Porównanie apoptozy występującej u kręgowców i bezkręgowców, na przykładzie owadów, z uwzględnieniem jej fizjologicznej roli w rozwoju organizmu

Transkrypt

1 Porównanie apoptozy występującej u kręgowców i bezkręgowców, na przykładzie owadów, z uwzględnieniem jej fizjologicznej roli w rozwoju organizmu STRESZCZENIE Apoptoza (z greckiego opadanie liści) jest to genetycznie zaprogramowana forma aktywnej śmierci komórkowej, pojawiającej się w pojedynczych komórkach lub w ich grupie. Jest to proces zachowany w ewolucji, występujący zarówno u bezkręgowców, jak i u kręgowców, z tym że różnić może się czynnikami biorącymi w nim udział oraz kolejnością zdarzeń. Podczas rozwoju wielokomórkowych organizmów apoptoza zachodzi w celu eliminacji zbytecznych, nieprawidłowych czy zainfekowanych komórek. Ten rodzaj śmierci, powstały w toku ewolucji, pozwala utrzymać określoną liczbę komórek w różnych stadiach rozwojowych w stanie równowagi. W przebiegu apoptozy u kręgowców wyróżniono kilka podstawowych szlaków, różniących się pierwszą fazą prowadzącą do aktywacji enzymów wykonawczych, kaspaz. Rodzina tych enzymów jest najważniejszym elementem sprawczym programowanej śmierci komórki, a identyfikowane są one u różnych zwierząt począwszy od gąbek po kręgowce wyższe. W niniejszej pracy skupiono się głównie na porównaniu przebiegu apoptozy występującej u kręgowców, z tą obserwowaną u bezkręgowców, ze szczególnym naciskiem na występowanie tego procesu u owadów (Diptera i Lepidoptera) oraz na wykorzystywaniu przez owady apoptozy jako strategii obronnej uruchamianej po wtargnięciu patogenu. WPROWADZENIE Zjawisko programowanej śmieci komórki zwanej apoptozą jest przedmiotem licznych badań i rozważań naukowców z różnych dziedzin nauki. Wynika to z faktu ważnej roli, jaką odgrywa ten proces w prawidłowym rozwoju każdego organizmu. Równowaga w organizmie zależy nie tylko od stopnia namnażania się komórek, ale również od ich uśmiercania, a każda komórka organizmu jest tak zaprogramowana, aby po otrzymaniu odpowiedniego sygnału popełnić samobójstwo. Programowana śmierć komórki po raz pierwszy została opisana u płazów podczas metamorfozy, zaś termin apoptoza został wprowadzony przez Kerr i współpracowników w 1972 roku [1]. Natomiast w 2002 roku została przyznana Nagroda Nobla w dziedzinie fizjologii lub medycyny trzem naukowcom (S. Brenner, H.R. Horvitz i J.E. Sulston) za wyjaśnienie genetycznej regulacji tego procesu u Caenorhabditis elegans. Nie zawsze jednak mamy do czynienia z prawidłowo przebiegającą apoptozą. Dość często jej występowanie jest konsekwencją zmian patologicznych w organizmie lub zaburzenia jej etapów, co może prowadzić do rozwoju stanów chorobowych. Uważa się, iż powstawanie nowotworów jest nie tylko wynikiem nagromadzenia mutacji w genach, ale również brakiem zdolności komórek do samounicestwiania się po otrzymaniu odpowiedniego sygnału. Ograniczenie apoptozy może prowadzić do szeregu chorób związanych z nadmierną proliferacją komórek (niektóre nowotwory) czy chorób autoimmunizacyjnych (np. stwardnienie rozsiane, toczeń rumieniowaty, reumatoidalne zapalenie stawów) [2]. Marta Ligęza-Żuber * Mieczysława Irena Boguś Pracownia Fizjologii, Instytut Parazytologii PAN, Warszawa * Pracownia Fizjologii, Instytut Parazytologii PAN, ul. Twarda 51/55, Warszawa; tel.: (22) , martaligeza@twarda. pan.pl Artykuł otrzymano 26 lutego 2014 r. Artykuł zaakceptowano 30 maja 2014 r. Słowa kluczowe: owady, kręgowce, bezkręgowce, apoptoza, kaspazy, szlaki apoptozy Wykaz skrótów: AIF (ang. apoptosis inducing factor) czynnik indukujący apoptozę; Bcl-2 rodzina białek regulujących apoptozę (białka hamujące jak i promujące apoptozę); CAD (ang. Caspase-activated DNase) endonukleaza tnąca DNA; DD (ang. death domain) domena śmierci; DISC (ang. death-inducing signaling complex) kompleks sygnału indukującego śmierć; FADD (ang. Fas associated death domain) cytoplazmatyczne białko adaptorowe; IAP (ang. inhibitor of apoptosis proteins) czynnik hamujący apoptozę; ICAD (ang. inhibitor of Caspase Activated DNase) inhibitor endonukleazy CAD; RIP (ang. receptor interacting protein) kinaza ser/thr, białko adaptorowe; TNF (ang. tumor necrosisfactor) czynnik martwiczy nowotworów; TRADD (ang. TN- FR1-associated deathdomain) cytoplazmatyczne białko adaptorowe Istnieje wiele czynników zewnętrznych mogących indukować apoptozę takich jak: promieniowanie gamma i ultrafioletowe (UV), leki przeciwnowotworowe, wolne rodniki, ciepło, hipoksja. Te same czynniki w wyższych dawkach lub podczas dłuższej ekspozycji na komórki mogą wywoływać nekrozę, drugi typ śmierci komórek zwany również śmiercią martwiczą. Komórki apoptotyczne ulegają wielu charakterystycznym zmianom podczas procesu apoptozy, począwszy od reorganizacji cytoszkieletu, po kurczenie się komórek, fałdowanie błony komórkowej i formowanie ciałek apoptotycznych, kondensację chromatyny (pyknoza), oraz fragmentację DNA [3]. W przypadku apoptozy zawartość komórek nie wydostaje się na zewnątrz i nie dochodzi do odczynów zapalnych. W warunkach fizjologicznych, komórki podlegające temu typowi śmierci są fagocytowane przez makrofagi lub komórki sąsiadujące. W Postępy Biochemii 60 (3)

