RACJONALNE STOSOWANIE ANTYBIOTYKÓW W DERMATOLOGII PSÓW I KOTÓW. Przewodnik

Transkrypt

1 RACJONALNE STOSOWANIE ANTYBIOTYKÓW W DERMATOLOGII PSÓW I KOTÓW Przewodnik

2 Mar Bardagí Llda. Vet., MSc, Phd, EBVS European Specialist in Veterinary Dermatology (DECVD) Klinika Ars Veterinaria Profesor nadzwyczajny Uniwersytetu Autonomicznego w Barcelonie Mar w 1998 roku ukończyła studia na Uniwersytecie Autonomicznym w Barcelonie. Odbyła staż w Animal Medical Center w Manchesterze (Wielka Brytania) w ciągu jednego roku, a po okresie pracy w lecznicy dla małych zwierzętach i ukończeniu rezydentury dermatologicznej na Uniwersytecie Autonomicznym w Barcelonie w 2006 roku uzyskała Europejski Dyplom w dziedzinie Dermatologii Weterynaryjnej. Pracowała przez 14 lat jako konsultant w Dermatology Service Veterinary Teaching Hospital, a od 2003 roku była asystentem na tym samym uniwersytecie. W 2012 roku ukończyła i obroniła pracę doktorską pt. Układ COX-2/PGE2 w odpowiedzi zapalnej keratynocytów oraz w nowotworach skóry u psów. Od 2016 roku pracuje jako dermatolog w klinice Ars Veterinaria w Barcelonie. Publikuje artykuły naukowe z zakresu dermatologii weterynaryjnej, jest członkiem redakcji międzynarodowego czasopisma Veterinary Dermatology oraz była prelegentem na kongresach krajowych i międzynarodowych. LIVISTO wspiera racjonalne stosowanie antybiotyków Niewłaściwe stosowanie antybiotyków może zwiększać częstliwość występowania bakterii opornych oraz zmniejszać skuteczność leczenia. Przewodnik ten zawiera praktyczne informacje dla lekarzy weterynarii na temat oporności na leki przeciwzakażne, w jaki sposób możemy ją zmniejszyć oraz kilka przypadków klinicznych w dermatologii, gdzie zastosowano różne metody leczenia. Tak mało, jak to możliwe, a tyle, ile potrzeba 2

3 Spis treści Era oporności na atybiotyki: leczenie zakażeń skóry u psów i kotów oraz prawidłowe stosowanie antybiotyków 1. Wprowadzenie: oporność gronkowców na leki przeciwbakteryjne i metycylinę 5 Co to jest oporność na antybiotyki? 5 Pierwotna i nabyta oporność na antybiotyki (Neu 1992, Mulvey and Simor 2009) 5 Czym jest oporność na metycylinę (MR)? i MRSP? 6 Jak jest rozpoznawana MRSP lub MR gronkowców? 6 Jak powinna być raportowana MRS? 6 Czy bakteria zgłoszona jako MRS może odpowiedzieć klinicznie na antybiotyki β-laktamowe? Czym są bakterie oporne na wiele leków (MDR) i bakterie o dużej oporności na leki (XDR)? Czy to dotyczy MRSP? 6 6 Kiedy mogę podejrzewać, że leczę MRS? 7 Gdzie jesteśmy teraz, jeżeli chodzi o oporność na antybiotyki? 8 2. Strategie zmniejszenia oporności na antybiotyki (metycylinę, jako najczęściej występującą). Co możemy zrobić jako lekarze weterynarii, zajmujący się zwierzętami towarzyszącymi? Jak mogę zmniejszyć częstotliwość występowania bakterii opornych u moich dermatologicznych pacjentów? 8 8 Rozpoznałam/łem zakażenie MRS. Co powinnam/em zrobić? 10 Czy zakażenia MRS mają gorsze rokowanie? 11 Czy powinienem zbadać kolonizację MRS i zalecić terapię dekolonizacyjną nosicieli MRS? Co powinienem wyjaśnić właścicielowi, kiedy rozpoznam zakażenie MRSP? Przypadki kliniczne: terapeutyczne podejście do zakażeń skóry 12 NANA 12 IKA 14 KIBOU 16 NINU 17 KIRA Piśmiennictwo 22 3

4 4

5 ERA OPORNOŚCI NA ANTYBIOTYKI: LECZENIE ZAKAŻEŃ SKÓRNYCH U PSÓW I KOTÓW ORAZ WŁAŚCIWE STOSOWANIE ANTYBIOTYKÓW 1. Wprowadzenie: oporność gronkowców na leki przeciwbakteryjne i metycylinę Pojawienie się drobnoustrojów opornych na antybiotyki stanowi główny problem zdrowia publicznego, szczególnie w szpitalach i innych placówkach opieki zdrowotnej (Schwartz et al. 1997, Spellberg et al. 2008). Są one sprawne biologicznie i mogą powodować ciężkie, trudne do opanowania, a zatem zagrażajace życiu zakażenia, gdyż możliwości ich leczenia są ograniczone. Wzrost częstotliwości występowania patogenów leokoopornych zbiega się w czasie z gwałtownym spowolnieniem odkrywania i opracowywania nowych leków przeciwzakaźnych (Brown and Wright 2006, Spellberg et al. 2008). W związku z tym istnieje obawa, że w niezbyt odległej przyszłości możemy znaleźć się w obliczu rosnącej liczby potencjalnie nieuleczalnych zakażeń (Brown and Wright 2006)). jest prosty. Na przykład wszystkie paciorkowce wykazują pierwotną oporność na aminoglikozydy (np. gentamycyna, tobramycyna). Nabyta oporność wiąże się ze zmianą kodu genetycznego mikroorganizmów. Może to nastąpić w wyniku 1 z 2 mechanizmów: zaistnienia mutacji w genach komórkowych lub zintegrowania nowego materiału genetycznego z genomem bakterii. Co to jest oporność na antybiotyki? Bakterię definuje się jako klinicznie oporną na środki przeciwdrobnoustrojowe, gdy właściwie podany lek nie osiąga w miejscu zakażenia stężenia, które jest w stanie zahamować rozwój bakterii lub je zabić (Clinical and Laboratory Standards Institute 2011). Pierwotna i nabyta oporność na antybiotyki (Neu 1992, Mulvey and Simor 2009): Pierwotna oporność jest związana ze zwykłymi genami chromosomalnymi lub determinantami cech organizmu. W ten sposób bakterie mogą być oporne na daną grupę antybiotyków dzięki ich genom. Często wynika to z braku lub niedostępności docelowych struktur u poszczególnych bakterii. Ta forma oporności jest przewidywalna, co sprawia, że wybór antybiotyku 5

