Platelia CMV IgG AVIDITY

Platelia CMV IgG AVIDITY 48 72812 TEST IMMUNOENZYMATYCZNY DO OKREŚLANIA AWIDNOŚCI PRZECIWCIAŁ KLASY IgG PRZECIWKO WIRUSOWI CYTOMEGALII W LUDZKIEJ SUROWICY 881171-2015/01

SPIS TREŚCI 1. ZASTOSOWANIE 2. ZNACZENIE KLINICZNE 3. ZASADA TESTU 4. SKŁAD ZESTAWU 5. ZALECENIA DLA UŻYTKOWNIKA 6. PRÓBKI 7. PROCEDURA OZNACZENIA 8 INTERPRETACJA WYNIKÓW 9 CHARAKTERYSTYKA TESTU 10 OGRANICZENIA PROCEDURY 11 KONTROLA JAKOŚCI PRODUCENTA 12 LITERATURA 2 [PL]

1. ZASTOSOWANIE Platelia CMV IgG Avidity jest testem immunoenzymatycznym do oznaczania awidności przeciwciał IgG anty-cmv w ludzkiej surowicy. Zestaw Platelia CMV IgG Avidity (72812) powinien być używany wraz z testem Platelia CMV IgG (72810). 2. ZNACZENIE KLINICZNE Ludzki cytomegalowirus (CMV) jest wirusem powszechnie występującym we wszystkich regionach geograficznych na świecie oraz we wszystkich grupach socjoekonomicznych. CMV należy do rodziny Hespervirus i jest przenoszony poprzez płyny ustrojowe w czasie bliskich kontaktów międzyludzkich (w moczu, ślinie, mleku matki, krwi, łzach, spermie i wydzielinie pochwy). Po zakażeniu CMV może przez lata pozostawać w stanie uśpienia w ciele zakażonych osób, a następnie reaktywuje się powodując nawracające infekcje z ryzykiem przeniesienia na inne osoby. Infekcja pierwotna zachodzi różnymi drogami i w różnych okresach życia (infekcje wrodzone, infekcje poporodowe). Po okresie uśpienia, może nastąpić infekcja wtórna w wyniku powtórnej infekcji wirusem egzogennym lub reaktywacji uśpionego wirusa. Od 50 do 85% populacji zostaje zakażone przed osiągnięciem wieku dorosłego, ale wiele zakażeń ma charakter bezobjawowy, jedynie 2% pacjentów wykazuje atypowe objawy, takie jak gorączka, osłabienie, bóle mięśni i stawów. Jednakże, infekcja CMV może mieć poważny przebieg u kobiet w ciąży, noworodków i nosicieli pozbawionych obrony immunologicznej. W czasie ciąży u od 1 do 3% kobiet dochodzi do zakażenia CMV, a przeniesienia zakażenia na płód drogą dyfuzji przez łożysko występuje u 40-50% pacjentów. 95% infekcji płodu jest bezobjawowych, ale u 5% komplikacje są bardzo poważne: hepatosplenomegalia, małogłowie, wodogłowie, wcześniactwo, opóźnienie psychoruchowe oraz śmierć płodu. W 10% infekcji bezobjawowych u noworodków dochodzi do późnych powikłań, takich jak częściowa lub całkowita utrata słuchu lub wzroku. W przypadku pacjentów pozbawionych obrony immunologicznej (AIDS, biorcy organów, choroby limfoproliferacyjne lub nowotwór) z rozsianymi i/lub wewnętrznymi infekcjami związane są poważne komplikacje: splenomegalia, zapalenie naczyniówki i siatkówki, zapalenie wątroby, zapalenie mięśnia sercowego, zapalenie mózgu. Infekcja u w takich przypadkach może mieć skutek śmiertelny. Kilka tygodni po zakażeniu CMV, reakcja układu immunologicznego prowadzi do powstania swoistych przeciwciał klasy IgM oraz po kolejnych kilku dniach, swoistych przeciwciał klasy IgG. Diagnostyka serologiczna zakażenia CMV polega na stwierdzeniu serokonwersji lub znaczącego wzrost miana przeciwciał IgG. Wykrycie swoistych przeciwciał IgG anty-cmv pomaga w diagnozie infekcji pierwotnej oraz określeniu statusu immunologicznego pacjentów. Jednakże postawienie diagnozy różnicującej między niedawną infekcją a zakażeniem przeszłym jest czasami trudne z powodu utrzymywania się przeciwciał anty-cmv IgM lub ponownego pojawienia się przeciwciał anty-cmv IgM w przypadku ponownej infekcji, reaktywacji latentnego wirusa lub nieswoistej stymulacji układu odpornościowego. W takich sytuacjach, oznaczenie awidności przeciwciał klasy IgG metodą immunoenzymatyczną może pomóc w rozróżnieniu między ostrą i przeszła infekcją. Oznaczenie to wykorzystuje ewolucję dojrzewania odpowiedzi układu odpornościowego, co przekłada się na syntezę przeciwciał IgG o niskiej awidności w czasie infekcji pierwotnych i występowanie przeciwciał IgG o wysokiej awidności z zakażeń przebytych. 3 [PL]

