Diagnostyka mikrobiologiczna

Transkrypt

1 fot. Thinkstock Diagnostyka mikrobiologiczna ran pogryzieniowych STRESZCZENIE Infekcje ran kąsanych mają charakter wielobakteryjny i są odzwierciedleniem fl ory bakteryjnej zasiedlającej błony śluzowe jamy ustnej i zęby sprawcy urazu. Najczęściej wymienianym bakteryjnym czynnikiem etiologicznym infekcji ran po pokąsaniu przez psa lub kota jest Pasteurella spp. Z uwagi na mieszaną etiologię zakażeń ran kąsanych fragmenty tkanek, treść z ropnia i aspiraty tkanki podskórnej są najbardziej wiarygodnym materiałem w ich diagnostyce mikrobiologicznej. SŁOWA KLUCZOWE rany kąsane, zakażenie wielobakteryjne, diagnostyka mikrobiologiczna SUMMARY Infection resulting from bites are polymicrobial often including anaerobes, mainly of oropharyngeal origin. The most frequent isolates from dog and cat bites are Pasteurella species. Due to the complexity of the microbial flora, examination of specimens other than tissue biopsy and pus aspirate has a little benefit. KEYWORDS bite wound, polymicrobial infection, microbiology investigations dr n. przyr. Katarzyna Szczypa ALAB LABORATORIA SP. Z O.O., WARSZAWA Rany kąsane należą do częstych obrażeń, z jakimi pacjenci zgłaszają się do lekarza, a liczba odnotowywanych przypadków stale wzrasta. Szacuje się, że ok. 1-2% wszystkich pacjentów oddziałów ratunkowych to chorzy po pogryzieniach przez zwierzęta lub ludzi. Ponieważ większość urazów ma charakter powierzchowny i łagodny, stosunkowo duża liczba pacjentów nie szuka pomocy medycznej. Uważa się jednak, że 10% pogryzień wymaga medycznej interwencji, a 1-2% specjalistycznego leczenia szpitalnego. Opisywane są przypadki pogryzień, w których uszkodzenia tkanek i narządów są tak rozległe i poważne, że konieczna jest natychmiastowa interwencja medyczna. Odnotowuje się też sytuacje, kiedy na skutek odniesionych obrażeń może dojść do zagrożenia życia pacjenta. Wśród urazów zadanych przez zwierzęta najwyższy odsetek (60-90%) stanowią pogryzienia przez psy, następnie przez koty (5-20%). Odsetek udziału innych zwierząt domowych takich jak: świnki morskie, króliki czy chomiki szacuje się od 2 do 3%. Incydenty związane z uszkodzeniami spowodowanymi przez zwierzęta dzikie zdarzają się rzadko (poniżej 1%). Odsetek pogryzień przez ludzi wynosi od 3,6% do 23%. W leczeniu ran pogryzieniowych, uważanych za złożony problem leczniczy, ważne jest szybkie i właściwe postępowanie diagnostyczno-terapeutyczne zapobiegające rozwojowi infekcji bakteryjnych i wirusowych. Zasadniczo ryzyko rozwinięcia się zakażenia bakteryjnego zależne jest od czasu, jaki upłynął od zdarzenia, rozległości i miejsca obrażeń oraz sprawcy urazu. Leczenie antybiotykami w wielu przypadkach jest zazwyczaj empiryczne, a kluczowym elementem jest znajomość bakteryjnych czynników etiologicznych infekcji. Badanie mikrobiologiczne materiałów klinicznych pochodzących od chorego z podejrzeniem zakażenia związanego z urazem po pogryzieniu jest ważnym elementem diagnostyki chorego wpływającym na właściwe leczenie. ŹRÓDŁA DROBNOUSTROJÓW ZAKAŻEŃ RAN KĄSANYCH Opisywane są trzy potencjalne źródła drobnoustrojów odpowiedzialnych za infekcje ran powstałych na skutek pogryzienia przez zwierzęta i ludzi. Największe znaczenie mają drobnoustroje zasiedlające błony śluzowe jamy ustnej i zęby sprawcy 42