6 Czym jest oporność na metycylinę (MR)? i MRSP? Staphylococcus pseudointermedius, S. schleiferi i S. aureus są głównymi patogenami spotykanymi w dermatologii małych zwierząt (Morris et al. 2017). W przypadku Staphylococcus pseudointermedius, w ciągu ostatniej dekady nastąpił wzrost oporności na metycylinę (methicillin resistant Staphylococcus pseudointermedius: MRSP), podczas gdy oporność na metycylinę u S. aureus był obecny na długo wcześniej (Fitzgerald 2009). Oporność na metycylinę jest nabyta i opiera się na zintegrowaniu i ekspresji genu meca. Gen ten koduje alernatywne białko wiążące penicylinę, które ma niskie powinowactwo do wszystkich β-laktamów, w tym cefalosporyn, penicylin, karbapenemów i monobaktamów (Berger-Bachi and Rohrer 2002, Schwarz et al. 2017). Gen meca znajduje się na mobilnym elemencie genetycznym gronkowcowej kasety chromosomu mec (SSCmec), który jest przekazywany pomiędzy bakteriami S. pseudointermedius często przez transpozony (Kadlec and Schwarz 2012). Nabycie SSCmec i meca może być korzystne dla bakterii tylko w obecności antybiotyków β-laktamowych, a te elementy genetyczne mogą zostać utracone w momencie ustania presji selekcyjnej (Noto et al. 2008). Jak jest rozpoznawana MRSP lub MR gronkowców (MRS)? Oporność na metycylinę wykrywa się in vitro, gdy występuje oporność na oksacylinę (oksacylina zastąpiła metycylinę w testach laboratoryjnych, a oporność na oksacylinę jest równoważna oporności na metycylinę) (Frank and Loeffler 2012). Nie zaleca się stosowania cefoksytyny jako substytutu do wykrywania MRSP metodą dyfuzyjno-krążkową (Wu et al. 2016). Amplifikacja genu meca metodą PCR lub komercyjny test aglutynacji, stworzone by wykrywać produkt tego genu (białko wiążące penicylinę 2a, PBP 2a lub PBP 2 ), są obecnie uważane za złote standardy do identyfikowania MR (Lee et al. 2004). Jednak czasami MR może występować niezależnie od meca u S. pseudointermedius (Kania et al. 2004, Epstein et al Jak powinna być raportowana MRS? Zaleca się zgłaszanie wszelkich opornych na oksacylinę gronkowców oraz uważa się je za oporne na wszystkie β-laktamy dopuszczone do użytku weterynaryjnego, nieżależnie od wyników testów wrażliwości in vitro uzyskanych przy użyciu tych substancji (Papich 2012, Guardabassi et al. 2017). Czy bakteria zgłoszona jako MRS może odpowiedzieć klinicznie na antybiotyki β-laktamowe? Jeżeli rozpoczęto leczenie antybiotykiem β-laktamowym i wystąpiła dobra odpowiedź kliniczna, leczenie nie powinno być zmieniane, nawet jeśli stwierdzono MRS. Taka sytuacja nie jest częsta, ale może się zdarzyć. Istnieją dwa możliwe wyjaśnienia, dlaczego MRS może reagować na antybiotyk β-laktamowy: Niektóre szczepy MRSP wykazują niskie stężenie minimalne hamujące oksacyklinę i mogą reagować na antybiotyk β-laktamowy (Guardabassi et al. 2017). Mimo że stwierdzono MRSP, różne szczepy o odmiennych profilach oporności na antybiotyki może występować w tej samej zmianie lub w różnych zmianach chorobowych u danego pacjenta (Wegener and Pedersen 1992, Pinchbeck et al. 2007, Guardabassi et al. 2017), dlatego możemy zaobserwować dobrą odpowiedź kliniczną na antybiotyk β-laktamowy, jeśli większość bakterii nie jest MRSP. Czym są bakterie oporne na wiele leków (MDR) i bakterie o dużej oporności na leki (XDR)? Czy to dotyczy MRSP? Oporność wielolekowa jest głównym problemem związanym z MRSP w medycynie weterynaryjnej (Frank and Loeffler 2012, Morris et al. 2017). MRS może wykazywać oporność na jakąkolwiek kombinację innych klas leków, w tym aminoglikozydów, fluorochinolonów, linkozamidów, makrolidów, tetracyklin, potencjalizowanych sulfonamidów, chloramfenikolu i rifampicyny (Kadlec and Schwarz 2012). 6

7 Gdy szczep MRS jest oporny na co najmniej dwie dodatkowe klasy antybiotyków, można go określić jako oporny na wiele leków (MDR) oraz jako o szerokim spektrum oporności (XDR), jeśli szczep nie jest wrażliwy na wszystkie z wyjatkiem dwóch lub mniej klas. (Magiorakos et al. 2012). Zarówno szczepy MDR, jak i XDR pojawiły się na całym świecie wśród klinicznych izolatów MRS pochodzących od psów i kotów (Detwiler et al 2013, Couto et al. 2016). Scenariusz ten sprawia, że możliwości leczenia ogólnej terapii przeciwbakteryjnej MRSP są poważnie ograniczone (Frank and Loeffler 2012). Ten wzorzec MDR i XDR w MRSP wyraźnie kontrastuje ze wzorcami wrażliwości najczęściej zgłaszanymi w przypadku S. pseudointermedius (MSSP) wrażliwego na metycylinę, dla których wrażliwość na cefalosporyny, fluorochinolony, klindamycynę oraz potencjalizowaną amoksycylinę i sulfonamidy jest powszechna (Lloyd et al. 1996, Pellerin et al. 1998, Holm et al Kiedy mogę podejrzewać, że leczę MRS? Powinniśmy podejrzewać, że mamy do czynienia z MRS, a w konsekwencji powinniśmy wykonać posiew i badanie wrażliwości, kiedy: Nie ma odpowiedzi na prawidłowo dawkowany i podawany antybiotyk empiryczny. Jeżeli pacjent: - Był w przeszłości leczony licznymi antybiotykami i/lub ostatnio beta-laktamami lub flourochinolonami - Był hospitalizowany lub poddany zabiegom chirurgicznym - Był wcześniej zakażony MRS - Przebywa ze zwierzętami lub ludźmi, u których w przeszłości występowały infekcje MRS Ponadto, powinniśmy również rozważyć przeprowadzenie posiewu i badania wrażliwości, gdy (Hillier et al. 2014): Po 2 tygodniach odpowiedniej ogólnej terapii przeciwbakteryjnej zmniejszono zakres zmian chorobowych o mniej niż 50%. Po 2 tygodniach lub dłużej od rozpoczęcia odpowiedniej terapii przeciwbakteryjnej pojawiają się nowe zmiany chorobowe (grudki, krosty). Jeżeli nadal trwa zakażenie bakteryjne po 6 tygodniach (zakażenie powierzchowne) lub po 8 tygodniach (zakażenie głębokie) odpowiedniej ogólnej terapii antybiotykowej wraz z obecnością bakterii w badaniu cytologicznym. Gdy w cytologi są wykrywane wewnątrzkomórkowe bakterie o kształcie pałeczki. Biorąc pod uwagę fakt, że w dzisiejszych czasach MRS jest bardzo częste, powinniśmy chronić siebie i naszych pacjentów przed nim. Najważniejsze jest zachowanie odpowiedniej higieny w gabinecie (używanie rękawiczek, gdy podejrzewamy, że mamy do czynienia z pacjentem z infekcją bakteryjną i dezynfekcja rąk przed i po zbadaniu każdego pacjenta). 7

