Akwaporyny nowe spojrzenie na transport wody w roślinach. Aquaporins new entry into plants water movement

Transkrypt

1 Akwaporyny nowe spojrzenie na transport wody w roślinach Aquaporins new entry into plants water movement GRAŻYNA DĄBROWSKA, BEATA GŁOWACKA Spis treści: Contents: I. W prowadzenie II. Identyfikacja pierwszej akw aporyny III. Budowa kanałów wodnych IV. Funkcje i podział akwaporyn V. Ekspresja i regulacja aktyw ności akwaporyn VI. Podsum owanie I. Intoduction II. D iscovery o f flrst aquaporin III. Structure o f w ater channels IV. Functional characteristic and classification o f aquaporins V. Expression and régulation of activity of aquaporins V li.sum m ary W ykaz stosowanych skrótów: CDPK kinaza białkowa zależna od jonów wapnia (ang. calcium -dependent protein kinase); MIP integralne białka błonowe (ang. m em brane integral protein); NLM białka MIP błon peribakterioidu (ang. nodulin-26-like MIP); Pf _ współczynnik przewodnictwa wody; PIP białka błonowe plazmalemmy (ang. plasm a m em brane-intrinsic proteins); TIP białka błonowe tonoplastu (ang. tono- plast intrinsic proteins) I. W prowadzenie Woda jest podstawowym składnikiem żywych organizmów. Zasadniczą rolę w przewodzeniu wody i kontrolowaniu poziomu transpiracji w organizmach roślinnych odgrywają tkanki naczyniowe i komórki ochronne. Ustawiczna wymiana cząsteczek pomiędzy komórkami a ich otoczeniem jest niezbędnym elementem dla prawidłowego funkcjonowania organizmów żywych. Niezwykle istotną dla tego procesu jest wysoka specyficzność mechanizmów biorących udział w transporcie substancji zarówno do, jak i z wnętrza komórki, co jest możliwe dzięki istnieniu selektywnie przepuszczalnej bariery jakąjest błona komórkowa. Substancje odżywcze jak np. cukry czy aminokwasy są pobierane, a produkty takie jak C 0 2 usuwa- 'Dr, 2dr, Uniwersytet Mikołaja Kopernika, Instytut Biologii Ogólnej i Molekularnej, Pracownia Genetyki, ul. Gagarina 9, Toruń, tel , fax , browsk@uni.torun.pl, beataglowacka2000@yahoo.com ne, natomiast stężenie wewnątrzkomórkowe jonów H+, N a+, K+, Ca + musi być utrzymane na określonym poziomie. Plazmalemma i tonoplast zapewniają zachowanie wewnątrzkomórkowej homeostazy. Jak wszystkie błony, są one zbudowane z hydrofobowej dwuwarstwy lipidowej oraz białek transbłonowych. Taka budowa umożliwia przepływ wody, jonów i metabolitów a także pozwala na utrzymanie stałego ph cytoplazmy, które jest wyższe o trzy jednostki od ph wakuolarnego. Dwuwarstwa fosfolipidowa jest przepuszczalna dla gazów takich jak 0 2 i C 0 2, które mogą przenikać przez nią na drodze prostej dyfuzji, a jednocześnie słabo przepuszczalna dla wody i prawie całkowicie nieprzepuszczalna dla substancji hydrofilnych (cukrów, aminokwasów), których przenoszenie jest uzależnione od transportu błonowego. Białka transbłonowe stanowią specyficzne kanały dla poszczególnych substancji i są zaangażowane w transport protonów, nieorganicznych jonów, substancji organicznych przez plazmalemmę i tonoplast w tempie optymalnym dla potrzeb komórki [1]. W błonach biologicznych występują trzy typy białek transportowych, różniących się zarówno rodzajem transportowanych substancji jak i mechanizmem transportu. Są nimi pompy zależne od ATP, kanały białkowe i kotransportery [2 ]. Transport wody wewnątrz i pomiędzy tkankami roślinnymi zachodzi zarówno na drodze apoplastycznej jak i symplastycznej, przy czym ściśle określone ilości cząsteczek wody muszą przekroczyć barierę, jaką stanowią liczne błony komórkowe [3], POSTĘPY BIOCHEMII 50(4),