2 Tabela 1. Porównanie morfologicznych cech apoptozy i nekrozy (na podstawie [4], zmodyfikowano). Apoptoza proces aktywny, zależny od ATP proces regulowany i enzymatyczny pojedyncze komórki lub mała ich grupa kurczenie się komórek pyknoza, karioreksis błona komórkowa nienaruszona zatrzymanie cytoplazmy w ciałkach apoptotycznych brak odczynu zapalnego hodowli zaś, gdy brakuje komórek fagocytujących, komórki apoptotyczne ulegają wtórnej martwicy [4]. Alternatywnym do apoptozy typem śmierci komórek jest nekroza. Jest to proces bierny nie wymagający nakładów energii. Dotyczy on głównie grup komórek, które pod wpływem szkodliwych czynników pęcznieją i tracą ciągłość błon komórkowych. Występującemu podczas nekrozy rozpadowi organelli komórkowych jak i ostatecznie całych komórek towarzyszy występowanie odczynów zapalnych, których brak w przypadku apoptozy (Tab. 1). To czy komórka zostanie uśmiercona na drodze apoptozy czy nekrozy zależy również od typu i natężenia szkodliwych czynników, rodzaju, stanu rozwojowego i cech fizjologicznych tkanki [4,5]. Omawiając te dwa typy śmierci komórki warto wspomnieć tu również o procesie pośrednim pomiędzy nimi, a mianowicie o nekroptozie (tzw. programowanej nekrozie). Przechodzenie apoptozy w nekrozę może być tu spowodowane hamowaniem lub niedoborem kaspaz, a kluczową rolę w tym procesie odgrywają białka oddziałujące z receptorem Fas czyli kinazy RIP (1 i 3). Nekroptoza morfologicznie zbliżona jest do nekrozy, choć jest procesem nieprzypadkowym i przebiega dokładnie określonym szlakiem sygnałowym. Proces ten jest istotnym mechanizmem śmierci komórki zaangażowanym w zwalczaniu infekcji wirusowych oraz chorób neurodegeneracyjnych [6]. APOPTOZA U KRĘGOWCÓW Apoptoza jako proces śmierci programowanej jest ściśle regulowana, wymaga aktywacji wielu genów i nakładu energii. Dotychczas stosunkowo dobrze poznano dwa główne szlaki apoptozy, tj. szlak zewnętrzny/receptorowy związany z błoną komórkową oraz szlak wewnętrzny/mitochondrialny przebiegający z udziałem mitochondriów. Istnieje również szlak pseudoreceptorowy zwany apoptozą zależną od perforyn/grazymów (Ryc. 1) [7]. Poza tymi najlepiej poznanymi szlakami apoptozy wyróżnia się także inne jej mechanizmy. Przykładem może tu być apoptoza indukowana stresem czy szlak sfingomielinowo-ceramidowy [8]. ZEWNĘTRZNY SZLAK APOPTOZY ZALEŻNY OD RECEPTORÓW BŁONOWYCH Nekroza proces pasywny, niezależny od ATP proces nie regulowany często grupy komórek komórki pęcznieją karioloza, pyknoza, karioreksis zniszczenie błony komórkowej wypływ cytoplazmy obecność odczynu zapalnego Ta ścieżka sygnalizacyjna związana jest z aktywacją receptorów znajdujących się w błonie komórkowej. Receptory te należą do tzw. rodziny receptorów śmierci, których przedstawicielem jest czynnik martwicy nowotworów (TNF, ang. tumor necrosis factors). Receptory z tej grupy posiadają zewnątrzkomórkowe domeny bogate w reszty cysteiny oraz cytoplazmatyczną domenę, zbudowaną z 80 reszt aminokwasowych, zwaną domeną śmierci (DD, ang. heath domain). Domena ta odgrywa kluczową rolę w przekazywaniu sygnału unicestwiania komórki z jej powierzchni do wnętrza. Przykładami takich grup ligandów i ich receptorów są FasL/FasR, TNF-α/ TNFR1, Apo3L/DR3, Apo2L/DR4, Apo2L/DR5 [9,10]. Najlepiej scharakteryzowanymi modelami zewnętrznej sygnalizacji apoptozy są modele FasL/FasR i TNF-α/TNFR1. Przyłączenie do receptora odpowiedniego liganda indukuje jego aktywację oraz zmianę struktury (trymeryzację receptora). Aktywne receptory łączą się z cytoplazmatycznymi białkami adaptorowymi FADD (ang. Fas associated Heath domain), TRADD (ang. TNFR1-associated death domain) lub RIP (ang. receptor interactin protein) poprzez oddziaływania między ich domenami śmierci DD. To prowadzi do powstania kluczowego kompleksu śmierci zwanego DISC, a następnie do autokatalitycznej aktywacji prokaspazy-8 lub -10. Aktywacja prokaspaz zapoczątkowuje działanie kaspaz wykonawczych, co jest pierwszym etapem procesu degradacyjnego w komórce (Ryc. 1) [11,12]. WEWNĘTRZNY SZLAK APOPTOZY ZALEŻNY OD MITOCHONDRIÓW Aktywacja wewnętrznego szlaku apoptozy pochodzi od różnych sygnałów komórkowych. Jednym z nich jest brak określonych czynników: hormonów czy cytokin, co prowadzi do wadliwego działania systemu supresji programu śmierci, doprowadzając w konsekwencji do apoptozy. Czynniki, które indukują apoptozę swoją obecnością to promieniowanie UV, toksyny, hipertermia, hipoksja, infekcja wirusowa czy wolne rodniki. Wszystkie te czynniki powodują zmiany w wewnętrznej błonie mitochondrialnej prowadzące do otwarcia porów w błonie, utraty mitochondrialnego potencjału błonowego oraz uwolnienia dwóch grup proapoptotycznych białek z przestrzeni międzybłonowej do cytosolu. Pierwsza grupa proapoptycznych