dr n med. Aleksandra Garbusińska Kierownik Centralnej Sterylizacji Centrum Onkologii Gliwice

Transkrypt

1 dr n med. Aleksandra Garbusińska Kierownik Centralnej Sterylizacji Centrum Onkologii Gliwice Pałeczki Gram-ujemne niefermentujące NFGNB w środowisku szpitalnym zagrożenia, zwalczanie, zapobieganie. Pałeczki Gram-ujemne niefermentujące NFGNB występujące powszechnie w środowisku szpitalnym, należą obecnie do najczęściej występujących czynników etiologicznych zakażeń. Niepokojące zjawisko narastania oporności tych drobnoustrojów na szerokozakresowe antybiotyki i chemioterapeutyki i związane z tym faktem występowanie trudnych do leczenia zakażeń, zobowiązuje szpitale do wdrażania polityki ochrony antybiotyków i podejmowania restrykcyjnych działań z zakresu higieny. Słowa kluczowe: pałeczki niefermentujące NFGNB, lekooporność, zakażenia szpitalne Liczna grupa pałeczek Gram-ujemnych niefermentujących NFGNB ( ang. non-fermentive Gram- negative bacilli ) o znaczeniu klinicznym wywołujących zakażenia w zakładach opieki zdrowotnej HCAI (ang. Health Care Associated Infections) jest reprezentowana przez bakterie należące w szczególności do rodzajów Acinetobacter, Pseudomonas, Stenotrophomonas, Burkholderia. Spośród kilkudziesięciu gatunków rodzaju Acinetobacter dominujący jest A. baumannii, który łącznie z A.calcoaceticus oraz genogatunkami 3 i 13 TU występuje czasem pod wspólną nazwą A.calcoaceticus - A. baumannii kompleks (ACB) Rzadziej izolowane są: A. lwoffii, A. johnsonii, A. haemolyticus. Gatunki istotne klinicznie należące do pozostałych rodzajów to: P. aeruginosa, P. putida, P. stutzeri, P. fluorescens, S. maltophilia, B. cepacia. Pałeczki NFGNB występują powszechnie w środowisku naturalnym: w wodach powierzchniowych, ściekach, glebie, żywności, na roślinach i zwierzętach, w produktach pochodzenia roślinnego i zwierzęcego [1,2,3,4]. Z wyjątkiem rodzaju Pseudomonas, wchodzą w skład naturalnej, tj. fizjologicznej mikroflory zdrowego człowieka. Są izolowane ze skóry, błon śluzowych jamy ustnej, gardła, nosa, dróg oddechowych, z przewodu pokarmowego. Wilgotne obszary skóry takie jak zagięcia, pachy, pachwiny, miejsca między palcami stóp zasiedlają szczególnie obficie [1,3]. Flora fizjologiczna w warunkach zachowania równowagi między kolonizującymi drobnoustrojami a organizmem pełni ogromne ważną funkcję 1

