- - - - - Wstęp do elektrofizjologii klinicznej obwodowej części narządu słuchu Introduction to clinical electrophysiology of the peripheral hearing pathway Krzysztof Morawski, Aleksandra Hryciuk, Robert Morawski, Kazimierz Niemczyk SUMMARY Peripheral part of the hearing pathway and the cochlea are considered to be affected more often than the others. Noise exposure, ototoxical drugs, temporal bone trauma or cerebello-pontine angle tumor are examples of factors or pathologies responsible for perceptive cochlear or retrocochlear hearing loss. Knowledge about audiological tests reflecting activity of the cochlea and the acoustic nerve are of the special importance regarding precise, specific and rapid diagnostics of the peripheral part of hearing organ. The authors focused on electrophysiological tests measured in near-field option. Details of electrocochleography were discussed. Compound action potential, cochlear microphonics and summation potential were described with a special emphasize on their generation sources. Anatomy, physiology and some aspects of electrophysiological measurements were presented and discussed. This paper should be a guide for beginning otolaryngologists making easier good understanding of both hearing processes and hearing measurements. Hasła indeksowe: elektrokochleografia, wywołane potencjały słuchowe, mikrofoniki slimaka, potencjał czynnościowy, potencjał sumacyjny Key words: Elelctrocochleography, Evoked Auditory Potentials, Cochlear Microphonics, Compound Action Potential, Summation Potential Od wielu lat badacze studiują właściwości potencjałów związanych z najbardziej peryferyjną częścią narządu słuchu. Ze względu na łatwą ich dostępność z racji lokalizacji ślimaka, jak i początkowej części nerwu ślimakowego, stosunkowo prosta aparatura pozwoliła na rejestrację potencjałów przez nie generowanych, którą określa się jako elektrokochleografia (ECochG). Omawiając badanie ECochG, należy wspomnieć, iż otrzymany ostateczny zapis jest efektem nałożenia się kilku potencjałów powstałych w następstwie stymulacji akustycznej. Ostateczny zapis wiąże się z rodzajem zastosowanej stymulacji oraz sposobu akwizycji danych. Oczywiście stan peryferyjnej części narządu słuchu jest zasadniczym czynnikiem warunkującym wygląd ostatecznego zapisu. Z technicznego punktu widzenia, a więc jeśli się weźmie pod uwagę bodziec akustyczny i sposób akwizycji danych, główny wkład w ostateczną formę zapisu będą miały następujące potencjały słuchowe związane z peryferyjną częścią narządu słuchu: mikrofoniki ślimaka (CM), potencjał sumacyjny (SP), potencjał czynnościowy z nerwu ślimakowego (AP). Wspomniane potencjały rejestrujemy bezpośrednio za pomocą elektrody umieszczonej w pobliżu peryferyjnej części narządu słuchu. W praktyce klinicznej elektroda mierząca najczęściej zlokalizowana jest bezpośrednio na promontorium (Transtympanal Electrocochleography; by Polskie Towarzystwo Otorynolaryngologów Chirurgów Głowy i Szyi Otrzymano/Received: 01.02.12 Zaakceptowano do druku/accepted: 05.03.12 Katedra i Klinika Otolaryngologii, Warszawski Uniwersytet Medyczny, Kierownik Kliniki: prof. dr hab. med. Kazimierz Niemczyk Wkład pracy autorów/authors contribution: Wg kolejności Konflikt