2 Woda przemieszcza się szlakiem apoplastycznym pod wpływem sił fizycznych i jest regulowana głównie przez gradient potencjału wodnego pomiędzy glebą, rośliną a atmosferą [4], ta droga transportu jest sprzężona z transpiracją [5]. Szlak symplastyczy tworzy większy opór dla strumienia wodnego, dla którego barierą są błony lipidowe [6 ]. Ruch wody przez błony biologiczne jest określany przez zmiany ciśnienia osmotycznego i hydrostatycznego, co pozwala na zachowanie wewnątrzkomórkowej homeostazy [7]. Obecnie uważa się, że transport szlakiem symplastycznym jest drogą regulowaną przez dużą rodzinę kanałów wodnych akwaporyn [8 ]. II. Identyfikacja pierwszej akwaporyny Badania zespołu Petera Agre [9] dotyczące analizy ludzkich grup krwi Rh, niespodziewanie doprowadziły do zidentyfikowania białka o masie 28 kda. Nowo odkryte białko wykazywało tetrameryczną budowę i transmembranowy charakter, specyficzny dla kanałów błonowych. W wyniku poszukiwań tegoż białka w innych ludzkich tkankach okadziewanemu rozerwaniu. Wówczas to stwierdzono zaskakującą możliwość transportu wody poprzez omawiane białka [11]. Wykazano, że silnymi inhibitorami nowo odkrytego białka są jony rtęci oraz jony innych metali ciężkich [12]. W związku ze scharakteryzowanymi funkcjonalnymi właściwościami białko nazwano akwaporyną 1 (AQP1) [13]. O znaczeniu odkrycia akwaporyn może świadczyć przyznana w 2003 roku P. Agre i M.K. Roderick Nagroda Nobla w dziedzinie chemii. Obecnie akwaporyny zostały zidentyfikowane niemal we wszystkich znanych, żywych organizmach, włączając wyższe ssaki, pozostałe kręgowce, bezkręgowce, rośliny, bakterie, archebakterie, pierwotniaki [14-16], co wskazuje na zaangażowanie tych białek w różnorodne procesy biologiczne lub też ich udział w podstawowych procesach życiowych. III. Budowa kanałów wodnych Akwaporyny są białkami tetramerycznymi o wielkości od 27 do 29 kda. W przeciwieństwie do kanałów jonowych, gdzie 4 łańcuchy polipeptydowe środowisko zewnętrzne błona biologiczna S wnętrze komórki COOH Ryc. 1. Model strukturalny akwaporyny. Liczbami 1-6 oznaczono kolejne domeny transmembranowe. Części pomiędzy domenami oznaczono jako pętle A-E. Pętle B i E zawierają konserwowany motyw NPA będący częścią poru. Pomiędzy domeną 5 a motywem NPA pętli E zaznaczono miejsce odpowiedzialne za inhibicję jonami metali ciężkich. zało się, że występuje ono nie tylko w erytrocytach, ale także w ogromnych ilościach w plazmalemmie komórek kanalików proksymalnych nerek (komórki charakteryzujące się najwyższą znaną przepuszczalnością wody przez plazmalemmę u organizmów zwierzęcych) [10]. Przeszukanie sekwencji znajdujących się w bankach genów doprowadziło do znalezienia homologicznych sekwencji u mikroorganizmów, roślin i zwierząt, jakkolwiek ich funkcja nadal pozostawała nieznana. W dalszym etapie badań sprawdzano rolę odkrytego genu w oocytach X e- nopus laevis, transfekowanych cdna kodującym 28 kda białko. Transfekowane komórki po przeniesieniu do hipotonicznego roztworu ulegały niespobudująjeden kanał, w akwaporynach każdy pojedynczy łańcuch tworzy oddzielny por wodny. Każdy por wodny przepuszcza pojedynczy strumień cząsteczek wody, jednocześnie stanowiąc nieprzepuszczalną barierę dla protonów. Pojedynczy łańcuch polipeptydo- wy akwaporyny sześciokrotnie przechodzi przez błonę tak, że zarówno C-koniec jak i N-koniec znajdują się po wewnętrznej stronie błony. Analiza sekwencji aminokwasowej wykazała niespotykaną wcześniej topologię: pojedynczy polipeptyd akwaporyn charakteryzuje się obecnością dwóch tandemowych powtórzeń odwróconych o 180 względem siebie. Każde z nich jest tworzone przez trzy transmembranowe domeny i łączące je pętle. Dwie z pię 384 POSTĘPY BIOCHEMII 50(4), 2004