2 biologiczną chroniąc gospodarza przed inwazją,,obcych bakterii, czyli tych potencjalnie patogennych. W pomieszczeniach zakładów opieki zdrowotnej pałeczki NFGNB preferują środowisko wodne i miejsca wilgotne: umywalki, zlewy, nawilżacze powietrza, krany, perlatory, głowice pryszniców i kabiny prysznicowe, dozowniki ze środkami do higieny rąk, urządzenia do hemodializy, unity stomatologiczne, respiratory, cewniki naczyniowe i moczowe, pompy infuzyjne, itp. Są wykrywane również w wodzie wodociągowej. Występują obficie na sprzęcie szpitalnym: na łóżkach, pościeli, kocach, materacach, poduszkach, w miejscach dotykowych, np. na klamkach i słuchawkach telefonów [2,3,4,5,6,7]. Wykrywane są także w powietrzu i w urządzeniach wentylujących [3]. Pałeczki NFGNB posiadają cechy ułatwiające im adaptację w środowisku w warunkach niesprzyjających, nawet w dłuższych okresach czasu. Tak więc tolerują wahania temperatury, mają niewielkie wymagania odżywcze, rozmnażają się nawet w wodzie destylowanej i zdemineralizowanej [1,3,4,6]. Pałeczki Acinetobacter spp. wyróżniają się spośród innych NFGB odpornością na przesuszenie [3,4]. Na powierzchni laminatu bakterie te przeżywają od 3 do 13 dni, na suchej bibule - 6 dni, na szkle od 7 dni do 11 miesięcy, bawełnie- od 9 do 25 dni, poliuretanie, polietylenie - powyżej 60 dni, na fartuchu z bawełny, poliesteru- powyżej 11 dni, na porcelanie, stali, gumie- kilka miesięcy) [4]. Pałeczki Acinetobacter spp. są przystosowane do przeżywania w warunkach niedoboru pierwiastków niezbędnych w ich przemianach metabolicznych. Jest to możliwe dzięki ich zdolnościom do pozyskiwania węgla ze związków alkoholowych, np. alkoholowych preparatów dezynfekcyjnych [4,8] oraz do wychwytu żelaza ze środowiska za pośrednictwem cząstek o wysokim powinowactwie do tego pierwiastka zwanych sideroforami. Siderofory wykryto np. u szczepów izolowanych z ognisk epidemicznych [8]. Pałeczki NFGNB generują na powierzchniach żywych tkanek lub abiotycznych strukturę biofilmu, uwarunkowaną między innymi posiadaniem przez bakterie struktur powierzchniowych typu rzęski, fimbrie, otoczki. Ułatwiają one komórkom adhezję do powierzchni. Szczególnie Acinetobacter spp. wykazuje zdolność do szybkiego wytwarzania tej struktury [1]. Biofilm, jako uporządkowana wspólnota licznych komórek bakteryjnych zatopionych w bezkomórkowej matrycy składającej się z różnorodnych związków organicznych, ściśle związana z podłożem, ułatwia bakteriom przetrwanie w środowisku w warunkach narażenia na antybiotyki, zabiegi czyszczące, wysuszenie, wahania wilgotności itp. Wytwarzanie biofilmu jest oznaką wirulencji bakterii i staje się trudnym problemem higienicznym, jeśli powstaje na powierzchni sprzętu medycznego: cewnikach naczyniowych, moczowych, układach zastawkowych, przewodach unitów stomatologicznych, implantach 2

3 i innych materiałach wszczepiennych, itp.[3,4,8,9]. Z niedostatecznie oczyszczonego sprzętu bakterie mogą zostać przeniesione bezpośrednio na pacjenta lub za pośrednictwem obsługującego ten sprzęt personelu medycznego, powodując zakażenia. W transmisji drobnoustrojów podkreśla się znaczenie przede wszystkim braku zachowania zasad higieny rąk pracowników medycznych. W 85 ośrodkach greckich wykonujących zabiegi hemodializy wykryto przypadki skażenia pałeczkami Gram-ujemnymi systemów wodnych do przeprowadzania tych procedur. Z pobranych do badań mikrobiologicznych próbek wody z kranu, wody uzdatnionej i dializatów wyhodowano łącznie 141 szczepów bakterii Gram-ujemnych, z których 98 to pałeczki niefermentujące. Najczęściej izolowano Pseudomonas aeruginosa (22,7% wszystkich szczepów), Chryseobacterium meningosepticum (14,9%), Stenotrophomonas maltiphilia (13,5%). Udowodniono powiązanie tych wyizolowanych szczepów bakterii z zakażeniami odcewnikowymi, które wystąpiły u dializowanych pacjentów [6]. Udokumentowano ognisko epidemiczne, w którym czynnikiem etiologicznym zakażeń pacjentów były szczepy Pseudomonas aeruginosa pochodzące z umywalek usytuowanych w pobliżu pokoi łóżkowych. Z umywalek tych korzystano między innymi w trakcie wykonywania czynności przygotowywania leków [2]. Opisano skażenie bakteriami środków antyseptycznych do higieny rąk [5,9]. Szczep Pseudomonas aeruginosa ST 175 o szczególnej zjadliwości, zanieczyszczający dozowniki z triklosanem i glukonianem chlorheksydyny został przeniesiony przez ręce personelu na pacjentów cewnikowanych dożylnie i urologicznie wywołując zakażenia [5]. Doniesiono o wystąpieniu ognisk epidemicznych spowodowanych środkami dezynfekcyjnymi: IV rzędowymi związkami amoniowymi, formaldehydem, fenolami, które były skażone bakteriami Burkholderia cepacia, Pseudomonas aeruginosa, Stenotrophomonas maltophilia, Alcaligenes faecalis [9]. Inwazyjne, trudne do leczenia zakażenia, ogniska i epidemie szpitalne zobowiązują do przeprowadzania dochodzeń epidemiologicznych w poszukiwaniu powiązań tych zdarzeń ze środowiskiem szpitalnym [2,5,7]. Najczęściej dowodem na istnienie tego typu zależności były badania wykonywane techniką typowania molekularnego PFGE wskazujące na genetyczne pokrewieństwo szczepu bakterii wyizolowanego od zakażonych pacjentów ze szczepami tego samego gatunku wyhodowanego ze środowiska szpitalnego [1,2,5]. W działaniach prewencyjnych, ogromne znaczenie ma jakość przeprowadzanych czynności czyszczenia i dezynfekcji. Skuteczne procesy przerywają łańcuch szerzenia się zakażeń powiązanych ze środowiskiem. Z kolei zaniedbania higieniczne, w tym dotyczące higieny rąk personelu medycznego wykonującego zabiegi medyczne mogą doprowadzić do pojawiania się nowych źródeł infekcji. Wskazywano na częste błędy użytkowników wykonujących 3