2 DIAGNOSTYKA LABORATORYJNA LABORATORIUM 9-10/2014 urazu. O różnorodności mikroorganizmów bytujących w jamie ustnej mówią liczby. W przypadku psa jest to około 64 różnych gatunków, od kota izoluje się 173 gatunki, natomiast w przypadku jamy ustnej człowieka liczba gatunków wynosi aż 400. W tab. 1 przedstawiono przykłady drobnoustrojów bytujących w jamie ustnej człowieka i zwierząt. Dodatkowo uważa się, że źródło zakażenia rany kąsanej może w mniejszym stopniu pochodzić od samego pacjenta. Są nimi np. endogenne bakterie flory fizjologicznej skóry człowieka. Zwraca się też uwagę na możliwość infekcji różnymi bakteriami pochodzącymi ze środowiska. W przypadku kotów, wypuszczanych z domu i mających możliwość polowania, może to być flora bakteryjna zasiedlająca układ pokarmowy ofiar, np. ptaków lub myszy. WYBRANE CZYNNIKI ETIOLOGICZNE ZAKAŻEŃ RAN KĄSANYCH Ocena mikrobiologiczna zakażeń ran kąsanych zadanych przez psy i koty, przeprowadzona przez Talana i wsp. w prospektywnym wieloośrodkowym badaniu epidemiologicznym, wykazała ich mieszaną etiologię obejmującą drobnoustroje tlenowe i beztlenowe. Wyhodowanie monokultury bakterii beztlenowych w tym badaniu zdarzało się niezwykle rzadko. W sytuacji, kiedy zakażenie wywoływał jeden patogen, przeważnie (36%) była nim bakteria tlenowa. Pasteurella spp. Jest najczęściej izolowanym drobnoustrojem zarówno w przypadku, kiedy sprawcą urazu był kot (75%), jak i pies (50%). Bakterie z tego rodzaju, obejmującego ponad 20 gatunków, kolonizują błony Rany kąsane należą do częstych obrażeń, z jakimi pacjenci zgłaszają się do lekarza, a liczba odnotowywanych przypadków stale wzrasta. Szacuje się, że ok. 1-2% wszystkich pacjentów oddziałów ratunkowych to chorzy po pogryzieniach przez zwierzęta lub ludzi śluzowe układu oddechowego i rozrodczego wielu zwierząt dzikich oraz domowych i są odpowiedzialne za szereg zakażeń o różnym stopniu ciężkości. Psy i koty stanowią od dawna znaczące źródło zakażeń człowieka tymi drobnoustrojami, co niewątpliwie ma związek z ich nosicielstwem w jamie ustnej tych zwierząt. Bakterie te po raz pierwszy zostały opisane w roku 1782 przez Ludwika Pasteura jako czynnik etiologiczny pasterelozy, zwanej cholerą drobiu (ang. fowl cholera). Dziś wielu autorów publikacji zwraca uwagę nie tylko na znaczący wzrost liczby zakażeń u ludzi, ale także na częstość nosicielstwa Pasteurella spp. w górnych drogach oddechowych, szczególnie u osób mających kontakt ze zwierzętami. Dodatkowo obserwowana jest coraz lepsza wykrywalność Pasteurella spp. przez laboratoria mikrobiologiczne. Jako czynnik etiologiczny infekcji ran kąsanych najczęściej wymieniany jest gatunek Pasteurella multocida z trzema podgatunkareklama Człowiek Pies Kot Szczury ORGANIZM Streptococcus sanguinis, Streptococcus oralis, Streptococcus anginosus, Streptococcus salivarius, Staphylococcus spp. Actinomyces spp., Eikenella corrodens, Neisseria spp., Lactobacillus spp., Propionibacterium spp., Veillonella spp. Pasteurella dagmatis, Pasteurella