Populacje i podgatunki genetyka molekularna w badaniach europejskich głuszcowatych Tetraonidae

Przeglądy Overviews Notatki Ornitologiczne 2007, 48: 260 274 Populacje i podgatunki genetyka molekularna w badaniach europejskich głuszcowatych Tetraonidae Robert Rutkowski, Marek Keller, Patrycja Jagołkowska Genetyka molekularna jest pojęciem szerokim w najbardziej ogólnym zarysie obejmuje zagadnienia związane z analizą strukturyi funkcji genów na poziomie cząsteczkowym, a więc na poziomie białek i DNA. Ten dział nauki charakteryzuje się niezwykle dynamicznym rozwojem metod i technik badawczych, które znajdują zastosowanie w wielu dziedzinach biologii, między innymi w ekologii i ochronie przyrody (Pilot 2005). Z czasem doprowadziło to do znacznego rozwoju genetyki populacyjnej, a później do powstania ekologii molekularnej (Freeland 2005). Tę ostatnią należy rozumieć jako wykorzystanie informacji uzyskiwanych z analizy molekularnych markerów genetycznych (na przykład białek lub niewielkich fragmentów genomu) do: (1) charakteryzowania genetycznych procesów zachodzących w populacjach i międzypopulacjami, (2) poznawania rozmaitych aspektów biologii gatunków niemożliwych bądź trudnych do badania metodami klasycznymi oraz (3) uwzględniania tych informacji w konstruowaniu strategiach ochrony gatunkowej. Istnieje kilka przyczyn, dla których genetyka molekularna znalazła szerokie zastosowanie w badaniach ptaków głuszcowatych. W Europie żyje pięć gatunków z tej rodziny: głuszec Tetrao urogallus, cietrzew T. tetrix, jarząbek Bonasa bonasia, pardwa górska Lagopus mutus oraz pardwa mszarna L. lagopus, z których trzy pierwsze występują w Polsce. W przypadku głuszca i cietrzewia w niemal całym areale obserwuje się w ostatnich dziesięcioleciach znacznyspadek liczebności. W Polsce i w kilku innych krajach europejskich głuszec jest gatunkiem skrajnie zagrożonym, a z niektórych obszarów zniknął już zupełnie (Keller 2000 msc, Storch 2000, Zawadzka & Zawadzki 2003). Niewiele lepsza jest sytuacja cietrzewia, który prawie wyginął w zachodniej części kraju, a większość pozostałych populacji wykazuje spadek liczebności (Kamieniarz 2002, Tomiałojć & Stawarczyk 2003). Spadek liczebności tego gatunku obserwuje się nawet w dużej i do niedawna stabilnej populacji alpejskiej (Storch 2000, Storch & Segelbacher 2000). Przypuszcza się, że antropopresja i ocieplanie się klimatu mogą już wkrótce negatywnie wpłynąć na niektóre populacje pardwy górskiej (Hughes 2000, Storch 2000). Jednocześnie głuszcowate to ptaki bardzo pozytywnie postrzegane przez człowieka i cieszące się zainteresowaniem nie tylko naukowców czy miłośników ptaków. Wszystkie gatunki z tej rodziny to w wielu krajach do dziś cenione ptaki łowne. Głuszec jest uznawany za gatunek parasolowy jego ochrona przyczynia się do ochrony dużej liczby innych zwierząt i roślin, występujących w tych samych siedliskach (Suter et al. 2002), a w zachodniej Europie jest także gatunkiem flagowym, reprezentującym pierwotną faunę leśną (Regnaut 2004 msc). Potrzeba aktywnej ochrony głuszcowatych jest postulowana już od wielu lat, zwłaszcza że metodybiernej ochrony(w tym także przeniesienie głuszca i cietrzewia w Polsce z kategorii ptaków łownych do chronionych) okazały się niewystarczające. Z drugiej strony coraz wyraźniej dostrzega się konieczność uwzględniania danych genetycznych w planowaniu strategii ochrony gatunkowej. Połączenie tych czynników powoduje zatem, że ptaki głuszcowate cieszą się zainteresowaniem ekologów i specjalistów związanych z ochroną przyrody, jak również genetyków populacyjnych. 260

Fragmentacja siedlisk i związanyz nią spadek liczebności doprowadziływiększość gatunków kuraków do powstania populacji izolowanych, podatnych na losowe zmiany w strukturze genetycznej i zmniejszanie się poziomu zmienności genetycznej, niezwykle ważnego czynnika dla trwania i ewolucji gatunku (Frankham et al. 2002). Dlatego też, jeden z głównych nurtów badań koncentruje się na szacowaniu poziomu zmienności w populacjach i rozmiarów redukcji tej zmienności w wyniku rozbicia ciągłych niegdyś populacji na mniejsze, izolowane podjednostki. Pozwala to zidentyfikować populacje, które w pierwszej kolejności wymagają aktywnej ochrony, na przykład poprzez zasilanie osobnikami z zewnątrz, zasiedlanie nowych płatów odpowiednich siedlisk i tworzenie między nimi korytarzy ekologicznych. Badania z wykorzystaniem metod genetyki molekularnej umożliwiają także identyfikację struktur genetycznych w populacjach, wynikających z naturalnej, bądź antropogenicznej fragmentacji środowiska, jak również ze specyficznej biologii rozrodu niektórych głuszcowatych. Niezwykle ważnym aspektem badań populacyjnych jest także szacowanie poziomu zróżnicowania genetycznego między populacjami. Wiąże się to z drugim nurtem w genetycznych badaniach tych ptaków, czyli określaniem zależności filogenetycznych między populacjami oraz identyfikacją i genetyczną weryfikacją statusu taksonomicznego podgatunków. Informacje te są niezwykle ważne w kształtowaniu strategii ochronnych poszczególnych populacji. Poznanie genetycznych zależności między populacjami i zróżnicowania między podgatunkami pozwala wyznaczyć tzw. jednostki ewolucyjnie istotne ESU (ang. Evolutionary Significant Unit; Ryder 1986, Moritz 1994) oraz wytypować populacje, które mogą być źródłem osobników do reintrodukcji. Celem niniejszej pracyjest przegląd najważniejszych badań nad ptakami głuszcowatymi, w których wykorzystano techniki genetyki molekularnej, ze szczególnym uwzględnieniem gatunków występujących na terenie Polski. Badania oparte na analizach białkowych markerów molekularnych Pierwsze próby zastosowania genetyki molekularnej w badaniach głuszcowatych opierały się na analizie allozymów, czyli białkowych markerów molekularnych. Allozymy to odmienne formytego samego białka, kodowane przez różne allele danego genu. Linden & Teeri (1985) badając polimorfizm 16 różnych białek stwierdzili zróżnicowanie genetyczne międzypopulacjami głuszców z Finlandii, co w połączeniu z różnicami w cechach morfologicznych (Koskimies 1958, Helminen 1963, Lindén & Väisänen 1986) i strukturze pieśni tokowej (Jaakola 1999) pozwoliło wyróżnić strefy występowania trzech podgatunków: T. urogallus urogallus na północyfinlandii, T. u. uralensis/karelicus w centrum kraju, T. u. major na południu oraz strefę mieszańcową międzypodgatunkami T. u. urogallus i T. u. uralensis/karelicus. Allozymy badano także u cietrzewi. Schreiber et al. (1998) analizowali próbki tkanek od ptaków pochodzących z Bawarii i Holandii, hodowanych w celu reintrodukcji w Dolnej Saksonii, a także od ptaków z dwóch populacji szwedzkich. W odróżnieniu od wyników uzyskanych dla głuszca (Linden & Teeri 1985), autorzy stwierdzili niski poziom zmienności genetycznej w badanej grupie oraz bardzo małe zróżnicowanie między osobnikami z różnych regionów Europy. Dotyczyło to także różnic między cietrzewiami z Niemiec i Szwecji oraz ptakami z Holandii, zaliczanymi przez niektórych do odrębnego podgatunku (Niewold & Nijland 1987). Allozymy wykorzystano także w badaniach pardw mszarnej i górskiej, głównie do szacowania poziomu zmienności genetycznej w populacjach podlegających znacznym fluktuacjom liczebności oraz do określania zróżnicowania genetycznego zarówno między tymi dwoma gatunkami, jak też w obrębie każdego z nich (Gyllensten et al. 1985a, b). 261