4 zabiegi dekontaminacyjne: stosowanie w procedurach środków dezynfekcyjnych o zbyt niskim zakresie mikrobójczym lub po utracie aktywności, niewłaściwe przygotowywanie roztworów preparatów, niedokładnie oczyszczenie powierzchni przed dezynfekcją, nieprzestrzeganie czasu kontaktu roztworu środka z powierzchnią, błędy w użytkowaniu dozowników (stałe dolewanie środków do dozowników bez ich uprzedniego opróżnienia, umycia i wysuszenia)[5,9]. W zakresie zachowania czystości mikrobiologicznej wody pojawiły się zalecenia przeprowadzania okresowej dezynfekcji termicznej wody, jonizację srebrem i stosowania filtrów wodnych do kranów i pryszniców. Zastosowanie filtrów o porach 0,2 µm ograniczyło występowanie między innymi P. aeruginosa, S. maltophilia, A. baumannii w oddziałach hematologii i onkologii [2,7]. Zakażenia wywoływane przez pałeczki NFGNB mogą dotyczyć każdej tkanki i narządu i zwykle są poprzedzone kolonizacją drobnoustrojami szpitalnymi różnych obszarów anatomicznych. Bakterie najszybciej zasiedlają miejsca wilgotne i podatne na powstawanie biofilmu: przy rurce tracheotomijnej, cewniku naczyniowym, moczowym, przy elementach wszczepiennych z tworzyw sztucznych, itp. Postać kliniczna zakażenia może objawiać się jako zapalenie skóry i tkanek miękkich, zapalenie płuc, zwłaszcza tzw. respiratorowe zapalenie płuc VAP (ang. ventilator-associated pneumonia), zapalenie ucha, zatok, gałki ocznej, zapalenie otrzewnej, infekcje w obrębie jamy brzusznej, zapalenie kości, zakażenie układu moczowego (dotyczy zwłaszcza chorych z założonymi cewnikami moczowymi), bakteriemia przechodząca w posocznicę i wstrząs septyczny (powiązana często z cewnikami naczyniowymi, sztucznymi zastawkami lub VAP), zapalenie opon mózgowo- rdzeniowych [1,2,3,4,10,11]. Zakażenia nie zawsze są spowodowane transmisją bakterii ze środowiska szpitalnego i sprzętu na pacjenta w wyniku zabiegów medycznych. Często są to infekcje oportunistyczne, endogenne, rozwijające się w warunkach naruszenia składu flory naturalnej i translokacji mikroorganizmów w organizmie. Bakteriemia będąca wynikiem translokacji flory fizjologicznej z przewodu pokarmowego poprzez nabłonek śluzówki do układu krążenia to przykład takich zaburzeń. Powodem jest dysfunkcja ściany jelita pacjentów żywionych pozajelitowo. Zakażeniom najczęściej ulegają pacjenci długotrwale hospitalizowani zwłaszcza w oddziałach intensywnej terapii, pacjenci z przedłużającą się wentylacją mechaniczną, poddawani antybiotykoterapii o szerokim spektrum, po inwazyjnych zabiegach diagnostycznych, leczniczych, chirurgicznych, z oparzeniami, z dostępem naczyniowym, z poważną chorobą podstawową np. z POChP, z mukowiscydozą, z chorobą nowotworową, w stanach immunosupresji, neutropenii. Nie bez znaczenia ma również wiek pacjentów [1,2,3,10,11]. 4