8 Gdzie jesteśmy teraz, jeżeli chodzi o oporność na antybiotyk? Wkraczamy w okres kontroli zakażeń (ery poantybiotykowej), której nie doświadczano od ponad trzech czwartych wieku. W dobie stale rosnącej oporności, leczenie zakażeń bakteryjnych poprzez stosowanie bezpiecznych, tanich i różnych antybiotyków nie może być dłużej brane za pewnik (Brown and Wright 2016). W obliczu narastającej oporności niepowodzenie w opracowywaniu nowych antybiotyków było powodem do niepokoju, a nieskuteczne protokoły przeciwbakteryjne zostały opisane przez ekspertów (Payne et al. 2007, Silver 2011, Tommasi et al. 2015, Brown and Wright 2016).Ponadto jest mało prawdopodobne, aby nowe klasy antybiotyków zostały dopuszczone do stosowania w medycynie weterynaryjnej (Schwarz et al. 2017). Naszym obowiązkiem jest mądre stosowanie dostępnych środków przeciwbakteryjnych i dążenie do jak najdłuższego zachowania ich skuteczności (Schwarz et al. 2017). 2. Strategie zmniejszenia oporności na antybiotyki (metycylinę, jako najczęściej występującą). Co możemy zrobić jako lekarze weterynarii, zajmujący się zwierzętami towarzyszącymi? Oporność na środki przeciwbakteryjne jest krytycznym zagrożeniem dla zdrowia publicznego. Wartość antybiotyków dla zdrowia ludzkiego jest nieoceniona i wiąże się z wydłużeniem średniej długości życia ludzi o 2-10 lat (McDermott and Rogers 1982). Głównym zastosowaniem tego nieocenionego zasobu jest rolnictwo i akwakultura, które uwalniają antybiotyki do środowiska i łańcucha pokarmowego. Istnieje wielka obawa, że to rozrzutne stosowanie antybiotyków na całym świecie przyczynia się do rozwoju i rozprzestrzeniania się organizmów opornych na nie (Hollis and Ahmed 2013). Pomimo faktu, że w medycynie małych zwierząt stosujemy mniejszą ilość środków przeciwbakteryjnych w porównaniu z rolnictwem i akwakulturą, nadal jesteśmy odpowiedzialni za stosowanie anybiotyków u zwierząt domowych. Nadużywanie ich u zwierząt domowych prowadzi do zakażeń bakteriami opornymi na wiele leków (takimi jak MRSP). Ostatnie badania wykazały potencjalne ryzyko chorób odzwierzęcych związane z transmisją MRSP wśród personelu weterynaryjnego i właścicieli zwierząt domowych (Morris et al. 2010, Paul et al. 2011, Guardabassi et al. 2013, Gómez-Sanz et al. 2013). Światowe Stowarzyszenie Weterynaryjne (WVA) określiło oporność na środki przeciwbakteryjne jako prawdziwie globalny problem zdrowotny, a zarówno Amerykańskie Stowarzyszenie Lekarzy Weterynarii, jak i Europejska Federacja Lekarzy Weterynarii stwierdziły, że odpowiedzialne i rozsądne stosowanie antybiotyków leży w najlepszym interesie zarówno zdrowia zwierząt, jak i ludzi ( Resources/Veterinary-resources/PROTECT). Najbardziej prawdopodobny wybór środków przeciwbakteryjnych przy MRSP u zwierząt domowych obejmuje amoksycylinę/kwas klawulanowy, cefalosporyny i fluorochinolony. Mogły one odegrać ważną rolę w jej szybkim rozprzestrzenianiu się (Guardabassi et al. 2013). Jak mogę zmniejszyć częstotliwość występowania bakterii opornych u moich dermatologicznych pacjentów? Musimy ograniczyć stosowanie antybiotyków w celu zmniejszenia presji antybiotykowej ze strony naszych pacjentów (właściceli), a kiedy je stosujemy, musimy to robić w sposób prawidłowy. Aby to osiągnąć, powinniśmy kierować się następującymi zasadami: 8

