OCENA JAKOŚCI WYBRANYCH GATUNKÓW WARZYW JAKO WAŻNYCH ELEMENTÓW ŻYWNOŚCI FUNKCJONALNEJ Sprawozdanie

Transkrypt

1 OCENA JAKOŚCI WYBRANYCH GATUNKÓW WARZYW JAKO WAŻNYCH ELEMENTÓW ŻYWNOŚCI FUNKCJONALNEJ Sprawozdanie Kierownik tematu dr hab. Inż. Czesław Puchalski Prof. UR dr inż. Józef Gorzelany Katedra Inżynierii Rolno-Spożywczej prof. dr hab. inż. Jan Oszmiański dr inż. Tomasz Cebulak dr Ireneusz Kapusta Katedra Technologii i Oceny Jakości Produktów Roślinnych Celem badań było określenie przydatności technologicznej warzyw jako komponentów żywności funkcjonalnej pod względem zawartości w wybranych gatunkach warzyw: zawartości związków polifenolowych zawartości witaminy C zawartości witaminy B 2 zawartości azotanów zawartości karotenoidów potencjału antyoksydacyjnego tekstury wybranych warzyw korzeniowych zmian barwy zmiany w/w parametrów w czasie obróbki termicznej (blanszowanie) W pierwszym etapie badań chodzi o rozpoznaniu różnic międzygatunkowych w zawartości polifenoli i substancji biologicznie aktywnych. W tym celu wytypowano po dwie odmiany w ramach danego gatunku. Kolejne zamierzenia badawcze zostaną skierowane w kierunku poznania różnic odmianowych w obrębie wytypowanych gatunków. Dlatego też podjęto starania zmierzające do wyłonienia tych gatunków, które w polskich warunkach

2 klimatycznych posiadają najwyższy potencjał biologicznie aktywnych związków. W pierwszym roku badań zostało wytypowanych 14 gatunków warzyw pochodzących z gospodarstw rolnych produkujących na rynek, jak i zakładów przetwórczych. Badaniami objęto między innymi sprawdzone odmiany towarowe, zalecane przez służby kontraktacyjne zakładów Hortino w Leżajsku. W następnych latach wymagana jest kontynuacja badań nad pozostałymi gatunkami warzyw, ale równocześnie założenie plantacji doświadczalnych z odmianami tych gatunków, które wykazały się najwyższą aktywnością związków biologicznie aktywnych w pierwszym roku badań. Parametry barwy, badanych gatunkach warzyw Świeżo dostarczony materiał badawczy został poddany procedurze przygotowania próbek do analiz. Proces przygotowania próbek polegał na myciu i oddzieleniu części próby do oznaczeń na świeżym materiale (sucha masa, ph, vit. C, barwa, azotany), pozostała część materiału badawczego była zabezpieczana poprzez liofilizację. Barwa warzyw oznaczana była za pomocą kolorymetru Hunter Lab w świetle odbitym w zakresie nm wykorzystując skalę CIE L*a*b* Parametr a* dodatni określa ilość barwy czerwonej, ujemny zielonej. Parametr b* dodani określa ilość barwy żółtej, ujemny ilość barwy niebieskiej. Parametr L* przyjmuje wartość od 0 (czarna) do 100 (biała. Barwa warzyw oznaczana była w stanie świeżym, po procesie blanszowania w wodzie jak i blanszowania w parze wodnej. Przy czym ustaloną formą warzyw do procesu blanszowania była kostka, a przyjęty czas blanszowania wynosił 3 minuty dla wody i 2 minuty dla pary. Ze względu na zakładany pilotażowy charakter badań, który obejmował szeroki wachlarz badanych gatunków warzyw i małą liczbę odmian w obszarze gatunku trudno jest przeprowadzić obliczenia zależności statystycznych. Jednak na podstawie obserwacji uzyskanych wyników (tabela 1) można stwierdzić, że obserwowany poziom zmian barwy warzyw uzależniony był od sposobu obróbki termicznej. W każdym przypadku obróbka termiczna powodowała zmianę barwy w porównaniu do próbki warzyw a świeżego. Oraz tych zmian nasilał się w przypadku blanszowania w wodzie, był nieco mniejszy w przypadku użycia pary. I tak proces blanszowania najmniej przyczynił się do zmiany barwy cukinii, patisona, brukselki marchwi i selera. W wymienionych gatunkach zmiany parametrów oceny były niewielkie. Natomiast wśród warzyw u których zaobserwowane wyraźniejsze zmiany zabarwienia podczas

3 procesów blanszowania znalazła się kapusta czerwona, w której szczególnie parametry a * i b * uległy przesunięciu. Parametr a * średnio o 3,4 punktu w kierunku barwy zielonej, a parametr b * średnio o 3 punkty w stronę barwy niebieskiej. Podobnie w przypadku buraka ćwikłowego blanszowanie w wodzie przesunęło parametry barwy a * średnio o 12,3 punktu w kierunku barwy zielonej, a parametru b * o 5,7 punktu w kierunku barwy niebieskiej. Kolejnym warzywem w którym procesy blanszowania przyczyniły się do pogorszenia barwy była cebula czerwona. W tym przypadku wyraźnej zmianie uległy wszystkie odczytywane parametry barwy L * a * b *, odpowiednio parametr L* średnio o 17 punktów w kierunku barwy czarnej, parametr a * średnio o 2,8 punktu w kierunku barwy zielonej, a parametr b * średnio o 0,8 punktu w kierunku barwy niebieskiej. Zaobserwowano różnice w barwie także między różyczką a łodyżką w kalafiorze i brokule, zmiany te widoczne były zarówno w materiale świeżym jak i poddanym obróbce termicznej. W każdym analizowanym przypadku zmiany barwy w skali CIE L*a*b* miały bardziej wyraźny charakter dla warzyw blanszowanych w wodzie niż blanszowanych w parze wodnej. Wnioski Blanszowanie warzyw zmienia ich wybarwienie. Stopień tych zmian uzależniony jest od rodzaju blanszowania. Najmniejsze zmiany barwy zaobserwowano w przypadku blanszowania w parze, blanszowanie w wodzie prowadziło do większych zmian w barwie analizowanych odmian w ramach badanych gatunków. Jednak dla pełniejszego rozeznania tematu potrzebne są dalsze szczegółowe badania uwzględniające różne kombinacje czasu obróbki termicznej. Zawartość witaminy C, witaminy B 2, azotanów, karotenoidów cukrów ogółem w badanych gatunkach warzyw Poziom zawartości witaminy C w badanych warzywach uzależnione był zarówno od gatunku odmiany i sposobu blanszowania (tabela 2). Analiza witaminy C prowadzona była metodą HPLC w ekstrakcie warzyw świeżych. Oznaczona ilość witaminy C zawierała się w granicach od ilości śladowych w przypadku ogórka (średnio 1,5 mg/100g) do 104 mg/100g dla brukselki świeżej. We wszystkich przypadkach blanszowanie warzyw prowadziło do obniżenia zawartości witaminy C. Witamina C należy do jednych z najmniej trwałych witamin. Pod wpływem temperatury, światła wysokiego ph następuje szybka jej degradacja.