5 Trudnym problemem klinicznym są zakażenia NFGNB spowodowane szczepami opornymi na stosowane powszechnie leki przeciwdrobnoustrojowe. Pojawienie się tego typu infekcji oznacza zwykle znaczne zawężenie opcji terapeutycznych i w konsekwencji ciężki przebieg zakażenia. Mogą bowiem pojawić się szczepy pałeczek niefermentujących: wielooporne MDR( ang. multidrug-resistant), tj. oporne na co najmniej trzy lub więcej klas leków, wielooporne typu XDR (ang. extensively-drug-resistant) tj. oporne na trzy klasy leków włącznie z karbapenemami lub wielooporne typu PDR (ang. pandrug-resistant) tj. oporne na prawie wszystkie grupy leków, w tym polimiksyny i tigecyklinę [1,3,10]. Pojawienie się tych trudnych do leczenia infekcji jest zawsze spowodowane wykształceniem przez pałeczki NFGNB genetycznie uwarunkowanych mechanizmów oporności na leki. Za określony mechanizm oporności odpowiadają geny usytuowane w chromosomie bakterii lub poza chromosomem, głównie w plazmidach [10]. Jednym z mechanizmów oporności pałeczek NFGNB na leki przeciwdrobnoustrojowe jest tzw. oporność transportowa polegająca na blokowaniu wejścia leku do komórki bakteryjnej z powodu wystąpienia defektów błony zewnętrznej [1,3,4,12], czy też aktywne wypompowywanie leku z komórki [1,3,4,8]. Inny mechanizm to zmiana miejsca docelowego dla leku [8]. Jednak głównym mechanizmem jest tzw. oporność enzymatyczna polegająca na produkcji enzymów rozkładających lub modyfikujących leki. Szczególnie niebezpieczne w skutkach są mechanizmy rozkładające leki zwane potocznie,,z górnej półki, które są zarezerwowane do leczenia najtrudniejszych infekcji. Tu wyszczególnić należy produkcję enzymów rozkładających szeroko stosowane leki beta-laktamowe: beta-laktamazy ESBL (ang. extended spectrum beta -lactamases) tzn. o rozszerzonym spektrum substratowym [3,8,10,12], cefalosporynazy AmpC [1,4,8,12], karbapenemazy, w tym typu MBL (ang. metallo-beta-lactamases) oraz typu KPC (ang. Klebsiella pneumoniae carbapenemase) występujące najczęściej u Pseudomonas spp., hydrolizujące wszystkie antybiotyki beta-laktamowe [1,3,4,8]. Występowanie opornych patogenów jest obecnie powszechne, jednakże w szczególności środowisko szpitalne sprzyja pojawianiu i rozprzestrzenianiu się lekoopornych drobnoustrojów. Brak racjonalnej polityki antybiotykowej, zwłaszcza stosowanie leków o szerokim zakresie przeciwdrobnoustrojowym doprowadza do selekcji szczepów opornych. Niebezpieczne, nieprzewidywalne w skutkach są mutacje w obrębie istniejących genów, ponieważ mogą doprowadzić do pojawiania się nowych mechanizmów oporności. Z kolei przekazywanie z komórki do komórki ruchomych elementów genetycznych zawierających geny oporności, odbywające się poza podziałami komórkowymi bakterii i co ma ogromne znaczenie przebiegające horyzontalnie, tj. międzygatunkowo, warunkuje szybkie rozprzestrzenianie się lekoopornych szczepów w środowisku. 5