3 ciu pętli (pętla B i E) zawierają charakterystyczny motyw asparagina prolina alanina (NPA) [11]. Pierwsza i druga oraz trzecia i czwarta domena transmembranowa wykazują silnie hydrofobowy charakter, a w motywach NPA Asn-76 i Asn-192 zawierają transportujące zarówno wodę jak i glicerol [24]. Innym przykładem może być Chara corallina, modelowa roślina w badaniach nad interakcjami pomiędzy transportem wody i innymi substancjami, u której zaobserwowano, iż niskocząsteczkowe substancje organiczne spolaryzowane reszty umożliwiające wiązanie takie jak alkohole, mogą być również prze cząsteczek wody. Pętle B i E wyściełające kanał zawierają krótkie odcinki a-helis, tworzące cząstkowo dodatni ładunek wewnątrz błony. Ich obecność nadaje akwaporynom zdolność do zablokowania transportu protonów, a to wyjaśnia, w jaki sposób w nerkach następuje resorpcja setek litrów wody dziennie, a jednocześnie wydalane są kwasy i ich pochodne [11]. Natomiast miejsce odpowiedzialne za inhibicję jonami metali ciężkich zostało zidentyfikowane w pozycji Cys-189, w pobliżu motywu NPA pętli E [17]. Opierając się na powyższych danych i analizach zdjęć z mikroskopu elektronowego, A g r e i wsp. zaproponowali trójwymiarowy model akwaporyny, nazwany modelem klepsydry [11]. Pętle zawierające motyw NPA, z których jedna znajduje się po wewnętrznej noszone przez kanały wodne [6, 25]. Badania M. E. Blank i H. Ehmke [26] wykazały, że akwaporyna 1 (AQP1) może być zaangażowana w transport C 0 2 poprzez błony biologiczne, lecz fizjologiczne znaczenie transportu tego gazu pozostaje niewyjaśnione. Natomiast akwaporyna z Nicotiana tabacum ułatwia transport błonowy C 0 2 w roślinie na poziomie komórkowym i ma istotne znaczenie dla fotosyntezy i otwierania aparatów szparkowych. Przepuszczalność C 0 2 związana z NtAQP 1 ma znaczenie fizjologiczne w warunkach gdy gradient C 0 2 przez błonę komórkową jest mały, taki jak pomiędzy wnętrzem komórki roślinnej a atmosferą [27]. Biorąc pod uwagę stosunkowo wysoką specyficzność akwaporyn zaskakująca jest ich ogromna różno stronie błony, a druga na zewnątrz składają rodność u organizmów zwierzęcych, a przede się do wewnątrz błony i zachodzą na siebie w miejscu sekwencji NPA tworząc przewężenie w błonie plazmatycznej i pojedynczy kanał pomiędzy utworzoną strukturą. Tetrameryczna struktura AQP jest prawdopodobnie niezbędna do stabilizacji pozycji indywidualnych monomerów. Przestrzeń pomiędzy poszczególnymi monomerami zawiera cztery niezależne pory, każdy o średnicy około 3 A tj. wielkość pojedynczej cząsteczki wody [18]. wszystkim u roślin [11, 28]. W badaniach genomu A. thaliana wykazano istnienie 38 sekwencji o rozmiarach od 2 do 3 kpz, homologicznych do różnych podrodzin akwaporyn [3], natomiast u człowieka scharakteryzowano, zarówno na poziomie molekularnym jak i funkcjonalnym, 11 członków rodziny akwaporyn [ 1 1 ]. Bogactwo akwaporyn, mnogość pełnionych przez nie funkcji oraz różnorodna lokalizacja zarówno w licznych organach jak i na poziomie subkomórko- IV. Funkcje i podział akwaporyn wym sprawia, że w zależności od rozpatrywanych aspektów badacze dzielą rodzinę akwaporyn na różne Akwaporyny są filogenetycznie starą rodziną białek kanałowych, które transportują wodę i niektóre metabolity poprzez błony biologiczne [19]. Wiele spośród nich reguluje przewodnictwo hydrauliczne błon, w których się znajdują i powoduje do 2 0 -krotny wzrost współczynnika przewodnictwa wody (Pf) tych