canis, Pasteurella stomatis, Staphylococcus aureus, Staphylococcus intermedius, Streptococcus spp., Moraxella spp., Neiserria spp., Haemophillus spp., Capnocytophaga canimorsus, Clostridium spp. Pasteurella multocida subsp. gallicida, Pasteurella multocida subsp. multocida, Pasteurella multocida subsp. septica, Moraxella spp., Neisseria spp., Fusobacterium spp., Bacteroides spp., Prevotella spp. Streptobacillus moniliformis, Actinobacillus lignieresii Tab. 1. Flora bakteryjna jamy ustnej człowieka i zwierząt (przykłady) 43

3 Rys. 1. Identyfikacja Pasteurella spp. Hodowla na pod o u agarowym z krwi, inkubacja 24 do 72 h, 5-10% CO 2, temp C. Kolonie 0,5-1 mm tworz ce zag bienie w agarze (oko o 50% szczepów), p askie kolonie, jasno ó ty barwnik, zazielenienie wokó, zapach chloru przy pierwszym otwarciu p ytki czasem szorstkie i nieregularne, brak hemolizy Ujemna Prawdopodobnie Eikenella corrodens Rys. 2. Identyfikacja Eikenella corrodens Materia kliniczny (aspirat ropy, bioptat tkankowy, krew obwodowa) Preparat barwiony metod Grama Gram-ujemne ma e, polimorficzne pa eczki, cz sto ziarniakowate Oksydaza cytochromowa Katalaza ujemna, brak wzrostu na pod o u agarowym McConkeya, prawdopodobnie Eikenella corrodens Materia kliniczny (aspirat ropy, bioptat tkankowy, krew obwodowa) Hodowla na pod o u agarowym z krwi, czas inkubacji godzin w warunkach 5-10% CO 2, temp C. Kolonie Pasteurella:1-2 mm, zwykle szare, g adkie lub luzowe, czasem szorstkie i nieregularne, brak hemolizy* Dodatni Prawdopodobnie Pasteurella spp. Wra liwo na penicylin, kr ek 1U penicylina Preparat barwiony metod Grama Gram-ujemne ziarniako-pa eczki lub ma e pa eczki Oksydaza cytochromowa Katalaza Ujemny Nie Pasteurella Strefa 17 mm prawdopodobnie Pasteurella spp**. Dalsze ró nicowanie i identyfikacja na podstawie komercyjnych testów identyfikacyjnych w oparciu o reakcj biochemiczne, identyfikacja metodami genetycznymi, np. identyfikacja genu soda, zastosowanie nowoczesnych systemów spektrometrii masowej *Beta-hemoliza jest obserwowana u gatunku Mannheimia haemolytica i Pasteurella trehalosis (dawniej Pasteurella haemolytica) **Istniej izolaty niewra liwe na penicylin wytwarzaj ce beta-laktamaz Dodatnia Nie Eikenella corrodens Dalsza diagnostyka obejmuje testy biochemiczne takie jak: wytwarzanie reduktazy azotanowej, ureazy, indolu, dekarboksylacja ornityny i lizyny, fermentacja cukrów mi: Pasteurella multocida subsp. gallicida, P. multocida subsp. multocida i P. multocida subsp. septica izolowanych częściej z ran po pokąsaniu przez koty. Wśród innych wymieniane są Pasteurella canis oraz Pasteurella dagmatis, głównie z ran po pogryzieniu przez psy. Charakterystyczny dla zakażeń wywołanych przez P. multocida jest szybki postęp choroby. U większości pacjentów objawy infekcji występują do 24 godzin od urazu. Są też przypadki, kiedy rozwój zakażenia pojawił się nawet już po 3 godzinach od ugryzienia. Wstępna identyfikacja gatunków z rodzaju Pasteurella opiera się na wyglądzie kolonii w preparacie mikroskopowym. W badaniu tym kwalifikuje się izolaty będące małymi (0,3-2 μm) Gram-ujemnymi ziarniakopałeczkami lub pałeczkami. Dodatkowo w preparacie barwionym