenia aktywności czynników transkrypcyjnych regulujących ekspresję genów biorących udział w syntezie lipidów (SREBP-1c, PPARγ), hamuje kinazę białkową aktywowaną przez AMP i obniża tempo oksydacji kwasów tłuszczowych. Podwyższony poziom endokanabinoidów w mięśniach szkieletowych prowadzi do ich stłuszczenia oraz obniżenia wrażliwości na insulinę. ECS bierze także udział w regulacji procesu różnicowania adipocytów. W obecnej pracy przedstawiono aktualny stan wiedzy na temat regulatorowej funkcji endokanabinoidów oraz ich roli w patogenezie zaburzeń metabolicznych. WPROWADZENIE W latach 60-tych XX wieku po raz pierwszy wyizolowano z konopi siewnych (Cannabis sativa) ich główną substancję czynną, tj. Δ9-tetrahydrokannabinol (THC) [1]. Przeprowadzone następnie badania wykazały, że związek ten, poza właściwościami psychotropowymi, wpływa także na przebieg wielu procesów fizjologicznych, m. in. reguluje łaknienie, hamuje aktywność motoryczną jelit, reguluje metabolizm lipidów [2]. Dokładny mechanizm działania THC poznano pod koniec XX wieku, kiedy to odkryto i scharakteryzowano układ endokanabinoidowy (ECS, ang. endocannabinoid system) [3]. W skład ECS wchodzą receptory kanabinoidowe (CB1 i CB2, ang. cannabinoid receptor), endogenne ligandy (tzw. endokanabinoidy) oraz białka uczestniczące w syntezie i degradacji tych związków. Początkowo sądzono, że ECS funkcjonuje głównie w ośrodkowym układzie nerwowym, przede wszystkim w mózgu, gdzie endokanabinoidy pełnią funkcję neuroprzekaźników oraz modulatorów działania neurotransmiterów takich jak acetylocholina i dopamina [4]. Badania wykazały, że endokanabinoidy biorą udział w kontroli stanów emocjonalnych, regulacji łaknienia, regulacji procesu antynocycepcji, tj. zahamowania powstania odczucia bólowego, a także regulacji wydzielania hormonów m.in. kortykoliberyny [5-7]. Sygnałem do syntezy endokanabinoidów w układzie nerwowym jest nadmierne i długotrwałe pobudzenie neuronów, uszkodzenie komórki oraz zwiększona aktywacja receptorów cytokin prozapalnych [8], stąd wydaje się, że głównym zadaniem ECS w mózgu jest utrzymanie homeostazy w warunkach stresowych. Rola ECS w układzie nerwowym jest tematem wielu publikacji przeglądowych [7,9-11], dlatego też w obecnej pracy pominięto ten aspekt i skupiono się przede wszystkim na metabolicznej funkcji jaką ECS pełni w tkankach obwodowych. Aleksandra Rumińska Agnieszka Dobrzyń * Pracownia Sygnałów Komórkowych i Zaburzeń Metabolicznych, Instytut Biologii Doświadczalnej im. Marcelego Nenckiego PAN, Warszawa * Pracownia Sygnałów Komórkowych i Zaburzeń Metabolicznych, Instytut Biologii Doświadczalnej im. M. Nenckiego PAN, ul. Pasteura 3, 02-093 Warszawa; tel.: (22) 589 22 61, e-mail: a.dobrzyn@nencki.gov.pl Artykuł otrzymano 21 kwietnia 2012 r. Artykuł zaakceptowano 24 kwietnia 2012 r. Słowa kluczowe: receptory kanabinoidowe, tkanka tłuszczowa, mięśnie szkieletowe, wątroba Wykaz skrótów: 2-AG 2-arachidonyloglicerol; AMPK kinaza białkowa aktywowana przez AMP; camp cykliczne AMP; CB receptor kanabinoidowy; DAGL lipaza diacyloglicerolu; ECS układ endokanabinoidowy; FAAH amidowa hydrolaza kwasów tłuszczowych; MAGL lipaza monoacyloglicerolowa; NAPE-PLD fosfolipaza D selektywna w stosunku do N-acylo-fosfatydyloetanoloaminy; PPARg proliferatory peroksysomów g; SREBP-1c białko wiążące sterolowy element regulatorowy 1c; SCD desaturaza stearoilo- -CoA, TRPV1 receptor waniloidowy Podziękowanie: Praca powstała w trakcie realizacji projektu finansowanego przez Fundację na Rzecz Nauki Polskiej (projekt TEAM/2010-5/2). Obecność ECS w tkankach innych niż ośrodkowy układ nerwowy wykazano po raz pierwszy w komórkach układu immunologicznego w latach 90-tych ubiegłego wieku [12]. Wyniki kolejnych badań wykazały funkcjonowanie ECS także w tkance tłuszczowej, wątrobie, trzustce, sercu oraz mięśniach szkieletowych [13]. Wykazano, że ECS bierze udział w regulacji szlaków metabolicznych związanych z regulacją lipogenezy, oksydacją kwasów tłuszczowych oraz zależnym od insuliny wychwycie glukozy [14]. Ważnym odkryciem było stwierdzenie podwyższonej aktywności ECS oraz wyższego poziomu ekspresji genu kodującego receptor CB1 w podwzgórzu i w tkankach obwodowych u otyłych zwierząt i ludzi [15-17]. W warunkach fizjologicznych zawartość endokanabinoidów w osoczu jest śladowa i w większości przypadków niewykrywalna. Co ciekawe, u osób otyłych stwierdzono podwyższone stężenie endokanabinoidów w osoczu [18]. Przypuszcza się, że wzmożona aktywność ECS towarzysząca otyłości oraz podwyższona dostępność prekursorów endokanabinoidów, takich jak triacyloglicerole, diacyloglicerole oraz wolne kwasy tłuszczowe, prowadzi do wzmożonej ich syntezy w tkankach obwodowych, a następnie wzmożonego ich Postępy Biochemii 58 (2) 2012 127

wydzielania [8]. Wydaje się, że głównym źródłem endokanabinoidów w osoczu jest tkanka tłuszczowa, chociaż wydzielanie tych związków przez mięśnie szkieletowe i wątrobę, także nie jest wykluczone [8,18]. Podwyższony poziom endokanabinoidów prowadzi do aktywacji receptorów kanabinoidowych (głównie receptora CB1) w podwzgórzu i mięśniach szkieletowych, co może być przyczyną zwiększonego spożycia pokarmu, przyrostu masy ciała oraz obniżenia tolerancji glukozy u ludzi otyłych [13]. U myszy, u których otyłość wywołano za pomocą diety bogatej w tłuszcze, zablokowanie receptora CB1 specyficznym antagonistą, rimonabantem, spowodowało zmniejszenie spożycia pokarmu oraz doprowadziło do istotnego spadku masy ciała [19]. Uważa się jednak, że spadek masy ciała wywołany zahamowaniem aktywności receptora CB1 jest tylko częściowo spowodowany zmniejszeniem ilości spożywanego pokarmu. Wykazano, że istotną rolę w tym procesie odgrywają zmiany w metabolizmie glukozy i kwasów tłuszczowych w tkankach obwodowych, prowadzące do podniesienia wrażliwości na insulinę, zwiększenia poziomu utleniania kwasów tłuszczowych oraz obniżenia wewnątrzkomórkowej akumulacji lipidów [20]. Co