9 1. Na poziomie zakładu leczniczego dla zwierząt: 1.1. Powinniśmy zapobiegać przenoszeniu bakterii i bakterii opornych między pacjentami oraz między pacjentami a personelem weterynaryjnym. (Morris et al. 2017): Rutynowo czyścić i dezynfekować gabinet przyjęć odpowiednimi produktami (oraz postępować zgodnie z instrukcjami dotyczącymi rozcieńczenia i czasu kontaktu). Powinno się to odbywać pomiędzy wizytami, a nie tylko na koniec dnia. Nosić jasne bluzy lekarskie i fartuchy (powinny one zapewniać pełne okrycie tułowia, ramion i być łatwe do zmiany). Prać bluzy i fartuchy w ZLZ (w celu zmniejszenia zanieczyszczenia mikrobiologicznego i narażenia na zabranie do domu). Stosować rękawiczki jednorazowe przy badaniu pacjentów z potencjalnie zakażoną skórą. Zdejmować rękawiczki natychmiast po kontakcie z pacjentem (aby zapobiec zanieczyszczeniu innych powierzchni, takich jak klamki, tablice na klucze, wtyczki, szuflady, telefony komórkowe itp.) Używać środków dezynfekujących na bazie alkoholu do dezynfekcji rąk po zdjęciu rękawiczek W miarę możliwości powinniśmy wprowadzić procedury stosowania środków przeciwdrobnoustrojowymi w praktyce weterynaryjnej (w celu uzyskania obszernego przewodnika proponujemy zapoznanie się z przeglądem w tym temacie dokonanym przez Guardabassi i Prescott, 2015). 2. Na poziomie pacjenta: 2.1. Należy upewnić się, że pacjent ma infekcję bakteryjną (przy pomocy badania cytologicznego i/lub posiewu oraz badania wrażliwości). W przypadku braku infekcji nie ma potrzeby stosowania środków przeciwbakteryjnych Powinniśmy diagnozować, leczyć i kontrolować przyczyny leżące u podstaw zakażeń bakteryjnych. Jest to zasadnicza kwestia, która pozwoli ograniczyć lub wyeliminować przyszłe infekcje bakteryjne i stosowanie antybiotyków Należy upewnić się, czy infekcja wymaga leczenia ogólnego czy terapii miejscowej. Wiele przypadków można leczyć antyseptykami zamiast antybiotykami. Leczenie antyseptyczne jest zwykle bardziej czasochłonne i pracochłonne niż podawanie antybiotyku. Korzyści z leczenia antyseptykami zamiast antybiotykami w odniesieniu do rozwoju oporności bakteryjnej powinny być wyjaśnione właścicielowi, w celu uzyskania jego zgody W przypadku, gdy zastosowanie antybiotyku jest konieczne: Powinniśmy wziąć na siebie odpowiedzalność za możliwość powstania oporności, która może wynikać z zastosowania antybiotyku. Należy wybrać najbardziej odpowiedni lek, biorąc pod uwagę patogen, miejsce zakażenia (powierzchowne lub głębokie) i czynniki ze strony pacjenta. Zastosować terapię o możliwie najwęższym spektrum działania. Stosowanie środków przeciwbakteryjnych o zasadniczym znaczeniu, niedopuszczonych do stosowania w weterynarii, powinno być ograniczone do rzadkich i ciężkich stanów chorobowych pacjentów, których nie można leczyć innymi dostępnymi antybiotykami, pod warunkiem że leczenie ma realną szansę wyeliminowania zakażenia. Należy stosować skuteczną dawkę przez odpowiedni czas aż do całkowitego wyleczenia zakażenia (zwykle 3 do 4 tygodni w przypadku zakażeń powierzchowych oraz 6 lub więcej tygodni w przypadku zakażeń głębokich). Należy stosować miejscowe środki odkażające (płukanki lub szampony) kiedykolwiek i tak często, jak to tylko możliwe, aby przyspieszyć wyleczenie zakażenia oraz by czas stosowania antybiotyków był możliwie jak najkrótszy. Powinniśmy dążyć do tego, by właściciele jak najściślej przestrzegali zaleceń. Należy ich poinformować o zagrożeniach i znaczeniu odpowiedzialnego stosowania antybiotyków. Powinniśmy wyjaśnić im znaczenie przestrzegania zaleceń oraz konieczność 9

10 przeprowadzenia badań kontrolnych w celu uniknięcia nadużywania antybiotyków i rozwoju bakterii opornych u ich zwierząt. Należy podać, najlepiej w formie pisemnej, jasne instrukcje stosowania antybiotyków (dawkowanie, wizyty kontrolne, przestrzeganie zaleceń dotyczących leczenia). Rozpoznałam/łem zakażenie MRS. Co powininnam/em zrobić? W przypadku zdiagnozowania zakażenia MRS należy je leczyć oraz zapobiegać jego rozprzestrzenianiu się na inne zwierzęta, personel weterynaryjny i właścicieli. Jeżeli chodzi o leczenie istnieją następujące założenia (Morris et al. 2017): Terapia miejscowa, z zastosowaniem środków przeciwbakteryjnych o udowodnionej skuteczności przeciwgronkowcowej, jest zalecaną metodą leczenia przy każdym powierzchownym i powierzchniowym ropnym zapaleniu skóry z udziałem MRSP. Terapia miejscowa powinna być stosowana jako jedyna terapia przeciwbakteryjna u zwierząt w przypadku zakażeń powierzchniowych i powierzchownych w każdym przypadku, gdy można oczekiwać, że zwierzę domowe i jego właściciel będą się do niej stosować. Istnieją różnice geograficzne w dostępności i rejestracji leków przeciwbakteryjnych przeznaczonych do stosowania u zwierząt. Przy podejmowaniu decyzji należy kierować się regionalnymi zaleceniami w zakresie przepisywania leków w weterynarii i medycynie człowieka. Przeciwwskazany jest empiryczny wybór leku do leczenia ogólnego, gdy podejrzewa się MRS na podstawie wywiadu, ze względu na wysoką częstość występowania oporności na wiele leków w obrębie tych szczepów. Polityka ograniczonego użycia powinna mieć zastosowanie do glikopeptydów (wankomycyny, teikoplaniny, telawancyny), oksazolidynonów (linezolid), cefalosporyn przeciw-mrsa oraz potencjalnie nowych związków, które mogą zostać zarejestrowane w przyszłości do leczenia MDR u ludzi. Kontrola zakażeń w ZLZ (Hillier et al. 2014, Morris et al. 2017): Ponieważ gronkowce są łatwo inaktywowane rutynowymi środkami dezynfekcyjnymi stosowanymi w weterynarynarii (w tym czwartorzędowymi związkami amoniowymi i nadtlenkiem wodoru), jeżeli rutynowe sprzątanie i dezynfekcja są wykonywane prawidłowo w ZLZ, nie powinny być wymagane żadne dodatkowe czynności. Należy to uczynić zaraz po tym, gdy zakażony pacjent opuści gabinet. W miarę możliwości należy zaplanować wizyty pacjentów z zakażeniami MRS pod koniec dnia pracy. W gabinecie należy używać rękawiczek i jeśli to możliwe, fartuchów jednorazowych. W przypadku zwierząt hospitalizowanych powinny one zostać odizolowane. Skuteczność stosowania masek zapobiegających wdychaniu aerozoli zanieczyszczonych MRS podczas badania pacjenta nie była badana w weterynarii. Powyższych zaleceń powinien przezstrzegać cały personel ZLZ. Kontrola zakażeń w domu (Morris et al. 2017): Ponieważ istnieje możliwość przeniesienia gronkowców między ludźmi i zwierzętami 10