białek składa się z cytochromu c, Smac/DIABLO i z proteaz serynowych Omi/HtrA2. Białka te aktywują ścieżkę apoptozy zależną od kaspaz. Cytochrom c wiąże i aktywuje Apaf-1 oraz prokaspazę-9 tworząc apoptosom. Smac/Diablo i Omi/HtrA2 indukują apoptozę poprzez hamowanie aktywności IAP (ang. inhibitor of apoptosis proteins) [13]. Drugą grupą proapoptotycznych białek uwalnianych z mitochondriów są AIF, endonukleaza G oraz CAD. AIF przemieszcza się do jądra i powoduje fragmentację DNA na odcinki o długości kpz oraz peryferyczną kondensację chromatyny jądrowej. Ten wczesny stan kondensacji chromatyny nazywany jest I fazą kondensacji. Endonukleaza G również przemieszcza się do jądra komórkowego, gdzie tnie chromatynę na oligonukleosomowe fragmenty DNA. AIF i endonukleaza G działają na drodze niezależnej od kaspaz. Czynnik CAD jest wydzielany przez mitochondria i ulega translokacji do jądra komórkowego po uaktywnieniu przez kaspazę-3. W jądrze komórkowym przy jego 334

3 Rycina 1. Ścieżki apoptozy (na podstawie [7] z własnymi modyfikacjami). udziale dochodzi do fragmentacji DNA. Ten późniejszy, bardziej zbity stan chromatyny nazywany jest II fazą kondensacji chromatyny [14,15]. Kontrola i regulacja tej ścieżki apoptozy zachodzi przy udziale białek z rodziny Bcl-2. Białko supresorowe p53 posiada kluczową rolę w regulacji całej rodziny Bcl-2. Białka te zarządzają przepuszczalnością błony mitochondrialnej regulując uwalnianie cytochromu c, więc mogą być zarówno pro- jak i antyapoptotyczne. Do tej pory zidentyfikowano 25 genów dla białek Bcl-2, część z nich ma właściwości promujące apoptozę, podczas gdy inne potrafią hamować ten proces (Ryc. 1) [16]. SZLAK APOPTOZY ZALEŻNY OD PERFORYN/GRANZYMU Jest to ścieżka apoptozy polegająca na wydzielaniu przez limfocyty cytotoksyczne T i/lub komórki NK molekuł zdolnych do formowania porów (perforyn) w komórkach docelowych (nowotworowych lub zainfekowanych wirusami) i przenoszenia przez nie cytotoksycznych granul. Głównymi składnikami tych granul są proteazy serynowe granzym A i granzym B. Granzym B tnie białka w miejscu reszty kwasu asparaginowego, dzięki czemu aktywuje prokaspazę-10 i czynnik ICAD. Możliwe jest również, że granzym B może wykorzystać mitochondrialną ścieżkę do wzmocnienia sygnału śmierci poprzez cięcie Bid i uwolnienie cytochromu c. Granzym B może również bezpośrednio aktywować kaspazę-3. Granzym A aktywuje apoptozę na drodze niezależnej od kaspaz poprzez aktywację DNAzy, która doprowadza do degradacji DNA (Ryc. 1) [17,18]. Większość ścieżek apoptozy łączy się w punkcie zwanym fazą wykonawczą, czyli finalną częścią procesu apoptozy. Faza wykonawcza polega głównie na aktywacji kaspaz wykonawczych. Kaspazy aktywują cytoplazmatyczne en- Postępy Biochemii 60 (3)

4 donukleazy odpowiedzialne za degradację materiału genetycznego, zaś aktywowane proteazy tną białka jądra komórkowego i białka cytoszkieletu. Do kaspaz wykonawczych zaliczamy kaspazę-3,-6 i -7. Kaspazy te rozcinają cytokeratynę, PARP, białka cytoszkieletu jak np. alfa fodrynę, białka jądra komórkowego NuMa i inne, które odpowiedzialne są za morfologiczne i biochemiczne zmiany w apoptotycznych komórkach [19]. Rozpoczęcie fagocytozy apoptotycznych komórek jest ostatnim etapem fizjologicznej apoptozy. Asymetria fosfolipidów i przesunięcie fosfatydyloseryny na zewnątrz błony komórkowej jest znakiem rozpoznawczym tej fazy. Ta translokacja może być związana ze szlakami Fas oraz z aktywnością kaspazy-8 i -3. Dzięki obecności fosfatydyloseryny w zewnętrznej błonie komórek apoptotycznych, stają się one łatwo rozpoznawalne dla komórek fagocytujących przez co mogą być szybko usunięte, dzięki czemu nie dochodzi do stanu zapalnego [20]. KASPAZY KLUCZOWE ENZYMY APOPTOZY Kaspazy należą do rodziny proteaz cysteinowych. Związek tych enzymów z apoptozą po raz pierwszy został zademonstrowany w 1993 roku [21]. Kaspazy działają jako najważniejszy czynnik destrukcji komórkowej u wszystkich Metazoa. Obecnie u ssaków zidentyfikowano 14 kaspaz, z których 12 ma swe odpowiedniki u ludzi [22]. Biorąc pod uwagę budowę domeny proteazowej kaspazy można podzielić na trzy grupy: grupa I to kaspazy 1, 4, 5, 11, 13 i 14, grupa II to kaspazy 2, 9 zaś pozostałe, kaspazy 3, 6, 7, 8, 10 należą do III grupy [23]. Jeśli chodzi o ich funkcje to kaspazy 1, 4, 5, 11, 12, 13 i 14 są kaspazami prozapalnymi aktywującymi cytokiny, kaspazy 9, 8, 2 i 10 są kaspazami inicjatorowymi, zaś 3, 6, 7 są kaspazami wykonawczymi (kaspazy efektorowe). Jak większość proteaz, kaspazy syntetyzowane są jako proenzymy o bardzo niskiej lub zerowej aktywności. Strukturalnie prokaspazy posiadają dwie podjednostki, dużą 20 kda oraz małą 10 kda. W niektórych prokaspazach obecny jest krótki łącznik pomiędzy tymi dwiema jednostkami. Zapalne i inicjatorowe kaspazy posiadają prodomeny złożone z ok. 100 reszt aminokwasowych (mogą być nieznaczne różnice w długości pomiędzy tymi prodomenami) zaś efektorowe kaspazy posiadają na aminowym końcu