ciekawe, myszy z nokautem receptora CB1 (CB1-/-) są chronione przed otyłością i zaburzeniami w gospodarce węglowodanowo-lipidowej wywołanymi dietą bogatą w tłuszcze oraz charakteryzują się zwiększoną wrażliwością na insulinę [21]. Badania przeprowadzone w ciągu ostatnich 10 lat jasno pokazują, że ECS odgrywa istotną rolę w regulacji metabolizmu tkanek obwodowych. W obecnej pracy przedstawiono aktualny stan wiedzy na temat mechanizmu działania endokanabinoidów oraz ich rolę w patogenezie zaburzeń metabolicznych. Układ endokanabinoidowy Endokanabinoidy Endokanabinoidy to pochodne wielonienasyconych kwasów tłuszczowych z rodziny omega-6. Dwa z nich, które zostały dotychczas najlepiej scharakteryzowane to N-arachidonyloetanoloamina (anandamid) [22] oraz 2-arachidonyloglicerol (2-AG) [23] (Ryc. 1). Obydwa związki to pochodne kwasu arachidonowego, które wykazują różne O C N O C OH N-arachidonyloetanoloamina (anandamid) O 2-arachidonyloglicerol (2-AG) OH OH Rycina 1. Struktura chemiczna anandamidu i 2-arachidonyloglicerolu. powinowactwo do receptorów kanabinoidowych. Anandamid jest agonistą receptorów CB1 i CB2, podczas gdy 2-AG jest specyficznym aktywatorem receptora CB1 [24]. Odkrycie i scharakteryzowanie tych dwóch endokanabinoidów pozwoliło na izolację kolejnych, mniej poznanych ligandów receptorów CB1 i CB2, które są analogami anandamidu. Są to oleoetanoloamina oraz palmitoiloetanoloamina [25]. Poza tym, zidentyfikowano także szereg związków o strukturze i działaniu przypominającym endokanabinoidy. Są one najczęściej pochodnymi endogennych wolnych kwasów tłuszczowych (FFA, ang. free fatty acids) i wykazują częściowe działanie, będące wynikiem niepełnego wiązania z receptorami CB1 i CB2. Ich rola polega prawdopodobnie na wzmacnianiu działania właściwych endokanabinoidów, choć ich znaczenie fizjologiczne jest jeszcze mało poznane [26,27]. Wszystkie endogenne ligandy receptorów kanabinoidowych są bardzo nietrwałe i mają stosunkowo krótki czas półtrwania. Co więcej, są one syntetyzowane w komórkach na żądanie, w momencie zapotrzebowania. Natychmiast po syntezie zostają uwolnione, a po aktywacji receptorów błonowych, zostają szybko wychwycone przez komórki i degradowane. Synteza i degradacja endokanabinoidów Endokanabinoidy są produktami metabolizmu fosfolipidów syntetyzowanymi w błonach komórkowych. Wykazano, że związki te mogą pozostawać w błonie i aktywować receptory na powierzchni komórki, w której zostały zsyntetyzowane [13] lub też mogą być uwalniane do przestrzeni międzykomórkowej, gdzie działają lokalnie (autokrynnie i/lub parakrynnie) [28]. Kontrola czasu i miejsca działania endokanabinoidów za pomocą sprawnego systemu białek syntetyzujących, transportujących i degradujących jest niezwykle ważna, ponieważ zaburzenia w syntezie i degradacji endokanabinoidów mogą prowadzić do nieprawidłowości w utrzymaniu równowagi węglowodanowo-lipidowej ustroju, a w konsekwencji przyczynić się do powstania otyłości, insulinooporności i cukrzycy typu 2 [5]. Synteza poszczególnych endokanabinoidów katalizowana jest przez specyficzne enzymy, których aktywność jest ściśle regulowana. Syntezę anandamidu katalizuje fosfolipaza D selektywna dla N-acylo-fosfatydyloetanoloaminy (NAPE-PLD, ang. N-acyl phosphatidylethanolamine phospholipase D). Prekursorem anandamidu jest N-arachidonoyl- -fosfatydyloetanoloamina, która powstaje w reakcji przyłączenia reszty kwasu arachidonowego do fosfatydyloetanoloaminy katalizowanej przez N-acylotransacylaza zależną od Ca 2+ [5] (Ryc. 2). 2-AG jest syntetyzowany przez lipazę diacyloglicerolu (DAGL). Aktualnie, znane są dwie izoformy tego enzymu: DAGLα oraz DAGLβ [29]. Prekursorem 2-AG jest sn-1-acyl-2-arachidonyloglicerol, który powstaje z hydrolizy kwasu fosfatydylowego lub fosfatydyloinozytolu [30] (Ryc. 2). Poziom 2-AG w komórkach jest zazwyczaj kilkakrotnie wyższy niż poziom anandamidu. Może to być związane z faktem, że 2-AG funkcjonuje w komórce nie tylko jako cząsteczka sygnałowa, ale także jest ważnym prekursorem i produktem degradacji fosfolipidów, diacylogliceroli oraz triacylogliceroli. Wydaje się jednak, że istnieje w komórkach pula 2-AG, która jest syntetyzowana de novo 128 www.postepybiochemii.pl

arachidonoilo-coa NAPE-PLD FAAH kwas arachidonowy i etanoloamina N-acylotransacylaza fosfatydyloetanoloamina N-arachidonylofosfatydyloetanoloamina anandamid wyłącznie na skutek aktywacji ECS, pod wpływem specyficznego sygnału jakim jest np. depolaryzacja błony [31]. Jak już wcześniej wspomniano, cząsteczki endokanabinoidów, które zostaną wydzielone do przestrzeni międzykomórkowej, po wywołaniu efektu są szybko zwrotnie wychwytywane i degradowane w cytoplazmie komórki. Fakt, że cząsteczki te mają charakter lipofilowy sprawia, że mogą one przechodzić przez błonę komórkową zgodnie z gradientem stężeń. Wykazano jednak, że dokomórkowy transport endokanabinoidów jest bardzo ściśle regulowany. Zarówno anandamid jak i 2-AG wychwytywane są przez komórkę dzięki selektywnemu, zależnemu od temperatury i stężenia jonów sodu transporterowi, zwanemu błonowym transporterem anandamidu [31]. W cytoplazmie cząsteczki endokanabinoidów są natychmiast degradowane. Anandamid jest rozkładany przez amidową hydrolazę kwasów tłuszczowych (FAAH, ang. fatty acid amide hydrolase) [32] do kwasu arachidonowego i etanoloaminy. Natomiast 2-AG w reakcji katalizowanej przez lipazę monoacyloglicerolową (MAGL, ang. monoacylglycerol lipase) [33] degradowany jest do kwasu arachidonowego oraz glicerolu (Ryc. 2). Receptory endokanabinoidów kwas fosfatydylowy lub fosfatydyloinozytol hydrolaza sn-1-acyl-2-arachidonyloglicerol DAGL 2-arachidonyloglycerol (2-AG) MAGL kwas arachidonowy i glicerol Rycina 2. Schemat syntezy i degradacji anandamidu i 2-arachidonyloglicerolu. NAPE-PLD fosfolipaza D selektywna w stosunku do N-acylo-fosfatydyloetanoloaminy, FAAH amidowa hydrolaza kwasów tłuszczowych; DAGL lipaza diacyloglicerolowa; MAGL lipaza