BBL CDC Anaerobe 5% Sheep Blood Agar with Phenylethyl Alcohol (PEA)

BBL CDC Anaerobe 5% Sheep Blood Agar with Phenylethyl Alcohol (PEA) wersja 10 Styczeń 2015 r. I II III PROCEDURY KONTROLI JAKOŚCI WPROWADZENIE Produkt CDC Anaerobe 5% Sheep Blood Agar with Phenylethyl Alcohol (PEA) (Agar CDC do izolowania bakterii beztlenowych z 5% krwią owczą i alkoholem fenylooctowym) to wzbogacone podłoże hodowlane, wykorzystywane do selektywnej izolacji z próbek mieszanych bezwzględnie beztlenowych bakterii o wysokich wymaganiach odżywczych. PROCEDURA TESTU WYDAJNOŚCI 1. Zredukować wszystkie płytki z agarem beztlenowym w temperaturze pokojowej w systemie beztlenowym BD GasPak EZ. 2. Przygotowanie materiału do wysiania a. Przygotować bezwzględnie beztlenowe hodowle testowe, wymazując materiał z 2-5-dniowych płytek z agarem CDC do izolowania bakterii beztlenowych z 5% krwią owczą do probówki zawierającej 5 ml podłoża Enriched Thioglycollate Medium zawierającego witaminę K 1 i heminę. Dobrze wymieszać i dostosować stopień zmętnienia zawiesiny do standardu McFarland 0,5. UWAGA: Hodowle należy szybko opracować w celu uniknięcia ich długotrwałej ekspozycji na tlen. Czas całkowitej ekspozycji nie powinien przekraczać 20 minut. b. Używać 18-24 godzinnej hodowli bulionowej organizmu względnie beztlenowego rozcieńczonej 10-1. 3. Inokulacja płytek a. Za pomocą pipetora wolumetrycznego lub metody równoważnej dostarczyć 0,05 ml odpowiedniego inokulum do próbek podłoża na płytkach i posiać w celu izolacji. W przypadku Proteus mirabilis jako inokulum należy użyć rozcieńczenia 10-3 hodowli bulionowej. b. Jako kontrole dla wszystkich organizmów dołączyć płytki z agarem sojowym Trypticase z 5% krwią owczą (TSA II) oraz płytki agaru CDC do izolowania bakterii beztlenowych z 5% krwią owczą jako kontrole dla bezwzględnych beztlenowców. c. Inkubować płytki kontrolne TSA II w warunkach tlenowych w temperaturze 35 ± 2 C, natomiast wszystkie pozostałe płytki w warunkach beztlenowych (system beztlenowy BD GasPak EZ) w temperaturze 35 ± 2 C. 4. Po 48 i 72 godzinach zbadać wszystkie inokulowane płytki, oceniając stopień wzrostu, wielkość kolonii, pigmentację i reakcje hemolizy. Obserwować fluorescencję szczepu Porphyromonas w świetle ultrafioletowym (365 nm). 5. Oczekiwane wyniki Mikroorganizmy ATCC Odzysk *Bacteroides fragilis 25285 Wzrost *Clostridium perfringens 13124 Wzrost, hemoliza typu beta *Peptostreptococcus anaerobius 27337 Po 72 godzinach wzrost umiarkowany do silnego. Kolonie są białawe do jasnobrązowych, uniesione, okrągłe na całej krawędzi. Porphyromonas levii 29147 Po 72 godzinach wzrost dość dobry do silnego. Kolonie są białawe do jasnobrązowych, okrągłe, pełne, wypukłe, matowe. Jasnoróżowe do pomarańczowych, w świetle ultrafioletowym ceglasta fluorescencja.** Escherichia coli 25922 Wzrost śladowy do silnego, wielkość kolonii zredukowana w porównaniu z kontrolą nieselektywną. Kolonie są szare, niskie, wypukłe, wilgotne, półmatowe z lśniącą powierzchnią. *Proteus mirabilis 12453 Wzrost śladowy do silnego, stopniowy wzrost kolonii jest ograniczony w porównaniu z kontrolą nieselektywną. Kolonie są jasnoszare, okrągłe, przezroczyste do matowych. *Szczep zalecany do przeprowadzania kontroli jakości przez użytkownika. **Fluorescencja jest widoczna wyłącznie w przypadku młodych kolonii. Pigmentacja pojawia się powoli i może przesłaniać fluorescencję. DODATKOWA KONTROLA JAKOŚCI 1. Sprawdzić płytki zgodnie z punktem Pogorszenie jakości produktu. 2. Wzrokowo ocenić reprezentatywne płytki, żeby upewnić się, że żadne wady fizyczne nie będą przeszkadzały w ich użytkowaniu. 3. Określić potencjometrycznie wartość ph w temperaturze pokojowej w celu upewnienia się, że odczyn jest zgodny ze specyfikacją i wynosi 7,5 ± 0,2. 4. W czasie procedury zaszczepiania zwrócić uwagę na twardość podłoża na płytkach. 5. Inkubować niezaszczepione, reprezentatywne płytki w temperaturze 35 ± 2 C przez 72 godziny, po czym zbadać je pod kątem skażenia mikrobiologicznego. 1