W latach 1990. białkowe markerymolekularne zastąpiono markerami DNA. Zadecydowało o tym kilka czynników, utrudniających bądź uniemożliwiających zarówno analizę polimorfizmu białek, jak i interpretację uzyskiwanych wyników. Po pierwsze, allozymy charakteryzują się niewielkim polimorfizmem. Schreiber et al. (1998) wśród 38 analizowanych białek u 95 cietrzewi znaleźli zaledwie 3 loci polimorficzne (tab. 1). Poziom heterozygotyczności, jednej z głównych miar zmienności genetycznej, przyjmuje w przypadku allozymów bardzo niskie wartości, nieprzekraczające u głuszcowatych 10%, dlatego zmienność genetyczna i zróżnicowanie genetyczne, mogą być w przypadku analizy białek niedoszacowane. Przyczynia się do tego degeneracja kodu genetycznego (zjawisko polegające na tym, że większość aminokwasów jest kodowana przez więcej niż jeden kodon) i tzw. podstawienia synonimiczne (mutacje punktowe, prowadzące do powstania nowego kodonu odpowiadającemu aminokwasowi kodowanemu przez kodon niezmutowany). Powoduje to, że allozymy nie odzwierciedlają całego bogactwa zmienności obecnego w materiale genetycznym (Nei 1987). Niezwykle ważnym czynnikiem ograniczającym zastosowanie białkowych markerów molekularnych jest także wąskie spektrum rodzajów próbek, w których można je analizować. Zazwyczaj wykorzystuje się do tych celów przyżyciowo pobieraną krew lub zamrożone tkanki. Taki sposób zbioru prób jest często niemożliwyw przypadku gatunków zagrożonych i nielicznych (np. głuszec i cietrzew w wielu krajach Europy) lub prowadzących skryty tryb życia, a ponadto wymaga skomplikowanego zabezpieczania i przechowywania próbek, co zazwyczaj jest trudne w warunkach terenowych. Badania oparte na analizach DNA Źródła DNA i molekularne markery DNA Postęp w opracowywaniu metod szybkiej i efektywnej analizy DNA zadecydował o niezwykle intensywnym wykorzystywaniu metod genetyki molekularnej w badaniach ekologicznych. Łańcuchowa reakcja polimerazy (ang. PCR), powszechnie stosowana w laboratoriach molekularnych od początku lat 1990., a także automatyzacja procesu sekwencjonowania DNA, wydatnie usprawniły charakteryzowanie poziomu zmienności genetycznej oraz identyfikację w genomach nowych markerów molekularnych (Pilot 2005, Rutkowski 2005a). Możliwa stała się także izolacja materiału genetycznego z tzw. prób nieinwazyjnych, pozyskiwanych bez bezpośredniego kontaktu ze zwierzęciem. Są to na przykład odchody, pióra, resztki jaj, a u ssaków także mocz i sierść ważne źródła DNA w przypadku gatunków rzadkich, objętych całkowitą ochroną lub trudnych do schwytania (Pilot 2005). W przypadku głuszcowatych, jako źródło materiału genetycznego wykorzystuje się tkanki upolowanych osobników (Caizergues et al. 2003a, b; Liukkonen-Anttila et al. 2004), krew pobieraną przyżyciowo od schwytanych ptaków (Höglund et al. 1999, Piertney et al. 1999) czy nieinwazyjnie pozyskiwane pióra (Segelbacher & Storch 2002, Segelbacher et al. 2003, Rutkowski et al. 2005b) i odchody(rutkowski et al. 2005a, b; Jagołkowska-Tkaczuk et al. 2005). Genetyczne badania głuszcowatych opierają się obecnie na dwóch głównych klasach markerów DNA: sekwencjach mikrosatelitarnych i hiperzmiennym regionie DNA mitochondrialnego (tzw. pętli D, ang. D-loop). Sekwencje mikrosatelitarne to wysoce polimorficzne obszarydna jądrowego, składające się z tandemowych powtórzeń krótkiej sekwencji nukleotydowej (tzw. motywu nukleotydowego). W danej populacji w określonym locus może występować od kilku do kilkunastu różnych form (alleli) danego markera mikrosatelitarnego. Polimorfizm sekwencji mikrosatelitarnych wynika z różnic w liczbie powtórzeń danego motywu nukleotydowego. Markery te dziedziczą się zgodnie z prawami 262