3. ZASADA TESTU Badanie jest wykonywane z użyciem testu Platelia CMV IgG AVIDITY (nr ref. 72812) w połączeniu z Platelia CMV IgG (nr. ref. 72810). Badanie wykorzystuje pomiar awidności przeciwciał IgG anty-cmv. Zastosowanie środka rozbijającego kompleks antygen/przeciwciało (np. mocznika) wraz ze stosowaną zazwyczaj techniką oznaczania przeciwciał IgG, pozwala na porównanie wartości gęstości optycznej (OD) uzyskanej po zastosowaniu środka dysocjującego i wartości OD uzyskanej bez środka dysocjującego. Uznaje się, iż awidność przeciwciał klasy IgG jest niska, jeśli połączenie antygen/przeciwciało jest łatwo rozwiązywane. Awidność jest wysoka, jeśli połączenie antygen/przeciwciało nie jest łatwo rozwiązywane. Test ten należy przeprowadzać jedynie na próbkach dodatnich, wykazujących stężenie IgG anty-cmv wyższe niż 0,5 AU/ml w oznaczeniu testem Platelia CMV IgG (nr ref. 72810). Etap 1 Kontrole awidności i próbki surowicy pacjentów o stężeniu anty-cmv IgG między 0,5 i 1,5 AU/ml są rozcieńczane w stosunku 1/21. Próbki surowicy pacjentów o stężeniu anty-cmv IgG równym lub większym niż 1,5 AU/ml są rozcieńczane w stosunku 1/101. Rozcieńczone próbki nanoszone są w duplikacie do studzienek mikropłytki. W czasie 1 godziny inkubacji w 37 C, przeciwciała IgG CMV obecne w próbce wiążą się z antygenem CMV na ściankach studzienek mikropłytki. Po inkubacji niezwiązane nieswoiste przeciwciała oraz inne białka surowicy są usuwane przez wymywanie. Etap 2 Każda z kontroli awidności oraz próbek pacjentów jest traktowana dwojako: do jednej studzienki dodawany jest roztwór kontrolny a do drugiej odczynnik dysocjujący. W czasie 15 minut inkubacji w temperaturze pokojowej (+18-30 C), zachodzi reakcja dysocjacji kompleksów antygen/przeciwciało. Po zakończeniu inkubacji, roztwór kontrolny i odczynnik dysocjujący, są usuwane przez wymywanie. Etap 3 Koniugat (znakowane peroksydazą, poliklonalne przeciwciało swoiste dla ludzkich łańcuchów gamma) jest dodawany do studzienek mikropłytki. W czasie 1 godziny inkubacji w 37 C, znakowane przeciwciało wiąże się z IgG surowicy związanym przez antygen CMV. Niezwiązany koniugat jest usuwany przez wymywanie na końcu inkubacji. Etap 4 Obecność kompleksów immunologicznych (antygen CMV, przeciwciała IgG CMV, koniugat anty-igg) jest wykazywana przez dodanie do każdej studzienki roztworu substratu dla enzymu. Etap 5 Po inkubacji w temperaturze pokojowej (+18-30 C), reakcja enzymatyczna jest zatrzymywana przez dodanie 1N roztworu kwasu siarkowego. Wartość gęstości optycznej odczytana przy pomocy spektrofotometru ustawionego na 450/620 nm jest proporcjonalna do ilości przeciwciał IgG CMV obecnych w próbce. 4 [PL]