IV V VI VII INFORMACJA O PRODUKCIE PRZEZNACZENIE CDC Anaerobe 5% Sheep Blood Agar with Phenylethyl Alcohol służy do selektywnej izolacji wolno rosnących, bezwzględnie beztlenowych bakterii o wysokich wymaganiach odżywczych z różnych materiałów pochodzenia klinicznego i nieklinicznego. STRESZCZENIE I OBJAŚNIENIE Izolacja bezwzględnie beztlenowych bakterii z materiałów pochodzenia klinicznego i nieklinicznego wymaga użycia podłoży selektywnych, nieselektywnych i wzbogaconych. 1 Wybór odpowiedniego podłoża opiera się na rodzaju próbki i wynikach bezpośredniej obserwacji mikroskopowej. Podłoża nieselektywne służą do izolacji organizmów występujących w niewielkiej liczbie oraz do określenia liczby i rodzaju organizmów w próbce. Podłoża selektywne służą do ułatwienia wzrostu żądanych organizmów, występujących w populacjach mieszanych. Skład CDC Anaerobe 5% Sheep Blood Agar with Phenylethyl Alcohol opracowali Dowell i wsp. z Ośrodków Kontroli i Zapobiegania Chorobom (Centers for Disease Control and Prevention) jako wzbogacone podłoże selektywne do izolowania i hodowli bezwzględnie beztlenowych bakterii z materiałów pochodzenia klinicznego, które zawierają szybko rosnące względnie beztlenowe bakterie, takie jak Proteus i inni członkowie rodziny Enterobacteriaceae. 2 W skład podłoża wchodzi agar sojowy BBL Trypticase, uzupełniony dodatkowym agarem, wyciągiem z drożdży, witaminą K 1, heminą, cysteiną, 5% krwią owczą i alkoholem fenylooctowym. ZASADY PROCEDURY CDC Anaerobe 5% Sheep Blood Agar with Phenylethyl Alcohol to podłoże wysoce odżywcze dzięki zawartości peptonów, wyciągu z drożdży, heminy, witaminy K 1 i krwi owczej. Peptony zapewniają źródło azotowych czynników wzrostu, węgla, siarki i innych mikroelementów. Wyciąg z drożdży jest ważnym źródłem witamin z grupy B. Chlorek sodu utrzymuje równowagę osmotyczną. Składniki krwi owczej, hemina, cystyna i witamina K 1 zapewniają czynniki wzrostu, których wymagają określone bezwzględne beztlenowce. 3-7 Selektywność zapewnia dodanie alkoholu fenylooctowego, który ogranicza wzrost względnych beztlenowców i bakterii Gramujemnych, ale nie hamuje wzrostu bakterii bezwzględnie beztlenowych. 8 ODCZYNNIKI CDC Anaerobe 5% Sheep Blood Agar with Phenylethyl Alcohol Przybliżony skład* w przeliczeniu na litr wody oczyszczonej Trzustkowy wyciąg kazeiny... 15,0 g Hemina...0,005 g Papainowy wyciąg mączki sojowej... 5,0 g Witamina K 1 0,01 g Chlorek sodu... 5,0 g L-cystyna..0,4 g Agar... 20,0 g Alkohol fenylooctowy..2,5 g Wyciąg z drożdży... 5,0 g Krew owcza odwłókniona 5 % *Skorygowany lub uzupełniony zgodnie z wymaganiami, których celem jest spełnienie kryteriów wydajności. Ostrzeżenia i środki ostrożności: Do stosowania w diagnostyce in vitro. W razie nadmiernego zawilgocenia należy wysuszyć dolną powierzchnię płytki na powietrzu, żeby w trakcie inkubacji zapobiec powstawaniu warstwy wody między górną a dolną częścią płytki. W próbkach klinicznych mogą być obecne drobnoustroje patogenne, takie jak wirusy zapalenia wątroby i HIV. W czasie pracy z jakimikolwiek materiałami zanieczyszczonymi krwią i innymi płynami ustrojowymi należy stosować Standardowe środki ostrożności 9-12 oraz przestrzegać wytycznych obowiązujących w danym laboratorium. Po użyciu gotowe podłoża na