interesu/conflicts of interest: Autorzy pracy nie zgłaszają konfliktu interesów. Adres do korespondencji/ Address for correspondence: imię i nazwisko: Krzysztof Morawski adres pocztowy: Klinika Otolaryngologii WUM, ul. Banacha 1a 02-097 Warszawa tel. 22 599 25 06 fax 22 599 25 23 e-mail morawski@neurotology.pl TT-ECochG), na błonie bębenkowej (Tympanal Electrocochleography; T-ECochG), na skórze przewodu słuchowego zewnętrznego (Extratympanal Electrocochleography; ET-ECochG) bądź też na płatku ucha lub na wyrostku sutkowatym. Ostatnio, zwłaszcza do celów monitorowania śródoperacyjnego, zaczęto zakładać elektrodę w niszy okienka okrgłego (Round Window Electrocochleography; RW-ECochG), jak też bezpośrednio na nerwie VIII (Cochlear Nerve Action Potential; CNAP) [1 4]. Oczywiście pomiar w opcji z bliskiego pola będzie dawał potencjały o relatywnie wyższej amplitudzie, a z dalekiego pola zapis będzie miał stosownie mniej widocznych szczegółów i jego amplituda będzie liczona w dziesiątych częściach µv. Na rycinie 1 przedstawiono zapisy RW-ECochG uzyskane dla kliku. Wyraźnie widoczne są potencjały sumacyjny (SP) i czynnościowy (CAP). Morfologia ulega zmianie w zależności od poziomu stymulacji. Wyraźnie obserwuje się redukcję amplitudy oraz wydłużanie latencji CAP wraz ze spadkiem poziomu stymulacji. W niniejszym opracowaniu autorzy nie będą szerzej omawiać potencjałów słuchowych z pnia mózgu, średnio- czy późnolatencyjnych. Przedmiotem rozważań nie będą również potencjały wewnątrzślimakowe (endocochlear potential; EP) czy inne mierzone bezpośrednio w schodach przedsionka, schodach bębenka czy przewodzie ślimakowym. 51 Pol. Przegląd Otorynolaryngol 2012; 1 (1): 51-57
- - - - - 52 Ryc. 1. Przykład potencjałów z obwodowej części narządu słuchu (ślimak i nerw VIII) wywołanych klikiem odpowiednio dla 70-, 50- i 30-dB nhl i zarejestrowanych za pomocą elektrody zlokalizowanej w niszy okienka okrągłego (RW-ECochG). Obok widoczny tradycyjny zapis ABR uzyskany jednocześnie dla tej samej stymulacji akustycznej. Po stronie lewej skala ukazująca, iż amplituda CAP N1-P1 wynosi 9 mikrovolt. SP potencjał sumacyjny; N1 i P1 potencjał czynnosciowy nerwu VIII; I, III, V fale Mikrofoniki ślimaka po raz pierwszy zostały opisane w roku 1930 przez Wevera i Bray a [5]. W 1931 roku Adrian po raz pierwszy używa nazwy microphonic action i wyraźnie wskazuje na ślimakowe pochodzenie tych potencjałów [6]. Ostatecznie prace Saula i Davisa [7] oraz Davisa [8] potwierdziły i zdefiniowały mikrofoniki jako odpowiedzi elektryczne zarejestrowane bezpośrednio ze ślimaka. CM są dość mocnymi potencjałami ściśle związanymi z charakterystyką bodźca akustycznego i z powstałymi w wyniku stymulacji prądami naprzemiennymi (alternating currents; ac). W praktyce oznacza to, iż potencjał ten zmienia w czasie swoją polaryzację między dodatnią a ujemną, a zapis jest w ścisłym związku z obwiednią zastosowanej stymulacji. Woltaż zapisu w przypadku zdrowych uszu jest w bezpośrednim związku z dystansem między źródłem potencjału a elektrodą mierzącą. W czasie eksperymentów zwierzęcych wartości CM mierzone z okienka okrągłego mogą dochodzić nawet do 10 mv, podczas gdy CM mierzone w opcji z dalekiego pola wynoszą kilka dziesiątych µv. W przypadku CM