prodomenę złożoną z 30 reszt aminokwasowych. Te prodomeny posiadają charakterystyczne fragment tj. DED (ang. death effector domain), CARD (ang. caspase recruiment domain) oraz DID (ang. death inducing domain). Kaspazy są endopeptydazami aktywowanymi proteolitycznym cięciem przez inne kaspazy lub autokatalizą z udziałem kofaktorów. Kaspazy efektorowe nie mogą same się aktywować, więc inicjatorowe kaspazy muszą je ciąć [24]. Aktywacja efektorowych kaspaz jest procesem wieloetapowym. Kaspaza 8 przecina prokaspazy 3, 4, 7 i 9. Kaspaza 10 aktywuje 3, 7, 8 zaś kaspaza 9 odpowiednio 3 i 7. Czasami kaspazy aktywowane są poprzez własne, aktywne formy w powielającej się pętli, co prowadzi do wzmocnienia sygnału śmierci. Prokaspazy 1, 7 i 8 obecne są w cytosolu, prokaspaza 3 znajdowana jest zarówno w cytosolu jak i w mitochondriach, zaś prokaspaza 2 obecna jest w cytosolu oraz w jądrze [25] (Ryc. 2). Aktywne kaspazy rozpoznają czteropeptydowe sekwencje w swoich substratach. Każda reszta aminokwasowa znajdująca się w tym tetrapeptydzie została nazwana P1, P2, P3 i P4. Kaspazy tną białka łącząc się z wiązaniem peptydowym na karboksylowym końcu P1. Obecność reszty kwasu asparaginowego w pozycji P1 jest niezbędna dla rozpoznania miejsca cięcia przez wszystkie kaspazy. W domenie katalitycznej wszystkich kaspaz znajduje się zachowana w ewolucji sekwencja aminokwasowa QACXG, zawierająca resztę cysteinową odpowiadającą za funkcje katalityczne enzymu. Mutacja prowadząca do zmiany w reszcie cysteinowej powoduje inaktywację tych enzymów [26,27]. W kaskadzie proteolitycznych cięć, kaspazy inicjatorowe są aktywowane jako pierwsze, co następnie owocuje aktywacją kaspaz efektorowych oraz cięciem różnych komórkowych białek. Prowadzi to do charakterystycznych zmian w komórkach apoptotycznych fragmentacji DNA i tworzenia się ciałek apoptycznych [28]. SUBSTRATY DLA KASPAZ Rycina 2. Schematyczna budowa prokaspazy i aktywnej kaspazy. D miejsce cięcia, ł łącznik (na podstawie [27] z własnymi modyfikacjami). Śmierć komórki na drodze apoptozy jest wynikiem cięcia wielu białek niezbędnych do jej funkcjonowania. Jednym z pierwszych substratów dla kaspaz, zidentyfikowanym w 1994 roku była polimeraza poly (ADP-rybozy) (PARP) biorąca udział w naprawie DNA [29]. Cięcie białek podczas apoptozy jest specyficzne dla poszczególnych komórek, ponieważ zmienne są poziomy produkcji tychże enzymów w różnych komórkach. Ustalono, że p-aktyna jest cięta przez kaspazy w barwiaku (guzie chromochłonnym) i w komórkach nowotworowych jajników, podczas gdy w innych komórkach ta aktywność nie jest spotykana. Miejsca cięcia przez kaspazy nie są zachowane w ewolucji różnych gatunków. Kaspazy degradują szereg białek 336

5 komórkowych pełniących różne fizjologiczne funkcje. Degradacji podlegają białka zaangażowane w syntezę RNA, jego cięcie i składanie (ang. splicing), adhezję komórek, cykl komórkowy, syntezę, cięcia i naprawy DNA, wiązanie DNA, transkrypcję, sygnalizację za pośrednictwem białek G, syntezę, degradację i modyfikacje białek, metabolizm wapnia, c-amp, c-gmp i lipidów. Wiele białek strukturalnych obecnych w jądrze, ER, aparacie Golgiego oraz cytoszkielecie jest również ciętych przez kaspazy. Indukcja apoptozy powoduje zmiany w procesie fosforylacji wielu białek, chociaż nie ma dowodów na to, że kinazy są niezbędne podczas programowanej śmierci komórek. Mogą być one jednak zaangażowane w przekazywanie lub powielanie sygnałów podczas szlaków apoptozy, tak aby utrzymywać równowagę pomiędzy komórkami żyjącymi i tymi uśmiercanymi. Niektóre cytokiny, takie jak interleukina 1β, interleukina-6, IFN-γ też mogą być substratami dla kaspaz. Fosfatazy białkowe, kalcyneuryna, PP2A są również rozcinane przez te enzymy. Zaskakującym jest natomiast fakt, że zarówno proapoptotyczne białka Apaf-1, Bad, Bax, jak i antyapoptotyczne białka (Bid, Flip, Bcl-2) są również degradowane przez kaspazy. APOPTOZA U BEZKRĘGOWCÓW CAENORHABDITIS ELEGANS Spośród bezkręgowców organizmem najlepiej poznanym i zbadanym pod kątem apoptozy jest nicień C. elegans. U dorosłej formy tego organizmu jest tylko 1090 somatycznych komórek, z których dokładnie 131 ulega programowanej śmierci podczas całego rozwoju osobniczego, co oznacza, że apoptoza jest procesem niezbędnym i ściśle kontrolowanym genetycznie [30]. Programowana śmierć komórki u tego nicienia kontrolowana jest przez 4 geny: ced- 3,-4,-9 oraz egl-1. CED-3 jest homologiem kaspazy 3 u ssaków, a działa zarazem jako kaspaza inicjująca i wykonawcza. Po aktywacji tejże kaspazy dochodzi do cięcia cytoszkieletu oraz białek biorących udział w syntezie ATP i w metabolizmie. CED-4 to homolog adaptorowego białka ssaków APAF-1, niezbędny do aktywacji CED-3. CED-9 to antyapoptotyczne białko należące do rodziny białek Bcl-2. Mutacja w genie kodującym to białko (utrata właściwej funkcji) prowadzi do śmierci organizmu we wczesnym etapie rozwoju w wyniku niekontrolowanej, nadmiernej śmierci komórek. Białko EGL-1 również