płytkach, pojemniki na próbki oraz inne materiały skażone należy przed wyrzuceniem poddać sterylizacji w autoklawie. Podczas używania pojemników BBL GasPak z kopertami wytwarzającymi gaz, należy stosować wyłącznie koperty GasPak. Przechowywanie: Po otrzymaniu przechowywać płytki w ciemności w temperaturze 2-8 C. Nie zamrażać i nie przegrzewać. Otwierać bezpośrednio przed użyciem. Ograniczać do minimum ekspozycję na światło. Na gotowych podłożach, przechowywanych do momentu użycia w temperaturze 2-8 C i w oryginalnych opakowaniach w formie rękawa, można wykonywać posiewy do dnia określonego terminem ważności, a następnie prowadzić inkubację przez zalecany czas. Przed posiewem ogrzać podłoże do temperatury pokojowej. Pogorszenie jakości produktu: Nie używać płytek, jeżeli są na nich widoczne oznaki skażenia mikrobiologicznego, odbarwienia, wyschnięcia lub inne objawy pogorszenia jakości. VIII POBIERANIE PRÓBEK I POSTĘPOWANIE Z NIMI Do pobierania próbek opracowano różnorodne wymazówki i pojemniki. Próbki należy pobierać przed podaniem środków przeciwbakteryjnych. Próbki należy bezzwłocznie dostarczyć do laboratorium. W celu przedłużenia przeżywalności bakterii w sytuacji, w której można się spodziewać znacznego opóźnienia między pobraniem próbek a ostatecznym posianiem drobnoustrojów, opracowano wiele podłoży podtrzymujących lub systemów transportowych, takich jak produkty BBL do pobierania próbek i ich transportu. Szczegółowe informacje dotyczące pobierania próbek i postępowania z nimi znajdują się w literaturze fachowej. 13,14 Laboratorium musi mieć do dyspozycji informacje kliniczne, które umożliwią mikrobiologowi wybranie optymalnego podłoża i odpowiedniej techniki badania. 2

IX X PROCEDURA Dostarczane materiały: CDC Anaerobe 5% Sheep Blood Agar with Phenylethyl Alcohol Materiały wymagane, ale niedostarczane: Pomocnicze pożywki hodowlane, odczynniki, drobnoustroje do kontroli jakości i wyposażenie laboratoryjne zgodne z wymaganiami. Procedura testowa: Stosować techniki aseptyczne. Powierzchnia podłoża agarowego powinna być gładka i wilgotna, ale nie nadmiernie. Po dostarczeniu materiału do laboratorium jak najszybciej wykonać posiew próbki. Ograniczać do minimum ekspozycję na powietrze. W przypadku próbek płynnych na podłoże należy nanieść 1 kroplę. Przed inokulacją próbki tkankowe należy rozdrobnić i zmielić w jałowym bulionie, takim jak BBL Enriched Thioglycollate Medium. Następnie próbkę nanosi się tak samo jak w przypadku próbek płynnych. Próbki pobrane na wymazówce można przetoczyć po pierwszej ćwiartce podłoża na płytkach hodowlanych, a następnie użyć do inokulacji podłoża płynnego. Alternatywnie wymazówkę można oczyścić w małej objętości zredukowanego bulionu oraz bulionu użytego do inokulacji podłoża, tak jak w przypadku próbek płynnych. To podłoże należy zredukować niezwłocznie przed posiewem, umieszczając je w warunkach beztlenowych przez 18-24 godziny. 3 Odpowiednie warunki beztlenowe można skutecznie i szybko uzyskać za pomocą systemów beztlenowych BD GasPak EZ. Podłoża na płytkach powinny być inokulowane metodą posiewu na płytkę w celu uzyskania czystych hodowli z próbek zawierających florę mieszaną. Bulion wzbogacony, taki jak BBL Enriched Thioglycollate Medium, powinien być inokulowany w tym samym momencie, co podstawowe płytki izolacyjne. Niezwłocznie rozpocząć inkubację w warunkach beztlenowych lub umieścić w tymczasowym pojemniku przepłukanym gazem/gazami niezawierającymi tlenu i przechowywać w nim do czasu zgromadzenia wystarczającej liczby płytek (ale nie dłużej niż przez 3 godziny). 