monoacyloglicerolowa. Na początku lat 90-tych XX wieku po raz pierwszy sklonowano i scharakteryzowano receptor kanabinoidowy CB1 [34]. Receptor ten wyizolowano z mózgu szczura, dlatego też sądzono, że jego występowanie jest związane wyłącznie z układem nerwowym [35]. Następne badania pokazały jednak, że chociaż w układzie nerwowym zawartość receptora CB1 jest najwyższa, to jest on również obecny w tkance tłuszczowej, wątrobie oraz mięśniach szkieletowych [14,36]. Następnie zidentyfikowano oraz sklonowano receptor CB2, który początkowo kojarzony był wyłącznie z makrofagami układu immunologicznego [12]. Późniejsze badania wykazały, że występuje on również w mózgu, wątrobie, trzustce, tkance tłuszczowej i mięśniu sercowym [36,37]. Mimo, że receptory CB1 i CB2 wykazują 44% homologii i często aktywowane są przez te same endokanabinoidy, ich funkcja biologiczna jest różna. Badania wykazały, że w przeciwieństwie do CB1, receptor CB2 nie odgrywa znaczącej roli w regulacji metabolizmu substratów energetycznych oraz kontroli łaknienia [25], bierze natomiast udział w regulacji reakcji immunologicznych i zapalnych [38]. Receptory CB1 i CB2 należą do grupy receptorów sprzężonych z białkiem G i mają strukturę podobną do serpentyny, która 7-krotnie przechodzi przez błonę komórkową. W stanie podstawowym białka G tworzą heterodimer αβγ, w którym podjednostka α jest połączona z GDP. Aktywacja receptora kanabinoidowego sprzężonego z białkiem G prowadzi do wymiany GDP na GTP, a następnie do odłączenia białka Gα-GTP od dimeru γβ. Stymulacja receptora CB1 prowadzi do aktywacji trzech rodzajów białek G: Gα i/o, Gα s i Gα q [25]. Aktywacja białka Gα i/o prowadzi następnie do zmniejszenia produkcji cyklicznego AMP (camp) przez cyklazę adenylanową, zahamowania kanałów wapniowych oraz aktywacji kanałów potasowych (Ryc. 3) [39]. Zmniejszenie poziomu camp w komórkach prowadzi z kolei do zahamowania aktywności kinazy białkowej A [25]. W niektórych przypadkach stwierdzono, że stymulacja receptora CB1 może prowadzić do wzrostu aktywności cyklazy adenylanowej, co powoduje zwiększenie zawartości camp w komórkach. Najprawdopodobniej odpowiedzialne za ten proces jest zaktywowane białko Gα s [25]. Aktywacja białka Gα q w komórkach HEK, spowodowana nadekspresją genu receptora CB1, prowadziła przede wszystkim do wzrostu wewnątrzkomórkowego poziomu wapnia, co było związane z aktywacją fosfolipazy C. Wykazano także, że wzrost wewnątrzkomórkowego poziomu wapnia może być indukowany przez dimer białek Gγβ odłączonych od białka Gα i/o [40]. Z udziałem receptora CB1, białka Gγβ wpływają także na aktywność innych enzymów, m.in. kinazy fosfatydyloinozytolu IB, kinazy MAP oraz kinazy Src [25] (Ryc. 3). Podobnie jak w przypadku receptora CB1, stymulacja receptora CB2 prowadzi do aktywacji białka G αi/o, a co za tym idzie zahamowania aktywności cyklazy adenylanowej (Ryc. 4). Jednakże w przeciwieństwie do receptora CB1, zaktywowany receptor CB2 nie wpływa na funkcjonowanie kanałów jonowych. Co więcej, receptor CB2 nie wiąże się z białkami Gα s i Gα q, wpływa natomiast poprzez aktywację białka Gγβ na ścieżkę sygnałową kinaz MAP oraz kinazy 3-fosfatydyloinozytolu/Akt, a także reguluje wewnątrzkomórkowy poziom wapnia [41]. kinaza fosfatydyloinozytolu kinazy MAP kinazy Src CB1R γ β α q α s α i/o fosfolipaza C wewnątrzkomórkowe stężenie wapnia cyklaza adenylanowa kanały potasowe kanały wapniowe cyklaza adenylanowa ATP camp kinaza białkowa A Rycina 3. Wewnątrzkomórkowe drogi przekazywania sygnału receptora CB1. Postępy Biochemii 58 (2) 2012 129

kinaza fosfatydyloinozytolu kinazy MAP kinazy Src γ β fosfolipaza C Poza receptorami CB1 i CB2, endokanabinoidy są także ligandami innych receptorów. Należy do nich m. in. receptor waniloidowy (TRPV1, ang. Transient receptor potential vanilloid 1), który jest kanałem kationowym o niskiej selektywności i posiada wysokie powinowactwo do anandamidu [42,43]. Pokazano także, że dwa inne receptory związane z białkiem G, tj. GPR55 (ang. G-protein-coupled receptor 55) oraz GPR119 (ang. G-protein-coupled receptor 119) także mogą przyłączać endokanabinoidy, głównie oleiloetanoloaminę i palmitoiloetanoloaminę. GPR55 został po raz pierwszy sklonowany przez Sawzdargo i wsp. [44]. Podobnie jak w przypadku receptora CB1, początkowo sądzono, że występuje on jedynie w mózgu, ale późniejsze badania wykazały, że jest on także obecny w innych narządach, takich jak śledziona, jądra i tkanka tłuszczowa [25]. GPR119 występuje w kilku izoformach i jest obecny m.in. w trzustce, wątrobie oraz przewodzie pokarmowym [45]. Mimo, że homologia pomiędzy receptorami CB1/CB2 a GPR55/GPR119 jest niewielka, to wykazano, że receptory te wykazują wysokie powinowactwo do endokanabinoidów [25]. Szlaki przekazywania sygnałowów aktywowane na skutek przyłączenia endokanabinoidów z receptorami GPR55 i GPR119 są bardzo słabo poznane i wymagają dalszych badań. Rola endokanabinoidów w regulacji metabolizmu CB2R α i/o wewnątrzkomórkowe stężenie jonów wapnia cyklaza adenylanowa ATP camp kinaza białkowa A Rycina 4. Wewnątrzkomórkowe drogi przekazywania sygnału receptora CB2. Wątroba Wątroba jest jednym z głównych narządów biorących udział w utrzymaniu homeostazy metabolicznej ustroju. Głównym receptorem kanabinoidowym eksprymowanym w hepatocytach jest receptor CB1 zlokalizowany w błonie komórkowej [46]. Przeprowadzone z użyciem modeli zwierzęcych badania wykazały, że aktywacja receptora CB1 w wątrobie prowadzi do obniżenia tempa b-oksydacji kwasów tłuszczowych oraz zwiększenia syntezy lipidów de novo. Wzmożona lipogeneza stymulowana przez endokanabinoidy jest efektem zwiększonej ekspresji genu i aktywności czynnika transkrypcyjnego tzw. białka wiążącego sterolowy element regulatorowy 1c (SREBP-1c, ang. sterol regulatory element binding protein-1c) [46] oraz zahamowania aktywności kinazy białkowej aktywowanej przez AMP (AMPK, ang. AMP-activated protein kinase) [47]. Wzrost aktywności