4 Dlatego też jest cennym składnikiem warzyw świeżych i krótko mrożonych. Wśród badanych gatunków warzyw w czołówce pod względem zawartości witaminy C znalazły się odmiany kapusty brukselki i brokuła. Ze wszystkich przebadanych warzyw najwięcej witaminy C oznaczono w brukselce odmiany Cumulus (105 mg/100g ś.m.), w drugiej badanej odmianie Ajax 103 mg/100g ś.m.. Blanszowanie w wodzie obniżyło poziom analizowanej witaminy średnio o 32%, zaś w parze wodnej o 27,6% w odmianie Cumulus, natomiast w odmianie Ajax odpowiednio o 39% i 31%. W brokułach odmiany Monako zawartości witaminy C w wyniku blanszowania w wodzie obniżyła się z poziomu 98 mg/100g ś.m. do 67 mg/100g ś.m., to jest o 32%. Stwierdzono podobny spadek zawartości witaminy C w odmianie Parthenon. Kapusta głowiasta znalazła się na kolejnym miejscu w zawartości witaminy C. Wyniki analiz stwierdziły poziom witaminy C w analizowanych odmianach na poziomie od 44 mg/100g ś.m. w odmianie Kingston do 60 mg/100g ś.m. w odmianie Adaptor. Ubytek zawartości witaminy C pod wpływem blanszowania w wodzie określono na poziomie 39% dla odmiany Agresor, 36% dla odmiany Kingston, 32% dla odmiany Kalina, natomiast spadek zawartości witaminy C w warzywach blanszowanych para wodną kształtował się następująco: 24% dla odmiany Agresor, 20% dla odmiany Kingston 22%, dla odmiany Kalina i 18% dla odmiany Adaptor i 27% dla odmiany Ula. Dla analizowanych odmian kalafiora poziom witaminy C kształtował się od 25 mg/100g ś.m. dla odmiany Seul do 43 mg/100g ś.m. w odmianie Sloop. Blanszowanie w wodzie obniżyło oznaczoną zawartość witaminy C o 43% w odmianie Altamira, 24% w odmianie Escale, 32% w odmianie Seul, 39% w odmianie Raft i 37% w odmianie Sloop. U pozostałych analizowanych gatunków oprócz kapusty czerwonej stwierdzono niska zawartość witaminy C. Najmniejszą zawartość witaminy C oprócz ogórka oznaczono w cebuli odmiany Polanowska 11 mg/100g ś.m., marchwi odmian Anastasia i Ceradec 6 mg/100g ś.m., w czosnku Bułgar 9 mg/100g ś.m., czosnku odmiany Harnaś 14 mg/100g ś.m., selerze odmiany Balena 6 mg/100g ś.m., selerze odmiany Diamont 11 mg/100g ś.m., cebuli czerwonej odmiany Red Baron 12 mg/100g ś.m., buraku ćwikłowym odmiany Pablo mg/100g ś.m.. Wszystkie przeprowadzone analizy ze względu na pilotażowy charakter obejmowały małą liczbę odmian w obrębie gatunku, dlatego tez istnieje konieczność w następnych latach rozszerzyć liczbę badanych odmian w obszarze gatunków z najwyższą zawartością witaminy C. Poziom ryboflawiny witaminy B 2 w analizowanych odmianach w ramach badanych gatunków okazał się raczej wyrównany (tabela 2). Jedynie w przypadku odmian brokuła i kapusty brukselskiej nieznacznie wyższy niż w pozostałych badanych odmianach. Najwyższą stwierdzoną zawartość ryboflawiny odnotowano w odmianach brukselki Cumulus 0,16 mg/100g ś.m. i Ajax 0,15 mg/100g ś.m., nieznacznie

5 mniej w odmianach brokuła Monaco i Parthenon, odpowiednio 0,12 mg/100g ś.m. i 0,11 mg/100g ś.m., oraz w odmianach czosnku Harnaś 0,11 mg/100g ś,m. i Bułgar 0,10 mg/100g ś.m. Odmianami a najmniejszej oznaczonej zawartości ryboflawiny było odmiany cukini Atena Polka i Zielona Soraja (0,03 mg/100g ś,m.), odmiany ogórka Grot i Junak ( 0,03 mg/100g ś,m.), cebuli odmian Polanowska, Armstrong, Napoleon, Lorenzos, Mission (0,03 mg/100g ś,m.). Proces blanszowania obniżył zawartość ryboflawiny w badanych warzywach. Największy oznaczony ubytek ryboflawiny zanotowano w odmianie kapusty Agresor blanszowanie w wodzie obniżyło poziom ryboflawiny o 50%. Nieco mniejsze obniżenie ryboflawiny w badanych odmianach następowało w przypadku użycia pary wodnej w procesie blanszowania. Poziom azotanów w badanych odmianach warzyw kształtował się w szerokich granicach od 33 mg/100g ś,m. w przypadku odmiany kapusty brukselskiej Ajax do 1752 mg/100g ś,m. w odmanie buraka ćwikłowego Alto (tabela 2). Wysoki poziom azotanów oznaczono w odmianch gatunków: buraka ćwikłowego średnio 1661 mg/100g ś,m., kapusty czerwonej 1467 mg/100g ś,m. selera 1385 mg/100g ś,m.. Niski poziom azotanów stwierdzono w odmianach gatunków: ogórka średnio 82 mg/100g ś,m., czosnku 63 mg/100g ś,m., cukini 40 mg/100g ś,m. oraz kapusty brukselki 34 mg/100g ś,m. Proces blanszowania skuteczninie prowadził do dalszego obniżenia zawartości azotanów w badanych warzywach. W przypadku cukini blanszowanie w wodzie obniżyło zawartość oznaczonych azotanów średnio o 28%, w parze o 27%. Dla blanszowanych brokułów odpowiednio 27% i 19%. W blanszowanej wodą cebuli stwierdzono obniżenie zawartości azotanów o 21% a w cebuli blanszowanej w parze o 14%. Blanszowanie w wodzie główki kapusty brukselskiej straciły średnio 26% początkowej zawartości azotanów, a te blanszowane w parze wodnej 16%. Jednym z najwyżej zanotowanych ubytków azotanów stwierdzono w liściach kapusty głowiastej blanszowanej w wodzie, średnia 28%, a dla liści blanszowanych w parze wodnej 17%. Podobnie duże obniżenie w zawartości azotanów odnotowano w przypadku blanszowanych róż kalafiora. Blanszowane w wodzie róże kalafiora straciły średnio 36% początkowej zawartości azotanów, a blanszowane w parze 21%. Blanszowana w wodzie kostka marchwi średnio utraciła 35% pierwotnej zawartości azotanów, natomiast blanszowana w parze w granicach 20%. Zawartość azotanów w plasterkach czerwonej cebuli w wyniku blanszowania w wodzie obniżyła się średnio do poziomu 83,5 mg/100g ś,m. z 134,5 mg/100g ś,m., zaś blanszowanej w parze do 108 mg/100g ś,m.. Liście kapusty czerwonej w wyniku termicznej obróbki gorącą wodą straciły średnio 37% początkowej zawartości azotanów, a te blanszowane parą 22%.. Redukcja w zawartości azotanów dotyczyła także plastrów buraka ćwikłowego.

6 Potraktowanie plastrów gorącą wodą spowodowało 30% ubytek azotanów, a parą wodną 16%. Potencjał przeciwutleniający ABTS, DPPH, FRAP, ORAC badanych warzyw Najczęściej wykorzystywaną metodą do oznaczania aktywności przeciwutleniającej materiału roślinnego jest metoda z użyciem roztworu DPPH (2,2-difenylo-1-pikrylohydrazyl) jako jednego z kilku stabilnych i komercyjnie dostępnych rodników azowych. Rodnik DPPH w roztworze alkoholu ma barwę purpurową z maksimum absorbancji przy długości fali 515 nm. Wczasie reakcji wychwytuje on elektrony od substancji antyultleniającej i przechodzi do słabo zabarwionego produktu, powodując zmianę barwy mieszaniny reakcyjnej na żółtą. Zmianę tę monitoruje się spektrofotometrycznie. W licznych opracowaniach naukowych wykazano, że aktywność przeciwultleniająca badanego materiału jest wprost proporcjonalna do ogólnej zawartości polofenoli. Bardzo często więc potencjał antyoksydacyjny wyraża się jako całkowitą zawartość polifenoli, oznaczaną za pomocą metody z zastosowaniem odczynnika Folin-Ciocalteau. Metoda opiera się na przeprowadzeniu reakcji barwnej pomiędzy związkami fenolowymi a odczynnikiem F-C oraz spektrofotometrycznym pomiarze natężenia barwy przy długości fali 670 nm. Wyniki pomiaru przedstawia się jako ilości równoważników substancji odniesienia (kwas galusowy w mg/100g). Wykonane analizy wskazują na wysoki potencjał antyoksydacyjny brokułów, cebuli, kapusty brukselskiej, kapusty czerwonej i cebuli czerwonej. Potwierdzeniem sa wysoko oznaczone ekwiwalenty kwasu galusowego metodą ABTS której metoda polega na oznaczania aktywności antyoksydacyjnej poprzez określenie stopnia zmiatania rodników ABTS+ wytworzonych uprzednio podczas reakcji chemicznych (np. z ditlenkiem manganu, związkiem ABAP oraz nadsiarczanem potasu).wytworzone podczas reakcji rodniki mają barwę niebieskozieloną, antyoksydanty, redukując kationorodnik, powodują zanik barwy roztworu, przy czym spadek intensywności zabarwienia zależy od zawartości przeciwutleniaczy w roztworze. Najnowocześniejszą metodą pozwalającą określić całkowitą zdolność antyoksydacyjną substancji biologicznie aktywnych w badanym materiale roślinnym jest metoda ORAC (Oxygen Radical Absorbance Capacity). Wykonane ta metodą oznaczenia pozwoliły na wytypowanie odmian cechujących się najwyższym potencjałem antyoksydacyjnym, więc takich których wykorzystanie jako składników żywności funkcjonalnej jest jak najbardziej uzasadnione (tabela 3). W grupie tych warzyw znalazły się cebula, kapusta brukselka, brokuł, kapusta głowiasta, kalafior, burak ćwikłowy. Obniżenie zdolności antyoksydacyjnych pod wpływem termicznej obróbki wodą i parą wodną najwyraźniej zaobserwowano w przypadku