11 w gospodarstwie domowym, należy rozważyć następujące środki ostrożności (w szczególności, jeżeli występują dorośli lub dzieci z obniżoną odpornością): Odseparowanie zakażonych zwierząt od innych zwierząt lub ludzi (oddalenie od osób narażonych na ryzyko). Mycie rąk lub używanie dezynfektora przed oraz po kontakcie właściciela ze zwierzęciem. Codzienna dezynfekcja obszaru, gdzie przebywa zainfekowane zwierzę. Czy zakażenia MRS mają gorsze rokowanie? MRS nie są bardziej zjadliwe niż gronkowce wrażliwe na metycylinę, a rokowanie w przypadku infekcji skóry na tle MRS można uznać za dobre. Rokowanie będzie zależało od przyczyny, stopnia zakażenia (głębokie czy powierzchowne), wrażliwości bakterii (czy jest to MDR lub XDR) oraz możliwości leczenia dostępnymi antybiotykami w razie potrzeby (Morris et al. 2017). Czy powinienem zbadać kolonizację MRS i zalecić terapię dekolonizacyjną nosicieli MRS? Obecnie nie ma wystarczających dowodów, aby zalecać rutynową dekolonizację zwierząt będących nosicielami MRS (Morris et al. 2017), dlatego też nie powinno być potrzeby przeprowadzania testów na kolonizację. Co powinienem wyjaśnić właścicielowi, kiedy rozpoznam zakażenie MRSP? Właścicielowi należy wyjaśnić następujące zagadnienia ( media_425199_en.pdf): MRSP jest rzadko zaraźliwy dla ludzi. Możliwa jest jednak transmisja między oboma gatunkami (w skali od 1 (niskie ryzyko) do 10 (wysokie ryzyko), ryzyko wynosi od 1 do 2 na 10). Ryzyko wystąpienia u osób z obniżoną odpornością (tj. osoby chorującej na AIDS/ HIV, po przeszczepach narządów lub w przypadku nowotworów) oraz u małych dzieci wynosi 3/10. Wymiana opornego materiału genetycznego między S. pseudointermedius a S. aureus nie została udowodniona, ale jest podejrzewana. Większość zakażeń MRSP może być leczona, więc nie należy panikować. Należy ściśle przestrzegać zalecanego leczenia. Należy przeprowadzić kontrolę leczenia zgodnie z zaleceniami lekarza weterynarii, aby mógł on stwierdzić, czy zakażenie całkowicie ustąpiło i czy leczenie może zostać przerwane. Należy unikać bezpośredniego kontaktu z zakażonym obszarem. Należy stosować opatrunki na sączące rany i nie pozwalać zwierzęciu spać w łóżku, ani by lizało właściciela w trakcie leczenia. Podczas czyszczenia zainfekowanych obszarów należy używać rękawiczek. Należy często czyścić posłania, miski, zabawki w trakcie leczenia 11

12 3. Przypadki kliniczne: terapeutyczne podejście do zakażeń skóry Poniższe przypadki zostały wybrane jako przykłady częstych sytuacji klinicznych, z którymi mamy do czynienia codziennie lub co tydzień w praktyce weterynaryjnej. Celem tego rozdziału nie jest przedstawienie pełnego opisu wszystkich rodzajów i typów zakażeń bakteryjnych, 3.1. Powierzchowne i zlokalizowane infekcje bakteryjne NANA: Shiba Inu, suka 5 lat. które możemy rozpoznać u zwierząt domowych. W tym celu należy zapoznać się z polecanymi książkami dermatologicznych i opublikowanymi wytycznymi (Miller et al. 2013, Hillier et al. 2014, Morris et al Obraz kliniczny: pacjent z łagodnym alergicznym zapaleniem skóry i powierzchownym zakażeniem bakteryjnym zlokalizowany w okolicy pachwiny (Zdjęcie A). 12

13 Leczenie infekcji bakteryjnej: Zaproponowano stosowanie miejscowo 4% roztworu chlorheksydyny co godziny i 4% szamponu z chlorheksydyną raz w tygodniu. Uzasadnienie takiego postępowania: Stosowanie ogólnoustrojowych antybiotyków nie było pierwszą opcją leczenia, ponieważ infekcja była powierzchowna i łatwa do leczenia za pomocą miejscowych środków antyseptycznych. Stosowanie leczenia miejscowego nie wpływa na mikroflorę pozostałej części organizmu (zmniejszając ryzyko przypadkowego pojawienia się szczepów opornych). Przede wszystkim nie rozważano stosowania antybiotyków miejscowo, ponieważ antyseptyki są preferowane zamiast antybiotyków (miejscowych lub ogólnoustrojowych) w leczeniu zakażeń powierzchownych. Właściciel rozumiał powody, dla których zaproponowano takie traktowanie i wyraził zgodę na jego przeprowwadzenie. Przestrzegał jego zaleceń. Rezultat: Zakażenie zostało wyleczone w ciągu 4 tygodni (Zdjęcie B). A B Powierzchowne zakażenie bakteryjne przed (A) i po (B) leczeniu antyseptycznym (chlorheksydyną). 13

14 IKA: Suka rasy beagle, 13 lat, ze zmianą rozrostową w obrębie jamy burzusznej oraz z historią zapalenia ucha na tle alergicznym leczonego okresowo sterydami dousznymi. Tego samego dnia, gdy w trakcie rutynowej wizyty, wykryto zmianę rozrostową w obrębie jamy brzusznej, właściciele zapytali lekarza prowadzącego o zmianę na lusterku nosa Iki (Zdjęcie A i B). Zmiana ta mogła być wywołane przez różne choroby, ale oprócz badania cytologicznego wszystkie inne badania zostały odroczone do czasu zdiagnozowania zmiany rozrostowej jamy brzusznej oraz uzyskania wyników badań krwi (w tym przeciwciał przeciwko Leishmanii i innych powiązanych badań). Cytologia ujawniła kilka neutrofili, obfite pałeczki oraz kilka bakterii Simonsiella (Zdjęcie C). Obraz kliniczny: Powierzchowne zakażenie bakteryjne pałeczkami na lusterku nosa o nieznanej przyczynie. 14

15 Proponowane leczenie: 4% pianka z chlorheksydyną co 12 godzin oraz zapobieganie zlizaniu jej przez Ikę. Uzasadnienie takiego postępowania: Lusterko nosa jest trudnym miejscem do leczenia miejscowego, ponieważ u zwierząt odruch lizania jest bardzo silnie wyrażony. W przypadku tak małej i powierzchownej zmiany chorobowej preferowane byłoby jednak stosowanie antyseptycznych leków miejscowych zamiast antybiotyków ogólnych. Właściciele zgodzili się spróbować leczenia miejscowego, ponieważ Ika jest bardzo grzecznym psem. Przez około 10 minut trzymali pysk Iki zamknięty lub dawali jej coś do gryzienia i żucia, żeby nie lizała nosa. Rezultat: Właściciele wrócili do gabinetu po 22 dniach. Zmiany chorobowe Iki zostały wyleczone (zdjęcia). Badanie serologiczne przeciw Leishmanii było negatywne, a zmiana rozrostowa z jamy brzusznej została usunięta i określona jako nowotwór podścieliskowy przewodu pokarmowego. Jak wyjaśnili Hillier i współpracownicy (2014), ogólnie rzecz biorąc, terapia miejscowa jest pomocna u wszystkich pacjentów z powierzchownymi zakażeniami bakteryjnymi. Zachęca się do stosowania wyłącznie terapii miejscowej (bez jednoczesnego podawania antybiotyków ogólnie) jako pożądanego i zalecanego podejścia do leczenia powierzchownych zakażeń bakteryjnych, o ile nie jest to wykluczone przez czynniki ze strony właściciela i/lub pacjenta. A B Zmiany chorobowe u Iki przed (A) i po (B) leczeniu C 15