SREBP-1c prowadzi do indukcji ekspresji genów zaangażowanych w lipogenezę, tj. karboksylazy acetylo- -Co A (ACC, ang. acetyl-coenzyme A carboxylase) oraz syntazy kwasów tłuszczowych [46]. Zahamowanie aktywności AMPK prowadzi do aktywacji karboksylazy acetylo-coa, wzrostu zawartości malonylo-coa w komórkach oraz zahamowania aktywności acylotransferazy karnitynowej 1, co skutkuje zmniejszeniem transportu kwasów tłuszczowych do mitochondriów w wątrobie [47]. Dieta bogata w tłuszcze powoduje w wątrobie wzrost tempa syntezy anadamidu, zwiększenie ekspresji genu kodującego receptor CB1 i w efekcie stłuszczenie tego narządu [46]. Z drugiej strony, zahamowanie aktywności receptora CB1, przy użyciu rimonabantu, prowadzi do zwiększenia lipolizy w następstwie przyspieszenia procesu b-oksydacji [46]. Podobny efekt zaobserwowano u myszy z genetycznie uwarunkowanym brakiem receptora CB1 (CB1-/-) [46]. Wątroba myszy CB1-/- jest oporna na stłuszczenie wywołane dietą. Warto też zaznaczyć, że zahamowanie aktywności receptora CB1 prowadzi do zmniejszonej syntezy i aktywności desaturazy stearoilo-coa 1 (SCD1, ang. stearoyl-coa desaturase) [20]. Obniżenie aktywności SCD1 może być kolejnym mechanizmem, poprzez który zahamowanie ECS prowadzi do zwiększenia tempa b-oksydacji kwasów tłuszczowych oraz zahamowania procesu lipogenezy w wątrobie [48]. Jak wykazały badania, aktywacja ECS w wątrobie oraz związane z nią efekty metaboliczne (tj. zwiększona synteza kwasów tłuszczowych i triacylogliceroli oraz zmniejszone tempo oksydacji kwasów tłuszczowych) zwiększają ryzyko rozwoju niealkoholowego stłuszczeniowego zapalenia wątroby [46], a także mogą być przyczyną zaburzeń związanych z nieprawidłową odpowiedzią na insulinę w tkankach insulinowrażliwych [8]. Przedstawione wyżej dane wskazują, że pomimo niskiej zawartości receptora CB1 w hepatocytach, ECS odgrywa bardzo ważną rolę w regulacji metabolizmu wątroby. Tkanka tłuszczowa Tkanka tłuszczowa to nie tylko magazyn substratów energetycznych, ale także aktywny narząd, który produkuje szereg hormonów i cytokin biorących udział w regulacji metabolizmu i kontroli masy ciała. Prawidłowy metabolizm tkanki tłuszczowej jest kluczowy dla utrzymania jej prawidłowej funkcji wydzielniczej. Dostępne wyniki badań pokazują, że w adipocytach są eksprymowane receptory kanabinoidowe (głównie CB1) oraz wszystkie enzymy odpowiedzialne za syntezę i degradację zarówno anandamidu jak i 2-AG [49,50]. W niezróżnicowanych komórkach tkanki tłuszczowej (preadipocytach) nie stwierdzono obecności receptora CB1 natomiast komórki te charakteryzują się podwyższonym poziomem zawartości receptora CB2. Co ciekawe, podczas procesu różnicowania adipocytów dochodzi do zwiększenia ekspresji genu receptora CB1 z jednoczesnym wyciszeniem ekspresji genu CB2 [51]. Nastę- 130 www.postepybiochemii.pl

puje wówczas także aktywacja enzymów syntetyzujących endokanabinoidy oraz zwiększenie poziomu wewnątrzkomórkowego 2-AG. Procesy te przyspieszają różnicowanie adipocytów i w efekcie prowadzą do zwiększenia ekspresji genu receptora aktywowanego przez proliferatory peroksysomów γ (PPARγ, ang. peroxisome proliferator-activated receptor γ) oraz wzmożonej akumulacji lipidów. Poza tym wykazano, że endokanabinoidy zwiększają aktywność lipazy lipoproteinowej w tkance tłuszczowej co jest dodatkowym mechanizmem prowadzącym do wzmożonej adipogenezy [52]. Istotną rolę ECS w procesie różnicowania adipocytów potwierdza fakt, że zastosowanie antagonisty receptora CB1 (rimonabantu) hamuje proces tworzenia się tkanki tłuszczowej [51]. Podobnie jak w wątrobie, również w tkance tłuszczowej aktywacja ECS prowadzi do zwiększonej lipogenezy będącej efektem aktywacji lipazy lipoproteinowej, zahamowania aktywności AMPK oraz zwiększonej syntezy kwasów tłuszczowych de novo [53]. Wykazano, że anandamid zwiększa zależny od insuliny wychwyt glukozy [54]. Z kolei Pagano i wsp. [51] pokazali, że aktywacja receptora CB1 w dojrzałych adipocytach prowadzi do translokacji transportera glukozy 4. Co ważne, translokacja transportera glikozy 4 oraz wychwyt glukozy pod wpływem stymulacji endokanabinoidami zostały zahamowane przy użyciu inhibitora kinazy 3-fosfatydyloinozytolu, co sugeruje, że endokanabinoidy regulują aktywność szlaku insulinowego w adipocytach [51]. Uważa się, że w tkance tłuszczowej ECS jest jednym z głównych szlaków regulujących wrażliwość komórek na insulinę. Istnieje zależność pomiędzy aktywnością ECS a wydzielaniem adipokin przez tkankę tłuszczową [55]. Stwierdzono, że podwyższona aktywność ECS w tkance tłuszczowej aktywuje wydzielanie leptyny i zmniejsza wydzielanie adiponektyny. Zablokowanie receptora CB1 prowadzi do obniżenia wydzielania leptyny i FFA z tkanki tłuszczowej. Poza tym, zastosowanie antagonisty receptora CB1 (rimonabantu) prowadzi do wzrostu syntezy i uwalniania adiponektyny, która ma właściwości przeciwmiażdżycowe i antydiabetogenne [56]. Wykazano także istnienie ujemnej korelacji między stężeniem leptyny i syntezą endokanabinoidów w tkance tłuszczowej [15], co sugeruje, że ECS jest ujemnie regulowany przez leptynę. Wyniki te potwierdzają badania z wykorzystaniem myszy ob/ob z genetycznie uwarunkowanym brakiem leptyny. Zwierzęta te, w porównaniu z myszami typu dzikiego, charakteryzują się bardzo wysoką aktywnością ECS [57]. U ludzi otyłych zwiększony poziom syntezy endokanabinoidów w tkance tłuszczowej może prowadzić do zwiększonego ich wydzielania i w rezultacie do podwyższonego poziomu endokanabinoidów w osoczu. Endokanabinoidy uwalniane przez tkankę tłuszczową mogą wpływać na metabolizm innych narządów. Badania wykazały, że inkubacja zróżnicowanych komórek mięśniowych z medium pohodowlanym uzyskanym po hodowli adipocytów wyizolowanych od otyłych pacjentów, wywołuje w nich oporność na insulinę [58]. Proces ten częściowo zahamowano poprzez wcześniejsze poddanie komórek mięśniowych działaniu antagonisty receptora CB1, co sugeruje, że