metodą Giemzy lub błękitem metylenowym w metodzie Loefflera wykonywanym bezpośrednio z materiału klinicznego lub ze świeżej hodowli widoczne jest ich dwubiegunowe wybarwienie. W hodowli mikrobiologicznej są to bakterie tlenowe lub względnie beztlenowe, które dobrze rosną na podłożu agarowym z krwią i agarze czekoladowym, w postaci szarych, gładkich, czasem śluzowatych (bywają też szorstkie i nieregularne), niehemolizujących kolonii o średnicy 1-2 mm, często o charakterystycznym stęchłym zapachu. Bakterie te nie rosną na podłożu MacConkeya. Ich identyfikacja fenotypowa (określanie cech biochemicznych i enzymatycznych) jest nadal główną procedurą stosowaną przez laboratoria mikrobiologiczne. Kluczowymi testami we wstępnej identyfikacji są dodatnie reakcje katalazy i oksydazy cytochromowej. Dodatkowo pomocny jest test wrażliwości na penicylinę z zastosowaniem krążka o stężeniu 1U. Rys. 1 przedstawia tok postępowania w diagnostyce Pasteurella spp. W postępowaniu różnicującym do poziomu gatunku wykonuje się rutynowo komercyjne testy biochemiczne, w oparciu o testy paskowe lub systemy automatyczne. W przypadku niektórych gatunków, o nietypowych właściwościach biochemicznych, np. P. dagmatis i P. multocida, użycie wspomnianej wcześniej klasycznej procedury diagnostycznej może okazać się mało skuteczne. Dlatego też zaczęto poszukiwania innych metod referencyjnych, opartych na cechach genotypowych. Są nimi analiza sekwencyjna fragmentu genu 16S 44

4 DIAGNOSTYKA LABORATORYJNA LABORATORIUM 9-10/2014 rrna bakterii oraz zastosowanie gatunkowo swoistych reakcji łańcuchowych polimerazy (ang. polymerase chain reaction PCR). Stosunkowo niedawno został opracowany test PCR, który, poprzez specyficzną amplifikację fragmentu genu kmt, kodującego białko KMT1 błony zewnętrznej bakterii, identyfikuje wszystkie podgatunki P. multocida. W laboratorium mikrobiologicznym dla P. multocida wykonywany jest również test lekowrażliwości tych bakterii w oparciu o najnowsze zalecenia EUCAST (ang. European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing). W badaniach in vitro obserwowana jest wrażliwość tego gatunku na wiele antybiotyków, takich jak: penicyliny (z wyjątkiem penicylin przeciwgronkowcowych), amoksycylina z klawulanianem, piperacylina z tazobaktamem, doksycyklina, fluorochinolony, cefalosporyny drugiej i trzeciej generacji oraz karbapenemy. Słabą aktywność lub brak aktywności obserwuje się dla erytromycyny, klindamycyny i cefalosporyny pierwszej generacji. Dodatkowo wśród izolatów P. multocida istnieją szczepy niewrażliwe na penicylinę w mechanizmie wytwarzania beta-laktamazy. Capnocytophaga canimorsus Jak wcześniej wspomniano, w zakażeniu ran po pogryzieniu przez psy lub koty bierze udział wiele bakterii, a wiedza na temat ich mikrobiologii jest stale poszerzana o nowe gatunki bakterii. W ostatnich latach opisywane są przypadki, w których za infekcje ran kąsanych (szczególnie przez psy) odpowiedzialne są bakterie z rodzaju Capnocytophaga. Choć do rodzaju tego należy 9 gatunków zasiedlających błony śluzowe jamy ustnej człowieka i zwierząt, tylko jeden gatunek Capnocytophaga canimorsus (dawniej CDC group dysgonic