15 Inkubować w temperaturze 35 ± 2 C przez co najmniej 48 godzin, a najlepiej przez 5-7 dni. Niezależnie od zastosowanego systemu beztlenowego konieczne jest użycie wskaźnika warunków beztlenowych, np. wskaźnika GasPak. Kontrola jakości przez użytkownika: Patrz Procedury kontroli jakości. Należy postępować zgodnie z obowiązującymi wymaganiami kontroli jakości, wynikającymi z przepisów lokalnych, krajowych lub federalnych, wymogami akredytacji oraz standardowymi procedurami kontroli jakości w danym laboratorium. Zaleca się, aby użytkownik stosował się do odpowiednich wytycznych CLSI (dawniej NCCLS) i przepisów CLIA dotyczących metod kontroli jakości. WYNIKI Po inkubacji na większości płytek pojawią się obszary zlewnego wzrostu. W miejscach posiewu pasmowego liczba drobnoustrojów jest zmniejszona, ponieważ procedura posiewu pasmowego w rzeczywistości stanowi technikę rozcieńczeniową. Na skutek tego w kilku miejscach powinny znajdować się wyizolowane kolonie drobnoustrojów zawartych w próbce. Ponadto wzrost wszystkich drobnoustrojów można oceniać półilościowo na podstawie wzrostu w każdym posianym pasmowo obszarze. Sprawdzić kolonie za pomocą mikroskopu operacyjnego z lampą UV o dużej długości fal (kolonie pigmentujące gatunków Porphyromonas-Prevotella w świetle UV powinny dawać fluorescencję pomarańczową do ceglastej). Fluorescencja jest widoczna przed pigmentacją. W celu określenia powiązania tlenu z każdym rodzajem kolonii występującym na beztlenowym podłożu stałym należy inokulować następujące podłoża: 16 1. Jedną płytkę z agarem beztlenowym, który będzie inkubowany w atmosferze beztlenowej. 2. Jedną płytkę z agarem tlenowym (lub agarem czekoladowym), który będzie inkubowany w atmosferze tlenowej wzbogaconej tlenkiem węgla. Agar czekoladowy jest w szczególności wymagany w celu różnicowania wysokich wymagań odżywczych gatunków Haemophilus i innych bakterii, które będą rosły na beztlenowym agarze z krwią, inkubowanym w atmosferze beztlenowej oraz na agarze czekoladowym w warunkach podwyższonego stężenia dwutlenku węgla. Bakterie te nie będą rosły na agarze z krwią w przypadku obecności dwutlenku węgla lub powietrza. 3. Jedną płytkę z agarem tlenowym, który będzie inkubowany w atmosferze tlenowej bez dodatku dwutlenku węgla. 4. Probówki z podłożami Enriched Thioglycollate Medium lub Cooked Meat Medium i probówka z bulionem Peptone Yeast Extract Glucose Broth. Inkubować wszystkie hodowle w temperaturze 35 ± 2 C przez przynajmniej 24 godziny do 7 dni. Określić związek z tlenem jako bezwzględne beztlenowce lub nietlenowce (beztlenowce tolerujące powietrze, mikroaerofilne lub względne beztlenowce). 16 Można podejrzewać, że organizmy, które nie rosną na płytkach podhodowlach tlenowych, są bezwzględnymi beztlenowcami pod względem ich wymagań tlenowych. Kolonie rodzajów, które okazały się bezwzględnymi beztlenowcami, można badać dalej, używając odpowiednich hodowli bulionowych. Dodatkowe informacje, w tym procedury różnicowania, znajdują się w odpowiednim piśmiennictwie. 6,7,17-21 3

XI OGRANICZENIA PROCEDURY Niektóre testy diagnostyczne można przeprowadzać na koloniach z płytki z hodowlą po izolacji pierwotnej. Do testów biochemicznych oraz innych badań identyfikacyjnych zaleca się jednak czyste hodowle. W celu uzyskania szczegółowych informacji oraz wiadomości na temat zalecanych procedur należy zapoznać się z odpowiednimi pozycjami piśmiennictwa. 