endokanabinoidy mogą być bezpośrednio odpowiedzialne za zmniejszenie odpowiedzi na insulinę w tych komórkach. W tych samych badaniach wykazano obecność 2-AG i anandamidu w medium po hodowli adipocytów, co potwierdza, że komórki te mają zdolność nie tylko do syntezy, ale także do wydzielania endokanabinoidów. Biorąc pod uwagę fakt, że adipocyty wydzielają wiele aktywnych czynników, które także mogą się przyczyniać do zmniejszenia wrażliwości na insulinę w komórkach mięśniowych, analiza bezpośredniego wpływu endokanabinoidów syntetyzowanych przez tkankę tłuszczową na ten proces wymaga dokładniejszych badań. Mięśnie szkieletowe Po raz pierwszy obecność receptora CB1 w komórkach mięśniowych została wykazana w mięśniu płaszczkowatym szczura [59]. Kolejne badania potwierdziły funkcjonowanie ECS w mięśniach szkieletowych także innych ssaków, włączając w to człowieka [60]. Badania z wykorzystaniem pierwotnych kultur miotub ludzkich wykazały, że aktywacja receptora CB1 przy użyciu anandamidu prowadzi do spadku ekspresji genów kodujących enzymy zaangażowane w oksydację kwasów tłuszczowych [61]. Wykazano także, że w odpowiedzi na antagonistę receptora CB1 dochodzi do wzrostu ekspresji genu AMPK [62], enzymu odpowiedzialnego za regulację szlaków oksydacyjnych w mięśniach szkieletowych. Co więcej, wzmożona aktywność receptora CB1 w mięśniach, tkance tłuszczowej oraz w wątrobie prowadzi do obniżenia ekspresji genów odpowiedzialnych za biogenezę mitochondriów, głównie koaktywatora receptora PPARg (PGC-1α, ang. peroxisome proliferator-activated receptor gamma coactivator 1-alpha) [63]. Aktywacja ECS powoduje również obniżenie aktywności śródbłonkowej syntazy tlenku azotu, zwiększenie aktywności kinazy MAP p38 oraz redukcję stopnia fosforylacji AMPK [63]. Wszystkie wymienione czynniki mogą prowadzić do zaburzeń funkcjonowania mitochondriów, a co za tym idzie do obniżenia zdolności komórki do utleniania kwasów tłuszczowych. W konsekwencji, efektem podwyższonej aktywności ECS w mięśniach szkieletowych może być nadmierna akumulacja wewnątrzkomórkowych lipidów zwiększająca ryzyko insulinooporności i dysfunkcji mięśnia. Pierwsze badania przeprowadzone na modelach zwierzęcych z wykorzystaniem rimonabantu pokazały, że ten specyficzny antagonista receptora CB1 zwiększa wychwyt glukozy w mięśniach szkieletowych [59]. Nie jest jednak wiadomo, czy obserwowane zmiany były bezpośrednim wynikiem zahamowania aktywności receptora CB1 w mięśniach, czy też był to rezultat ogólnoustrojowych zmian zachodzących pod wpływam działania rimonabantu, takich jak np. zwiększone wydzielanie przez tkankę tłuszczową adiponektyny [49,64]. Kolejne badania wykazały, że bezpośrednia aktywacja receptora CB1 prowadzi do zmian w odpowiedzi komórek mięśniowych na insulinę. Stymulacja komórek L6 specyficznym ligandem receptora CB1, arachidonyl-2 -chloroetylamidem, spowodowała zahamowanie wywołanej przez insulinę aktywacji ścieżki kinazy MAP (ERK1/2) [65]. Natomiast, nie stwierdzono wpływu arachidonyl-2 -chloroetylamidu na poziom fosforylacji Akt w miotubach po stymulacji insuliną, w porównaniu z komór- Postępy Biochemii 58 (2) 2012 131

kami niestymulowanymi. Co ciekawe, inkubacja komórek L6 z rimonabantem, prowadziła do zwiększonej fosforylacji Akt zależnej od insuliny, jednakże nie powodowała zmian w aktywacji ścieżki kinazy MAP (ERK1/2) [65]. Badania te pokazały, że aktywacja receptora CB1 może mieć istotne znaczenie w odpowiedzi mięśni szkieletowych na insulinę. Jednak dokładny mechanizm oddziaływania receptora CB1 na ścieżkę sygnałową szlaku insulinowego nie jest jeszcze poznany. Receptor CB1 nie jest jedynym receptorem aktywowanym przez endokanabinoidy występującym w mięśniach szkieletowych. Stwierdzono w nich także obecność receptora TRPV1, który występuje głównie w siateczce endoplazmatycznej i jego aktywacja prowadzi do wzrostu poziomu wewnątrzkomórkowego wapnia [66]. Wykazano również niewielką ekspresję genu kodującego receptor CB2 w mięśniach szkieletowych [36]. Jednakże rola tego receptora w komórkach mięśni szkieletowych nie jest dotychczas poznana. PODSUMOWANIE Wyniki badań prowadzonych w ostatnich latach wykazały, że w tkankach obwodowych, t.j. w wątrobie, mięśniach szkieletowych oraz tkance tłuszczowej, ECS pełni bardzo ważną funkcję regulacyjną. Nadmierna aktywacja ECS prowadzi do zwiększonej lipogenezy i obniżenia tempa oksydacji kwasów tłuszczowych. Zaobserwowano także ujemną korelację między aktywnością receptora CB1/ ilością endokanabinoidów i wrażliwością mięśni szkieletowych na insulinę. Podwyższoną zawartość endokanabinoidów oraz ich receptorów w tkankach obwodowych stwierdzono u otyłych ludzi i zwierząt z zaburzoną gospodarką lipidową. Wyniki badań sugerują, że nadmierna aktywacja ECS odgrywa ważną rolę w patogenezie chorób związanych z otyłością, w tym cukrzycy typu 2, nadciśnienia tętniczego oraz niedokrwiennej choroby serca. Nie jest jednak do końca pewne co tak naprawdę jest pierwsze: rozregulowany ECS czy zaburzona gospodarka lipidowa. Co więcej, nie wiadomo co jest bezpośrednią przyczyną aktywacji ECS towarzyszącej otyłości. Sugeruje się, że może być ona związana ze zwiększoną dostępnością triacylogliceroli, które są prekursorami endokanabinoidów, jednak szczegółowy mechanizm wyjaśniający związek między otyłością i aktywacją ECS wymaga dalszych badań. Fakt, że ECS odgrywa istotną rolę w regulacji nie tylko łaknienia, ale także metabolizmu lipidów i glukozy w tkankach obwodowych sprawił, że receptory kanabinoidowe stały się atrakcyjnym celem farmakoterapii otyłości oraz związanych z nią zaburzeń metabolicznych. Specyficzny antagonista receptora CB1, rimonabant, od 5 lat poddawany jest badaniom klinicznym, które mają na celu określenie jego skuteczności w poprawie parametrów gospodarki lipidowej i węglowodanowej w grupie chorych wysokiego ryzyka cukrzycy typu 2 oraz chorób sercowo-naczyniowych z dyslipidemią i nadwagą lub otyłością. Kilka niezależnych