fermenter, CDF-2) jest opisywany jako czynnik etiologiczny zakażenia po pogryzieniu przez psa, rzadziej kota. Pierwsze doniesienie o infekcji C. canimorsus pochodzi z roku Opisano wtedy przypadek wyhodowania Gram-ujemnych wrzecionowatych laseczek z krwi pacjenta pogryzionego przez psa. Dziś na podstawie ponad 200 udokumentowanych przypadków infekcji C. canimorsus wiemy, że patogen ten powoduje zakażenia o zróżnicowanym stopniu ciężkości, szczególnie u pacjentów z czynnikami ryzyka. Uważa się, że rzeczywista liczba zakażeń tym drobnoustrojem jest trudna do oszacowania, głównie z powodu wymagań wzrostowych bakterii, wydłużonego czasu inkubacji i trudności w identyfikacji do gatunku za pomocą konwencjonalnych metod biochemicznych. Drobnoustrój ten najczęściej izolowany jest z posiewu krwi od pacjenta, u którego wcześniej (nawet do dwóch tygodni) doszło do pogryzienia przez psa. Po 2-8 dniach inkubacji w preparacie mikroskopowym z dodatniej hodowli krwi obserwowane są nitkowate Gramujemne pałeczki. Na podłożach stałych (agar z krwią, podłoże czekoladowe, nie rosną na agarze MacConkeya), w temperaturze C, w atmosferze 5-10% CO 2, wzrost dojrzałych kolonii C. canimorsus uzyskuje się dopiero po 3 i więcej dniach inkubacji. Widoczne są wtedy płaskie, przylegające do podłoża kolonie, często lekko żółte, o regularnych lub rozpełzłych brzegach. W przypadku podłoży z krwią zaobserwowano lepszy wzrost tych drobnoustrojów, jeśli zamiast krwi baraniej zastosowano krew końską. Dobre rezultaty wzrostu C. canimorsus (2 dni, temperatura 37 C, w obecności 5% CO 2 ) uzyskiwano także, jeśli użyto do hodowli agaru z krwią baranią wzbogaconego o wyciąg sercowy. Zastosowanie w identyfikacji tych bakterii testów biochemicznych jest utrudnione z powodu powolnego wzrostu bakterii. Metodami referencyjnymi w identyfikacji tych bakterii są metody genetyczne. Niemniej jednak w laboratorium możliwe jest wykonanie dla C. canimorsus testu na wytwarzanie katalazy i obecność oksydazy cytochromowej (oba testy dodatnie). W rutynowej diagnostyce znaczenie ma prawidłowa ocena wyglądu kolonii w preparacie mikroskopowym. Istotna jest także informacja o pacjencie. Zaobserwowano bowiem, że rozwój poważnych infekcji tym drobnoustrojem jest częściej związany z określoną grupą pacjentów. Są nimi mężczyźni, nadużywający alkoholu, palący nałogowo papierosy, z asplenią i marskością wątroby. Z uwagi na brak wystandaryzowanej metody trudne jest także w rutynowej diagnostyce mikrobiologicznej określenie lekowrażliwości C. canimorsus. Na podstawie opublikowanych w literaturze danych, w których wykonywano lekowrażliwość C. canimorsus metodami rozliczeniowymi, wiadomo dziś, że bakterie te są wrażliwe na niektóre antybiotyki. Zalicza się do nich między innymi penicylinę. Jednak ponieważ opisano szczepy oporne na ten antybiotyk (produkujące beta-laktamazę), w leczeniu zakażeń tym drobnoustrojem zalecane jest stosowanie penicyliny z inhibitorami beta-laktamaz. Innymi antybiotykami aktywnymi wobec C. canimorsus są karbapenemy, tetracykliny i chloramfenikol. Zmienną aktywność natomiast wykazują cefalosporyny, fluorochinolony, erytromycyna i wankomycyna. Brak aktywności obserwuje się dla aminoglikozydów i kotrimoksazolu. Eikenella corrodens Rany powstałe po pogryzieniu przez człowieka są trzecim co do częstości (po pogryzieniach przez psy i koty) powodem reklama 45