Mendla, a dany osobnik może być homozygotą (dwa takie same allele w locus) lub heterozygotą (dwa różne allele w locus) pod względem danej sekwencji mikrosatelitarnej (Rutkowski 2005b). Wysoki polimorfizm oraz łatwość analizysprawiają, że markerymikrosatelitarne są jednym z najpopularniejszych obecnie narzędzi molekularnych w badaniach ekologicznych. Wykorzystuje się je m. in. jako wskaźniki zmienności genetycznej, do identyfikacji osobniczej czy analiz rodzicielstwa. Poziom zmienności genetycznej wyznacza się na podstawie dwóch głównych parametrów: liczby alleli występujących w danym locus mikrosatelitarnym (tzw. różnorodność alleliczna, oznaczana zazwyczaj symbolem A) i udziałem loci heterozygotycznych w całkowitej liczbie loci badanych (heterozygotyczność obserwowana, oznaczana zazwyczaj symbolem H O ). Im wyższe wartości tych parametrów, tym wyższa zmienność genetyczna populacji. Na podstawie markerów mikrosatelitarnych wyznaczane jest także zróżnicowanie genetyczne między populacjami. W tym przypadku wykorzystuje się przede wszystkim tzw. współczynnik utrwalenia F ST sensu Weir i Cockerham (1984). Przyjmuje on wartości od 0 do 1. F ST < 0,05 wskazuje na bardzo małe lub brak zróżnicowania genetycznego między populacjami, wartości 0,05 0,15 sugerują małe zróżnicowanie genetyczne, 0,15 0,25 średnie, a F ST > 0,25 dokumentuje już duże zróżnicowanie genetyczne, świadczące o braku przepływu genów między populacjami. Mitochondrialne DNA jest odrębną od jądrowego frakcją genomu. Występuje w strukturach komórkowych mitochondriach i ma formę kolistej cząsteczki. Mitochondrialne DNA dziedziczy się w linii matczynej, tzn. potomstwo otrzymuje tę frakcję genomu tylko po matce. W efekcie w mitochondriach danego osobnika występuje tylko jedna forma DNA. Coraz częstsze są jednak doniesienia o zjawisku tzw. heteroplazmii, czyli występowaniu więcej niż jednej formydna mitochondrialnego w komórkach jednego osobnika (np. Kvist et al. 2003, Abbott et al. 2005). Ta frakcja genomu z regułynie podlega rekombinacji (choć i w tym przypadku zdarzają się wyjątki, przegląd w Rokas et al. 2003), dlatego też w przypadku DNA mitochondrialnego nie mówimy o genotypie, ale o haplotypie grupie genów, które dziedziczą się wspólnie. Mitochondrialny DNA jest bardzo często wykorzystywany w molekularnych badaniach na poziomie populacyjnym. Decyduje o tym kilka czynników. Po pierwsze, specyfika środowiska panującego w mitochondriach (wysokie stężenie wolnych rodników powstających w procesach oksydacyjnych i mających właściwości mutagenne), jak i pewne cechy genomu mitochondrialnego (brak efektywnych procesów naprawy błędów zachodzących w czasie replikacji) sprawiają, że jest to forma DNA mutująca bardzo szybko. W związku z tym w danej populacji lub grupie osobników występuje od kilku do kilkunastu różnych haplotypów. Poszczególne haplotypy różnią się zazwyczaj pojedynczymi nukleotydami, ponieważ większość zmian zachodzących w DNA mitochondrialnym to mutacje punktowe, a większe delecje lub insercje są niezwykle rzadkie. Prosty schemat dziedziczenia, brak rekombinacji i przewaga mutacji punktowych umożliwiają śledzenie sposobu, w jaki różnicowały się poszczególne haplotypy. W jednym mitochondrium występuje od kilku do kilkunastu cząsteczek DNA, natomiast w jednej komórce nawet do kilkuset mitochondriów. W związku z tym liczba cząsteczek DNA mitochondrialnego znacznie przewyższa liczbę cząsteczek DNA jądrowego. Jest to istotny fakt w przypadku pobierania prób nieinwazyjnych, szczególnie bardzo starych lub poddanych długoterminowym działaniom czynników uszkadzających DNA łatwiej jest określić w takich próbach sekwencję wybranego fragmentu DNA mitochondrialnego niż prawidłowygenotyp osobnika na podstawie markerów DNA jądrowego. W badaniach głuszcowatych wykorzystywany jest obecnie fragment hiperzmiennego regionu DNA mitochondrialnego, tzw. pętli D (Lucchini et al. 2001). Analiza sekwencji umo- 263

żliwia określenie historycznych zależności między populacjami lub podgatunkami. Na przykład, brak wspólnych haplotypów w populacjach może świadczyć o ich długotrwałej izolacji, natomiast duże różnice w sekwencji haplotypów występujących w różnych populacjach dowodzą, że populacje te stanowią część odmiennych linii ewolucyjnych. Genetyka molekularna w badaniach cietrzewia Oprócz wspominanych wcześniej badań allozymów, niewiele jest prac wykorzystujących narzędzia molekularne w populacyjnych badaniach cietrzewia. Pierwsza praca poświęcona temu gatunkowi (Höglung et al. 1999) opierała się na dwóch markerach mikrosatelitarnych opisanych pierwotnie dla pardwy szkockiej L. lagopus scoticus (Piertny& Dallas 1997) i koncentrowała się na zagadnieniu pokrewieństwa samców zajmujących to samo tokowisko. Samce w obrębie tokowisk były bardziej podobne genetycznie niż wynikałoby to z ich losowego gromadzenia się na tokowiskach, zgodnie z teorią doboru krewniaczego (Kokko & Lindström 1996) monopolizacja tokowiska przez spokrewnione ze sobą samce zwiększa prawdopodobieństwo ojcostwa któregoś z nich i przekazania ich wspólnych genów kolejnym pokoleniom. W roku 2001 zidentyfikowano w genomie cietrzewia pierwsze specyficzne dla tego gatunku markery mikrosatelitarne (Caizergues et al. 2001), a następnie wykorzystano je do określenia wpływu fragmentacji siedlisk na zróżnicowanie genetyczne populacji (Caizergues et al. 2003, Höglund et al. 2007). W pierwszej pracybadaniami objęto 14 lokalizacji z rejonu Alp i 9 z południowej Finlandii. Obydwa regiony różnią się pod względem pewnych cech. Alpejska populacja cietrzewia jest pofragmentowana przez czynniki naturalne (pasma górskie sięgające powyżej pionowego zasięgu cietrzewia) oraz antropogeniczne (Caizergues & Ellison 2002). Jej podział na mniejsze podjednostki prowadzi do spadku liczebności (Storch 2000, Storch & Segelbacher 2000) oraz coraz silniejszej izolacji od głównego obszaru występowania gatunku (Bernard-Laurent 1994, Storch 2000). Fińska populacja cietrzewia jest liczniejsza i zasiedla ciągły obszar leśny, sporadycznie tylko przerywany przez miasta, obszaryrolnicze, jeziora i cieki wodne (Caizergues et al. 2003). W jej przypadku przepływ genów między poszczególnymi lokalizacjami nie powinien być istotnie zakłócony. Badania potwierdziły znaczący wpływ fragmentacji środowiska na strukturę genetyczną i zmienność genetyczną populacji cietrzewia. Zróżnicowanie genetyczne między poszczególnymi populacjami było trzykrotnie niższe w Finlandii niż w Alpach (tab. 2). Obie badane grupyróżniłysię także pod względem zmienności genetycznej. Populacja alpejska charakteryzowała się mniejszą różnorodnością alleliczną (średnio o jeden mniej allel w locus) w porównaniu z ptakami fińskimi (tab. 1). Różnice w zmienności zaobserwowano również w obrębie samych Alp. Populacje cietrzewi z regionów północno-wschodnich miały wyższą różnorodność alleliczną niż populacje południowo-zachodnie, najbardziej oddalone od zwartego zasięgu gatunku. W drugiej pracyanalizowano poziom zmienności genetycznej w 14 populacjach w obrębie europejskiego zasięgu gatunku. Podzielono je na trzy grupy: (i) populacje zwarte, czyli zasiedlające ciągłe środowisko typowe dla cietrzewia, (ii) populacje pofragmentowane, między którymi występuje jednak przepływ genów dzięki dyspersji (układ metapopulacji) oraz (iii) populacje całkowicie izolowane. Stwierdzono, że najniższą zmiennością charakteryzowały się populacje z tej ostatniej grupy, natomiast w populacjach pofragmentowanych wymiana osobników miedzy poszczególnymi subpopulacjami zapewniała utrzymanie się wysokiego poziomu zmienności genetycznej (tab. 2). 264