badań wykazało, że rimonabant znacząco redukuje masę ciała oraz poprawia parametry metaboliczne i glikemię u chorych z otyłością i cukrzycą typu 2 [67-71]. Niestety, podczas badań klinicznych okazało się, że rimonabant, ze względu na to, że hamuje aktywność receptora CB1 także w ośrodkowym układzie nerwowym, wywołuje objawy neuropsychiatryczne. Badania o akronimie CRESCENDO przeprowadzone w 2010 roku na grupie 18 695 osób zostało przedwcześnie przerwane z powodu większej liczby samobójstw lub prób samobójczych w grupie leczonej rimonabantem [72]. Stąd, aktualnie trwają prace nad stworzeniem nowej strategii terapeutycznej, która pozwoliłaby na zahamowanie aktywności ECS w tkankach obwodowych, z jednoczesnym zachowaniem jego funkcji w ośrodkowym układzie nerwowym. Poznanie szlaków sygnałowych, poprzez które endokanabinoidy regulują metabolizm w wątrobie, mięśniach szkieletowych i tkance tłuszczowej, jest niezbędne dla zaproponowania nowych celów terapii. PIŚMIENNICTWO 1. Gaoni Y, Mechoulam R (1964) Isolation, Structure, and Partial Synthesis of an Active Constituent of Hashish. J Am Chem Soc 86: 1646-1647 2. Berry EM, Mechoulam R (2002) Tetrahydrocannabinol and endocannabinoids in feeding and appetite. Pharmacol Ther 95: 185 190 3. Pacher P, Batkai S, Kunos G (2006) The endocannabinoid system as an emerging target of pharmacotherapy. Pharmacol Rev 58: 389-462 4. Di Marzo V, Melck D, Bisogno T, De Petrocellis L (1998) Endocannabinoids: endogenous cannabinoid receptor ligands with neuromodulatory action. Trends Neurosci 21: 521-528 5. De Petrocellis L, Di Marzo V (2009) An introduction to the endokannabinoid system: from the early to the latest concepts. Best Pract Res Clin Endocrinol Metab 23: 1-15 6. Pertwee RG (2001) Cannabinoid receptors and pain. Prog Neurobiol 63: 569-611 7. Rutkowska M, Jamontt J (2005) Rola układu kannabinoidowego w fizjologii i patofizjologii ośrodkowego układu nerwowego. Adv Clin Exp Med 14: 1243-1252 8. Di Marzo V (2008) The endocannabinoid system in obesity and type 2 diabetes. Diabetologia 51: 1356-1367 9. Keimpema E, Mackie K, Harkany T (2011) Molecular model of cannabis sensitivity in developing neuronal circuits. Trends Pharmacol Sci 32: 551-561 10. Battista N, Di Tommaso M, Bari M, Maccarrone M (2012) The endocannabinoid system: an overview. Front Behav Neurosci 6: 9 11. Oudin MJ, Hobbs C, Doherty P (2011) DAGL-dependent endocannabinoid signalling: roles in axonal pathfinding, synaptic plasticity and adult neurogenesis. Eur J Neurosci 34: 1634-1646 12. Munro S, Thomas KL, Abu-Shaar M (1993) Molecular characterization of a peripheral receptor for cannabinoids. Nature 6441: 61-65 13. Pagotto U, Marsicano G, Cota D, Lutz B, Pasquali R (2006) The emerging role of the endocannabinoid system in endocrine regulation and energy balance. Endocr Rev 27: 73-100 14. Di Marzo V (2008) CB1 receptor antagonism: biological basis for metabolic effects. Drug Discov Today 13: 1026-1041 15. Monteleone P, Matias I, Martiadis V, De Petrocellis L, Maj M, Di Marzo V (2005) Blood levels of the endocannabinoid anandamide are increased in anorexia nervosa and in binge-eating disorder, but not in bulimia nervosa. Neuropsychopharmacology 30: 1216-1221 16. Matias I, Gonthier MP, Orlando P, Martiadis V, De Petrocellis L, Cervino C, Petrosino S, Hoareau L, Festy F, Pasquali R, Roche R, Maj M, Pagotto U, Monteleone P, Di Marzo V (2006) Regulation, function, and dysregulation of endocannabinoids in models of adipose and betapancreatic cells and in obesity and hyperglycemia. J Clin Endocrinol Metab 91: 3171-3180 17. Eckardt K, Sell H, Eckel J (2008) Novel aspects of adipocyte-induced skeletal muscle insulin resistance. Arch Physiol Biochem 114: 287-298 18. Artmann A, Petersen G, Hellgren LI, Boberg J, Skonberg C, Nellemann C, Hansen SH, Hansen HS (2008) Influence of dietary fatty acids on en- 132 www.postepybiochemii.pl

docannabinoid and N-acylethanolamine levels in rat brain, liver and small intestine. Biochim Biophys Acta 1781: 200-212 19. Ravinet TC, Arnone M, Delgorge C, Gonalons N, Keane P, Maffrand JP, Soubrie P (2003) Anti-obesity effect of SR141716, a CB1 receptor antagonist, in diet-induced obese mice. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 284: 345-353 20. Cota D, Sandoval DA, Olivieri M, Prodi E, D Alessio DA, Woods SC, Seeley RJ, Obici S (2009) Food intake-independent effects of CB1 antagonism on glucose and lipid metabolism. Obesity 17: 1641-1645 21. Ravinet TC, Delgorge C, Menet C, Arnone M, Soubire P (2004) CB1 cannabinoid receptor knockout in mice leads to leanness, resistance to diet-induced obesity and enhanced leptin sensitivity. Int J Obes Relat Metab Disord 28: 640-648 22. Devane WA, Hanus L, Breuer A, Pertwee RG, Stevenson LA, Griffin G, Gibson D, Mandelbaum A, Etinger A, Mechoulam R (1992) Isolation and structure of a brain constituent that binds to the cannabinoid receptor. Science 5090: 1946-1949 23. Sugiura T, Kondo S, Sukagawa A, Nakane S, Shinoda A, Itoh K, Yamashita A, Waku K (1995) 2-Arachidonoylglycerol: a possible endogenous cannabinoid receptor ligand in brain. Biochem Biophys Res Commun 215: 89-97 24. Howlett AC, Barth F, Bonner TI, Cabral G, Casellas P, Devane WA, Felder CC, Herkenham M, Mackie K, Martin BR, Mechoulam R, Pertwee RG (2002) International Union of Pharmacology. XXVII. Classification of cannabinoid receptors. Pharmacol Rev 54: 161-202 25. Andre A, Gonthier MP (2010) The endokannabinoid system: its roles in energy balance and potential as a target for obesity treatment. Int J Biochem Cell Biol 42: 1788-1801 26. Jonsson KO, Vandevoorde S, Lambert DM, Tiger G, Fowler CJ (2001) Effects of homologues and analogues of palmitoylethanolamide upon the inactivation of the endocannabinoid anandamide. Br J Pharmacol 133: 1263-1275 27. Bradshaw HB, Walker JM (2005) The expanding field of cannabimimetic and related lipid mediators. Br J Pharmacol 144: 459-465 