7 cebuli. Wśród warzyw o najmniejszym potencjale ORAC znalazła się cukinia średnia pomiarów 16 mg/100g ekwiwalentu kwasu askorbinowego, seler średnia 8 mg/100g ekwiwalentu kwasu askorbinowego, czosnek 5 mg/100g ekwiwalentu kwasu askorbinowego, marchew 15 mg/100g ekwiwalentu kwasu askorbinowego. Zawartość cukrów w analizowanych warzywach mieściła się w granicach od 0,53 g/100g ś.m. w ogórku odmiany Grot do 9,54 g/100g ś.m. w buraku ćwikłowym odmiany Pablo. Wysoką zawartość sumy cukrów z pośród analizowanych gatunków oznaczono w cebuli średnio 4,93 g/100g ś.m., marchwi średnia 6,86 g/100g ś.m.. Analizowane odmiany marchwi, cukinii i brokuła z grupy badanych warzyw okazały się najzasobniejsze w karotenoidy, średnia zawartość karotenów w marchwi wyniosła 16 g/100g ś.m., cukini 4,5 g/100g ś.m., brokułu 4,9 g/100g ś.m.. Wnioski Najmniej związków karoteinoidowych stwierdzono w odmianach ogórka, kapusty czerwonej, kapusty głowiastej i cebuli. Ze względu na pilotażowy charakter tych badań i małą liczba przebadanych odmian w ramach gatunków istnieje potrzeba w dalszych latach rozszerzenia badań na większa liczbę odmian.

8 Tabela 1 Parametry barwy badanych warzyw (światło odbite) w skali CIE L * a * b * (średnie 3 pomiarów) Warzywa świeże Warzywa blanszowane w wodzie Warzywa blanszowane w parze L * a * b * L * a * b * L * a * b * BRUKSELKA CUMULUS 44,74-9,87 25,3 43,71-9,31 26,47 44,12-9,55 25,98 BRUKSELKA AJAX 36,19-10,17 19,36 42,76-8,75 27,47 39,75-9,76 23,74 PATISON SUNNY DELIGHT 55,92 8,3 51,88 61,39 5,61 51,65 58,45 6,76 51,77 KAPUSTA CZERWONA FUTURIMA 25,9 4,84 0,96 27,34 2,23-2,59 26,63 3,47-1,58 KAPUSTA CZERWONA RENDERO 26 4,9 1,14 27,15 0,71-1,3 26,75 2,83 0,12 BURAK ĆWIKŁOWY DETROIT 23,16 25, ,64 12,15 3,82 21,73 17,49 7,36 BURAK ĆWIKŁOWY PABLO 22,98 25,57 7,73 19,78 10,9 2,92 21,47 19,54 4,53 BURAK ĆWIKŁOWY ALTO 22,37 21,61 7,15 19,53 12,6 2,91 21,86 17,97 5,14 CEBULA CZERWONA RED BARON 57,62 3,78-0,17 37,61 0,33-1,75 46,84 2,25-0,97 CEBULA CZERWONA RETENO 58,78 3,19-0,04 44,45 1,02 0,22 50,59 2,57 0,15 CEBULA POLANOWSKA 71,06-2,26 6,69 44,84-2,55 3,29 58,64-2,34 4,75 CEBULA ARMSTRONG 69,11-2,68 7,54 44,18-2,53 3,31 55,32-2,58 5,85 CEBULA NAPOLEON 71,47-2,66 8,94 44,23-2,38 2,09 55,86-2,47 5,47 CEBULA LORENZOS 67,99-1,9 6,02 41,77-2,3 1,13 58,43-2,1 4,63

9 Tabela 1 c.d. Parametry barwy badanych warzyw (światło odbite) w skali CIE L * a * b * (średnie 3 pomiarów) Warzywa świeże Warzywa blanszowane w wodzie Warzywa blanszowane w parze L * a * b * L * a * b * L * a * b * KALAFIOR ALTAMIRA 80,86-2,12 10,17 68,06-3,95 6,52 73,67-2,89 8,45 KALAFIOR ESCALE 82,78-1,82 11,27 76,34-1,58 6,87 79,53-1,74 8,42 KALAFIOR SEUL 84,93-1,65 10,31 73,76-3,25 7,48 77,57-2,43 9,21 KALAFIOR RAFT 82,53-1,96 10,29 72,16-3,09 5,76 76,74-2,65 7,97 KALAFIOR SLOOP 82,57-1,64 8,92 63,01-4,34 4,46 74,53-3,26 6,74 łodyżka KALAFIOR ALTAMIRA 86,58-0,2 22,23 73,64-3,21 17,79 78,74-2,21 19,87 KALAFIOR ESCALE 86,45 0,16 23,73 73,69-3,31 18,58 79,65-1,74 20,88 KALAFIOR SEUL 87,05-0,13 22,81 71,71-3,54 18,65 80,74-1,78 20,77 KALAFIOR RAFT 85,28 0,46 24,14 75,48-3,69 16,94 79,43-2,11 19,37 KALAFIOR SLOOP 86,34 0,12 22,28 72,56-3,34 17,98 79,34-2,05 20,58 różyczka BROKUŁ MONAKO BROKUŁ PARTHENON łodyżka 72,02-6,52 27,25 57,99-8,93 23,33 65,58-7,16 25,78 67,44-7,25 28,45 57,33-8,99 23,32 61,85 8,31 25,75 BROKUŁ MONAKO BROKUŁ PARTHENON różyczka 33,87-5,06 9,55 28,25-11,87 20,95 30,85-7,73 16,54 39,79-6,4 9,4 31,32-8,46 18,45 35,47-7,37 14,75

10 Tabela 1 c.d. Parametry barwy badanych warzyw (światło odbite) w skali CIE L * a * b * (średnie 3 pomiarów) Warzywa świeże Warzywa blanszowane w wodzie Warzywa blanszowane w parze L * a * b * L * a * b * L * a * b * CUKINIA ATENA-POLKA 79,94-0,69 24,91 78,47-2,25 23,08 79,16-1,64 24,11 CUKINIA ZIELONA SORAJA 73,89 3,32 23,54 80,93-2,75 23,74 76,56 1,08 23,67 MARCHEW ANASTASIA MARCHEW kora 53,16 33,36 41,99 52,95 28,76 42,2 53,04 30,76 42,11 CERADEC 56,5 34,13 44,83 48,93 28,03 42,8 53,53 31,84 43,77 MARCHEW ANASTASIA MARCHEW rdzeń 48,04 25,53 33,24 45,73 17,43 28,12 46,86 21,42 30,43 CERADEC 44,94 25,83 31,61 46,44 19,1 28,43 45,54 22,75 29,44 KAPUSTA AGRESOR 81,55-5,39 21,21 60,07-5,38 32,23 72,77-5,38 27,74 KAPUSTA KINGSTON 81,21-6,81 26,05 61,81-3,35 22,36 73,76-4,86 24,54 KAPUSTA KALINA 81,17-4,38 17,43 62,54-3,25 22,18 72,54-3,88 19,86 KAPUSTA ADAPTOR 79,39-6,78 25,59 62,12-2,43 29,19 73,85-4,63 26,93 KAPUSTA ULA 81,92-3,2 14,28 60,93-3,24 26,32 71,63-3,22 18,43 SELER DIAMONT 89,09-1,56 11,65 85,47-1,85 15,32 44,12-9,55 25,98 SELER BALENA 87,91-1,21 13,96 85,87-1,78 14,39 39,75-9,76 23,74