6 W 2010 roku, w 36 polskich szpitalach realizujących program Europejskiej Sieci Monitorowania Oporności na Antybiotyki EARS-Net (ang. European Antimicrobial Resistance Surveillance Network) uzyskano następujące zbiorcze wyniki badań lekooporności dla najczęściej izolowanych pałeczek NFGNB z zakażeń inwazyjnych: - Pseudomonas aeruginosa, szczepy oporne na aminoglikozydy: 30%, fluorochinolony: 28%, ceftazydym: 25%, karbapenemy: 25%, piperacylinę/ tazobactam: 29% - Acinetobacter baumanni, szczepy oporne na imipenem: 39%, meropenem: 37%, piperacylinę/ tazobactam: 78%, ceftazydym: 82%, gentamycynę: 69% amikacynę: 52%, tobramycynę: 47%, netylmycynę: 73% ciprofloksacynę: 87% [13]. Według Rozporządzenia Ministra Zdrowia z dnia 23 grudnia 2011 r. (Dz.U , poz.1741)-,,w sprawie listy czynników alarmowych, rejestrów zakażeń szpitalnych i czynników alarmowych (.), wydanym na podstawie Ustawy z dnia 5 grudnia 2008r.,,o zapobieganiu oraz zwalczaniu zakażeń i chorób zakaźnych u ludzi (Dz.U ), szczepy tych właśnie gatunków pałeczek niefermentujących z mechanizmami oporności znajdują się w wykazie czynników alarmowych. Izolacja czynników alarmowych zobowiązuje zakłady opieki zdrowotnej do prowadzenia rejestru tych patogenów w swoich jednostkach oraz podejmowania konkretnych działań w zakresie profilaktyki oraz w celu ich eradykacji. Problem narastania zakażeń HCAI wywoływanych przez drobnoustroje lekooporne jest problemem międzynarodowym, skłaniającym kraje Unii Europejskiej do podejmowania wspólnych, skoordynowanych działań zmierzających do rozpoznania skali zjawiska, ustalania jednolitych kryteriów diagnostyki tych zakażeń, oceny czynników ryzyka, jak również opracowywania wytycznych procedur dotyczących profilaktyki zakażeń. W oparciu o rekomendacje, dyrektywy Unii Europejskiej, wytyczne Światowej Organizacji Zdrowia oraz polskie przepisy prawne (Dz.U.2008.Nr164,poz.1027 oraz Dz.U ), powstał w Polsce Narodowy Program Ochrony Antybiotyków NPOA. Realizacja Programu przez pilotażową grupę polskich szpitali pod kierunkiem zespołu ekspertów Narodowego Instytutu Leków w Warszawie to monitorowanie czynników etiologicznych inwazyjnych zakażeń bakteryjnych, analiza występujących ognisk epidemicznych, rozpoznawanie mechanizmów oporności i zarysowujących się trendów zmian lekooporności. Polska i inne kraje realizując program Europejskiej Sieci Monitorowania Oporności na Antybiotyki EARS-Net przekazuje uzyskane z analiz epidemiologicznych wyniki do EARS- Net. Tym sposobem działania europejskich ośrodków medycznych są koordynowane i pozwalają na szybką, bieżącą analizę sytuacji epidemiologicznej w celu wspólnego 6

7 podejmowania działań zapobiegawczych i służących opracowywaniu właściwej strategii zapobiegania i leczenia zakażeń [13]. Piśmiennictwo 1. Żabicka D, Izdebski R. Zakażenia wywoływane przez Acinetobacter spp. Nowa Klinika 2009; 16: Fujitani S, Sun H-Y, Yu VL. Pneumonia due to Pseudomonas aeruginosa Part I: Epidemiology, clinical diagnosis and source. Chest 2011; 139: Manchanda V, Sanchaita S, Singh NP. Multidrug resistant Acinetobacter. J Glob Infect Dis 2010; 2: Wróblewska M. Znaczenie kliniczne bakterii z rodzaju Acinetobacter nowe zagrożenia. Post Microbiol 2008; 47: Lanini S, D Arezzo S, Puro V et al. Molecular epidemiology of a Pseudomonas aeruginosa hospital outbreak driven by a contaminated disinfectant- soap dispenser. PLoS ONE 2011; 6: e ( 6. Arvanitidou M, Vayona A, Spanakis N, Tsakris A. Occurrence and antimicrobial resistance of Gram-negative bacteria isolated in haemodialysis water and dialysate of renal units: results of a Greek multicentre study. J Appl Microbiol 2003; 95: Cervia JS, Ortolano GA, Canonica FP. Hospital tap water as a source of Stenotrophomonas maltophilia infection. Clin Infect Dis 2008; 46: Roca I, Espinal P, Vila-Farrés X, Vila J. The Acinetobacter baumannii oxymoron: commensal hospital dweller turned pan-drug-resistant menace. Front Microbiol 2012; 3: Weber DJ, Rutala WA, Sickbert-Bennett EE. Outbreaks associated with contaminated antiseptics and disinfectants. Antimicrob Agents Chemother 2007; 51: Zielińska-Borkowska U, Złotorowicz M. Zakażenie szczepami wieloopornymi u chorych leczonych w oddziale intensywnej terapii. Anestezjologia Intensywna Terapia 2010; XLII: Safdar A, Rolston KV. Stenotrophomonas maltophilia: changing spectrum of a serious bacterial pathogen in patients with cancer. Clin Infect Dis 2007; 45: Duszyńska W. Antybiotykoterapia zakażeń bakteriami Gram- ujemnymi u chorych w OIT w kontekście wielooporności. Anestezjologia Intensywna Terapia 2010; XLII:

8 13. Materiały XV Sympozjum Naukowego - Postępy w Medycynie Zakażeń 2011; Polskie Towarzystwo Mikrobiologów, Warszawa. 8