28. Gomez O, Arevalo-Martin A, Garcia-Ovejero D, Ortega-Gutierrez S, Cisneros JA, Almazan G, Sanchez-Rodriguez MA, Molina-Holgado F, Molina-Holgado E (2010) The constitutive production of the endocannabinoid 2-arachidonoylglycerol participates in oligodendrocyte differentiation. Glia 58: 1913-1927 29. Bisogno T, Howell F, Williams G, Minassi A, Cascio MG, Ligresti A, Matias I, Schiano-Moriello A, Paul P, Williams EJ, Gangadharan U, Hobbs C, Di Marzo V, Doherty P (2003) Cloning of the first sn1- DAG lipases points to the spatial and temporal regulation of endocannabinoid signaling in the brain. J Cell Biol 163: 463-468 30. Bisogno T, Melck D, De Petrocellis L, Di Marzo V (1999) Phosphatidic acid as the biosynthetic precursor of the endocannabinoid 2-arachidonoylglycerol in intact mouse neuroblastoma cells stimulated with ionomycin. J Neurochem 72: 2113-2119 31. De Petrocellis L, Cascio MG, Di Marzo V (2004) The endocannabinoid system: a general view and latest additions. Br J Pharmacol 141: 765-774 32. Giang DK, Cravatt BF (1997) Molecular characterization of human and mouse fatty acid amide hydrolases. Proc Natl Acad Sci USA 94: 2238-2242 33. Dinh TP, Kathuria S, Piomelli D (2004) RNA interference suggests a primary role for monoacylglycerol lipase in the degradation of the endocannabinoid 2-arachidonoylglycerol. Mol Pharmacol 66: 1260-1264 34. Matsuda LA, Lolait SJ, Brownstein MJ, Young AC, Bonner TI (1990) Structure of a cannabinoid receptor and functional expression of the cloned cdna. Nature 6284: 561-564 35. Howlett AC, Breivogel CS, Childers SR, Deadwyler SA, Hampson RE, Porrino LJ (2004) Cannabinoid physiology and pharmacology: 30 years of progress. Neuropharmacology 47 (Suppl 1): 345-358 36. Cavuoto P, McAinch AJ, Hatzinikolas G, Janovska A, Game P, Wittert GA (2007) The expression of receptors for endocannabinoids in human and rodent skeletal muscle. Biochem Biophys Res Commun 364: 105-110 37. Van Sickle MD, Duncan M, Kingsley PJ, Mouihate A, Urbani P, Mackie K, Stella N, Makriyannis A, Piomelli D, Davison JS, Marnett LJ, Di Marzo V, Pittman QJ, Patel KD, Sharkey KA (2005) Identification and Functional characterization of brainstem cannabinoid CB2 receptors. Science 5746: 329-332 38. Pertwee RG (2006) The pharmacology of cannabinoid receptors and their ligands: an overview. Int J Obes 30 (Suppl 1): 13-18 39. Turu G, Hunyady L (2010) Signal transduction of the CB1 cannabinoid receptor. J Mol Endocrinol 44: 75-85 40. Lograno MD, Romano MR (2004) Cannabinoid agonists induce contractile responses through Gi/o-dependent activation of phospholipase C in the bovine ciliary muscle. Eur J Pharmacol 494: 55-62 41. Demuth DG, Molleman A (2006) Cannabinoid signalling. Life Sci 78: 549-563 42. Zygmunt PM, Petersson J, Andressin DA, Chuang H, Sorgard M, Di Marzo V, Julius D, Hogestatt ED (1999) Vanilloid receptors on sensory nerves mediate the vasodilator action of anandamide. Nature 6743: 452-457 43. Price TJ, Patwardhan A, Akopian AN, Hargreaves KM, Flores CM (2004) Modulation of trigeminal sensory neuron activity by the dual cannabinoid-vanilloid agonists anandamide, N-arachidonoyl-dopamine and arachidonyl-2-chloroethylamide. Br J Pharmacol 141: 1118-1130 44. Sawzdargo M, Nguyen T, Lee DK, Lynch KR, Heng HH, George SR, O Dowd BF (1999) Identification and cloning of three novel human G protein-coupled receptor genes GPR52, PsiGPR53 and GPR55: GPR55 is extensively expressed in human brain. Brain Res Mol Brain Res 64: 193-198 45. Overton HA, Fyfe MCT, Reynet C (2008) GPR119, a novel G proteincoupled receptor target for the treatment of type 2 diabetes and obesity. Br J Pharmacol 153 (Suppl 1): S76-S81 46. Osei-Hyiaman D, DePetrillo M, Pacher P, Liu J, Radaeva S, Batkai S, Harvey-White J, Mackie K, Offertaler L, Wang L, Kunos G (2005) Endocannabinoid activation at hepatic CB1 receptors stimulates fatty acid synthesis and contributes to diet-induced obesity. J Clin Invest 115: 1298-1305 47. Kola B, Hubina E, Tucci SA, Kirkham TC, Garcia EA, Mitchell SE, Williams LM, Hawley SA, Hardie DG, Grossman AB, Korbonits M (2005) Cannabinoids and gherlin have both central and peripheral metabolic and cardiac effects via AMP- activated protein kinase. J Biol Chem 280: 25196-25201 48. Dobrzyn A, Ntambi JM (2004) The role of stearoyl-coa desaturase in body weight regulation. Trends Cardiovasc Med 14: 77 81 49. Bensaid M, Gary-Bobo M, Esclangon A, Maffrand JP, Le Fur G, Oury- Donat F, Soubrie P (2003) The cannabinoid CB1 receptor antagonist SR141716 increases Acrp30 mrna expression in adipose tissue of obese fa/fa rats and in cultured adipocyte cells. Mol Pharmacol 63: 908-914 50. Spoto B, Fezza F, Parlongo G, Battista N, Sgro E, Gasperi V, Zoccali C, Maccarrone M (2006) Human adipose tissue binds and metabolizes the endocannabinoids anandamide and 2-arachidonoylglycerol. Biochimie 88: 1889-1897 51. Pagano C, Pilon C, Calcagno A, Urbanet R, Rossato M, Milan G, Bianchi K, Rizzuto R, Bernante P, Federspil G, Vettor R (2007) The endogenous cannabinoid system stimulates glucose uptake in human fat cells via phosphatidylinositol 3-kinase and calcium-dependent mechanism. J Clin Endocrinol Metab 92: 4810-4819 52. Cota D, Marsicano G, Tschöp M, Grubler Y, Flachskamm C, Schubert M, Auer D, Yassouridis A, Thöne-Reineke C, Ortmann S, Tomassoni F, Cervino C, Nisoli E, Linthorst AC, Pasquali R, Lutz B, Stalla GK, Pagotto U (2003b) The endogenous cannabinoid system affects energy balance via central orexigenic drive and peripheral lipogenesis. J Clin Invest 112: 423-431 53. Cota D, Marsicano G, Lutz B, Vicennati V, Stalla GK, Pasquali R, Pagotto U (2003) Endogenous cannabinoid system as a modulator of food intake. Int J Obes Relat Metab Disord 27: 289-301 Postępy Biochemii 58 (2) 2012 133