struktur. Najbardziej aktywne są akwaporyny wysoce specyficzne dla wody, które mogą transportować przez pojedynczą podjednostkę białkową do miliarda cząsteczek wody na sekundę [20]. Niemal wszystkie białka rodziny akwaporyn należą do integralnych białek błonowych nazwanych sposoby. Roślinne akwaporyny na podstawie homologii sekwencji oraz ze względu na ich subkomórkową lokalizację, klasyfikuje się w dwie podstawowe podrodziny: akwaporyny błon komórkowych PIP (ang. Plasm a mem brane- Intrinsic Proteins) obejmujące dwie grupy PIP1 i PIP2 akwaporyny tonoplastowe TIP (ang. Tonoplast In trin sic P roteins) [21]. Dodatkowo wyróżnia się grupę akwaporyn błon peribakterioidu NLM (ang. N odulin-26-like M IP) białkami MIP (ang. M em brane Integral Protein) znajdujących się w brodawkach korzeniowych [21]. Jednak niektóre białka z rodziny MIP nie transportują wody, lecz stanowią kanały dla mocznika [22] czy glicerolu, jak np. wyizolowane z E. coli białko GlpF [23]. U niektórych ssaków zidentyfikowano wielofunkcyjne białka MIP, takie jak AQP 7 wiążących azot u roślin motykowych [29]. Ze względu na specyfikę transportu kanały wodne dzieli się na akwaporyny i gliceroakwaporyny [ 1 1 ]. Jednak mechanizm wielofunkcyjnego transportu przez akwaporyny nie jest do końca poznany, dlatego POSTĘPY BIOCHEMII 50(4),

4 wydaje się, iż najbardziej uzasadniony podział opiera się na wewnątrzkomórkowej lokalizacji akwapo- ryn. Podrodziny TIP i PIP posiadają odmienną lokalizację subkomórkową. Integralne białka tonoplasto- we (TIP) są głównie zlokalizowane w błonach waku- olarnych, natomiast integralne białka płazmalemmy znajdują się przede wszystkim w błonie komórkowej. Pomimo, że białka PIP nie zawsze są zlokalizowane w plazmalemmie, a białka TIP w tonoplaście, wydaje się oczywistym, że różne izoformy akwapo- ryn korespondują z wewnątrzkomórkową kompart- mentacją, a same akwaporyny stanowią istotny marker w biologii molekularnej dla identyfikacji pochodzenia roślinnych błon biologicznych [7]. Akwaporyny różnią się między sobą także efektywnością w przepustowości dla cząsteczek wody. Analiza 23 genów MIP A rabidopsis oparta na badaniach ich ekspresji w oocytach X. laevis i obserwacjach zmian przepuszczalności płazmalemmy dla wody, zweryfikowała tylko kilka z nich jako akwaporyny. Nadal niewyjaśnionym pozostaje fakt, czy wszystkie 23 produkty genów MIP poddane analizie są akwaporynami, czy też część z nich obok wody transportuje inne substancje, lub też pełni zupełnie odmienne funkcje [2 1, 28]. V. Ekspresja i regulacja aktywności akwaporyn Ze względu na elementarną funkcję wody, jej transport w organizmach żywych musi podlegać ścisłej kontroli. Różnice w ekspresji genów akwaporyn między różnymi komórkami i tkankami wykazało wiele zespołów badawczych [15, 30, 31]. Akwaporyny ulegają silnej ekspresji w tkankach, gdzie ma miejsce intensywniejszy przepływ metabolitów i gdzie powinny być dostarczone duże ilości wody. Obecnie wiadomo, że większość poznanych awapo- ryn występuje głównie w tkankach przewodzących. Natomiast niektóre tonoplastowe akwaporyny ulegają silnej ekspresji w merystemach, w miejscu bio- genezy wakuolarnej. Zróżnicowana ekspresja genów kodujących odmienne izoformy akwaporyn podczas rozwoju organizmów roślinnych została powiązana z różnorodnymi procesami fizjologicznymi, włączając zamykanie i otwieranie aparatów szparkowych, ruchy organów, wzrost wydłużeniowy komórek, podziały komórkowe [13, 14, 32-34]. Ekspresja niektórych genów z grupy PIP, jak na przykład RD28 u A. thaliana czy NeMip2 i NeMip3 u N icotiana