obserwuje się tendencje do wysycenia amplitudy odpowiedzi, tj. wraz ze wzrostem poziomu stymulacji wzrasta amplituda CM, jednak dla najgłośniejszych bodźców CM wysyca się i dalej już nie rośnie mimo wzrostu poziomu symulacji. Generalnie przyjmuje się, iż CM ściśle odzwierciedlają aktywność elektryczną komórek słuchowych zewnętrznych. Należy jednak wspomnieć o pracy Chertoff i wsp., w której wskazuje się, iż prądy receptorowe komórek słuchowych wewnętrznych również wpływają na CM, chociaż w zdecydowanie mniejszym stopniu niż OHCs [9]. Jeżeli elektroda zlokalizowana jest na promontorium czy w niszy okienka okrągłego, czyli w bezpośredniej bliskości podstawnej części ślimaka, a stymulacja akustyczna prowadzona jest z zastosowaniem kliku bądź specyficznego częstotliwościowo tonu o wysokiej częstotliwości, to w praktyce CM odzwierciedlają aktywność komórek słuchowych zewnętrznych [10]. Na rycinie 2 przedstawiono przykłady mikrofoników ślimaka zarejestrowanych przez pierwszego autora na modelu zwierzęcym w fazie niedokrwienia przejściowego ślimaka oraz w poszczególnych fazach reperfuzji. Dodatkowo ukazane są również równocześnie zarejestrowane adekwatne potencjały CAP dla stymulacji specyficznej częstotliowściowo. CM są zgodne w fazie i obwiedni z charakterystyką stymulacji akustycznej (Ryc. 2). Pierwsze dwa niezależne doniesienia o potencjale sumacyjnym (SP) pochodzą z roku 1950 [11 12]. Autorzy ci wykazali, iż pod wpływem stymulacji akustycznej dochodzi do zmian potencjału w ślimaku związanego z tzw. dc (direct-current). Ostatecznie praca Davisa z 1958 roku wskazała na istnienie dwóch składowych SP SP+ i SP-. Wg autora, obie składowe współistnieją niezależnie. SP- mierzone w schodach przedsionka i przewodzie ślimaka w zakręcie środkowym są efektem pobudzenia IHCs, podczas gdy SP+ są konsekwencją pobudzenia OHCs. Stwierdzono również, iż wartości poszczególnych typów potencjałów SP mogą różnić się w zależności od intensywności jak i częstotliwości bodźca [13]. W pewnym uproszczeniu i z klinicznego punktu widzenia potencjał sumacyjny można zdefiniować
- - - - - jako potencjał, który w swej formie odzwierciedla dość dobrze kształt obwiedni stosowanej stymulacji akustycznej. Jest związany z tzw. dc i trwa tak długo, jak długi jest czas trwania pojedynczego bodźca. Kształt, a zwłaszcza polaryzacja SP, jest wypadkową kombinacji częstotliwości bodźca, jego intensywności jak też miejsca przyłożenia elektrody mierzącej [14 19]. Oczywiście morfologia zapisu SP jak i jego wielkość pozostają w związku ze stanem funkcjonalnym ślimaka [21], chociaż niektórzy autorzy podkreślają, iż zmiany jego polaryzacji mają ściślejszy związek z lokalizacją miejsca pomiaru, a więc usytuowaniem elektrody, niż stanem ślimaka [14, 15, 19]. Niezależnie od rozważań na temat wpływu lokalizacji elektrody mierzącej, potencjał ten pozostaje również w ścisłej relacji z dodatnim przesunięciem (positive shift) dc wyzwolonym przez stosowaną stymulację akustyczną, która powoduje uwolnienie neurotransmiterów z pęcherzyków podstawnej części komórek słuchowych wewnętrznych (IHC) do przestrzeni synaptycznej, tj. między komórkę słuchową wewnętrzną a łączący się z nią dendryt aferentny. Ostatecznie można powiedzieć, iż SP powstały w