11 Tabela 2. Zawartość witaminy C, witaminy B2 oraz azotanów w badanych gatunkach warzyw świeżych jak i blanszowanych vit.c mg/100g ś.m Vit.B2 mg/100g ś.m Azotany mg/100g ś.m. CUKINIA ATENA-POLKA 27 0,03 45 CUKINIA ATENA-POLKA BLA 14 0,02 27 CUKINIA ATENA-POLKA BL PAR 18 0,02 31 CUKINIA ZIELONA SORAJA 21 0,03 36 CUKINIA ZIELONA SORAJA BL 14 0,02 23 CUKINIA ZIELONA SORAJA BL PARA 17 0,02 28 BROKUŁ MONAKO 98 0, BROKUŁ MONAKO BL 67 0, BROKUŁ MONAKO BL PAR 75 0,1 144 BROKUŁ PARTHENON 87 0, BROKUŁ PARTHENON BL 59 0, BROKUŁ PARTHENON BL PAR 64 0, CEBULA POLANOWSKA 11 0, CEBULA POLANOWSKA BL 5 0,02 89 CEBULA POLANOWSKA BL PAR 8 0, CEBULA ARMSTRONG 12 0, CEBULA ARMSTRONG BL 3 0,02 85 CEBULA ARMSTRONG BL PAR 6 0,02 97 CEBULA NAPOLEON 14 0,03 98 CEBULA NAPOLEON BL 4 0,02 73 CEBULA NAPOLEON BL PAR 9 0,02 81 CEBULA LORENZOS 15 0, CEBULA LORENZOS BL 3 0,02 88 CEBULA LORENZOS BL PAR 9 0,02 98 CEBULA MISSION 15 0, CEBULA MISSION BL 4 0,02 91 CEBULA MISSION BL PAR 7 0,02 83 BRUKSELKA CUMULUS 105 0,16 35 BRUKSELKA CUMULUS BL 68 0,1 26 BRUKSELKA CUMULUS BL PAR 76 0,12 29 BRUKSELKA AJAX 103 0,15 33 BRUKSELKA AJAX BL 63 0,1 24 BRUKSELKA AJAX BL PAR 71 0,12 28 KAPUSTA AGRESOR 57 0, KAPUSTA AGRESOR BL 35 0, KAPUSTA AGRESOR BL PAR 43 0, KAPUSTA KINGSTON 44 0, KAPUSTA KINGSTON BL 28 0, KAPUSTA KINGSTON BL PAR 35 0, KAPUSTA KALINA 49 0, KAPUSTA KALINA BL 33 0,03 298

12 Tabela 2. c.d. Zawartość witaminy C, witaminy B2 oraz azotanów w badanych gatunkach warzyw świeżych jak i blanszowanych vit.c mg/100g ś.m Vit.B2 mg/100g ś.m Azotany mg/100g ś.m. KAPUSTA KALINA BL PAR 38 0, KAPUSTA ADAPTOR 60 0, KAPUSTA ADAPTOR BL 45 0, KAPUSTA ADAPTOR BL PAR 49 0, KAPUSTA ULA 59 0, KAPUSTA ULA BL 38 0, KAPUSTA ULA BL PAR 43 0, SELER DIAMONT 11 0, SELER DIAMONT BL 7 0, SELER DIAMONT BL PAR 8 0, SELER BALENA 6 0, SELER BALENA BL 4,5 0, SELER BALENA BL PAR 5 0, OGÓREK MARKUS 1,5 0,04 87 OGÓREK GROT 1 0,03 84 OGÓREK JUNAK 2 0,03 76 PATISON SUNNY DELIGHT 10 0, KALAFIOR ALTAMIRA 37 0,1 134 KALAFIOR ALTAMIRA BL 21 0,06 97 KALAFIOR ALTAMIRA BL PAR 28 0, KALAFIOR ESCALE 25 0, KALAFIOR ESCALE BL 19 0,06 98 KALAFIOR ESCALE BL PAR 45 0, KALAFIOR SEUL 28 0, KALAFIOR SEUL BL 19 0, KALAFIOR SEUL BL PAR 23 0, KALAFIOR RAFT 53 0, KALAFIOR RAFT BL 32 0, KALAFIOR RAFT BL PAR 39 0, KALAFIOR SLOOP 43 0, KALAFIOR SLOOP BL 27 0, KALAFIOR SLOOP BL PAR 35 0, CZOSNEK HARNAŚ 14 0,11 58 CZOSNEK BUŁGAR 9 0,1 69 MARCHEW ANASTASIA 6 0, MARCHEW ANASTASIA BL 3 0, MARCHEW ANASTASIA BL PAR 4 0, MARCHEW CERADEC 6 0, MARCHEW CERADEC BL 3 0, MARCHEW CERADEC BL PAR 4 0, CEBULA CZERWONA RED BARON 12 0,08 114

13 Tabela 2. c.d. Zawartość witaminy C, witaminy B2 oraz azotanów w badanych gatunkach warzyw świeżych jak i blanszowanych vit.c mg/100g ś.m Vit.B2 mg/100g ś.m Azotany mg/100g ś.m. CEBULA CZERWONA RED BARON BL 7 0,05 73 CEBULA CZERWONA RED BARON BL PAR 8 0,05 91 CEBULA CZERWONA RETENO 15 0, CEBULA CZERWONA RETENO BL 8 0,05 94 CEBULA CZERWONA RETENO BL PAR 9 0, KAPUSTA CZERWONA FUTURIMA 61 0, KAPUSTA CZERWONA FUTURIMA BL 45 0, KAPUSTA CZERWONA FUTURIMA BL PAR 51 0, KAPUSTA CZERWONA RENDERO 53 0, KAPUSTA CZERWONA RENDERO BL 31 0, KAPUSTA CZERWONA RENDERO BL PAR 38 0, BURAK ĆWIKŁOWY DETROIT 12 0, BURAK ĆWIKŁOWY DETROIT BL 6 0, BURAK ĆWIKŁOWY DETROIT BL PAR 7 0, BURAK ĆWIKŁOWY PABLO 10 0, BURAK ĆWIKŁOWY PABLO BL 5 0, BURAK ĆWIKŁOWY PABLO BL PAR 5 0, BURAK ĆWIKŁOWY ALTO 15 0, BURAK ĆWIKŁOWY ALTO BL 7 0, BURAK ĆWIKŁOWY ALTO BL PAR 8 0, BL blanszowane w gorącej wodzie BL PAR blanszowane w parze wodnej

14 Tabela 3 Potencjał antyoksydacyjny badanych warzyw mierzony metodą DPPH, ABTS, FRAP i ORAC Metoda DPPH - ekwiwalent kwasu galusowego [mg/100g] Metoda ABTS - ekwiwalent kwasu galusowego [mg/100g] Metoda FRAP - współczynnik [Fe3+]0/[Fe2+] Potencjał ORAC - ekwiwalent kwasu askorbinowego [mmol/g] Potencjał ORAC - ekwiwalent kwasu askorbinowego [mg/100g] CUKINIA ATENA-POLKA ,4 7 CUKINIA ATENA-POLKA BLA ,33 5 CUKINIA ATENA-POLKA BL PAR ,25 4 CUKINIA ZIELONA SORAJA ,44 25 CUKINIA ZIELONA SORAJA BL ,39 21 CUKINIA ZIELONA SORAJA BL PARA ,41 23 BROKUŁ MONAKO ,5 20 8, BROKUŁ MONAKO BL , BROKUŁ MONAKO BL PAR , BROKUŁ PARTHENON ,5 21 6, BROKUŁ PARTHENON BL ,10 90 BROKUŁ PARTHENON BL PAR ,56 98 CEBULA POLANOWSKA , CEBULA POLANOWSKA BL ,02 36 CEBULA POLANOWSKA BL PAR ,76 66 CEBULA ARMSTRONG , CEBULA ARMSTRONG BL ,42 7 CEBULA ARMSTRONG BL PAR ,53 58 CEBULA NAPOLEON , CEBULA NAPOLEON BL ,61 11 CEBULA NAPOLEON BL PAR ,54 68 CEBULA LORENZOS , CEBULA LORENZOS BL ,60 11 CEBULA LORENZOS BL PAR ,75 46 CEBULA MISSION , CEBULA MISSION BL ,48 8 CEBULA MISSION BL PAR ,88 23 BRUKSELKA CUMULUS , BRUKSELKA CUMULUS BL , BRUKSELKA CUMULUS BL PAR , BRUKSELKA AJAX , BRUKSELKA AJAX BL , , BRUKSELKA AJAX BL PAR , KAPUSTA AGRESOR , KAPUSTA AGRESOR BL ,61 81 KAPUSTA AGRESOR BL PAR ,47 96 KAPUSTA KINGSTON ,55 63 KAPUSTA KINGSTON BL ,00 53 KAPUSTA KINGSTON BL PAR ,16 56 KAPUSTA KALINA , KAPUSTA KALINA BL ,49 79 KAPUSTA KALINA BL PAR ,06 89