Tabela 1. Poziom zmienności genetycznej w populacjach głuszca Tetrao urogallus i cietrzewia T. tetrix szacowanyna podstawie polimorfizmu markerów molekularnych. A zróżnicowanie alleliczne, H O heterozygotyczność obserwowana. W przypadku badań dotyczących kilku populacji z danego regionu podano zakres wartości A i H O Table 1. Genetic variability level in the Capercaillie and Black Grouse populations assessed on the basis of molecular markers polymorphism. A allelic diversity, H O heterozygocity observed. In the case of studies concerning a few populations from a given region ranges of the A and H O values are given. (1) population category, (2) region, (3) marker type, (4) number of loci studied, (5) source, (6) isolated, (7) metapopulation, (8) continuous Kategoria populacji (1) Głuszec Tetrao urogallus Izolowane (6) Region (2) Typ markera (3) Liczba badanych loci (4) A HO Źródło (5) Polska 6 3,3 5,0 0,35 0,67 Rutkowski et al. 2005 NiemcyCent. Pireneje Szkocja Mikrosatelity 10 3,5-5,1 0,53 0,71 Metapopulacje (7) Ciągłe (8) Cietrzew Tetrao tetrix Alpy AlpyPn. Alp Płd.-Wsch. Mikrosatelity 10 3,0 0,44 10 3,0 0,54 Segelbacher et al. 2003 10 5,5 6,3 0,60 0,72 Segelbacher et al. 2003 10 3,2 5,7 0,62 0,85 Segelbacher & Storch 2002 10 2,7 4,7 0,55 0,73 Rosja 6 5,3 55 0,71 Rutkowski et al. 2005 Rosja 10 2,8 5,3 0,53 0,62 Norwegia Mikrosatelity Segelbacher et al. 2003 10 4,9 0,61 265

Izolowane (6) Metapopulacje (7) Ciągłe (8) Bawaria, Holandia, Szwecja Allozymy 38 P=0,0791 0,015 Schreiber et al. 1998 Anglia 10 2,81 2,852 0,48 0,53 Holandia Mikrosatelity Niemcy Höglund et al. 2007 10 3,162 0,44 10 3,932 0,55 AlpyMikrosatelity14 5,4 0,74 Caizergues et al. 2003 Alpy10 4,07-4,612 0,64 0,71 Szkocja 10 3,93 0,65 Höglund et al. 2007 Finlandia 14 6,3 0,76 Caizergues et al. 2003 Skandynawia 10 4,17 4,49 0,66 0,67 Höglund et al. 2007 1 2 P podano procent loci polimorficznych. Stwierdzono w nich od 2 do 3 alleli Podano wartość zróżnicowania allelicznego wg Goudet (2001) 266

Tabela 2. Wykazywane w literaturze wartości zróżnicowania genetycznego (F ST ) między różnymi populacjami głuszca i cietrzewia. W przypadku kilku porównywanych populacji z danej kategorii podano zakres wartości F ST Table 2. Published genetic variability values (F ST ) for different populations of the Capercaillie and Black Grouse. In the case of a few comparable populations from a given category a range of the F ST value has been given. (1) categories of comparable populations, (2) region, (3) marker, (4) number of loci/pairs of alkalis, (5) source. For other explanations see table 1 Kategoria porównywanych populacji (1) Region (2) Marker (3) Głuszec Tetrao urogallus Izolowane Izolowane Ciągłe Liczba loci/ /par zasad (4) FST Źródło (5) Polska 6 0,056 0,225 Rutkowski et al. 2005 Mikrosatelity NiemcyCent, 10 0,079 0,188 Segelbacher et al. 2003 Polska Rosja Mikrosatelity6 0,041 0,159 Rutkowski et al. 2005 NiemcyCent. Rosja 0,104 0,216 NiemcyCent. Norwegia 0,096 0,110 Szkocja Rosja 0,088 0,122 Mikrosatelity 10 Szkocja Norwegia 0,069 Pireneje Rosja 0,164 0,199 Pireneje Norwegia 0,154 Segelbacher et al. 2003 NiemcyCent. Alpy Mikrosatelity 0,065 0,139 Izolowane Metapopulacje Szkocja Alpy0,092 0,096 10 Segelbacher et al. 2003 Pireneje Alpy0,085 0,134 Rosja Mikrosatelity 6 0,047 Rutkowski et al. 2005 Ciągłe Norwegia Rosja 10 0,036 0,084 Segelbacher et al. 2003 Finlandia mtdna 430-0,044 0,050 Liukkonen-Anttila et al. 2004 Rosja Alpy 0,056 0,132 Ciągłe Metapopulacje Mikrosatelity 10 Segelbacher et al. 2003 Norwegia Alpy0,041 0,064 267