następstwie stymulacji trzaskiem lub tonem specyficznym częstotliwościowo o wysokiej częstotliwości i mierzony z promontorium, a zwłaszcza z okienka okrągłego, jest generowany przede wszystkim przez IHC podstawnej części ślimaka [10, 16, 21 24]. W przeciwieństwie do mikrofoników ślimaka SP nie A B C D Ryc. 2. W górnej części przedstawiono zapisy CAP zarejstrowane w opcji RW-EcochG dla stymulacji akustycznej typu tone-burst o częstotliwości 4, 8 i 12 khz. Poniżej widoczne są wyekstrahowane mikrofoniki ślimaka dla adekwatnych częstotliwości. Poszczególne zapisy uzyskano na modelu zwierzęcym w przebiegu przejściowego epizodu niedokrwiennego ślimaka. Kolumna A stan wyjściowy, B maksymalne niedokrwienie, C pierwsza faza reperfuzji, D 30 min po epizodzie niedokrwiennym. (Bohorquez, Morawski, Ozdamar i wsp. ARO Meeting, Daytona 2004, USA) wysyca się dla najgłośniejszych dźwięków i wartość tego potencjału może dochodzić nawet do kilkunastu mv. Rycina 3 przedstawia przykład zapisu TT-ECochG z wyekstrahowanym poetncjałem SP w technice CLAD. Szczegóły w opisie ryciny. Zarówno CM, jak i SP będące bezpośrednio związane z prądem ac i dc, jak też odzwierciedlające przede wszystkim aktywność odpowiednio OHC i IHC, nie są od siebie wzajemnie niezależne. Po pierwsze na odkształcenia w następstwie stymulacji akustycznej błony podstawnej, na której ułożone są obydwa rodzaje komórek słuchowych rzęsatych w narządzie Cortiego, wpływają OHCs dzięki swym właściwościom kurczliwości (motility) [25 29]. W związku z tym rodzajem aktywności poprawia się specyficzność częstotliwościowa ślimaka, czyli wychylenie błony podstawnej ślimaka ma miejsce na węższym odcinku, a w konsekwencji następowe pobudzenie IHCs dotyczy mniejszej ilości komórek na kontrolowanym przez OHCs fragmencie błony podstawnej ślimaka. To oczywiście prowadzi do wzbudzenia aktywności mniejszej ilości synaps i w konsekwencji włókien aferentnych. Zatem wzajemna zależność obu rodzajów komórek słuchowych jest bezdyskusyjna i wpływa ona na morfologię zapisu CM i SP. Drugim elementem wpływającym zwłaszcza na kształt SP jest występowanie dodatnio przesuniętego potencjału receptorowego związanego z dc (dc potential receptor), ale dotyczącego OHC, obserwowanego zwłasz- 53
- - - - - 54 Ryc. 3. Kliniczny zapis TT-ECochG w opcji stymulacji klikiem z częstością od 7 do 780 na sekundę. Przedstawiony zapis pokazuje poszczególne składowe CAP N1-P1 oraz SP. Widać, iż wraz ze wzrostem częstości prezentacji bodźca (rate) systematycznej redukcji ulega amplituda CAP oraz wydłuża się jej latencja. Jednocześnie rejestrowany SP jest relatywnie stabilny. Dla najszybszych prezentacji (rate 625/s 780/s) praktycznie niewidoczny jest potencjał N1, podczas gdy SP jest bardzo dobrze widoczne. Za pomocą techniki CLAD łatwo możemy uzyskać wyekstrahowany potencjał sumacyjny, gdyż CAP uległ samoistnej redukcji. (Morawski, Niemczyk, Pierchała i wsp. East European Congress on Otology & Neurotology, Kosice, Slovakia 2009). cza w części środkowej i szczytowej ślimaka podczas trwania bodźca akustycznego. Ten rodzaj potencjału związany z OHC również wpływa na ostateczną morfologię zapisów SP, chociaż nie z części podstawnej ślimaka [10, 22]. Na rycinie 4 ukazano kompleksowy zapis