15 Tabela 3 c.d. Potencjał antyoksydacyjny badanych warzyw mierzony metodą DPPH, ABTS, FRAP i ORAC Metoda DPPH - ekwiwalent kwasu galusowego [mg/100g] Metoda ABTS - ekwiwalent kwasu galusowego [mg/100g] Metoda FRAP - współczynnik [Fe3+]0/[Fe2+] Potencjał ORAC - ekwiwalent kwasu askorbinowego [mmol/g] Potencjał ORAC - ekwiwalent kwasu askorbinowego [mg/100g] KAPUSTA ADAPTOR , KAPUSTA ADAPTOR BL ,50 79 KAPUSTA ADAPTOR BL PAR , KAPUSTA ULA , KAPUSTA ULA BL ,65 64 KAPUSTA ULA BL PAR ,85 85 SELER DIAMONT ,45 8 SELER DIAMONT BL ,40 7 SELER DIAMONT BL PAR ,41 7 SELER BALENA ,44 8 SELER BALENA BL ,04 1 SELER BALENA BL PAR ,14 2 OGÓREK MARKUS ,17 21 OGÓREK GROT ,46 8 OGÓREK JUNAK ,29 23 PATISON SUNNY DELIGHT ,43 43 KALAFIOR ALTAMIRA ,59 63 KALAFIOR ALTAMIRA BL ,33 59 KALAFIOR ALTAMIRA BL PAR ,46 61 KALAFIOR ESCALE ,15 55 KALAFIOR ESCALE BL ,72 48 KALAFIOR ESCALE BL PAR ,85 50 KALAFIOR SEUL ,21 57 KALAFIOR SEUL BL ,90 69 KALAFIOR SEUL BL PAR ,36 59 KALAFIOR RAFT ,54 80 KALAFIOR RAFT BL ,44 78 KALAFIOR RAFT BL PAR ,48 79 KALAFIOR SLOOP ,93 52 KALAFIOR SLOOP BL ,88 68 KALAFIOR SLOOP BL PAR ,85 68 CZOSNEK HARNAŚ ,37 7 CZOSNEK BUŁGAR ,16 3 MARCHEW ANASTASIA ,07 19 MARCHEW ANASTASIA BL ,13 2 MARCHEW ANASTASIA BL PAR ,37 7 MARCHEW CERADEC ,54 10 MARCHEW CERADEC BL ,48 8 MARCHEW CERADEC BL PAR ,51 9

16 Tabela 3. c.d. Potencjał antyoksydacyjny badanych warzyw mierzony metodą DPPH, ABTS, FRAP i ORAC Metoda DPPH - ekwiwalent kwasu galusowego [mg/100g] Metoda ABTS - ekwiwalent kwasu galusowego [mg/100g] Metoda FRAP - współczynnik [Fe3+]0/[Fe2+] Potencjał ORAC - ekwiwalent kwasu askorbinowego [mmol/g] Potencjał ORAC - ekwiwalent kwasu askorbinowego [mg/100g] CEBULA CZERWONA RED BARON , CEBULA CZERWONA RED BARON BL ,93 69 CEBULA CZERWONA RED BARON BL PAR ,25 75 CEBULA CZERWONA RETENO , CEBULA CZERWONA RETENO BL ,02 53 CEBULA CZERWONA RETENO BL PAR ,25 75 KAPUSTA CZERWONA FUTURIMA ,5 97 KAPUSTA CZERWONA FUTURIMA BL ,9 121 KAPUSTA CZERWONA FUTURIMA BL PAR ,8 120 KAPUSTA CZERWONA RENDERO ,7 136 KAPUSTA CZERWONA RENDERO BL ,3 141 KAPUSTA CZERWONA RENDERO BL PAR ,2 141 BURAK ĆWIKŁOWY DETROIT * 61 * 8,5 189 BURAK ĆWIKŁOWY DETROIT BL * 64 * 9, BURAK ĆWIKŁOWY DETROIT BL PAR * 62 * 9,3 174 BURAK ĆWIKŁOWY PABLO * 67 * 8, BURAK ĆWIKŁOWY PABLO BL * 71 * 9, BURAK ĆWIKŁOWY PABLO BL PAR * 70 * 9, BURAK ĆWIKŁOWY ALTO * 61 * 8, BURAK ĆWIKŁOWY ALTO BL * 65 * 7, BURAK ĆWIKŁOWY ALTO BL PAR * 63 * BL blanszowane w gorącej wodzie BL PAR blanszowane w parze wodnej * maksimum absorbancji substancji czynnych w buraku ćwikłowym, jest w zakresie maksimum absorbancji substancji oznaczanej w metodzie DPPH FRAP

17 Tabela 3 Zawartość suchej masy, cukrów ogółem, sumy karotenoidów i ph analizowanych warzyw (średnie z trzech pomiarów) sucha masa % cukry ogółem Karotenoidy w g/100g ś.m. mg/100g ś.m. Kwasowość ph CUKINIA ATENA-POLKA 6,76 2,11 4,15 5,8 CUKINIA ZIELONA SORAJA 9,78 1,78 4,86 6,4 BROKUŁ MONAKO 9,78 1,78 4,86 6,4 BROKUŁ PARTHENON 9,89 1,88 4,93 6,4 CEBULA POLANOWSKA 12,36 4,57 0,37 5,4 CEBULA ARMSTRONG 12,75 4,66 0,28 5,3 CEBULA NAPOLEON 13,27 4,87 0,31 5,5 CEBULA LORENZOS 13,43 5,93 0,27 5,4 CEBULA MISSION 12,94 4,66 0,23 5,5 BRUKSELKA CUMULUS 14,37 2,74 3,11 6,3 BRUKSELKA AJAX 15,37 2,93 3,21 6,3 KAPUSTA AGRESOR 7,23 2,14 0,43 5,7 KAPUSTA KINGSTON 7,87 2,17 0,48 5,6 KAPUSTA KALINA 8,11 2,57 0,52 5,6 KAPUSTA ADAPTOR 7,36 2,22 0,49 5,7 KAPUSTA ULA 7,64 2,26 0,51 5,7 SELER DIAMONT 11,98 3,43 2,34 5,3 SELER BALENA 12,74 3,56 2,56 5,4 OGÓREK MARKUS 1,05 0,67 0,21 5,4 OGÓREK GROT 0,99 0,53 0,17 5,4 OGÓREK JUNAK 1,09 0,58 0,15 5,5 PATISON SUNNY DELIGHT 8,97 1,76 0,27 5,4 KALAFIOR ALTAMIRA 9,65 2,3 0 5,6 KALAFIOR ESCALE 8,3 1,93 0 5,9 KALAFIOR SEUL 7,9 1,88 0 5,8 KALAFIOR RAFT 7,7 1,95 0 5,8 KALAFIOR SLOOP 7,8 1,86 0 5,8 CZOSNEK HARNAŚ 41,5 1,03 0 5,8 CZOSNEK BUŁGAR 40,8 1,01 0 5,9 MARCHEW ANASTASIA 12,76 6,74 15,76 6,3 MARCHEW CERADEC 13,36 6,98 16,28 6,4 CEBULA CZERWONA RED BARON 13,05 1,67 0,21 5,4 CEBULA CZERWONA RETENO 13,16 1,73 0,17 5,5 KAPUSTA CZERWONA FUTURIMA 7,91 3,67 0,25 5,5 KAPUSTA CZERWONA RENDERO 7,95 3,37 0,16 5,7 BURAK ĆWIKŁOWY DETROIT 11,56 9,25 0 5,6 BURAK ĆWIKŁOWY PABLO 12,36 9,54 0 5,7 BURAK ĆWIKŁOWY ALTO 11,32 9,17 0 5,8