5 wizyty pacjenta w oddziale medycyny ratunkowej. Szacuje się, że ponad 15% tych urazów może ulec infekcji. Podobnie jak w przypadkach pogryzień przez zwierzęta, w etiologii tych zakażeń opisywane są różne bakterie tlenowe i beztlenowe, będące odzwierciedleniem flory bakteryjnej zasiedlającej jamę ustną i zęby człowieka. W artykule tym omówiony zostanie drobnoustrój Eikenella corrodens, opisywany dziś jako istotny czynnik etiologiczny infekcji ran (około 25% przypadków) kąsanych zadanych przez ludzi, a infekcje tym drobnoustrojem dotyczą szczególnie urazów zaciśniętej pieści, znanych również jako ugryzienie w czasie walki. Gatunek E. corrodens jest jedynym przedstawicielem rodzaju Eikenella, należącym do rodziny Neisseriaceae, izolowanym tylko od człowieka. Nazwa gatunkowa corrodens pochodzi od charakterystycznych dołków (zagłębień) na powierzchni agaru tworzonych przez około 50% szczepów. Bakteria ta jest względnym beztlenowcem rosnącym na podłożu agarowym z krwią i agarze czekoladowym, w obecności 5-10% CO 2 w postaci małych (1-2 mm) niehemolizujących kolonii. Niekiedy obserwowane jest słabe zazielenienie podłoża wokół rosnących kolonii. E. corrodens nie rośnie na podłożu agarowym MacConkeya. Do wzrostu w warunkach tlenowych wymaga w podłożu heminy. Ponieważ E. corrodens rośnie bardzo wolno, często jest pomijana w diagnostyce, gdyż może być ukryta pod innymi, szybciej rosnącymi, bakteriami. Pomocne w selekcyjnej hodowli tych bakterii jest dodanie 5 μg/ml klindamycyny do podłoża agarowego. Po godzinach inkubacji widoczne są żółte kolonie o charakterystycznym zapachu chloru. W ich wyglądzie rozróżnia się strefy: centralną błyszczącą i gładką z obrączką wokół i zewnętrzną, nieco szorstką. W preparacie mikroskopowym kolonie tych bakterii oglądane są jako małe, Gram-ujemne, polimorficzne, często ziarenkowate pałeczki, niewykazujące zdolności do ruchu. E. corrodens posiada słabą aktywność biochemiczną w większości wykonywanych testów. Wytwarza oksydazę, jest katalazo-ujemna, wytwarza reduktazę azotanową i nie fermentuje cukrów. Rys. 2 pokazuje najważniejsze etapy w identyfikacji tych drobnoustrojów. W laboratoriach określa się MIC (najmniejsze stężenie antybiotyku hamujące wzrost drobnoustrojów ang. minimal inhibitory concentration), a uzyskany wynik interpretuje się zgodnie z wartościami granicznymi EUCAST. E. corrodens wykazuje wrażliwość na penicyliny z inhibitorami lub bez nich (istnieją szczepy wytwarzające beta-laktamazę), cefalosporyny trzeciej generacji, fluorochinolony oraz kotrimoksazol. Jest niewrażliwa na cefalosporyny I generacji, klindamycynę, erytromycynę, metronidazol i aminoglikozydy. Zalecane jest także wykonywanie rutynowo testu wykrywania beta-laktamazy. POBIERANIE MATERIAŁU DO DIAGNOSTYKI MIKROBIOLOGICZNEJ Istotnym elementem diagnostyki mikrobiologicznej zakażenia ran kąsanych jest właściwe pobranie materiału do badania, etap przedlaboratoryjny. Powinien on być zgodny z instrukcją