elektrokochleograficzny dla stymulacji 12 khz. Widoczne jest nałożenie się trzech potencjałów CAP, CM i SP. Na kolejnych grafikach ukazano wyekstrahowane potencjały CM oraz SP+CAP. Potencjał SP i CM jest ściśle związany z czasem trwania stymulacji, podczas gdy CAP powstaje w czasie szybkiej fazy wzrostu amplitudy sygnału akustycznego (onset), stąd jego największa amplituda widoczna jest w pierwszej fazie zapisu, podczas gdy w ostatnich 2/3 czasu trwania zapisu praktycznie już zanika. Oczywiście w przypadku innego czasu trwania pojedynczego bodźca akustycznego relacje te byłyby inne. Omawiając SP, należy jeszcze wspomnieć o wpływie układu eferentnego na morfologię a zwłaszcza amplitudę SP. W swoich pracach Collet oraz Arslan [30 33] tłumaczą wpływ patologii w n. VIII czy w wyższych ośrodkach słuchowych na wzrost wartości amplitudy SP poprzez redukcję efektu eferentnego związanego z pęczkiem oliwkowo-ślimakowym przyśrodkowym. Uwaga ta dotyczy również CM. Potencjał czynnościowy nerwu słuchowego jest potencjałem zmierzonym przez elektrodę umieszczoną w bliskości peryferyjnej części narządu słuchu i powstaje w wyniku równoczesnego czy prawie równoczesnego zsumowania się odpowiedzi z neuronalnych elementów peryferyjnej części narządu słuchu. Ciała obwodowych neuronów bipolarnych drogi słuchowej, których jest około 25 30 tys., tworzą tzw. zwój spiralny zlokalizowany w kostnym kanale Rosenthala. Komórki nerwowe zwoju ślimakowego oddają włókna odśrodkowe i dośrodkowe. Włókna idące na obwód (dendryty aferentne) biegną w kierunku komórek słuchowych wewnętrznych, a ich zakończenie w około 95 97% tworzą synapsy z komórkami słuchowymi wewnętrznymi. Kilka procent (3 5%) włókien zmierza w kierunku OHC, rozdziela się i ostatecznie tworzy połączenia synaptyczne z OHC (kilka synaps od jednego rozdzielonego dendrytu).
- - - - - Aferentne włókna nerwowe charakteryzują się obecnością spontanicznych, niezsynchronizowanych wyładowań, których liczba może wahać się od kilku na minutę do stu na sekundę. Jednak w wyniku stymulacji akustycznej dochodzi do zsynchronizowanej odpowiedzi grupy włókien, których lokalizacja w narządzie Cortiego jest adekwatna do częstotliwości bodźca. Ilość wyładowań w pojedynczym pobudzanym włóknie dochodzić może do kilku tysięcy na sekundę. Suma odpowiedzi z pojedynczych włókien aferentnych, które powstały w następstwie stymulacji akustycznej o określonych parametrach, daje zapis określany potencjałem czynnościowym z nerwu ślimakowego (CAP) [34 36]. Dauman i wsp. wskazują, iż CAP najlepiej koreluje z aktywnością tej części nerwu ślimakowego, która przebiega w bezpośrednim sąsiedztwie ślimaka [37]. Amplituda odpowiedzi ściśle koreluje z liczbą neuronów, które w wyniku stymulacji akustycznej uległy zsynchronizowanemu pobudzeniu. W przypadku zdrowego narządu słuchu opóźnienie, z jakim powstaje potencjał czynnościowy w odpowiedzi na stymulację akustyczną, czyli latencja odpowiedzi, pozostaje w ścisłej relacji do miejsca maksymalnego wychylenia na błonie podstawnej, a więc do miejsca, w którym pobudzeniu ulega pula włókien aferentnych charakterystycznych dla pobudzania bodźcem o określonej częstotliwości. Jak to przedstawiono na rycinie 5, w typowym zapisie ECochG, zwłaszcza na modelu