18 Analiza jakościowa i ilościowa związków polifenolowych w wybranych gatunkach warzyw. 1. Materiał i metody: 1.1. Materiał roślinny. Materiał roślinny w postaci świeżych warzyw został podzielony na małe porcje, połowa materiału poddana została od razu procesowi głębokiego mrożenia, a druga połowa poddana został procesowi obróbki termicznej (blanszowania). Po odcedzeniu i ostygnięciu, porcje warzyw również zostały zamrożone. Temperatura mrożenia wynosiła 27 o C. Po 24 godzinach zamrożony materiał został poddany procesowi liofilizacji. Wysuszony materiał został następnie zmielony i poddany dalszym procesom celem wyodrębnienia związków polifenolowych Ekstrakcja materiału roślinnego. Ekstrakcja próbek roślinnych został przeprowadzona przy pomocy wysokociśnieniowego ekstraktora do ekstrakcji równoległej. Ilość materiału użyta do tego celu wynosiła 300 mg. Ekstrakcję przeprowadzono w dwóch powtórzeniach, łączny czas ekstrakcji wynosił 25 min. Temperatura procesu wynosiła 100 o C przy ciśnieniu 100 barów. Rozpuszczalnik jaki zastosowano to 70% metanol w wodzie. 1.3.Ekstrakcja do fazy stałej (SPE). W celu wyodrębnienia frakcji fenolowej z ekstraktów roślinnych zastosowano metodę ekstrakcji do fazy stałej SPE. Wcześniej przygotowane ekstrakty roślinne odparowano na wyparce próżniowej celem pozbycia się metanolu, pozostałość uzupełniono wodą i naniesiono na mikrokolumienki Sep-Pack C-18 uprzednio ustabilizowane metanolem i wodą. Zaabsorbowany ekstrakt przemyto n astępnie wodą celem usunięcia cukrowców a następnie 40% metanolem w celu wymycia frakcji fenolowej. Frakcje tą następnie odparowano do sucha i ponownie rozpuszczono w 2 ml mieszaniny acetonitryl : woda 50 : 50. Tak przygotowane próbki wykorzystane zostały do przeprowadzenia analiz jakościowych i ilościowych związków polifenolowych z zastosowaniem ultrasprawnej chromatografii cieczowej UPLC. 1.4.Ultrasprawna chromatografia cieczowa (UPLC) Rozdziałów oraz identyfikacji związków dokonano na ultrasprawnym chromatografie cieczowym wyposażonym w zestaw dwustopniowych pomp gradientowych, automatyczny podajnik próbek oraz detektory: o matrycy diodowej (PDA) i detektora mas w postaci potrójnego kwadrupola. Rozdział przeprowadzony został na kolumnie C18 BEH 100 mm x 2.1 mm 1.7µm. Temperatura kolumny wynosiła 50 C. Rozdziały wykonano przy prędkości

19 przepływu fazy ruchomej 0.35 ml/min. w układzie gradientowym woda : acetonitryl Czas analizy wynosił 9.5 min. Objętość nastrzyków wynosiła 2µl. 1.5.Analizy jakościowe. Zakwalifikowania poszczególnych związków do grupy polifenolowej dokonano na podstawie charakterystycznych dla tej grupy maksimów absorpcji promieniowania UV. Identyfikacji pojedynczych związków ą dokonano wykorzystując w tym celu detektor mas oraz wyznaczone dla nich wartości ś masy cząsteczkowej oraz jonów fragmentarycznych powstałych w wyniku aktywowanej kolizją ą dysocjacji. Ubytki masy i powstałe jony potomne pozwoliły zidentyfikować ć poszczególne składowe cząsteczki ą oraz określić ś ć typ występującego ę ą aglikonu. Otrzymane widma porównywano z dostępnymi wzorcami oraz danymi dostępnymi ę w literaturze. 1.6.Analizy ilościowe. Oznaczenia ilościowe wykonano w oparciu o rejestracje pojedynczego jonu (SIR) przypisanego do konkretnego pojedynczego związku. ą Przeliczeń ń dokonano na podstawie krzywych kalibracyjnych zależności ż ś pola powierzchni piku od stężenia wprowadzonej na kolumnę ę substancji wzorcowej w przedziale stężeń ń od % ilości spodziewanej. Do oznaczeń ń statystycznych wykorzystano program Microsof Excel Omówienie wyników. 2.1.Cebula. Na podstawie rozdziału chromatograficznego (Rys. 1.) oraz analizy widm masowych, w cebuli zidentyfikowano 6 związków flawonoidowych. Były to odpowiednio 4 glikozydy kwercetyny oraz 2 glikozydy izoramnetyny (Tab. 1.) Rys. 1. Chromatogram związków polifenolowych cebuli.

20 Lp. 1 diglukozyd Kwercetyny [M-H]- 625 MS/MS 463, glukozyd Kwercetyny glukozyd Kwercetyny glukozyd Kwercetyny diglukozyd Izoramnetyny , glukozyd Izoramnetyny Tab. 1. Zidentyfikowane związki polifenolowe w cebuli. Dominującym ą związkiem był dwuglukozyd kwercetyny stanowiący ok 40 % sumy flawonoidów, pozostałe 3 glukozydy kwercetyny występowały w ilościach ś mniejszych wynosząc ą łącznie ą ok 50 % całkowitej ilości flawonoidów. Udział glukozydów izoramnetyny wahał się ę w granicach 10 % całości (Wyk. 1.). Wyk. 1. Porównanie ilości poszczególnych glukozydów flawonoidowych w 5 odmianach cebuli w mg/100g suchej masy. Całkowita zawartość związków polifenolowych w przebadanych odmianach cebuli wahała się ę w granicach od mg/100 g suchej masy. Największą ą zawartością ś ą charakteryzowała się ę odmiana Lorenzos natomiast najmniejszą ą Amstrong (ok. 20% mniej w porównaniu z Lorenzos). Pozostałe odmiany: Mission, Napoleon, Polan odznaczały się porównywalną ą zawartością ś ą badanych związków ą wynoszącą ą ą odpowiednio: , i mg/100 g suchej masy (Wyk. 2.). Obróbka termiczna powodowała spadek zawartości flawonoidów we wszystkich analizowanych odmianach w porównaniu do próbek świerzych. Największą ę ą degradację ę zaobserwowano dla odmiany Lorenzos 31%, odmiany Mission i Amstrong odnotowały ok. 20% spadek natomiast w odmianach Napoleon i Polan ubytek związków polifenolowych był najmniejszy i wynosił ok. 10% (Wyk. 3.).

21 Wyk. 2. Porównanie sumy flawonoidów w 5 odmianach cebuli w mg/100g suchej masy. Wyk. 3. Wpływ obróbki termicznej na zawartość flawonoidów w cebuli w mg/100g suchej masy. 2.2.Brokuł W brokule zidentyfikowano największa ę ilość związków polifenolowych w liczbie 26 glukozydów (Rys. 2.). Wśród ś nich występowały glukozydy: kwercetyny, kemferolu, izoramnetyny, kwasu synapowego, gentobiozydy oraz ich acylowane pochodne z kwasem ferulowym, kawowym i synapowym (Tab. 2.). Dwóch związków nie udało się ę zidentyfikować, ć charakterystyka spektralna wskazywała, iż ż były to glukozydy kwercetyny, jednak bez wzorcowych substancji referencyjnych nie udało się ę tego jednoznacznie potwierdzić.

22 Rys. 2. Chromatogram związków polifenolowych w brokule. Lp. 1 di-glukozyd Kemferolu [M-H] MS/MS 447, Glukozyd Kemferolu synapylo-di-glukozyd Kemferolu , 447, di-glukozyd Kwercetyny , tri-glukozyd-7-di-glukozyd Kemferolu , 771, 609, 447, di-glukozyd Kwercetyny , di-Glukozyd-7-Glukozyd Kemferolu , 609, 447, di-glukozyd Kemferolu , Glukozyd Izoramnetyny Glukozyd kwasu synapowego , kawylo-di-Glukozyd Kemferolu , 447, niezidentyfikowany , di-glukozyd Kemferolu , di-synapylo-tri-Glukozyd Glukozyd-7-di-Glukozyd Kemferolu , 609, Glukozyd Kemferolu Glukozyd Izoramnetyny ferylo-di-Glukozyd-7-Glukozyd Kemferolu , 609, 447, di-synapylo-di-glukozyd Kwercetyny , 463, niezidentyfikowany , di-synapylo-tri-Glukozyd Glukozyd-7-di-Glukozyd Kemferolu , 609, ,2-di-synapylogentobiozyd synapylo-2-ferylogentobiozyd ,2-di-ferylogentobiozyd ,2,2 -tri-synapylogentobiozyd ,2 -disynapylo-2-ferylogentobiozyd kawylo-di-glukozyd-7-glukozyd Kemferolu , 609, 447, 285 Tab. 2. Zidentyfikowane związki polifenolowe w brokule.