należy do rodziny białek Bcl-2, a dokładnie jest homologiem BH3, i ma działanie proapoptotyczne [31]. Co do udziału mitochondriów w procesie apoptozy u C. elegans ciągle są wysuwane sprzeczne teorie, jedna z nich mówi, że białko CED-4 nie posiada domeny wiążącej go z cytochromem c, a aktywacja CED-3 w warunkach in vitro zachodzi przy użyciu czystych białek CED oraz EGL-1 bez udziału czynników mitochondrialnych. Jednakże jest również szereg doniesień potwierdzających rolę białek mitochondrialnych w apoptozie u tego nicienia. Stwierdzono na przykład, że homologi endonukleazy i AIF ssaków są uwalniane po aktywacji apoptozy przez EGL-1z tych organelli komórkowych do cytosolu, gdzie dochodzi następnie do degradacji DNA, prowadząc w konsekwencji do śmierci komórki. Podczas apoptozy widoczny jest również rozpad mitochondriów [32,33]. DROSOPHILA SP. Drugim przedstawicielem bezkręgowców starannie przebadanym jest owad Drosophila melanogaster. Apoptoza u przedstawicieli rodzaju Drosophila przebiega w sposób znacznie bardziej złożony w porównaniu z nicieniem C. elegans. Aktywacja programowanej śmierci komórkowej u tego organizmu jest głównie zależna od trzech proapoptotycznych białek: RPR (ang. reaper), GRIM oraz HID (ang. head involution defective). Te białka na swym aminowym końcu posiadają charakterystyczny zbudowany z 14 reszt aminokwasowych region zwany motywem RGH (ang. Reaper, Grim, Hid) lub motyw IBM (ang. inhibitor of apoptosis (IAP)-bindingmotif). Dzięki obecności tych regionów białka te zdolne są do łączenia się i do hamowania aktywności inhibitorów kaspaz (IAP), przez co promują apoptozę. Co więcej, RPR i GRIM na końcu karboksylowym posiadają region 15 reszt aa, którym podczas apoptozy mogą łączyć się z mitochondrium pośrednicząc w programowanej śmierci komórki niezależnie od motywów RGH. Białko HID formując heterodimer z RPR również może być przenoszone do mitochondrium indukując tym samym apoptozę [34]. Jak wspomniano powyżej, u muszki owocowej kluczowymi regulatorami apoptozy są białka hamujące apoptozę (IAPs), DIAP1 i DIAP2. Białka te posiadają domenę łączącą zarówno kaspazy jak i białka RGH. W komórkach, które otrzymały sygnał do samounicestwienia dochodzi do nadprodukcji tych proapoptotycznych białek, a co za tym idzie konkurują one z kaspazami o miejsce łączenia się z białkami DIAP. Uwolnienie kaspaz wywołuje ich aktywację i proteolityczną degradacją białek komórki, co prowadzi do jej śmierci. Ważną różnicą pomiędzy apoptozą u C.elegans, D. melanogaster i ssaków jest udział mitochondriów w tym procesie oraz rola białek Bcl-2. U ssaków w komórkach apoptotycznych dochodzi do wzrostu przepuszczalności błony mitochondrialnej i do uwalniania proapoptotycznych białek, zaś u nicieni oraz u Drosophila sp. wiadomo, że mitochondria na pewno są związane z tym procesem, jednakże ich dokładna rola nie jest jeszcze poznana [35,36]. Ciekawym spostrzeżeniem jest również fakt, iż w procesie apoptozy zachodzącym in vitro w liniach komórkowych Drosophila S2 i BG2 mitochondria nie odgrywają żadnej roli. Wyniki badań nad linią komórkową S2 wykazały, że aktywacja kaspaz zachodzi jedynie przy udziale czynników cytoplazmatycznych, a uwalnianie cytochromu c nie przyspiesza tego procesu [37]. Jednakże podczas różnicowania spermatyd cytochrom c odgrywa ważną rolę w aktywacji kaspaz i może również aktywować prokaspazę-3 w lizatach z embrionów Drosophila sp. [38]. U Drosophila sp. zostało zidentyfikowanych siedem kaspaz, w tym białko DCP-2/DREDD (homolog kaspazy 8), którego rola w procesie apoptozy nie została dotychczas wyjaśniona oraz białko DRONC (główna kaspaza, homolog kaspazy 9). Choć większość komórek Drosophila sp. wykazuje ciągłą aktywację DRONC przeżywają one, ponieważ istnieje produkcja wielu białek tj. DIAP1 (ang. Inhibitor of Apoptosis Protein 1), które hamują aktywność tej kaspazy Postępy Biochemii 60 (3)

6 Rycina 3. Ścieżki apoptozy u ssaków, Drosophila sp. i Lepidoptera (na podstawie [28] z własnymi modyfikacjami). oraz kaspazy Strica, które to u Drosophila sp. są kaspazami inicjatorowymi. Z kolei DCP-1 (ang. Death caspase protein), DrICE (ang. Drosophila interleukin converting enzyme), DE- CAY (ang. Death executioner caspase) i Damm pełnią funkcję kaspaz wykonawczych. DARK (ang. Drosophila Apaf-1 related killer) to białko działające jak odpowiednik Apaf-1 u ssaków [39]. Obecność receptorów pośredniczących w apoptozie u Drosophila sp. jest ciągle dyskutowana. Homolog FADD (ang. Fas associated Heath domain) został wyizolowany [23] i wykazano, że działa on we współpracy z inicjatorową kaspazą DREDD. Białko Eiger u Drosophila sp. jest homologiem TNF ssaków, choć indukuje ono apoptozę na drodze niezależnej od DREDD (homolog kaspazy 8), co różni go od TNF ssaków. Porównując ścieżki sygnalizacyjne wiodące do apoptozy u Drosophila sp. z tymi zidentyfikowanymi u komarów (Aedesa egypti, Anopheles gambiae) można stwierdzić, iż jest to zjawisko, którego przebieg nie zmienił