excelsior, jest stymulowana suszą [35, 36] a u M esem bry- anthemum crystallinum ekspresja MIPA akwaporyny zlokalizowanej w plazmalemmie, jest hamowana podczas stresu solnego [37]. Ponadto u A rabidopsis scharakteryzowano akwaporynę z grupy PIP1, której ekspresja nie zmienia się w znaczący sposób pod wpływem warunków stresowych [38]. Przypuszczalne powiązania pomiędzy funkcją akwaporyn w regulacji gospodarki wodnej roślin, a regulacją ekspresji kodujących je genów pozostają niewyjaśnione. Poza regulacją przepuszczalności błon dla wody na drodze zróżnicowanej ekspresji genów kodujących akwaporyny, możliwy jest dodatkowy poziom kontroli tego procesu. Kj e 11 b o m i inni [19] sugerują, że aktywność akwaporyn regulowana jest poprzez ich fosforylację i defosforylację. Endogenna regulacja aktywności akwaporyn jest sterowana hormonami, które indukują wewnątrzomórkową kaskadę fosforylacji. Przepuszczalność akwaporyn dla wody jest regulowana w wyniku fosforylacji reszt se- rynowych znajdujących się w cytoplazmatycznych odcinkach tego białka. Zlokalizowana w pierwszej cytoplazmatycznej pętli seryna 115, konserwowana u wszystkich poznanych akwaporyn, ulega fosforylacji kinazą A lub C. W przypadku kanałów wodnych z grupy PIP2 fosforylowana jest seryna 274, natomiast w akwaporynach peribakteroidu seryna 264 w rejonie C końca. Zidentyfikowano też miejsca fosforylacji dla większości akwaporyn tonoplastowych, przy czym w przeciwieństwie do akwaporyn błon komórkowych w akwaporynach wakuolarnych modyfikacji ulega treonina. Poziom cytoplazmatycznego stężenia Ca2+ w komórkach o dużym potencjale osmotycznym jest wysoki, co jest efektem stałego napływu Ca2+ do wnętrza komórki przez kanały wapniowe. Jednocześnie utrzymywany jest wysoki poziom kinazy białkowej zależnej od jonów wapnia CDPK (ang. Calciu- m -D ependent Protein Kinase), katalizującej fosforylację reszt serynowych [39]. Obniżenie potencjału osmotycznego komórki pociąga za sobą spadek cytoplazmatycznego stężenia jonów wapnia, co prowadzi do zahamowania aktywności CDPK i jest sygnałem dla defosforylacji akwaporyn z grupy PIP. Spadkowi przepuszczalności błony komórkowej dla wody towarzyszy aktywacja akwaporyn tonoplastowych i wydostanie się wody z wakuoli do cytoplazmy podstawowej [19]. VI. Podsumowanie Badania genetyczne dostarczają wciąż nowych danych na temat funkcji akwaporyn. Transgeniczne rośliny Arabidopsis transfekowane antysensowną 386 POSTĘPY BIOCHEMII 50(4), 2004

5 kopią genu pipi wykazywały obniżoną ekspresję kilku homologów PIP 1, a ich komórki cechował niski potencjał wodny, co dostarczyło dowodów na to, że akwaporyny umożliwiają transport wody poprzez błonę komórkową [7]. Badanie transportu wody na poziomie komórkowym i tkankowym jest utrudnione z powodu dużej różnorodności białek transbłono- wych i niemożnością wykluczenia ich aktywności w badaniach in vivo, wynikającą z blokującego działania jonów metali ciężkich na niemal wszystkie kanały błonowe. Dalsze badania nad transgeniczny- mi roślinami A rabidopsis zawierającymi anty sensowną kopię genu pipl wykazały zwiększenie masy korzeniowej, podczas gdy rozwój łodygi pozostawał bez zmian w stosunku do kontroli [7]. Fenotyp tych roślin może być związany ze znaną wcześniej zależnością, że stosunek wielkości korzeń/łodyga kształtuje się w odpowiedzi na ich status wodny, co bezpośrednio pokazuje wpływ transportu błonowego na plastyczność rozwoju roślin. W najbliższej przyszłości analiza mutantów poszczególnych genów kodujących akwaporyny będzie dostarczała nowych danych na temat funkcji kanałów