23 Dominujący ą związek stanowił glukozyd izoramnetyny w ilości 27 % całkowitej zawartości ś związków ą flawonoidowych. Na uwagę ę zasługuje również ż wysoki odsetek gentobiozydów (łącznie ą 5 pochodnych) wynoszący 58 %. Pozostałe związki ą występowały ę w ilościach ś nie przekraczających 5 % (Wyk. 3.). Wyk. 3. Porównanie ilości poszczególnych glukozydów flawonoidowych w 2 odmianach brokuła w mg/100g suchej masy. W analizowanych odmianach brokuła całkowita zawartość związków polifenolowych wynosiła mg/100 g suchej masy w odmianie Monaco, natomiast w odmianie Parthenon była o 13 % niższa i wynosiła mg/100 g suchej masy (Wyk. 4). Wyk. 4. Porównanie sumy flawonoidów w 2 odmianach brokuła w mg/100g suchej masy. Obróbka termiczna powodowała znaczący ą spadek zawartości polifenoli w porównaniu z próbkami świeżymi sięgający ę ok. 80 % (Wyk. 5.).

24 Wyk. 5. Wpływ obróbki termicznej na zawartość flawonoidów w brokule w mg/100g suchej masy. 2.3.Kalafior Profil związków ą polifenolowych występujący ę ą w kalafiorze był bardzo zbliżony ż do tego jaki występował ę w brokule (Rys. 3.). Wśród 25 zidentyfikowanych związków ą znalazły się ę pochodne kwercetyny, kemferolu oraz ich acylowane pochodne. Wśród reszt acylowych znalazły się ę pochodne kwasów: kawowego, synapowego i ferulowego (Tab. 3.). W porównaniu z brokułem kalafior odznaczał się ę większą ę ą liczbą ą reszt glukozowych występujących ę ą w cząsteczce ą zawierających ą 3 a niekiedy cztery cząsteczki ą w strukturze. Związkiem dominującym był glukozyd kemferolu stanowiący ok. 30 % całkowitej ilości ś związków polifenolowych. Rys. 3. Chromatogram związków polifenolowych w kalafiorze.

25 Wyk. 6. Porównanie ilości poszczególnych glukozydów flawonoidowych w 5 odmianach kalafiora w mg/100g suchej masy. Lp. 1 tri-glukozyd-kwercetyny [M-H] MS/MS 625, 463, tri-glukozyd-kwercetyny , 463, di-glukozyd Kwercetyny , di- Glukozyd Kemferolu , tri-glukozyd Kemferolu , 447, tetra-glukozyd Kwercetyny , 625, 463, tetra-glukozyd Kemferolu , 609, 447, Glukozyd Kemferolu tri-glukozyd Kwercetyny , tetra-glukozyd Kemferolu , 447, Synapylo-tri-Glukozyd Kwercetyny , 463, tetra-glukozyd Kemferolu , tri-glukozyd Kemferolu , Kawylo-di-Glukozyd Kemferolu , Glukozyd Izoramnetyny Glukozyd Kwercetyny di-glukozyd Kemferolu di Glc Kemferolu , di-glukozyd Kemferolu , Glukozyd Izoramnetyny Glukozyd Kemferolu hydroxyferylo-tri-glukozyd Kwercetyny , 609, Synapylo-di-Glukozyd Kwercetyny , di-synapylo Gentobiozyd , Ferylo-di-Glukozyd Kwercetyny , 301

26 Tab. 3. Zidentyfikowane związki polifenolowe w kalafiorze. Całkowita zawartość związków polifenolowych w przebadanych odmianach kalafiora wahała się ę w granicach od mg/100 g suchej masy. Największą ą zawartością ś ą charakteryzowała się ę odmiana Escale natomiast najmniejszą ą Altamira (ok. 35% mniej w porównaniu z Escale). Pozostałe odmiany: Raft, Sloop, Seul, zawierały odpowiednio: , , i mg/100 g suchej masy (Wyk. 7.). Wyk. 7. Porównanie sumy flawonoidów w 5 odmianach kalafiora w mg/100g suchej masy. Poddanie próbek kalafiora procesowi blanszowania spowodowało ok. 20 % spadek zawartości polifenoli we wszystkich odmianach (Wyk. 8.). Wyk. 8. Wpływ obróbki termicznej na zawartość flawonoidów w kalafiorze w mg/100g suchej masy. 2.4.Kapusta głowiasta i kapusta brukselska. Zarówno w kapuście ś głowiastej jak i kapuście ś brukselskiej występował ę ten sam profil związków ą polifenolowych, składający ą się ę z 15 związków ą i charakteryzujący ą się ę występowaniem pochodnych: kwercetyny, kemferolu i izoramnetyny, stwierdzono również obecność gentobiozydów (Rys. 4.). Warty podkreślenia jest fakt występowania ę wolnych

27 kwasów fenolowych: chlorogenowego oraz protokatechowego. W największej ilości ś występował ę glukozyd kemferolu stanowiący ą 40 % całkowitej ilości ś analizowanych związków ą zarówno w kapuście głowiastej jak i brukselskiej (Tab. 4.). Rys. 4. Chromatogram związków polifenolowych w kapuście. Lp. 1 Kwas chlorogenowy 2 Glukozyd Kwercetyny 3 Glukozyd Kemferolu 4 Kwas chlorogenowy 5 Glukozyd kwasu Protokatechowego 6 Glukozyd Izoramnetyny [M-H] - MS/MS , 179, , 179 Glukozyd kwasu Protokatechowego , Glukozyd kwasu Synapowego Kwas chlorogenowy , di-ferylo-di-glukozyd , Glukozyd Izoramnetyny di-synapylo-ferylo-tri-glukozyd , 705, ,2-disinapylogentobiozyd sinapylo-2-ferylogentobiozyd ,2,2 -trisinapylogentobiozyd ,2 -disinapylo-2-ferylogentobiozyd Tab. 4. Zidentyfikowane związki polifenolowe w kapuście. Pomiędzy ę kapustą ą głowiastą ą a brukselską ą nie stwierdzono różnic ż w składzie jakościowym, ś gatunki różniły ż się ę natomiast składem ilościowym. ś Wśród ś analizowanych odmian kapusty głowiastej zawartość związków polifenolowych najmniejsza ilością charakteryzowała się ę odmiana Kingston wynoszącą ą ą mg/100g suchej masy i była o ok. 40 % niższa ż od odmiany Ula charakteryzującej ą się ę najwyższą ż ą zawartością ś ą mg/100g suchej masy. Dla pozostałych odmian: Kalina, Adaptor i Agresor ilość związków ą

28 polifenolowych plasowała się ę na zbliżonym poziomie i wynosiła odpowiednio: , i mg/100g suchej masy. Kapusta brukselska w porównaniu z kapusta głowiastą zawierała większą ę ą ilość związków ą fenolowych średnio o ok. 35 %. Wśród ś 2 analizowanych odmian więcej ę wspomnianych związków ą występowało ę w odmianie Culumbus mg/100g suchej masy. Ilość polifenoli w odmianie Ajax wynosiła mg/100g suchej masy i była niższa o ok. 15 % w porównaniu do odmiany Culumbus. Wyk. 9 i 10. Porównanie ilości poszczególnych glukozydów flawonoidowych w 5 odmianach kapusty głowiastej i 2 odmianach kapusty brukselskiej w mg/100g suchej masy. Wyk. 11 i 12. Porównanie sumy flawonoidów w 5 odmianach kapusty głowiastej i 2 odmianach kapusty brukselskiej w mg/100g suchej masy. Obróbka termiczna podobnie jak w przypadku poprzednich warzyw powodowała degradację ę analizowanych związków. Dla kapusty głowiastej poziom degradacji był większy ę i wynosił ok. 50 % w porównaniu z próbkami świeżymi. Kapusta brukselska okazała się być ć