się znacząco w toku ewolucji, charakteryzuje się podobnymi etapami. Co więcej, u innych gatunków należących do rodzaju Drosophila zidentyfikowano dodatkowe, nowe kaspazy, choć ich rola nie jest jeszcze do końca określona [40,41]. LEPIDOPTERA Istnienie apoptozy u owadów z rzędu Lepidoptera zostało scharakteryzowane już w latach 60. na przykładzie ich metamorfozy (przepoczwarczania się). Badania prowadzono głównie z użyciem jedwabnika morwowego (Bombyx mori), oraz Manduca sexta. U barciaka większego (Galleria mellonella) zaobserwowano apoptozę komórek jelita środkowego podczas metamorfozy, co związane jest z przejściem od aktywnego żerowania w okresie larwalnym do całkowitego zaprzestania pobierania pokarmu i wody przez motyle [42]. Podobnie u Heliothis virescens zanik jelita środkowego u larw na drodze apoptozy wiąże się z nadprodukcją kaspaz podczas przepoczwarczania się. U Lepidoptera nadal mało wiadomo o molekularnej ścieżce apoptozy. Odkrycie w 1990 r. białka p35 (inhibitor kaspaz) doprowadziło do scharakteryzowania pierwszej kaspazy w tym rzędzie owadów. Kaspazą tą jest Sf-caspase-1 wyodrębniona z linii komórkowej Sf9 (linia wyprowadzona z komórek jajnika Spodoptera frugiperda). Linia komórkowa Sf9 jest często badana w kierunku apoptozy, ponieważ komórki Sf9 są wrażliwe na różne czynniki indukujące apoptozę takie jak infekcja wirusowa, światło UV czy nadekspresja apoptotycznych genów. Sf-caspase-1 jest podobna do kaspazy 3 ssaków i DrICE u Drosophila sp. Struktura krystaliczna tej kaspazy wykazuje również podobieństwo w fałdowaniu się do kilku innych ludzkich kaspaz (1,3,7,8,9). Jedyną różnicą jest inna orientacja aminowego końca dużej podjednostki [43]. Kaspaza ta jest podobna do efektorowych kaspaz, gdyż posiada krótką prodomenę i tnie substraty z odpowiednią sekwencją DEVD. Inne odpowiedniki tej kaspazy zostały zidentyfikowane u S. littoralis (Sl-caspase-1 zawiera krótką prodomenę i jest zaangażowana w proces apoptozy indukowanej promieniami UV i infekcją bakulowirusami), Helicoverpa armigera (Hearm caspase-1 z krótką prodomeną) i Trichloplusia ni. Członkowie tej grupy kaspaz działają jak kaspazy efekto

7 rowe [44]. W 2012 roku została również scharakteryzowana kaspaza występująca u G. mellonella. Kaspaza o nazwie Gm- -caspase-1 bierze głównie udział w procesie metamorfozy tego owada. Najnowsze badania nad sekwencją tego białka wykazały, iż jest ona identyczna w 75% z kaspazą Sl-1, zaś z kaspazą-3 człowieka w 41% [45]. Dotychczas żadne inne klasy kaspaz nie zostały opisane u Lepidoptera. Jednakże obecność i aktywacja kaspazy-1 sugeruje istnienie kaspaz inicjatorowych, co potwierdza blokowanie apoptozy na wyższym szczeblu przez białka bakulowirusów (p49 i IAP). Ta domniemana kaspaza inicjatorowa nazywana jest Sf-caspase X [41,46,47]. Badając ścieżki sygnalizacyjne apoptozy indukowanej czynnikami stresowymi (światło UV, infekcja wirusowa, inhibitory syntezy RNA/DNA) w liniach komórkowych Lepidoptera dowiedziono, inaczej niż u Drosophila sp., iż mitochondria są zaangażowane w ten proces. Uwolnienie cytochromu c z mitochondriów aktywuje kaspazę inicjatorową oraz Sf-caspase-1(caspase3-like), co zostało udowodnione na przykładzie indukcji apoptozy światłem UV, czy też induktorami apoptozy pochodzenia roślinnego (azadirachtyna, kamptotecyna) w linii komórkowej Sf9. Dodatek tych induktorów wywołuje uwolnienie cytochromu c poprzez otwarcie porów w błonie mitochondrium, czemu towarzyszy wytwarzanie reaktywnych form tlenu oraz utrata mitochondrialnego potencjału błonowego [48,49]. Aktywacja kaspaz efektorowych zależna od obecności cytochromu c w cytosolu obserwowana jest również w linii komórkowej Sl-1 (S.litura) czy IPLB-LdFB (Lymantria dispar) [28,50,51]. Udział mitochondriów w procesie apoptozy czyni więc gatunki z rodzaju Lepidoptera podobne do komórek ssaków, w których obserwujemy wewnętrzną ścieżkę apoptozy (Ryc. 3). ROLA APOPTOZY W OBRONIE PRZED INFEKCJAMI Indukcja śmierci komórki na drodze apoptozy może być jedną ze strategii obronnych organizmu, ponieważ prowadzi ona do eliminacji komórek chorych lub zainfekowanych patogenami, a tym samym chroni organizm przed rozprzestrzenianiem się zakażenia bądź inwazją patogenów. Rola apoptozy jako mechanizmu obronnego wiąże się z odkryciem u wirusów zwierzęcych białek biorących udział w zaburzaniu szlaków tego procesu. Z dostępnych danych wynika, iż genomy wielu wirusów zawierają sekwencje kodujące białka, które modulują apoptozę [52]. Wirusy wykorzystują różne strategie oddziaływania na szlaki apoptozy, czasami celem jest pojedynczy etap tego procesu zaburzający dalszy jego przebieg np. blokowanie aktywacji kaspaz lub ekspresja genów zmieniających cykl komórkowy. Małe wirusy RNA potrafią inicjować gwałtowną, własną replikację oraz szybkie rozprzestrzenianie się infekcji w celu uniknięcia apoptotycznej śmierci zainfekowanej komórki gospodarza [53]. Dowodem łączącym występowanie apoptozy z mechanizmami odporności u owadów