16 3.2. Powierzchowne uogólnione infekcje bakteryjne KIBOU: Beagle, kastrat, 4,5 roku Obraz kliniczny: Pacjent z atopowym zapaleniem skóry oraz łagodną i powierzchowną uogólnioną infekcją bakteryjną obejmującą grzbiet, pachwiny i skórę przestrzeni międzypalcowych. Dwukrotnie leczony cefowecyną w przeszłości (rok temu i 2 miesiące temu). (Zdjęcie A i B). Proponowane leczenie: 4% roztwór chlorheksydyny stosowany dwa razy dziennie w okolicy grzbietu, pachwin oraz w przestrzeniach międzypalcowych. Co trzeci dzień kąpiel w 4% szamponie z chlorheksydyną. Zabezpieczenie przed infestacją pcheł. Uzasadnienie takiego postępowania: Pacjent cierpi z powodu łagodnej powierzchownej infekcji bakteryjnej, którą można leczyć miejscowo za pomocą antyseptyków. Opcję tę przedstawiono właścicielowi, który zgadził się na podjęcie próby leczenia antyseptycznego Kibou przed ponowną próbą leczenia ogólnego antybiotykami. Rezultat: Miesiąc później wyleczono powierzchowne zakażenie bakteryjne (Zdjęcie C). A B C Skin lesions (scaling and crusts) on the groin area (A) and dorsum (B) before treatment. Groin area after clorhexidine treatment (C) 16

17 NINU: Yorkshire Terrier, samiec, 8 lat. Wyniki testu wrażliwości podanego przez laboratorium (metoda MIC, standardy CLSI) ANTYBIOTYK WYNIK (MIC w µg/ml) Benzylopenicylina Oporne (>=0,5) Oksacylina Wrażliwe (<=0,25) Ampicilina Oporne Amoksycylina/kwas klawulanowy Wrażliwe (<=2) Cefalotyna Wrażliwe (<=2) Cefaleksyna Wrażliwe Cefpodyksym Wrażliwe (<=0,5) Cefowekcyna Wrażliwe (<=0,5) Enrofloksacyna Wrażliwe (<=0,5) Marbofloksacyna Wrażliwe (<=0,5) Cyprofloksacyna Wrażliwe Pradofloksacyna Wrażliwe Trimetoprim/ Sulfametoksazol Wrażliwe (<=10) Gentamycyna Oporne (>=16) Klindamycyna Wrażliwe (<=0,5) Klindamycyna test D Negatywny Erytromycyna Oporne (>=8) Kwas fusydowy Wrażliwe (<=0,5) Rifampicyna Wrażliwe (<=0,5) Tetracyklina Oporne Doksycyklina (Metoda Kirby-Bauera) Obraz kliniczny: Uogólnione powierzchowne zakażenie bakteryjne, co do którego istnieje podejrzenie, że jest wtórne w stosunku do alergicznego zapalenia skóry i/lub ogólnego leczenia sterydami problemu neurologicznego (zdjęcia strupów na skórze grzbietu i kryz naskórkowych w okolicy pachwiny). Była stosowana miejscowo chlorheksydyna w postaci szamponu i sprayu do kontroli zakażenia, ale właściciel nie był w stanie stosować z odpowiednią częstotliwością, więc zakażenie nie ustępowało. Proponowane leczenie: Na podstawie posiewu i testu wrażliwości (patrz wyniki) pacjent leczony jest cefaleksyną. Wyizolowana bakteria: S. pseudointermedius. Uzasadnienie takiego postępowania: Ze zmian skórnych wyizolowano podejrzany o oporność na metycylinę S. pseudointermedius. Bakteria ta była podatna na wiele antybiotyków uważanych za antybiotyki pierwszego rzutu. Antybiotyki pierwszego rzutu w leczeniu powierzchownego bakteryjnego zapalenia mieszków włosowych to klindamycyna, linkomycyna, cefalosporyny pierwszej generacji, amoksycylina z kwasem klawulanowym i sulfonamidy potencjalizowane trimetoprimem (Hillier et al. 2014). W tym przypadku wybrano cefaleksynę, ale dobrym rozwiązaniem mogła być również klindamycyna lub amoksycylina z kwasem klawulanowym. 17

18 3.3. Wieloogniskowe lub uogólnione głębokie zakażenia bakteryjne KIRA: Bokser, suka, 4 lata. Obraz kliniczny: Od 1 roku życia cierpi na guzkowe pododermatitis oraz na grudkowe zapalenie skóry podbródka (Zdjęcia A, B, C i D). Wielokrotnie zastosowano u niej 7-dniowe terapie ogólne antybiotykowe, na które odpowiedź była bardzo dobra, ale następował szybki nawrót choroby. Rozpoznano głębokie zakażenie bakteryjne, wtórne do alergicznego zapalenia skóry. Proponowane leczenie: Na podstawie badania wrażliwości (patrz wyniki w tabeli) i po upewnieniu się, że wartości enzymów wątrobowych były prawidłowe w badaniach krwi, rozpoczęto leczenie ryfampicyną. Wyizolowana bakteria: S. intermedius Uzasadnienie takiego postępowania: Ze względu na wieloogniskowy i głęboki charakter zakażenia bakteryjnego, w tym przypadku uznano za konieczne ogólne leczenie antybiotykami. Ponieważ KIRA w przeszłości była leczona ogólnie wieloma antybiotykami (co mogło predysponować ją do zakażenia bakteriami opornymi na antybiotyki), przeprowadzono posiew i badanie wrażliwości. Nie podjęto próby leczenia empirycznego z powodu wysokiego prawdopodobieństwa wystąpienia bakterii opornych. Badanie wrażliwości wykazało zakażenie XDR- -MRSP (patrz tabela z wynikami badania wrażliwości). 18