Metapopulacje Cietrzew Tetrao tetrix Izolowane Izolowane Metapopulacje Izolowane Ciągłe AlpyPłn. AlpyPłd. AlpyPłn. AlpyWsch. Mikrosatelity 10 0,026 0,036 AlpyPłd. AlpyWsch. 0,019 AlpyPłn. 0,010 0,083 AlpyPłd.-Wsch. -0,035 0,106 Mikrosatelity 10 AlpyPłn. Alpy Płd.-Wsch. 0,023 Wielka Brytania Wielka Brytania Holandia Mikrosatelity 10 0,082 0,147 0,205 0,310 Wielka Brytania Alpy 0,050 0,154 Mikrosatelity 10 Holandia Alpy0,170 0,226 Wielka Brytania Skandynawia 0,168 0,230 Mikrosatelity 10 Holandia Skandynawia 0,205 0,315 Segelbacher et al. 2003 Segelbacher & Storch 2002 Höglund et al. 2007 Höglund et al. 2007 Höglund et al. 2007 Ciągłe Skandynawia Mikrosatelity 10 0,079 Höglund et al. 2007 Finlandia 14 0,004 0,039 Caizergues et al. 2003 Ciągłe Metapopulacja Skandynawia Alpy Mikrosatelity 10 0,094 0,145 Höglund et al. 2007 10 0,012 0,047 Höglund et al. 2007 Metapopulacja AlpyMikrosatelity 14 0,017 0,105 Caizergues et al. 2003 268

Genetyka molekularna w badaniach głuszca Genetyka populacyjna Głuszec jest najbardziej zagrożonym gatunkiem spośród europejskich głuszcowatych, a jednocześnie jednym z ptaków najintensywniej badanych z wykorzystaniem technik genetyki molekularnej. Głównym impulsem do badań na poziomie populacyjnym była identyfikacja i charakterystyka 10 markerów mikrosatelitarnych w genomie tego gatunku (Segelbacher et al. 2000). Badaniami objęto już właściwie cały obszar występowania tego kuraka, od Syberii (Segelbacher et al. 2003, Rutkowski et al. 2005b) po Pireneje (Segelbacher et al. 2003, Regnaut 2004 msc). Głuszec najliczniej występuje w Rosji, gdzie wielkość populacji szacuje się na blisko 1,5 miliona osobników oraz w Skandynawii, gdzie żyje około 600 000 tych ptaków. Badania molekularne wskazują, że populacje te charakteryzują się wysokimi wskaźnikami zmienności genetycznej, a także małym zróżnicowaniem między populacjami, nawet tymi oddalonymi o setki kilometrów (Segelbacher et al. 2003, Rutkowski et al. 2005b, tab. 1 i 2). Rozległe i ciągłe obszary lasów borealnych, w połączeniu z wysoką liczebnością populacji, pozwalają na utrzymanie w tych regionach intensywnego przepływu genów i zachowanie zasobnej puli różnorodności genetycznej. W Europie Środkowej głuszce najliczniej występują w Alpach (Storch 2001). Poziom zmienności genetycznej w tej populacji także jest wysoki, a różnorodność alleliczna i heterozygotyczność przyjmują nawet wartości wyższe niż w przypadku populacji rosyjskich i skandynawskich (Segelbacher et al. 2003, tab. 1). Jednocześnie stwierdzono jednak istnienie wyraźnego podziału na subpopulacje istotne zróżnicowanie genetyczne zaobserwowano między poszczególnymi populacjami w obrębie całego zasięgu gatunku na terenie Alp (Segelbacher & Storch 2002, tab. 2). Wskazuje to, że głuszce w Alpach funkcjonują jako metapopulacja, czyli szereg odrębnych grup ptaków, pomiędzy którymi następuje przepływ genów. Względnie wysokie wskaźniki zmienności genetycznej dowodzą, że proces podziału populacji alpejskiej na mniejsze podjednostki jest zjawiskiem stosunkowo niedawnym poszczególne subpopulacje nie są izolowane na tyle długo, aby można było zaobserwować u nich spadek zmienności genetycznej. Jednakże w grupie populacji z centrum lokalnego zasięgu głuszca autorzystwierdzili brak związku między zróżnicowaniem genetycznym między populacjami a dzielącym je dystansem geograficznym. W genetycznym różnicowaniu się tych populacji główną rolę odgrywa więc dryf genetyczny, a nie przepływ genów między sąsiadującymi subpopulacjami, tak jak to dzieje się w przypadku populacji peryferyjnych. Powodem zaobserwowanych różnic jest odmienność procesów wpływających na fragmentację populacji. Populacje z północnej części Alp różnicują się w rezultacie działalności człowieka, prowadzącej do przekształcania siedlisk głuszca i stopniowego zwiększania się izolacji poszczególnych grup ptaków. Natomiast głównym czynnikiem fragmentującym populację głuszca w Alpach Centralnych są wysokie szczyty górskie, a więc bariery naturalne, funkcjonujące w nieporównywalnie dłuższej skali czasowej niż antropogeniczne zmiany siedlisk (Segelbacher & Storch 2002). W izolowanych populacjach głuszca z Europy Środkowej, w tym również w populacjach polskich, obserwuje się wyraźny spadek zmienności genetycznej (Segelbacher et al. 2003, Rutkowski et al. 2005b). Populacje te są niewielkie i liczą po kilkadziesiąt do kilkuset osobników. Zarówno różnorodność alleliczna, jak i heterozygotyczność, są w tych populacjach istotnie niższe niż w populacjach z Alp, Norwegii i Rosji (tab. 1). Zatem w odróżnieniu od populacji alpejskiej, pofragmentowanej lecz wciąż funkcjonującej jako metapopulacja, przepływ genów między poszczególnymi stanowiskami głuszca w Europie Środkowej jest tak bardzo ograniczony, że zjawisko dryfu genetycznego, a prawdopodobnie także inbredu (szczególnie w populacjach o niskiej liczebności) prowadzi do istotnej redukcji poziomu 269