19-24 Do wykrycia wszystkich potencjalnie istotnych drobnoustrojów w próbce rzadko wystarcza tylko jedno podłoże. Należy pamiętać, że w podłożu selektywnym organizmy ogólnie wrażliwe na czynniki przeciwdrobnoustrojowe mogą być całkowicie lub tylko częściowo hamowane w zależności od stężenia środka, charakterystyki szczepu mikrobiologicznego i liczby organizmów w inokulum. Organizmy, które ogólnie są oporne na środki przeciwdrobnoustrojowe, nie powinny być hamowane. Dlatego hodowle próbek rosnące na podłożach selektywnych należy porównać z próbkami hodowanymi na podłożach nieselektywnych, ponieważ pozwala to uzyskać dodatkowe informacje i zapewnia wzrost wszystkich potencjalnych patogenów. XII CHARAKTERYSTYKA WYDAJNOŚCIOWA Przed dopuszczeniem do obrotu wszystkie partie podłoża CDC Anaerobe 5% Sheep Blood Agar with Phenylethyl Alcohol (PEA) sprawdza się pod kątem ich skuteczności. Reprezentatywne próbki serii są inokulowane przez rozprowadzanie w 0,1 ml następujących hodowli: Bacteroides fragilis (ATCC 25285), Clostridium perfringens (ATCC 13124), Peptostreptococcus anaerobius (ATCC 27337), Porphyromonas levii (ATCC 29147), Escherichia coli (ATCC 25922) oraz Proteus mirabilis (ATCC 12453). Materiały zawierające B. fragilis, C. perfringens, P. anaerobius i P. levii są pobierane z kolonii rosnących na płytkach z podłożem CDC Anaerobe 5% Sheep Blood Agar i dostosowywane do standardu McFarland 0,5 w zredukowanym podłożu Thioglycollate Medium, Enriched. Materiał zawierający E. coli pobiera się z hodowli bulionowej i rozcieńcza 10-1, a materiał zawierający P. mirabilis pobiera się z hodowli bulionowej i rozcieńcza 10-4. Po wykonaniu posiewu należy inkubować płytki w temperaturze 35 ± 2 C w kompletnym systemie GasPak. Płytki są odczytywane po 48 godzinach inkubacji. Wszystkie organizmy beztlenowe wykazują wzrost lekki do silnego o typowej morfologii kolonii i reakcjach hemolizy, natomiast E. coli oraz P. mirabilis wykazują wzrost śladowy do silnego. W porównaniu z kontrolą nieselektywną wielkość kolonii E. coli jest ograniczona, a w przypadku P. mirabilis ograniczone jest stopniowe powiększanie się rozmiarów kolonii. W świetle UV (365 nm) P. levii wykazuje fluorescencję jasnoróżową przez jasnopomarańczową do jasnoceglastej. XIII DOSTĘPNOŚĆ Nr kat. Opis 221739 BD BBL CDC Anaerobe 5% Sheep Blood Agar with Phenylethyl Alcohol (PEA), opakowanie 20 płytek XIV PIŚMIENNICTWO 1. Dowell, V.R., Jr. 1975. Wound and abscess specimens, p. 70-81. In A. Balows (ed.), Clinical microbiology. How to start and when to stop. Charles C. Thomas, Springfield, Ill. 2. Dowell, V.R., Jr., G.L. Lombard, F.S. Thompson, and A.Y. Armfield. 1977. Media for isolation, characterization, and identification of obligately anaerobic bacteria. CDC laboratory manual. Center for Disease Control, Atlanta. 3. Dowell, V.R., Jr., and T.M. Hawkins. 1987. Laboratory methods in anaerobic bacteriology. CDC laboratory manual. HHS Publication No. (CDC) 87-8272. Centers for Disease Control, Atlanta. 4. Gibbons, R.J., and J.B. MacDonald. 1960. Hemin and vitamin K compounds as required factors for the cultivation of certain strains of Bacteroides melaninogenicus. J. Bacteriol. 80:164-170. 5. Wilkins, T.D., S.L. Chalgren, F. Jimenez-Ulate, C.R. Drake, Jr., and J.L. Johnson. 1976. Inhibition of Bacteroides fragilis on blood agar plates and reversal of inhibition by added hemin. J. Clin. Microbiol. 3:359-363. 6. Isenberg, H.D. (ed.). 2004. Clinical microbiology procedures handbook, vol. 1,2 and 3, 2nd ed. American Society for Microbiology, Washington, D.C. 7. Rodloff, A.C., P.C. Appelbaum, and R.J. Zabransky. 1991. Cumitech 5A, Practical anaerobic bacteriology. Coordinating ed., A.C. Rodloff. American Society for Microbiology, Washington, D.C. 8. Dowell, V.R., Jr., C.O. Hill, and W.A. Altemeier. 1964. Use of phenylethyl alcohol in media for isolation of anaerobic bacteria. J. Bacteriol. 