29 odporniejsza na degradujący wpływ temperatury, poziom degradacji był mniejszy i wynosił ok. 30 % w porównaniu do próbek świeżych. Wyk. 13 i 14. Wpływ obróbki termicznej na zawartość flawonoidów w kapuście głowiastej i brukselskiej w mg/100g suchej masy. 2.5.Ogórek Analiza chromatogramu (Rys. 5.) oraz widm uzyskanych za pośrednictwem detektora mas w ekstrakcie z ogórka zidentyfikowano 13 związków fenolowych. Były to glukozydy izoskoparyny, izoviteksyny y i apigeniny oraz ich acylowane pochodne, głównie kwasem ferulowym i kumarowym (Tab. 5.). Rys. 5. Chromatogram związków polifenolowych w ogórku. Ilości ś poszczególnych glukozydów były mniej więcej na podobnym poziomie we wszystkich trzech przebadanych odmianach za wyjątkiem odmiany Junak gdzie trzy związki ą pełniły rolę ę dominujących. ą Były to związki ą 1, 6 i 7 ich ilość była większa ę o ok. 30 % w porównaniu do reszty (Wyk. 15.). Różnice ż te spowodowały, że odmiana ta charakteryzowała się największą sumaryczną ą ilością ś ą związków ą fenolowych wynoszącą ą ą mg/100g suchej

30 masy i była o ok. 25 % większa w porównaniu do pozostałych odmian: Grot i Markus gdzie ilość ta wynosiła odpowiednio: i mg/100g suchej masy (Wyk. 16.). Lp. 1 Kumarylo-Glukozyd Izoskoparyny [M-H] MS/MS 623, 461, Ferylo-Glukozyd Izoskoparyny , 461, Ferylo Izoskoparyna , Izoviteksyna Ferylo-Glukozyd Apigeniny , Kumarylo-tri-Glukozyd Apigeniny , 431, Ferylo-tri-Glukozyd Apigeniny , 431, Glukozyd Apigeniny Glukozyd Izoviteksyny , Ferylo-Glukozyd Apigeniny , Glukozyd Apigeniny Kumarylo-Glukozyd Izoviteksyny , Ferylo-Glukozyd Izoviteksyny , 431, 269 Tab. 5. Zidentyfikowane związki polifenolowe w ogórku. Wyk. 15. Porównanie ilości poszczególnych glukozydów flawonoidowych w 3 odmianach ogórka w mg/100g suchej masy. Wyk. 16. Porównanie sumy flawonoidów w 3 odmianach ogórka w mg/100g suchej masy.

31 Poddanie próbek ogórka procesowi blanszowania spowodowało ok. 50 % spadek zawartości polifenoli we wszystkich trzech odmianach (Wyk. 17.). Wyk. 17. Wpływ obróbki termicznej na zawartość flawonoidów w ogórku w mg/100g suchej masy. 2.6.Patison. Patison charakteryzował się ę występowaniem ę 11 związków flawonoidowych w większości ę ś glukozydów apigeniny i luteoliny. W profilu znalazły się ę również ż pochodne kwasu ferulowego i hydroksyferulowego (Tab. 6.). Rys. 6. Chromatogram związków polifenolowych w patisonie. Związki 2 i 7 odpowiednio glukozydy apigeniny i luteoliny były związkami dominującymi ą w całym profilu. Łącznie ą stanowiły ponad połowę ę sumarycznej ilości ś polifenoli (ok. 60 %) z mg/100g suchej masy (Wyk. 18.).

32 Lp. 1 Glukozyd-Pentozyd Luteoliny [M-H] MS/MS 447, Glukozyd Apigeniny pochodna kwasu hydroksyferulowego , 163, Acyl-di-Glukozyd Luteoliny , pochodna kwasu hydroksyferulowego , Glukozyd kwasu ferulowego Glukozyd Luteoliny pochodna Apigeniny pochodna Apigeniny , di-glukozyd Luteoliny , di-glukozyd Apigeniny , 269 Tab. 6. Zidentyfikowane związki polifenolowe w patisonie. Wyk. 18. Porównanie ilości poszczególnych glukozydów flawonoidowych w patisonie w mg/100g suchej masy. Obróbka termiczna spowodowała ok. 40 % spadek sumarycznej zawartości analizowanych związków (Wyk. 19.).

33 Wyk. 19. Wpływ obróbki termicznej na zawartość flawonoidów w patisonie w mg/100g suchej masy. 2.7.Cukinia Profil związków ą polifenolowych cukinii (Rys. 7.) składał się ę z 10 zidentyfikowanych połączeń ą ń na które składały się pochodne luteoliny, apigeniny oraz izoramnetyny (Tab. 7.). O ile w odmianie Soraja zawartość poszczególnych związków była na porównywalnym poziomie to w odmianie Atena Polka ilości ś te były bardziej zróżnicowane. Dominującym ą związkiem ą okazał się ę być ć glukozyd luteoliny stanowiący 40 % sumy związków fenolowych (Wyk. 20.). Rys. 7. Chromatogram związków polifenolowych w patisonie. Lp. [M-H] - MS/MS 1 Pentozyd-Glukozyd Apigeniny , Glukozyd Luteoliny Glukouronid Luteoliny Ferylo-Pentozyd-Glukozyd Apigeniny , Kumarylo-Pentozyd-Ramnozyd Izoramnetyny , 461, di-glukozyd Luteoliny , Kumarylo-Glukozyd-Ramnozyd Izoramnetyny , Glukozyd-Ramnozyd Izoramnetyny , Glukozyd-Ramnozyd Izoramnetyny Kumarylo-Pentozyd-Ramnozyd Izoramnetyny , 315 Tab. 7. Zidentyfikowane związki polifenolowe w cukinii. Porównując ą zawartość obu analizowanych odmian stwierdzono drastyczną różnicę ż ę w ilości ś związków polifenolowych. Odmiana Atena Polka charakteryzowała się większą ę ą o ok. 70 % zawartością ś ą w porównaniu do odmiany Soraja (Wyk. 21.). Obie odmiany charakteryzowały się ę stosunkowo wysoka odpornością ś ą na działanie wysokiej temperatury. Obróbka termiczna powodowała degradację ę polifenoli o ok. 25 % w porównaniu do próbek świeżych (Wyk. 22.).

34 Wyk. 20. Porównanie ilości poszczególnych glukozydów flawonoidowych w 2 odmianach cukinii w mg/100g suchej masy. Wyk. 21. Porównanie sumy flawonoidów w 2 odmianach cukinii w mg/100g suchej masy. Wyk. 22. Wpływ obróbki termicznej na zawartość flawonoidów w 2 odmianach cukinii w mg/100g suchej masy.

35 2.8.Seler Seler charakteryzował się ę występowaniem ę 8 związków polifenolowych, pochodnych: apigeniny, luteoliny oraz chryzeriolu (Tab. 8.) Na uwagę ę zasługuje fakt występowania ę acetylowych oraz malonylowych pochodnych, których obecności nie stwierdzono we wcześniejszych ś warzywach. W obu odmianach dominującym ą związkiem była acetylowa pochodna rutynozydu apigeniny stanowiąca ok. 30 % sumy flawonoidów (Wyk. 23.). Rys. 8. Chromatogram związków polifenolowych w selerze. Obie odmiany w sposób nieznaczny różniły ż się ę zawartością ś ą polifenoli. Odmiana Balena zawierała mg/100g suchej masy związków fenolowych i była wyższa ż o ok. 10 % w porównaniu z odmiana Diamant gdzie ilość ta wynosiła mg/100g suchej masy (Wyk. 24.). Lp. 1 Glukozyd-Pentozyd Apigeniny [M-H] Malonyl-Glukozyd-Pentozyd Luteoliny Acetyl-Glcukozyd-Pentozyd Luteoliny Glukozyd Chryzeriolu Glukozyd-Pentozyd Chryzeriolu Acetyl-Glukozyd-Pentozyd Apigeniny Acetyl-Glukozyd-Pentozyd Chryzeriolu Malonyl-Glukozyd-Pentozyd Chryzeriolu 679 Tab. 8. Zidentyfikowane związki polifenolowe w selerze. MS/MS 431, , 447, , 447, , , , , 431, 299

36 Wyk. 23. Porównanie ilości poszczególnych glukozydów flawonoidowych w 2 odmianach selera w mg/100g suchej masy. Wyk. 24. Porównanie sumy flawonoidów w 2 odmianach selera w mg/100g suchej masy. Obróbka termiczna spowodowała utratę około połowy początkowej ilości związków ą polifenolowych w obu analizowanych odmianach selera. Wyk. 25. Wpływ obróbki termicznej na zawartość flawonoidów w 2 odmianach selera w mg/100g suchej masy.