zmienności genetycznej. Znaczne ograniczenie przepływu genów między populacjami tego gatunku z EuropyŚrodkowej potwierdza także zaobserwowane zróżnicowanie genetyczne międzynimi. Mimo że proces fragmentacji siedlisk jest zjawiskiem względnie niedawnym, współczynnik F ST przyjmuje w tym przypadku wartości znacznie wyższe niż ma to miejsce u metapopulacji alpejskiej (tab. 2). W Polsce głuszec jest gatunkiem skrajnie zagrożonym. Występuje w Karpatach, Puszczy Augustowskiej oraz w Lasach Janowskich i PuszczySolskiej na Lubelszczyźnie (Keller 2000 msc, Tomiałojć & Stawarczyk 2003, Zawadzka & Zawadzki 2003). Szczątkowa populacja, której wielkość prawdopodobnie nie przekracza kilkunastu osobników, występuje w Borach Dolnośląskich (M. Kmieć, inf. ustna). Spośród tych czterech populacji najniższą zmiennością genetyczną charakteryzuje się populacja lubelska (Rutkowski et al. 2005b). Głuszce z tego terenu są izolowane prawdopodobnie już od kilkuset lat (Głowaciński & Profus 2001). Długotrwałość tego procesu nasiliła dryf genetyczny, prowadząc do losowej eliminacji alleli (niska różnorodność alleliczna) i związanego z tym spadku heterozygotyczności. Niską heterozygotyczność stwierdzono także w populacjach głuszca zasiedlających Karpaty i Bory Dolnośląskie w obu przypadkach jest ona związana nie tylko z izolacją, ale również z innymi mechanizmami ograniczającymi zmienność genetyczną. Populacja karpacka składa się najprawdopodobniej z szeregu subpopulacji, między którymi przepływ genów jest silnie ograniczonylub brak go całkowicie. Następstwem tego jest tzw. efekt Wahlunda, objawiającysię obniżeniem poziomu heterozygotyczności. Procesy genetyczne warunkujące obecną strukturę populacji z Borów Dolnośląskich są trudne do określenia. W takich przypadkach o strukturze genetycznej populacji decydują głównie procesy losowe (dryf genetyczny). Możliwe również, że w skrajnie nielicznej populacji dolnośląskiej szczególnie nasila się efekt typowego dla gatunku, arenowego systemu kojarzeń, który również może prowadzić do obniżania się heterozygotyczności (Bouzat & Johnson 2004). Niski poziom zmienności genetycznej stwierdzono także w populacji głuszca ze Szkocji (tab. 1). Rodzime głuszce wyginęły tam całkowicie w połowie 18. wieku, a obecna populacja została odtworzona w 19. wieku poprzez introdukcję osobników ze Skandynawii (Lever 1977, Starling 1991). Oprócz obecnej izolacji geograficznej, niski poziom zmienności genetycznej szkockich ptaków jest także następstwem tzw. efektu założyciela. Skandynawskie pochodzenie tej populacji znalazło odzwierciedlenie w małych różnicach genetycznych między głuszcami ze Szkocji i Norwegii (tab. 2). Genetyczne zróżnicowanie podgatunków Naturalnyzasięg geograficznygłuszca jest bardzo szeroki obejmuje niemal całą Europę oraz zachodnią i północną Azję. Opisano wiele podgatunków (m.in. Lindner 1977, Klaus & Bergman 1986, Potapov & Flint 1989), jednakże istnieją duże wątpliwości, czywszystkie wyróżnione formy zasługują na przypisanie im rangi podgatunkowej. Pierwsze badania z wykorzystaniem technik molekularnych związane z tym zagadnieniem przeprowadzono w Finlandii (Liukkonen-Anttila et al. 2004). Analiza sekwencji DNA mitochondrialnego wykazała brak wyraźnego zróżnicowania genetycznego między opisanymi wcześniej (Linden & Teeri 1985) strefami występowania trzech podgatunków w tym rejonie Europy. W każdej ze stref dominował ten sam haplotyp (TUMF). Także trzy inne haplotypy stwierdzono we wszystkich badanych grupach ptaków. Sekwencje poszczególnych haplotypów były bardzo podobne, a analiza sposobu ich różnicowania się wykazała, że zdecydowana większość wywodzi się bezpośrednio od czterech głównych haplotypów, występujących we wszystkich strefach. Wstępne analizy DNA mitochondrialnego głuszców polskich i rosyjskich wykazały, że omawiany haplotyp TUMF występuje także u ptaków z tych regionów Europy i w przy- 270

padku większości populacji jest również haplotypem dominującym (Rutkowski et al. 2005a). Taką samą jednorodność genetyczną głuszców pod względem DNA mitochondrialnego stwierdzono międzywiększością podgatunków euroazjatyckich (Duriez et al. 2007). Główny haplotyp, odpowiadający haplotypowi TUMF (sensu Liukkonen-Anttila et al. 2004), występował u podgatunków major, obsoletus, uralensis, rudolfi, pleskei i volgensis. Być może wynika to z większej skłonności samic głuszca do dyspersji lub/i co jest chyba bardziej prawdopodobne wspólnej historii ewolucyjnej euroazjatyckich populacji. Genetyka molekularna w badaniach jarząbka Jarząbek jest gatunkiem, którego dopiero niedawno zaczęto badać z wykorzystaniem technik genetyki molekularnej, a do tej pory wstępne wyniki opublikowano tylko w formie doniesień konferencyjnych (Jagołkowska et al. 2005a, b, 2006). Badania dotyczyły wyłącznie polskich populacji tego kuraka. Sugerują one, że krajowe jarząbki mogą być bardzo zróżnicowane pod względem genetycznym. Zarówno analizy markerów mikrosatelitarnych, jak i hiperzmiennej domenyregionu kontrolnego wykazały, że populacje z północnego-wschodu i południa naszego kraju mogą tworzyć odrębne grupy genetyczne. W przypadku analiz DNA mitochondrialnego nie stwierdzono żadnych wspólnych haplotypów dla Polski północno-wschodniej i południowej. Dodatkowo, wysokie zróżnicowanie stwierdzono także międzyjarząbkami zasiedlającymi poszczególne puszcze północno-wschodniej Polski. Populacje jarząbka zasiedlające poszczególne pasma karpackie są o wiele mniej zróżnicowane, tworząc jednorodną pod względem genetycznym grupę. Populacja z północnej Lubelszczyzny wydaje się być izolowana od innych krajowych populacji. Dane genetyczne wskazują, że na tym terenie znaczenie ma izolacja między kompleksami leśnymi oddalonymi od siebie o kilkadziesiąt kilometrów. Z kolei jarząbki zasiedlające obszar Kielecczyzny tworzą prawdopodobnie strefę przejściową między dwoma odrębnymi genetycznie grupami z północno-wschodniej i południowej Polski. Praca powstała w ramach realizacji grantu MIiN nr 2P06L01127. Summary: Species and subspecies molecular genetics in studies of the European Tetraonidae. Studies on Tetraonidae applying techniques of molecular genetics clearly indicate that both the level of genetic variabilitywithin populations and the genetic differentiation among them are stronglydetermined byforces fragmentizing the natural environment. It has been confirmed that the fragmentation of the Capercaillie Tetrao urogallus and Black Grouse T. tetrix populations into smaller units (subpopulations) decreases genetic variability. This process is most pronounced in isolated populations, whereas the intensityof the decrease is interlinked with severityand durabilityof the isolation. In isolated populations, the genetic composition is stronglydetermined byrandom processes (genetic drift) and much less bynatural selection. Such populations are sensitive to random genetic and demographic changes, which might lead to local extinctions. Although studies basing on mitochondrial DNA show that the Eurasian Capercaillies are geneticallyuniform, current changes and destruction of their environment launched the process of gradual genetic differentiation, as suggested by analysis of microsatellite markers. The situation of the Hazel Grouse Bonasa bonasia seems to be slightlydifferent. Molecular studies performed on the Polish population of this species point out that high genetic differentiation might occur among particular localities. Probably, such differentiation is not exclusivelycaused bythe fragmentation of forest environment but it is also related with the evolutionaryhistoryof the species. Most authors agree that the Hazel Grouse European population is formed bytwo distinct lineages: the northern and southern part of the continent are inhabited byat least two subspecies. Preliminary analysis of the mitochondrial DNA seems to confirm this hypothesis. 271