zwierzęcym, można wyróżnić składową N 1 i N 2. Co do składowej N 1 nie ma wątpliwości i powszechnie akceptowana jest opinia, iż odzwierciedla ona wcześniej wspomnianą zsynchronizowaną/zsumowaną odpowiedź z nerwu ślimakowego powstałą w następstwie stymulacji akustycznej. Kontrowersje dotyczą składowej N 2. Jedna z hipotez 55 Ryc. 4. Kompleksowy zapis ECochG dla stymulacji akustycznej specyficznej częstotliwościowo typu tone-burst 12 khz. Po stronie prawej kompleksowy zapis po przeprowadzonym procesie wyekstrahowania poszczególnych składowych CAP+SP oraz CM. Szczegóły w tekście. (Bohorquez, Morawski, Ozdamar i wsp. ARO Meeting, Daytona 2004, USA). Ryc. 5. Typowy zapis ECochG z widocznymi poszczególnymi załamkami odzwierciedlającymi wzbudzenie poszczególnych elementów receptorowych oraz komórek czy włókien nerwowych peryferyjnej części narządu słuchu. Szczegóły w tekście.
- - - - - 56 głosi, iż N 2 powstaje w następstwie powtórnego wyładowania (repetitive firing) z tych samych pobudzonych neuronów, które wygenerowały N 1 [34, 36, 38 40]. Według innej teorii, N 2 pochodzi z wyładowań neuronów z wyższych zakrętów ślimaka, które to wyładowania towarzyszą wtórnie wyładowaniom neuronów leżących bardziej podstawnie, generujących N 1 [41, 42]. W swoich wcześniejszych pracach Moller i wsp. [39] wskazują, iż potencjalnym źródłem N 2 mogą być wyładowania w jądrach ślimakowych [43 45]. W świetle tych teorii dość ciekawie prezentują się wyniki prac na modelu zwierzęcym, które przedstawiają zanik N 2 przy jednoczesnym zachowaniu N 1 po przecięciu nerwu VIII na wysokości porus acusticus. Wg Meurice i wsp. [46], wskazywałoby to na brak zsynchronizowanych odpowiedzi z nerwu VIII z jego części przebiegającej w czaszce (intracranial portion) z jednocześnie obecną prawidłową zsynchronizowaną odpowiedzią z części w sąsiedztwie ślimaka (intra-cochlear portion). W tym miejscu należy pamiętać o fakcie, iż część autorów wskazuje część nerwu ślimakowego w sąsiedztwie ślimaka, a więc odcinek, gdzie zaczyna pojawiać się osłonka mielinowa jako źródło N 2 u człowieka [42, 47 48]. Znaleźć też można prace, które za źródło N 2 wskazują oba mechanizmy, tj. wtórne wyładowanie w neuronach pierwotnych, jak i wkład z ekscytowanych neuronów jąder ślimakowych [39, 48]. Piśmiennictwo 1. Colletti V, Fiorino FG, Mocella S, Policante Z. ECochG, CNAP and ABR monitoring during vestibular Schwannoma surgery. Audiology, 1998;37(1):27 37. 2. Morawski K, Niemczyk K, Bohorquez J, Marchel A, Delgado R, Ozdamar O, Telischi F. Intraoperative Monitoring of Hearing During Cerebello-Pontine Angle Surgery Using Transtympanal Electrocochleography. Otol Neurotol, 2007;28(4):541 545. 3. Morawski K, Niemczyk K, Bartoszewicz R, Telischi F. Intraoperative evaluation of efficacy of ossiculoplasty using round window electrocochleography preliminary study. The 1st Congress of CE-ORL-HNS July 2-6, 2011, Barcelona, Spain. Abstract CD p.65 (0930) 4. Morawski K, Telischi F, Bohorquez J, Ozdamar O, Delgado R, Yavuz E. Assessment of Cochlear Microphonics Measured Directly from Cerebello-Pontine Angle Region. Otolaryngol Head Neck Surgery, 2004;131(2):161 162. 5. Wever EG, Bray CW. Action currents in the auditory nerve in response to acoustical stimulation. Proc Nat Acad Sci USA, 1930;16:344 350. 