zalecaną przez laboratorium. Za najlepszy moment pobrania uważany jest czas przed zastosowaniem antybiotyku oraz wtedy, kiedy na podstawie objawów klinicznych lekarz podejrzewa wystąpienie infekcji. Uważa się, że niewłaściwe jest pobieranie materiału ze świeżej i niezakażonej rany kąsanej, gdyż wtedy obecność wyhodowanych drobnoustrojów świadczy jedynie o jej kolonizacji, czyli namnażania się bakterii bez wpływu na organizm gospodarza. W etapie przedlaboratoryjnym podkreślana jest także rola skierowania do badania mikrobiologicznego, które powinno zawierać niezbędne informacje. Poza wiekiem i płcią pacjenta, lokalizacją, typem urazu, określeniem sprawcy urazu i dokładnym czasie wystąpienia zdarzenia ważne są dane dotyczące czynników ryzyka od pacjenta. Są nimi choroby towarzyszące takie jak: marskość wątroby, aspalenia, mastektomia, reumatoidalne zapalenie stawów, cukrzyca, niewydolność krążenia i inne związane z obniżoną odpornością. Sposób pobrania oraz typ materiału klinicznego do diagnostyki mikrobiologicznej zakażeń ran pogryzieniowych powinny być odpowiednie, zapewniające wiarygodność uzyskanego wyniku. Zalecenia IDSA (Infectious Diseases Society of America) wskazują, że najważniejszym materiałem w tych przypadkach są: fragmenty (wycinki) tkanek, treść z ropnia i aspiraty tkanki podskórnej. Wycinki tkanek, aby zabezpieczyć je przed wysychaniem, powinno się umieścić w soli fizjologicznej w objętości ok. 3 ml. Ważna jest także odpowiednia objętość pobieranej próbki materiału. Właściwy sposób pobrania materiału do badania mikrobiologicznego ma nie tylko znaczenie diagnostyczne, ale również wpływa na dalsze postępowanie w leczeniu chorego W przypadku ropy optymalna objętość wynosi 0,5-1 ml, natomiast w przypadku tkanek fragment o wielkości 3-4 mm. Materiał powinien być jak najszybciej przesłany do laboratorium, w którym wykonany będzie preparat mikroskopowy i posiew ilościowy. W laboratorium przesłana próbka, po określeniu jej ciężaru, zhomogenizowaniu oraz poddaniu seryjnym rozcieńczeniom, jest posiewana na szereg podłoży diagnostycznych, zapewniających wykrycie drobnoustrojów tlenowych i beztlenowych. Są nimi podłoża: Columbia agar z 5-proc. krwią, agar czekoladowy, agar MacConkeya, Schaedlera oraz podłoża chromogenne. Istotny w przypadku diagnostyki infekcji ran pogryzieniowych jest przedłużony czas hodowli, nawet do 5 dni od posiania próbki. Należy też wspomnieć o ważnym i zalecanym materiale diagnostycznym w wielu przypadkach klinicznych podejrzenia infekcji po urazach pogryzieniowych, którym jest pobrana od pacjenta krew na posiew w kierunku bakterii tlenowych i beztlenowych. PODSUMOWANIE Rany kąsane należą do częstych obrażeń, z jakimi pacjenci zgłaszają się do lekarza. Zakażenia ran po pogryzieniu przez psa, kota i ludzi mają najczęściej charakter wielobakteryjny. Pobieranie materiału ze świeżej, bez stwierdzonych objawów zakażenia, rany powstałej wskutek pogryzienia jest niewłaściwe. Właściwy sposób pobrania materiału do badania mikrobiologicznego ma nie tylko znaczenie diagnostyczne, ale również wpływa na dalsze postępowanie w leczeniu chorego. Piśmiennictwo dostępne na stronie elamed.pl m 46