Literatura Abbott C.L., Double M.C., Trueman J.W., Robinson A., Cockburn A. 2005. An unusual source of apparent mitochondrial heteroplasmy: duplicate mitochondrial control regions in Thalassarche albatrosses. Molecular Ecology14: 3605 3613. Bernard-Laurent A. 1994. Status, trends and limiting factors of black grouse (Tetrao tetrix) populations in France: a literature survey. Gibier Faune Sauvage 11: 205 239. Bouzat J.L., Johnson K. 2004. Genetic structure among closely-spaced leks in a peripheral population of Lesser Prairie-chickens. Molecular Ecology13: 499 505. Caizergues A., Ellison L.N. 2002. Natal dispersal and its consequences in Black Grouse Tetrao tetrix. Ibis 144: 478 487. Caizergues A., Dubois S., Mondor G., Rasplus J.-F. 2001. Isolation and characterisation of microsatellite loci in black grouse (Tetrao tetrix). Molecular EcologyNotes 1: 36 38. Caizergues A., Ratti O., Helle P., Rotelli L., Ellison L., Rasplus J.-F. 2003. Population genetic structure of male black grouse (Tetrao tetrix L.) in fragmented vs. continuous landscapes. Molecular Ecology12: 2297 2305. Duriez O., Sachet J.-M., Menoni E., Pidancier N., Miquel C., Taberlet P. 2007. Phylogeography of the capercaillie in Eurasia: what is the conservation status in the Pyrenees and Cantabrian Mounts? Conservation Genetics 8: 513. Frankham R., Ballou J.D., Briscoe D.A. 2002. Introduction to Conservation Genetics. Cambridge UniversityPress, Cambridge. Freeland J. 2005. Molecular Ecology. Wiley, London. Głowaciński Z., Profus P. 2001. Głuszec. W: Głowaciński Z. (red.). Polska Czerwona Księga Zwierząt. Kręgowce, ss. 173 177. PWRiL, Warszawa. Gyllensten U. 1985. Temporal allozyme frequency changes in density fluctuating populations of willow grouse (Lagopus lagopus L.). Evolution 39: 115 121. Gyllensten U., Ryman N., Saether T. 1985. Genetic divergence between willow grouse (Lagopus lagopus L.) and rock ptarmigan (Lagopus mutus L.) and the genetic structure of Scandinavian grouse populations. Hereditas 102: 47 55. Helminen M. 1963. Composition of the Finnish populations of Capercaillie, Tetrao urogallus, and Black Grouse, Lyrurus tetrix, in the autumns of 1952 61, as revealed bya studyof wings. Paper Game Research 23: 1 124. Höglund J., Alatalo R.V., Lundberg A., Rintamaki P.T., Lindell J. 1999. Microsatellite markers reveal the potential for kin selection on black grouse leks. Proc. Royal Society of London Ser. B, Biol. Sci. 266: 8134 816. Höglund J., Larsson J.K., Jansman H.A.H., Segelbacher G. 2007. Genetic variabilityin European black grouse (Tetrao tetrix). Conservation Genetics 8: 239 243. Hughes L. 2000. Biological consequences of global warming: is the signal alreadyapparent. Trends Ecol. Evol. 15: 56 61. Jaakola M. 1999. Metson (Tetrao urogallus) soidinkäyttäytymisessä esiintyvät erot eri metsoroduilla Suomessa. M.Sc thesis, Universityof Joensuu, Finland. Jagołkowska-Tkaczuk P., Rutkowski R., Keller M. 2005a. Genetyczna weryfikacja taksonomii jarząbka Bonasa bonasia. VI WarsztatyPolskiego Towarzystwa Taksonomicznego, Włodzimierzów, Maj 19 21, 2005. Materiałykonferencyjne: 10. Jagołkowska-Tkaczuk P., Rutkowski R., Keller M. 2005b. Filogeografia jarząbka Bonasa bonasia. Ogólnopolska Konferencja Ornitologiczna: Ornitologia polska na progu XXI stulecia dokonania i perspektywy. Olsztyn, Wrzesień 14 18, 2005. Materiały konferencyjne: 146. Jagolkowska-Tkaczuk P., Rutkowski R., Keller M. 2006. Taxonomic consequences of genetic diversity of Polish Hazel Grouse. 24th International Ornithological Congress, Hamburg, Germany, 13 19 August 2006. J. Ornithol. 147 (Suppl. 1): 187 188. Kamieniarz R. 2002. Cietrzew. Wydawnictwo Lubuskiego Klubu Przyrodników, Świebodzin. Keller M. (red.). 2000 msc. Wpływ gospodarki leśnej na populacje głuszca Tetrao urogallus i cietrzewia Tetrao tetrix. Opracowanie dla Dyrekcji Generalnej Lasów Państwowych. Kokko H., Lindström J. 1996. Kin selection and the evolution of leks: whose success do young males maximize? Proc. Royal Society of London Ser. B 263: 919 923. 272