wodnych podczas wzrostu i rozwoju roślin, a także ich adaptacyjnej odpowiedzi na stresy. Już na obecnym poziomie badań akwaporyny dostarczyły wyjątkowych molekularnych danych nawiązujących do fascynujących połączeń pomiędzy transportem wody a rozwojem roślin i odpowiedzią adaptacyjną do ich wciąż zmieniającego się środowiska zewnętrznego. Podziękowania Praca finansowana z funduszu Uniwersytetu Mikołaja Kopernika Badania własne Piśmiennictwo Artykuł otrzymano 15 lipca 2004 Zaakceptowano do druku 7października Chrispcels MJ, Crawford NM, Schroeder JI (1999) Plant Cell 11: Lalonde S, Boles E, Hellmann H, Barker L, Patrick JW, Frommer WB, Ward JM (1999) Plant Celi 11: Quigley F, Rosenberg JM, Shachar-Hill Y, Bohnert HJ (2001) Genome Biol 3: Maurel C (1997) Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol 48: Frensch J, Hsiao TC, Steudle E (1996) Planta 198: Clarkson DT, Carvajal M, Henzler T, Waterhouse RN, Smyth AJ, Cooke DT, Steudle E (2000) J Exp Bot 51: Maurel C, Chrispcels MJ (2001) Plant Physiol 125: Silberstein C, Kierbel A, Amodeo G, Zotta E, Bigi F, Berkowski D, Ibarra C (1999) Braz J Med Biol Res 32: Agre P, Saboori AM, Asimos A, Smith BL (1987)J Biol Chem 262: Denker BM, Smith BL, Kuhajda FP, Agre P (1988) J Biol Chem 263: Agre P, King LS, Yasui M, Guggino WB, Ottcrsen OP, Fujiyoshi Y, Engel A, Nielsen S (2002) J Physiol 542: Preston GM, P i azz a - C a r r o 11 T, Guggino WB, Agre P (1992) Science 256: Agre P, Preston GM, Smith BL, Jung JS, Raina S, Moon C, Guggino WB, Nielsen S (1993) Am J Physiol 265: F Chrispeels MJ, Maurel C (1994) Plant Physiol 105: Kirch HH, V e r a - E s t r e 11 a R, Golldack D, Quigley F, Michalowski CB, Barkla BJ, Bohnert H J (2000) Plant Physiol 123: Tyerman SD, Niemietz CM, Bramley H (2002)Plant Cell Environ 25: Jung JS, Bhat RV, Preston GM, Guggino WB, Baraban JM, Agre P (1994) Proc Natl Acad Sei USA 91: Chou CL, Knepper MA, Hoek AN, Brown D, Yang B, Ma T, Verkman AS (1999) J Clin Invest 103: Kjellbom P, Larsson C, Johansson II, Karlsson M, Johanson U (1999) Trends Plant Sei 4: Fu D, Libson A, Miercke J.W, Weitzman C, Nollert P, Krucinski J, Stround RM (2000) Science 290: Barrieu F, Chrispeels MJ (1999) Plant Physiol 120: Eckert M, Biela A, Siefritz F, Kaldenhoff R (1999) J Exp Bot 50: Biela A, Grote K, Otto B, Hoth S, Herdich R, Kaldenhoff R (1999) Plant J 18: Nejsum LN, Kwon TH, Jensen UB, Fumagalli O, Frokiaer J, Krane CM, Menon AG, King LS, Agre PC, Nielsen S (2002) Proc Natl Acad Sei USA 99: Hertel A, Stcudle E (1997) Planta 202: Blank ME, Ehmke H (2003) J Physiol 550: Uehlein N, Lovisolo C, Siefritz F, KaldenfoffR (2003) Nature 435: Weig A, Deswarte C, Chrispeels MJ (1997) Plant Physiol 114: Johansson I, Karlsson M, Johanson U, Larsson C, Kjellbom P (2000) Biochim Biophys Acta 1465: Barrieu F, Chaumont F, Chrispeels MJ (\998)Plant Physiol 117: H a k m a n I, Oliviusson P (2002) J Exp Bot 53: Mori lion R, Lienard D, Chrispeels MJ, Lassal- 1e s J P (2001) Plant Physiol 127: Moshclion M, Becker D, Biela A, Uehlein N, H e - drich R, Otto B, Levi H, Moran N, KaldenhoffR (2002) Plant Cell 14: Suleyman IA, Atsushi A, Yoshitaka N, Murata N (2000) Plant Physiol 122: Yamada S, Komori T, Myers PN, Kuwata S, Kubo T, Imaseki H (1997) Plant Cell Physiol 38: Yamaguchi K, Koizumi M, Urao S, Shinozaki K (1992) Plant Cell Physiol 33: Yam ad a S, Katsuhara M, Kelly WB, Michalowski CB, Bohnert HJ (1995) Plant C elll: Grote K, Trzebiatovski P, Kaldenhoff R (1998) Protoplasma 204: Johansson I, Larsson C, Ek B, Kjellbom P (1996) Plant Cell 8: POSTĘPY BIOCHEMII 50(4),