jest rodzina wirusów zwana bakulowirusami. Bakulowirusy, to wirusy DNA głównie związane z rzędem Lepidoptera. Wywołują one gwałtowną i rozprzestrzeniającą się apoptozę w komórkach owadzich poprzedzoną replikacją bakulowirusów w cytoplazmie gospodarza. Białka kodowane przez wirusy zapobiegają szybkiej apoptozie komórek żywiciela co pozwala na namnożenie się patogenów (wirusów). Białkami tymi są IAP oraz białka blokujące aktywacje kaspaz (P35 i P49). Te dane świadczą o tym, iż apoptoza jest jednym z mechanizmów eliminacji infekcji wirusowych [41,54]. PIŚMIENNICTWO 1. Kerr JF, Wyllie AH, Currie AR (1972) Apoptosis: a basic biological phenomenton with wide-ranging implications in tissue kinetics. Br J Cancer 26: Arends MJ, Wyllie AH (1991) Apoptosis: mechanism and roles in pathology. Int Rev Exp Path 32: Lawen A (2003) Apoptosis-an introduction. BioEssays 25: Sikora E (1994) Mechanizmy śmierci programowanej komórek (apoptozy). Postepy Biochem 40: Zeiss CJ (2003) The apoptosis-necrosis continuum: insights from genetically altered mice. Vet pathol 40: Christofferson DE, Yuan J (2010) Necroptosis as analternative form of programmedcell death. Curr Opin Cell Biol 22: Elmore S (2007) Apoptosis: a review of programmed cell death. Toxicol Pathol 35: Stępień A, Izdebska M, Grzanka A (2007) Rodzaje śmierci komórki. Postepy Hig Med Dosw 61: Locksley RM, Killeen N, Lenardo MJ (2001) The TNF and TNF receptor superfamilies: integrating mammalian biology. Cell 104: Suliman A, Lam A, Datta R, Srivastava RK (2001) Intracellular mechanisms of TRIAL: apoptosis through mitochondrial-dependent and -independent pathways. Oncogene 20: Kischkel FC, Hellbardt S, Behrmann I, Gremer M, Pawlita M, Krammer PH, Peter ME (1995) cytotoxicity-dependent APO-1(Fas/CD95)-associated proteins from a death-inducing signaling complex (DISC) with the receptor. Embo J 14: Kaźmierczuk A, Kiliańska ZM (2010) Rola białek szoku cieplnego w apoptozie komórek. Postepy Hig Med Dosw 64: Kromer G, Zamzami N, Susin SA (1997) Mitochondrial control of apoptosis. Immunology Today 18: Joza N, Susin SA, Daugas E, Stanford WL, Cho SK, Li CY, Sasaki T, Elia AJ, Cheng HY, Ravagnan L, Ferri KF, Zamzami N, Wakeham A, Hakem R, Yoshida H, Kong YY, Mak TW, Zuniga-Pflucker JC, Kroemer G, Penninger JM (2001) Essential role of mitochondrial apoptosis-inducing factor in programmed cell death. Nature 410: Susin SA, Daugas E, Ravagnan L, Samejima K, Zamzami N, Loeffler M (2000) Two distinct pathways leading to nuclear apoptosis. J Exp Med 192: Jóźwik Z, Marczak A (2006) Rola kanałów jonowych w procesie apoptozy. Postepy Biochem 52: Pardo J, Bosquw A, Brehm R, Wallich R, Naval J, Angel A, Simon M (2004) Apoptotic pathways are selectively activated by granzyme A and/or granzyme B in CTL-mediated target cell lysis. JBC Home 167: Trapani JA, Smyth MJ (2002) Functional significance of the perforin/ granzyme cell death pathway. Nat Rev Immunol 2: Slee EA, Adrain C, Martin S (2001) Executioner caspase-3, -6 I -7 perform distinct, non redundant roles during the demolition phase of apoptosis. J Biol Chem 276: Fadok VA, de Cathelineau A, Daleke DL, Henson PM, Bratton DL (2001) Loss of phospholipid asymmetry and surface exposure of phosphatidylserine is required for phagocytosis of apoptotic cells by macrophages and fibroblasts. J Biol Chem 276: Yuan J, Shaham S, Ledoux S, Ellis HM, Horvitz HR (1993) The C. elegans cell death gene ced-3 encodes a protein similar to mammalian interleukin-1 beta-converting enzyme. Cell 75: Nicholson DW (1999) Caspase structure, proteolytic substrates, and function during apoptotic cell death. Cell Death Differ 6: Chang HY, Yang X (2000) Proteases for cell suicide: functions and regulation of caspases. Microbiol Mol Biol Rev 64: Postępy Biochemii 60 (3)

8 24. Kumar S (1999) Mechanisms mediating caspase activation in cell death. Cell Death Differ 6: Colussi PA, Harvey NL, Kumar S (1998) Prodomain-dependent nuclear localization of the caspase-2 (Nedd2) precursor.a novel function for a caspase prodomain. J Biol Chem 273: Vaux DL, Strasser A (1996) The molecular biology of apoptosis. Proc Natl Acad Sci USA 93: Lavrik IN, Golks A, Krammer PH (2005) Caspases: pharmacological manipulation of cell death. J Clin Invest 115: Courtiade J, Pauchet Y, Vogel H, Heckel DG (2011) A comprehensive characterization of the caspase gene family in insects from the order Lepidoptera. BMC Genomics 12: Lazebnik Y, Thornberry NA (1994) Caspases: enemies within. Science 281: Horovitz HR (1999) genetic control of programmed cell death in the nematode Ceanorhabditis elegans. Canser Res 59: Lettre G, Hengartner MO (2006) Developmental apoptosis in C. elegans: a comple CEDnario. Develop Cell Biol 7: Jagasia R, Grote P, Westermann B, Conradt B (2005) DRP-1-mediated mitochondrial fragmentation during EGL-1-induced cell death in C. elegans. Nature 433: Yan N, Gu L, Kokel D, Chai J, Li W, Han A, Chen L, Xue D, Shi Y (2004) Structural, biochemical, and