6. Adrian ED. The microphonic action of the cochlea In relation to theories of hearing. In: Report of a Discussion on Audition. Phys Soc of London, 1931, s. 5 9. 7. Saul L, Davis H. Action currents in the central nervous system: I. Action currents of the auditory tracts. Arch Neurol Psychiat, 1932;28:1104 16. 8. Davis H, Derbyshire A, Lurie M, Saul L. The electric response of the cochlea. Am J Physiol, 1934;107:311 22. 9. Chertoff ME, Amani-Taleshi D, Guo Y, Burkard R. The influence of inner hair cell loss on the instantaneous frequency of the cochlear microphonic. Hear Res, 2002;174(1 2):93 100. 10. Cody AR, Russel IJ. The responses of hair cells in the basal turn of the guinea pig cochlea to tones. J Physiol, 1987;383:551 69. 11. von Bekesy G. DC potentials and energy balance of the cochlear partition. J Acoust Soc Am, 1950;22:576 82. 12. Davis H, Fernandez C, McAuliffe DR. The excitatory process in the cochlea. Proc Nat Acad Sci US, 1950;36:580 7. 13. Davis H, Derbyshire A, Eldredge DH, Smith CA. Summating potential of the cochlea. Am J Physiol, 1958;195:251 61. 14. Badr-el-Dine M, Gerken GM, Meyerhoff WL. Summating potential and action potential gradients on and in the vicinity of the round window in guinea pig. Ann Otol Rhinol Laryngol, 1997;106(2):139 44. 15. Campbell KC, Faloon KM, Rybak LP. Noninvasive electrodes for electrocochleography in the chinchilla. Arch Otolaryngol Head Neck Surg, 1993;119(7):767 71. 16. Cheatham MA, Dallos P. Stimulus biasing: a comparison between cochlear hair cell and organ of Corti response patterns. Hear Res, 1994;75(1 2):103 13. 17. van Deelen GW, Smoorenburg GF. Electrocochleography for different electrode positions in guinea pig. Acta Otolaryngol, 1986;101(3 4):207 16. 18. Goin DW, Staller SJ, Asher DL, Mischke RE. Summating potential in Meniere s disease. Laryngoscope, 1982;92(12):1383 9. 19. Kanzaki J, O-Uchi T, Yokobori H, Ino T. Electrocochleographic study of summating potentials in Meniere s disease. Audiology, 1982;21(5):409 24. 20. Dallos P, Schoeny ZG, Cheatham MA. Cochlear summating potentials. Descriptive aspects. Acta Otolaryngol, 1972;302(Suppl):1 46. 21. Dallos P, Wang CY. Bioelectric correlates of kanamycin intoxication. Audiology, 1974;13(4):277 89. 22. Dallos P. Response characteristics of mammalian cochlear hair cells. J Neurosci, 1985;5(6):1591 608. 23. Durrant JD, Wang J, Ding DL, Salvi RJ. Are inner or outer hair cells the source of summating potentials recorded from the round window? J Acoust Soc Am, 1998;104(1):370 7. 24. Zheng XY, Ding DL, McFadden SL, Henderson D. Evidence that inner hair cells are the major source of cochlear summating potentials. Hear Res, 1997;113(1 2):76 88. 25. Brownell WE, Bader CR, Bertrand D, de Ribaupierre Y.Evoked mechanical responses of isolated cochlear outer hair cells. Science, 1985;227(4683):194 6. 26. Gitter AH, Zenner HP. Electromotile responses and frequency tuning of isolated outer hair cells of the guinea pig cochlea. Eur Arch Otorhinolaryngol, 1995;252(1):15 9. 27. Zenner HP, Arnold W, Gitter AH. Outer hair cells as fast and slow cochlear amplifiers with a bidirectional transduction cycle. Acta Otolaryngol (Stockh), 1988;105(5 6):457 462. 28. Zenner HP, Zimmermann R, Gitter AH. Active movements of the cuticular plate induce sensory hair motion in