19 Nie brano pod uwagę aminoglikozydów ze względu na ich nefrotoksyczność i ototoksyczność oraz na konieczność podawania ich parenteralnie. Nie rozważano zastosowania pradofloksacyny, ponieważ strefa zahamowania była zbyt bliska granicy wrażliwości. Gdy bakteria jest wrażliwa, fluorochinolony znajdują się w strefie zahamowania o wartości około 30 mm. Mimo że doksycyklina jest dopuszczona do stosowania u zwierząt domowych, nie wzięto jej pod uwagę, ponieważ nie można było ustalić za pomocą tego testu wrażliwości, czy bakterie były na nią wrażliwe, czy też nie. W przypadku MRSA zaleca się, aby wszystkie szczepy MRSA odporne na tetracyklinę traktować jako odporne na doksycyklinę, niezależnie od wyników badań wrażliwości. Nie wiadomo, czy ta sama zasada ma zastosowanie do MRSP. W celu ustalenia, czy minocyklina jest właściwym wyborem w leczeniu MRSP, należy przeprowadzić badanie minocykliny lub doksycykliny przy pomocą nowych proponowanych MIC (Hnot et al. 2015), ale laboratorium nie mogło zaoferować takiej możliwości. Ponadto doksycyklina nie jest dobrym sposobem leczenia głębokich zakażeń bakteryjnych (Miller et al. 2013). Należy ocenić wrażliwość na klindamycynę i erytromycynę. Jeżeli bakterie są wrażliwe na erytromycynę, to będą również na klindamycynę. Jeżeli jednak są oporne na erytromycynę, a chociaż są wrażliwe na klindamycynę in vitro, to mogą nie być wrażliwe in vivo. Tę wrażliwość na klindamycynę należy interpretować za pomocą badania strefy D dla erytromycyny i klindamycyny (Frank and Loeffler 2012, Morris et al. 2017). Jeżeli wynik tego badania był dodatni, oznaczało to, że bakteria była odporna na klindamycynę. Bakterie były wrażliwe na rifampicynę i na podstawie tego wybrano antybiotyk do leczenia Kiry. Wykazano, że ryfampicyna w monoterapii jest skuteczną opcją leczenia w przypadku uogólnionej piodermy głębokiej wywołanej przez MDR- -MRSP (de Lucia et al. 2017). WHO uważa jednak, że rifampicyna jest antybiotykiem o krytycznym znaczeniu dla medycyny człowieka (Morris et al. 2017). Tak więc w tym przypadku innymi środkami przeciwbakteryjnymi, które nie zostały poddane badaniu wrażliwości, ale powinny zostać do niego włączone, byłyby chloramfenikol i minocyklina. Wyniki antybiogramu podane przez laboratorium (metoda Kirby-Bauera): AMINOGLIKOZYDY Strefa zahamowania Zakres wrażliwości granicznej Wynik Gentamycyna 19 <12 - >15 Wrażliwe Amikacyna 24 <14 - >17 Wrażliwe FLUOROCHINOLONY Strefa zahamowania Zakres wrażliwości granicznej Wynik Cyprofloksacyna 17 <20 - >22 Oporne Enrofloksacyna 15 <16 - >23 Oporne Marbofloksacyna 17 <14 - >20 Średniowrażliwe Pradofloksacyna 24 <19 - >24 Wrażliwe TETRACYKLINY Strefa zahamowania Zakres wrażliwości granicznej Wynik Tetracyklina 0 <18 - >23 Oporne Doksycyklina 26 <20 - >25 Wrażliwe MAKROLIDY Strefa zahamowania Zakres wrażliwości granicznej Wynik Erytromycyna 0 <13 - >23 Oporne MARKER OPORNOŚCI Strefa zahamowania Zakres wrażliwości granicznej Wynik Oksacylina 10 <16 - >18 Oporne INNE ANTYBIOTYKI Strefa zahamowania Zakres wrażliwości granicznej Wynik Klindamycyna 28 <14 - >21 Wrażliwe Rifampicyna 33 <16 - >20 Wrażliwe Trimetoprim-Sulfametoksazol 0 <10 - >16 Oporne 19

20 Oba wymienione środki są bardzo ważnymi (ale nie o krytycznym znaczeniu) antybiotykami w medycyny ludzkiej (Morris et al. 2017). Chloramfenikol nie był brany pod uwagę jako opcja leczenia dla Kiry, ponieważ właściciel nie był w stanie podać jej tabletek co 8 godzin. Jeśli chodzi o minocyklinę, laboratorium nie było w stanie jej w tamtym momencie zbadać. Gdyby możliwe było badanie z minocykliną, antybiotyk ten mógłby być lepszym rozwiązaniem niż ryfampicyna, ponieważ nie jest tak ważny jak ona dla medycyny ludzkiej. Ponieważ minocyklina wykazuje słabsze wiązanie z białkami niż doksycyklina (65% do 92%), a przez to charakteryzuje się lepszą dystrybucją do tkanek. Ponadto jest około dwa razy bardziej lipofilna niż doksycyklina, co teoretycznie prowadzi do lepszej penetracji wewnątrzkomórkowej. Z tych powodów powinna być lepszym sposobem leczenia głębokich zakażeń skóry niż doksycyklina. Nie ma jednak badań potwierdzających tę hipotezę, w przeciwieństwie do dowodów, jakie mamy w przypadku ryfampicyny (de Lucia A B E F 20

21 et al. 2017). W związku z tym, biorąc pod uwagę obraz kliniczny (wieloogniskowe głębokie zakażenie bakteryjne), możliwość podawania tabletek Kirze przez właściciela oraz wyniki testu wrażliwości, w tym przypadku ryfampicynę uznano za najlepszą opcję w leczeniu pacjenta. Rezultat: Miesiąc później zmiany uległy wyleczeniu (Zdjęcia E,F, G, H). Ponieważ całkowita liczba krwinek, aktywność enzymów wątrobowych (GPT i GGT) oraz poziom bilirubiny całkowitej badane przed i co tydzień podczas terapii mieściły się w zakresie referencyjnym, przedłużono ją przez kolejny tydzień. ALP wzrosło w czasie leczenia, ale ponieważ inne parametry mieściły się w normie, ten wzrost ALP uznano za zgodny z indukcją enzymów wątrobowych (de Lucia et al. 2017). Rozpoczęto diagnostykę w kierunku alergii, by spróbować zidentyfikować i kontrolować leżącą u podstaw schorzenia alergię. C D G H 21