functional analyses of CED-9 recognition by the proapoptotic proteins EGL-1 and CED-4. Mol Cell 15: Sandu C, Ryoo HD, Steller H (2010) Drosophila IAP antagonists form multimeric complexes to promote cell death. J Cell Biol 190: Colin J, Garibal J, Mignotte B, Guénal I (2009) The mitochondrial TOM complex modulates bax-induced apoptosis in Drosophila. Biochem Biophys Res Commun 379: Chen P, Rodriguez A, Erskine R, Thach T, Abrams JM (1998) Dredd, a novel effector of the apoptosis activators reaper, grim, and hid in Drosophila. Dev Biol 201: Means JC, Muro I, Clem RJ (2006) Lack of involvement of mitochondrial factors in caspase activation in a Drosophila cell-free system. Cell Death Differ 13: Arama E, Bader M, Srivastava M, Bergmann A, Steller H (2006) The two Drosophila cytochrom c proteins can function in both respiration and caspase activation. EMBO J 25: Meier P, Silke J, Leevers SJ, Evan GI (2000) The Drosophila caspase Dronc is regulated by DIAP1. EMBO J 19: Bryant B, Ungerer M, Liu Q, Waterhouse R, Clem R (2010) A caspase- -like decoy molecule enhances the activity of a paralogous caspase in the yellow fever mosquito, Aedesa egypti. Insect Biochem Mol Biol 40: Cooper DM, Mitchel-Foster K (2011) Death for survival: what do we know about innate immunity and cell death in insects? ISJ 8: Uwo MF, Ui-Te K, Park P, Takeda M (2002) Replacement of midgut epithelium in the greater wax moth, Galleria mellonella, during larval- -pupalmoult. Cell Tissue Res 308: Forsyth CM, Lemongello D, LaCount DJ, Friesen PD, Fisher AJ (2004) Crystal structure of an invertebrate caspase. J Biol Chem 279: Cooper DM, Granville DJ, Lowenberger C (2009) The insect caspases. Apoptosis 14: Khoa DB, Trang LTD, Takeda M (2012) Expression analyses of caspase-1 and related activities in the midgut of Galleria mellonella during metamorphosis. Insect Molec Biol 21: Manji GA, Friesen PD (2001) Apoptosis in motion. An apical, p35-insensitive caspase mediates programmed cell death in insect cells. J Biol Chem 276: Liu Q, Qi Y, Chejanovsky N (2005) Spodoptera littoralis caspase-1, a lepidopteran effector caspase inducible by apoptotic signaling. Apoptosis 10: Sahdev S, Taneja TK, Mohan M (2003) Baculoviral p35 inhibits oxidant-induced activation of mitochondrial apoptotic pathway. Biochem Biophys Res Commun 307: Huang J, Lv C, Hu M, Zhong G (2013) The mitochondria-mediate apoptosis of lepidopteran cells induced by azadirachtin. PLoS ONE 8: Malagoli D, Iacconi I, Marchesini E (2005) Cell death mechanisms in the IPLB-dFb insect cell line: a nuclear located Bcl-2-like molecule as a possible controller of 2-deoxy-D-ribosw-mediated DNA fragmentation. Cell Tissue Res 320: Shan SG, Liu KY, Peng JX, Yao HC, Li Y, Hong HZ (2009) Mitochondria are involved in apoptosis induced by ultraviolet radiation in lepidopteran Spodoptera litura cell line. Insect Science 16: Benedict CA, Norris PS, Ware CF (2002) To kill or be killed: viral evasion of apoptosis. Nat Immunol 3: Kurokawa M, Koyama AH, Yasuoka S, Adachi A (1999). Influenza virus overcomes apoptosis by rapid multiplication. Int J Mol Med 3: Clem RJ (2005) The role of apoptosis in defense against baculovirus infection in insects. Role of apoptosis in infection. Curr Top Microbiol Immunol 289: Comparison of apoptosis in vertebrates and invertebrates (mainly in insects) with particular emphasis on physiological role of this process in development of organisms Marta Ligęza-Żuber *, Mieczysława Irena Boguś Institute of Parasitology PAS, Department of Phisiology, 51 Twarda St., Warsaw, Poland * martaligeza@twarda.pan.pl Key words: insects, vertebrates, invertebrates, apoptosis, caspases, apoptotic pathways ABSTRACT Apoptosis (from Greek dropping off leaves ) is defined as active genetically programmed cell death, that may occur in single cell or group of cells in organisms. This process is highly conserved among invertebrates and vertebrates but we can identify different components of the apoptotic pathways or changes in mechanisms by which apoptosis is activated between species. Generally apoptosis plays a key role in normal tissue development as well as in elimination of unwanted cells including damaged or infected cells. This type of cell death, conserved through evolution, permits homeostasis maintenance on the right level. The mechanisms of apoptosis are very complex and sophisticated, in vertebrate research indicates a few main pathways, differing in the first stage leading to the activation of executive enzymes caspases. Caspases are essential for the initiation and regulation of apoptosis and a large number of these enzymes have been identified in various animals from sponges to vertebrates. In these work we focused on comparison invertebrate and vertebrate pathways of apoptosis, especially in insects species (Diptera and Lepidoptera). We investigate how these organisms use that kind of cells control as kind of immune response triggered by pathogen infection