54. Gasperi V, Fezza F, Pasquariello N, Bari M, Oddi S, Agro AF, Maccarrone M (2007) Endocannabinoids in adipocytes during differentiation and their role in glucose uptake. Cell Mol Life Sci 64: 219-229 55. Bellocchio L, Cervino C, Vicennati V, Pasquali R, Pagotto U (2008) Cannabinoid type 1 receptor: another arrow in the adipocytes bow. Neuroendocrinology 20: 130-138 56. Lazzari P, Sanna A, Mastinu A, Cabasino S, Manca I, Pani L (2011) Weight loss induced by rimonabant is associated with an altered leptin expression and hypothalamic leptin signaling in diet-induced obese mice. Behav Brain Res 217: 432-438 57. Maccarrone M, Fride E, Bisogno T, Bari M, Cascio MG, Battista N, Finazzi Agro A, Suris R, Mechoulam R, Di Marzo V (2005) Up-regulation of the endocannabinoid system in the uterus of leptin knockout (ob/ ob) mice and implications for fertility. Mol Hum Reprod 11: 21-28 58. Eckardt K, Sell H, Taube A, Koenen M, Platzbecker B, Cramer A, Horrighs A, Lehtonen M, Tennagels N, Eckel J (2009) Cannabinoid type 1 receptors in human skeletal muscle cells participate in the negative crosstalk between fat and muscle. Diabetologia 52: 664-674 59. Liu YL, Connoley IP, Wilson CA, Stock MJ (2005) Effects of the cannabinoid CB1 receptor antagonist SR141716 on oxygen consumption and soleus muscle glucose uptake in Lep(ob)/Lep(ob) mice. Int J Obes 29: 183-187 60. Cavuoto P, McAinch AJ, Hatzinikolas G, Janovska A, Game P, Wittert GA (2007) The expression of receptors for endocannabinoids in human and rodent skeletal muscle. Biochem Biophys Res Commun 364: 105-110 61. Cavuoto P, McAinch AJ, Hatzinikolas G, Cameron-Smith D, Wittert GA (2007) Effects of cannabinoid receptors on skeletal muscle oxidative pathways. Mol Cell Endocrinol 267: 63-69 62. Salt I, Celler JW, Hawley SA, Prescott A, Woods A, Carling D, Hardie DG (1998) AMP-activated protein kinase: greater AMP dependence, and preferential nuclear localization, of complexes containing the alpha2 isoform. Biochem J 334: 177-187 63. Tedesco L, Valerio A, Dossena M, Cardile A, Ragni M, Pagano C, Pagotto U, Carruba MO, Vettor R, Nisoli E (2010) Cannabinoid receptor stimulation impairs mitochondrial biogenesis in mouse white adipose tissue, muscle, and liver: the role of enos, p38 MAPK, and AMPK pathways. Diabetes 59: 2826-2836 64. Dyck DJ, Heigenhauser GJ, Bruce CR (2006) The role of adipokines as regulators of skeletal muscle fatty acid metabolism and insulin sensitivity. Acta Physiol 186: 5-16 65. Lipina C, Stretton C, Hastings S, Hundal JS, Mackie K, Irving AJ, Hundal HS (2010) Regulation of MAP kinase-directed mitogenic and protein kinase B-mediated signaling by cannabinoid receptor type 1 in skeletal muscle cells. Diabetes 59: 375-385 66. Xin H, Tanaka H, Yamaguchi M, Takemori S, Nakamura A, Kohama K (2005) Vanilloid receptor expressed in the sarcoplasmic reticulum of rat skeletal muscle. Biochem Biophys Res Commun 332: 756-762 67. Van Gaal LF, Rissanen AM, Scheen AJ, Ziegler O, Rossner S (2005) RIO-Europe Study Group. Effects of the cannabinoid-1 receptor blocker rimonabant on weight reduction and cardiovascular risk factors in overweight patients: 1-year experience from the RIO-Europe study. Lancet 365: 1389-1397 68. Scheen AJ, Finer N, Hollander P, Jensen MD, Van Gaal LF (2006) RIO- Diabetes Study Group. Efficacy and tolerability of rimonabant in overweight or obese patients with type 2 diabetes: a randomised controlled study. Lancet 368: 1660-1672 69. Pi-Sunyer FX, Aronne LJ, Heshmati HM, Devin J, Rosenstock J (2006) RIO-North America Study Group. Effect of rimonabant, a cannabinoid-1 receptor blocker, on weight and cardiometabolic risk factors in overweight or obese patients: RIO-North America: a randomized controlled trial. JAMA 295: 761-775 70. Van Gaal LF, Scheen AJ, Rissanen AM, Rossner S, Hanotin C, Ziegler O (2008) RIO-Europe Study Group. Long-term effect of CB1 blockade with rimonabant on cardiometabolic risk factors: two year results from the RIO-Europe Study. Eur Heart J 29: 1761-1771 71. Nissen SE, Nicholls SJ, Wolski K, Rodes-Cabau J, Cannon CP, Deanfield JE, Després JP, Kastelein JJ, Steinhubl SR, Kapadia S, Yasin M, Ruzyllo W, Gaudin C, Job B, Hu B, Bhatt DL, Lincoff AM, Tuzcu EM (2008) STRADIVARIUS Investigators. Effect of rimonabant on progression of atherosclerosis in patients with abdominal obesity and coronary artery disease: the STRADIVARIUS randomized controlled trial. JAMA 299: 1547-1560 72. Topol EJ, Bousser MG, Fox KA, Creager MA, Despres JP, Easton JD, Hamm CW, Montalescot G, Steg PG, Pearson TA, Cohen E, Gaudin C, Job B, Murphy JH, Bhatt DL (2010) CRESCENDO Investigators. Rimonabant for prevention of cardiovascular events (CRESCENDO): a randomised, multicentre, placebo-controlled trial. Lancet 376: 517-523 The endocannabinoid system and its role in regulation of metabolism in peripheral tissues Aleksandra Rumińska, Agnieszka Dobrzyń * Laboratory of Cell Signaling and Metabolic Disorders, Nencki Institute of Experimental Biology, 3 Pasteur St., 02-093 Warsaw, Poland * e-mail: a.dobrzyn@nencki.gov.pl Key words: cannabinoid receptors, adipose tissue, skeletal muscle, liver ABSTRACT The endocannabinoid system (ECS) comprises cannabinoid receptors (CB1R and CB2R), endogenous lipid ligands (endocannabinoids) and enzymes that synthesize and degrade these compounds. ECS is involved in the regulation of lipogenesis and fatty acids utilization in liver, skeletal muscle and adipose tissue. Activation of CB1 receptor leads to: (i) increase in the activity of transcription factors which regulate gene expression involved in lipid synthesis (SREBP-1c, PPARγ), (ii) inhibition of AMP-activated protein kinase and (iii) decrease in fatty acid oxidation. Furthermore, increased level of endocannabinoids is associated with reduced insulin sensitivity in skeletal muscle. ECS is also involved in regulation of adipocyte differentiation. This review summarizes the current knowledge on the regulatory function of endocannabinoids and addresses the role of ECS in the pathogenesis of metabolic disorders. 134 www.postepybiochemii.pl