22 4. Literatura Berger-Bachi B, Rohrer S. (2002) Factors influencing methicillin resistance in staphylococci. Arch Microbial, 178: Brown ED, Wright GD. (2016) Antibacterial drug discovery in the resistance era. Nature, 529: Clinical and Laboratory Standards Institute. (2011) Generation, Presentation and Application of Antimicrobial Susceptibility Test Data for Bacteria of Animal Origin; A Report. CLSI document VET05-R.Wayne, PA: CLSI De Lucia M, Bardagí M, Fabbri E et al. (2017). Rifampicin treatment of canine pyoderma due to multidrug-resistant methicillin-resistant staphylococci: a retrospective study of 32 cases. Vet Dermatol, 28: 171-e36. Couto N, Monchique C, Belas A et al. (2016). Trends and molecular mechanisms of antimicrobial resistance in clinical staphylococci isolated from companion animals over a 16 year period. J Antimicrob Chemother, 71: Detwiler A, Bloom P, Petersen A et al. (2013) Multi-drug and methicillin resistance of staphylococci from canine patients at a veterinary teaching hospital ( ). Vet Q, 33: Epstein CR, Yam WC, Peiris JS et al. (2009) Methicillinresistant commensal staphylococci in healthy dogs as a potential zoonotic reservoir for community-acquired antibiotic resistance. Infect Genet Evol, 9: Fitzgerald JR. (2009) The Staphylococcus intermedius group of bacterial pathogens: species re-classification, pathogenesis and the emergence of methicillin resistance. Vet Derm, 20: Frank LA, Loeffler A. (2012). Methicillin-resistant Staphylococcus pseudointermedius: clinical challenge and treatment options. Vet Dermatol, 23: 283-e56. Gómez-Sanz E, Torres C, Lozano C et al. (2013). High diversity of Staphylococcus aureus and Staphylococcus pseudointermedius lineages and toxigenic traits in healthy pet-owning household members. Underestimating normal household contact? Comp Immunol Microbiol Infect Dis, 36: Guardabassi L, Larsen J, Weese JS et al. (2013). Public health impact and antimicrobial selection of methicillinresistant staphylococci in animals. J Glob Antimicrob Resist, 1: Guardabassi L, Prescott JF. Antimicrobial Stewardship in Small Animal Veterinary Practice: From Theory to Practice. Vet Clin North Am Small Anim Pract, 45: Guardabassi L, Damborg P, Stamm I et al. (2017). Diagnostic microbiology in veterinary dermatology: present and future. Vet Dermatol, 28: 146-e30. Hillier a, Lloyd DH, Weese JS et al. (2014). Guidelines for the diagnosis and antimicrobial therapy of canine superficial bacterial folliculitis (Antimicrobial Guidelines Working Group of the International Society for Companion Animal Infectious Diseases). Vet Dermatol, 25: 163-e43. Hnot ML, Cole LK, Lorch G et al. (2015). Evaluation of canine-specific minocycline and doxycycline susceptibility breakpoints for methicillin-resistant Staphylococcus intermedius isolates from dogs. Vet Dermatol, 26: Hollis A, Ahmed Z. (2013). Preserving antibiotics, rationally. N Engl J Med, 369: Holm BR, Petersson U, Mörner A et al. (2002) Antimicrobial resistance in staphylococci from canine pyoderma: a prospective study of first-time and recurrent cases in Sweden. Vet Rec, 151: Kadlec K and Schwarz S. (2012). Antimicrobial resistance of Staphylococcus pseudointermedius. Vet Dermatol, 23: 276-e55. Kania SA, Williamson NL, Frank LA et al. (2004) Methicillin resistance of staphylococci isolated from the skin of dogs with pyoderma. Am J Vet Res, 65: Lee JH, Jeong JM, Park YH et al. (2004). Evaluation of the methicillin- resistant staphylococcus aureus (MRSA)- Screen latex agglutination test for detection of MRSA of animal origin. J Clin Microbiol, 42: Lloyd DH, Lamport AI, Freeney C. (1996) Sensitivity to antibiotics amongst cutaneous and mucosal isolates of canine pathogenic staphylococci in the UK, Vet Dermatol, 7: Magiorakos AP, Srinivasan A, Carey RB et al. (2012). Multidrug-resistant, extensively drug-resistant and pandrug-resistant bacteria: an international expert proposal for interim standard definitions for acquired resistance. Clin Microbiol Infect,18: McDermott W, Rogers DE. (1982) Social ramifications of control of microbial disease. Johns Hopkins Med J, 151: Miller WHJr, Griffin CE, Campbell KL. (2013). Muller s and Kirk s Small Animal Dermatology. 7th Ed. Elsevier, St. Louis. 22

23 Morris DO, Boston RC, O Shea K, Rankin SC. (2010). The prevalence of carriage of methicillin-resistant staphylococci by veterinary dermatology practice staff and their pets. Vet Dermatol, 21: Morris DO, Loeffler A, Davis MF et al. (2017) Recommedations for approaches to methicillin-resistant staphylococcal infections fo small animals: diagnosis, therapeutic considerations and preventative measures. Vet Dermatol, 28: 304-e69. Mulvey MR and Simor AE. (2009) Antimicrobial resistance in hospitals: how concerned should we be? Canadian Medical Association Journal,180: Neu HC. (1992) The crisis in antibiotic resistance. Science, 257: Noto JM, Kreiswirth BN, Monk AB et al. (2008). Gene acquisition at the insertion site for SCCmec, the genomic island conferring methicillin resistance in Staphylococcus aureus. J Bacteriol, 190: Papich MG. (2012). Selection of antibiotics for methicillinresistant Staphylococcus pseudointermedius: time to revisit some old drugs? Vet Dermatol, 23: Papich MG. (2017). Considerations for using minocycline vs doxycycline for treatment of canine heartworm disease. Parasit Vectors, 10:493. Paul NC, Moodley A, Ghibaudo G, Guardabassi L. (2011) Carriage of methicillin-resistant Staphylococcus pseudointermedius in small animal veterinarians: indirect evidence of zoonotic transmission. Zoonoses Public Health, 58: Payne DJ, Gwynn MN, Holmes DJ, Pompliano DL. (2007) Drugs for bad bugs: confronting the challenges of antibacterial discovery. Nature Rev. Drug Discov, 6: Pellerin JL, Bourdeau P, Sebbag H et al. (1998) Epidemiosurveillance of antimicrobial compound resistance of Staphylococcus intermedius clinical isolates from canine pyodermas. Comp Immunol Microbiol Infect Dis, 21: Pinchbeck LR, Cole LK, Hiller A et al. (2007) Pulsedfield gel electrophoresis patterns and antimicrobial susceptibility phenotypes for coagulase-positive staphylococcal isolates from pustules and carriage sites in dogs with superficial bacterial folliculitis. Am J Vet Res, 68: Schwartz B, Bell D, Hughes JM. (1997) Preventing the emergence of antimicrobial resistance: a call for action by clinicians, public health officials, and patients. JAMA, 278: Schwarz S, Loeffler A, Kadlec K. (2017). Bacterial resistance to antimicrobial agents and its impact on veterinary and human medicine. Veterinary Dermatology, 28: 82-e19. Silver LL.(2011) Challenges of antibacterial discovery. Clin Microbiol Rev, 24: Spellberg B, Guidos R, Gilbert D, et al. (2008) The epidemic of antibiotic-resistant infections: a call to action for the medical community from the Infectious Diseases Society of America. Clin Infect Dis, 46: Tommasi R, Brown DG, Walkup GK, Manchester JI, Miller AA.(2015) ESKAPEing the labyrinth of antibacterial discovery. Nature Rev Drug Discov, 14: Wegener HC, Pedersen K. (1992) Variations in antibiograms and plasmid profiles among multiple isolates of Staphylococcus intermedius from pyoderma in dogs. Acta Vet Scand, 33: Wu MT, Burnham CA, Westblade LF et al. (2016) Evaluation of oxacillin and cefoxitin disk and MIC breakpoints for prediction of methicillin resistance in human and veterinary isolates of Staphylococcus intermedius group. J ClinMicrobiol, 54:

24 LIVISTO Sp. z o.o. ul. Chwaszczyńska 198 a Gdynia tel.: 58/ fax: 58/ livisto.com