Kosmikies J. 1958. Seasonal, geographical and yearly trends in the weight of capercaillie (Tetrao urogallus) and blackgrouse (Lyrurus tetrix) in Finland. Ornis Fenn. 35: 1 18. Kvist L., Martens J., Nazarenko A.A., Orell M. 2003. Paternal leakage of mitochondrial DNA in the Great tit (Parus major). Molecular Biologyand Evolution 20: 243 247. Lever C. 1977. The Naturalised Animals of British Isles. Hutchinson, London. Lindén H., Teeri T. 1985. Genetic differentiation in the capercaillie, Tetrao urogallus, populations. Hereditas 102: 297 299. Lindén H., Väisänen R.A. 1986. Growth and sexual dimorphism in the skull of the Capercaillie Tetrao urogallus: multivariate studyof geographical variation. Ornis Scand. 17: 85 98. Liukkonen-Anttila T., Rätti O., Kvist L., HelleP., Orell M. 2004. Lack of genetic structuring and subspecies differentiation in the capercaillie (Tetrao urogallus) in Finland. Annales Zool. Fenn. 41: 619 633. Lucchini V., Höglund J., Klaus S., Swenson J., Randi E. 2001. Historical biogeographyand a mitochondrial DNA phylogeny of grouse and ptarmigan. Molecular Phylogenetics and Evolution 20: 149 162. Moritz C. 1994. Defining EvolutionarySignificant Units for conservation. Trends Ecol. Evol. 9: 373 375. Nei M. 1987. Molecular EvolutionaryGenetics. Columbia UniversityPress, New York. Niewold F.J.J., Nijland H. 1987. Die Chancen des westeuropäischen Moor- und Heidebirkhuhns. Z. Jagdwiss. 33: 227 241. PierneyS.B., Dallas J.F. 1997. Isolation and characterization of hypervariable mirosatellites in red grouse Lagopus lagopus scoticus. Molecular Ecology6: 93 95. PiertneyS.B., Malccoll A.D.C., Lambin X., Moss R., Dallas J.F. 1999. Spatial distribution of genetic relatedness in a moorland population of red grouse (Lagopus lagopus scoticus). Biol. J. Linn. Soc. 68: 317 331. Potapov R.L., Flint V.E. 1989. Handbuch der Vögel der Sowjetunion. 4. Galliformes, Gruiformes. Ziemsen Verlag, Wittenberg Lutherstadt. Prout T. 1981. A note on the island model with sex dependent migration. Theoretical and Applied Genetics 59: 327 332. Pilot M. 2005. Zastosowanie metod genetyki molekularnej w badaniach ekologicznych. W: Pilot M., Rutkowski R. (red.). Zastosowanie metod molekularnych w badaniach ekologicznych, ss. 7 23. Muzeum i Instytut Zoologii PAN, Warszawa. Regnaut S. 2004 msc. Population genetics of capercaillie (Tetrao urogallus) in the Yura and the Pyrenees: a non-invasive approach of the avian conservation genetics. PhD thesis, Lausanne, ss. 1 180. Rokas A., Ladoukakis E., Zouros E. 2003. Animal mitochondrial DNA recombination revisited. Trends Ecol. Evol. 18: 411 417. Rutkowski R. 2005a. Zasadytechniki PCR. W: Pilot M., Rutkowski R. (red.). Zastosowanie metod molekularnych w badaniach ekologicznych, ss. 35 49. Muzeum i Instytut Zoologii PAN, Warszawa. Rutkowski R. 2005b. Sekwencje mikrosatelitarne i ich wykorzystanie w badaniach zoologicznych. W: Pilot M., Rutkowski R. (red.). Zastosowanie metod molekularnych w badaniach ekologicznych, ss. 65 77. Muzeum i Instytut Zoologii PAN, Warszawa. Rutkowski R., Jagołkowska P., Niewęgłowski H., Gryczyńska-Siemiątkowska A. 2005a. Polski głuszec co mówią analizydna? Ogólnopolska Konferencja Ornitologiczna: Ornitologia polska na progu XXI stulecia dokonania i perspektywy. Olsztyn, Wrzesień 14 18, 2005. Materiały konferencyjne: 153. Rutkowski R., Niewęgłowski H., Dziedzic R., Kmieć M., Goździewski J. 2005b. Genetic variabilityof Polish population of the Capercaillie Tetrao urogallus. Acta Ornithol. 40: 27 34. Ryder O.A. 1986. Species conservation and systematics: the dilemma of subspecies. Trends Ecol. Evol. 1: 9 10. Schreiber A., Weitzel T., Strauus E. 1998. Allozyme variability in Black Grouse (Tetrao tetrix), a tetraonid with lek behaviour. J. Ornithol. 139: 55 66. 273

Segelbacher G., Paxton R.J., Steinbruck G., Trontelj P., Storch I. 2000. Characterization of microsatellites in capercaillie Tetrao urogallus (AVES). Molecular Ecol. 9: 1934 1935. Segelbacher G., Storch I. 2002. Capercaillie in the Alps: genetic evidence of metapopulation structure and population decline. Molecular Ecol. 11: 1669 1677. Segelbacher G., Hoglund J., Storch I. 2003. From connectivityto isolation: genetic consequences of population fragmentation in across Europe. Molecular Ecol. 12: 1773 1780. Segelbacher G., Storch I., Tomiuk J. 2003b. Genetic evidence of capercaillie Tetrao urogallus dispersal sources and sinks in the Alps. Wildlife Biol. 9: 267 273. Starling A.E. 1991. Workshop summary: captive breeding and release. Ornis Scand. 22: 255 257. Storch I. 2001. Capercaillie Tetrao urogallus. BWP Update 3: 1 24. Storch I., Segelbacher G. 2000. Genetic correlates of spatial population structure in central European capercaille Tetrao urogallus and black grouse T. tetrix: a project in progress. Wildlife Biol. 6: 305 310. Storz J.F., Bhat H.R. 2001. Genetic consequences of polygyny and social structure in an Indian fruit bat, Cynopterus sphinx. I. Inbreeding, outbreeding, and population subdivision. Evolution 55: 1215 1223. Suter W., Graf R.F., Hess R. 2002. Capercaille (Tetrao urogallus) and avian biodiversity: testing the umbrella-species concept. Conservation Biol. 16: 778 788. Tomiałojć L., Stawarczyk T. 2003. Awifauna Polski. Rozmieszczenie, liczebności i zmiany. PTPP pro Natura, Wrocław. Weir B.S., Cockerham C.C. 1984. Estimating f-statistics for the analysis of population structure. Evolution 38: 1358 1370. Zawadzka D., Zawadzki J. 2003. Głuszec. Wydawnictwo Klubu Przyrodników, Świebodzin. Robert Rutkowski, Patrycja Jagołkowska Muzeum i Instytut Zoologii PAN, Wilcza 64, 00-679 Warszawa, robertrut@miiz.waw.pl; ptkaczuk@miiz.waw.pl Marek Keller Katedra OchronyLasu i Ekologii, Wydział LeśnySGGW Nowoursynowska 159, 02-776 Warszawa 274