- - - - - mammalian outer hair cells. Hear Res, 1988;34(3):233 9. 29. Zenner HP. Kurczliwość A.C. i D.C. czuciowych komórek słuchowych u ssaków-nowe poglądy na fizjologię procesu słyszenia. Otolaryngol Pol, 1992;46(4):333 349. 30. Arslan E, Lupi G, Rosignoli M. Influence of a CNS pathology on the electrocochleography response. Acta Otorhinolaryngol Ital, 1994;14(3):315 28. 31. Arslan E, Turrini M, Lupi G, Genovese E, Orzan E. Hearing threshold assessment with auditory brainstem response (ABR) and ElectroCochleoGraphy (ECochG) in uncooperative children. Scand Audiol, 1997;46(Suppl):32 7. 32. Collet L, Roge B, Descouens D, Moron P, Duverdy F, Urgell H. Objective auditory dysfunction in infantile autism. Lancet, 1993;342(8876):923 4. 33. Santarelli R, Arslan E. Electrocochleography in auditory neuropathy. Hear Res, 2002;170(1 2):32 47. 34. Fisch UP, Ruben RJ. Electrical acoustical response to click stimulation after section of the eighth nerve. Acta Otolaryngol, 1962;54:532 42. 35. Grundy BL, Lina A, Procopio PT, Jannetta PJ. Reversible evoked potential changes with retraction of the eight cranial nerve. Anesth Analg, 1981;60(11):835 8. 36. Ozdamar O, Dallos P. Synchronous responses of the primary auditory fibers to the onset of tone burst and their relation to compound action potentials. Brain Res, 1978;155(1):169 75. 37. Dauman R, Aran JM, Portmann M. Limits of ABR and contribution of transtympanic electrocochleography in cochlea. J Acoust Soc Am, 1976;60(5):1132 9. the assessment of cerebellopontine angle tumours. Clin Otolaryngol Allied Sci, 1988;13(2):107 14. 38. Charlet de Sauvage R, da Costa DL, Erre JP, Aran JM. Changes in CM and CAP with sedation and temperature in the guinea pig: facts and interpretation. Hear Res, 1996;102(1 2):15 27. 39. Moller AR. On the origin of the compound action potentials (N1, N2) of the cochlea of the rat. Exp Neurol, 1983;80(3):633 44. 40. Tasaki I. Nerve impulses in individual auditory nerve fibers of guinea pig. J Neurophysiol, 1954;17(2):97 122. 41. Elberling C. Actionpotentials along the cochlear partition recorded from the ear canal in man. Scand Audiol, 1974;3:13 9. 42. Møller AR, Jho HD. Compound action potentials recorded from the intracranial portion of the auditory nerve in man: effects of stimulus intensity and polarity. Audiology, 1991;30(3):142 163. 43. Kahana L, Rosenblith WA, Galambos R. Effect of temperature change on round-window response in the hamster. Am J Physiol, 1950;163(2):213 23. 44. Katsuki Y, Davis H. Electrophysiological studies of ear of kangaroo rat (Dipodomys). J Neurophysiol, 1954;17(3):308 16. 45. Katsuki Y, Suga M, Kanno Y. Neural mechanisms of the peripheral and central auditory system in monkeys. J Acoust Soc Am, 1962;34:1396 1410. 46. Meurice JC, Paquereau J, Marillaud A. Same location of the source of P1 of BAEPs and N1 of CAP in guinea pig. Hear Res, 1991;53(2):209 16. 47. Eggermont JJ. Analysis of compound action potential responses to tone bursts in the human and guinea pig 48. Spoendlin H, Baumgartner H. Electrocochleography and cochlear pathology. Acta Otolaryngol, 1977;83(1 2):130 5. 57