88:1811-1813. 9. National Committee for Clinical Laboratory Standards. 2001. Approved Guideline M29-A2. Protection of laboratory workers from occupationally acquired infections, 2nd ed. NCCLS, Wayne, Pa. 10. Garner, J.S. 1996. Hospital Infection Control Practices Advisory Committee, U.S. Department of Health and Human Services, Centers for Disease Control and Prevention. Guideline for isolation precautions in hospitals. Infect. Control Hospital Epidemiol. 17:53-80. 11. U.S. Department of Health and Human Services. 1999. Biosafety in microbiological and biomedical laboratories, HHS Publication (CDC), 4th ed. U.S. Government Printing Office, Washington, D.C. 12. Directive 2000/54/EC of the European Parliament and of the Council of 18 September 2000 on the protection of workers from risks related to exposure to biological agents at work (seventh individual directive within the meaning of Article 16(1) of Directive 89/391/EEC). Official Journal L262, 17/10/2000, p. 0021-0045. 13. Isenberg, H.D., F.D. Schoenknecht, and A. von Graevenitz. 1979. Cumitech 9, Collection and processing of bacteriological specimens. Coordinating ed., S.J. Rubin. American Society for Microbiology, Washington, D.C. 14. Miller, J.M. and H.T. Holmes. 1999. Specimen collection, transport, and storage, p.33-63. In P.R. Murray, E.J. Baron, M.A. Pfaller, F.C. Tenover, and R.H. Yolken (ed.), Manual of clinical microbiology, 7th ed. American Society for Microbiology, Washington, D.C. 15. Martin, W.J. 1971. Practical method for isolation of anaerobic bacteria in the clinical laboratory. Appl. Microbiol. 22:1168-1171. 16. Allen, S.D., J.A. Siders, and L.M. Marler. 1985. Isolation and examination of anaerobic bacteria, p. 413-433. In E.H. Lennette, A. Balows, W.J. Hausler, Jr., and H.J. Shadomy (ed.), Manual of clinical microbiology, 4th ed. American Society for Microbiology, Washington, D.C. 17. Holdeman, L.V., E.P. Cato, and W.E.C. Moore (ed.). 1977. Anaerobe laboratory manual, 4th ed. Virginia Polytechnic Institute and State University, Blacksburg. 4

18. Engelkirk, P.G., J. Duben-Engelkirk, and V.R. Dowell, Jr. 1992. Principles and practice of clinical anaerobic bacteriology. Star Publishing Co., Belmont, Calif. 19. Summanen, P., E.J. Baron, D.M. Citron, C.A. Strong, H.M. Wexler, and S.M. Finegold. 1993. Wadsworth anaerobic bacteriology manual, 5th ed. Star Publishing Co., Belmont, Calif. 20. Holt, J.G., N.R. Krieg, P.H.A. Sneath, J.T. Staley, and S.T. Williams (ed.). 1994. Bergey's Manual TM of determinative bacteriology, 9th ed. Williams & Wilkins, Baltimore. 21. Murray, P.R., E.J. Baron, J.H. Jorgensen, M.A. Pfaller, and R.H. Yolken (ed.). 2003. Manual of clinical microbiology, 8th ed. American Society for Microbiology, Washington, D.C. 22. Koneman, E.W., S.D. Allen, W.M. Janda, P.C. Schreckenberger, and W.C. Winn, Jr. 1997. Color atlas and textbook of diagnostic microbiology, 5th ed. J.B. Lippincott Company, Philadelphia. 23. MacFaddin, J.F. 2000. Biochemical tests for identification of medical bacteria, 3rd ed. Lippincott Williams & Wilkins, Baltimore. 24. Forbes, B.A., D.F. Sahm, and A.S. Weissfeld. 2002. Bailey & Scott's diagnostic microbiology, 11th ed. Mosby, Inc., St. Louis. Dział Obsługi Technicznej firmy BD Diagnostics: należy skontaktować się z lokalnym przedstawicielem BD lub odwiedzić stronę www.bd.com/ds. Becton, Dickinson and Company 7 Loveton Circle Sparks, MD 21152 USA Benex Limited Pottery Road, Dun Laoghaire Co. Dublin, Ireland ATCC is a trademark of the American Type Culture Collection. BD, BD Logo and all other trademarks are property of Becton, Dickinson and Company. 2015 BD 5