4. SKŁAD ZESTAWU Odczynniki wystarczają na wykonanie 48 testów z użyciem zestawu Platelia CMV IgG (nr ref. 72810). Wszystkie odczynniki zestawu służą wyłącznie do diagnostyki in vitro. R5a R5b R12 R13 Etykieta Low Avidity control High Avidity control Control solution Dissociating solution Postać odczynnika Kontrola niskiej awidności Surowica ludzka reaktywna dla przeciwciał IgG CMV i nierektywna w kierunku antygenu HBs, anty-hiv1, anty-hiv2 i anty-hcv Konserwant: <1,5% ProClin 300 Kontrola wysokiej awidności Surowica ludzka reaktywna dla przeciwciał IgG CMV i nierektywna w kierunku antygenu HBs, anty-hiv1, anty-hiv2 i anty-hcv Konserwant: <1,5% ProClin 300 Roztwór kontrolny Tris-NaCl (ph 7,6 ± 0.2), 0,1% Tween 20, zielony barwnik Konserwant: <1,5% ProClin 300 Odczynnik dysocjujący Tris-NaCl (ph 7,6 ± 0.2), mocznik, 0.1% Tween 20, żółty barwnik Konserwant: < 0,001% ProClin 300 Prezentacj a 1 x 0,75 ml 1 x 0,75 ml 1 x 28 ml 1 x 13 ml Informacje dotyczące warunków przechowywania i daty ważności znajdują się na opakowaniu. 5. ZALECENIA DLA UŻYTKOWNIKA Wiarygodność wyników zależy od przestrzegania zasad Dobrej Praktyki Laboratoryjnej: Nie używać przeterminowanych odczynników. Podczas jednego oznaczenia używać wyłącznie odczynników o tym samym numerze serii. Przed użyciem należy odczekać 30 minut, aby pozwolić odczynnikom osiągnąć temperaturę pokojową (+18-30 C). Używać dokładnie umytych naczyń szklanych po przepłukaniu ich wodą dejonizowaną lub, jeśli to możliwe, naczyń jednorazowego użytku. Do każdej próbki należy używać nowej końcówki pipety. Należy skontrolować pipety i inny sprzęt pod względem dokładności i prawidłowego działania. Dokładnie przestrzegać procedury wykonania oznaczenia. Zapoznać się z instrukcją do testu Platelia CMV IgG (nr kat. 72810). Uwaga: Zestawu Platelia CMV IgG AVIDITY można używać w połączeniu z różnymi seriami Platelia CMV IgG (nr ref. 72810). 5 [PL]

BEZPIECZEŃSTWO I HIGIENA PRACY Materiał pochodzenia ludzkiego użyty do przygotowania odczynników został przebadany i wykazał brak reaktywności w kierunku antygenu powierzchniowego wirusa zapalenia wątroby typu B (HBs Ag), przeciwciał przeciw wirusowi zapalenia wątroby typu C (anty-hcv) oraz wirusom ludzkiego niedoboru odporności (anty-hiv1 i anty-hiv2). Ponieważ nie ma metod absolutnie wykluczających obecność czynników zakaźnych, odczynniki pochodzące z materiału ludzkiego powinny być traktowane jako materiał potencjalnie zakaźny: Każdy materiał, łącznie z roztworami do płukania, który wejdzie w bezpośredni kontakt z próbkami i odczynnikami zawierającymi materiał pochodzenia ludzkiego, należy traktować jako potencjalnie zakaźny. Podczas pracy z próbkami i odczynnikami należy używać rękawiczek jednorazowych. Nie pipetować ustami. Unikać rozlewania próbek lub roztworów zawierających próbki. Miejsca, w których nastąpiło rozlanie należy przepłukać wybielaczem rozcieńczonym do 10%. W przypadku rozlania kwasu, należy go najpierw zneutralizować wodorowęglanem sodu, a następnie przemyć miejsce rozlania wybielaczem rozcieńczonym do 10% i osuszyć papierem chłonnym. Materiał użyty do czyszczenia należy wyrzucić do pojemnika ze skażonymi odpadami. Próbki pacjentów, odczynniki zawierające materiał pochodzenia ludzkiego oraz skażony materiał i produkty należy wyrzucać dopiero po ich odkażeniu: Chemiczne i biologiczne pozostałości należy traktować i utylizować zgodnie z dobrymi praktykami laboratoryjnymi. Wszystkie odczynniki w zestawie są przeznaczone wyłącznie do diagnostycznego użytku in vitro. W celu zapoznania się z zaleceniami dotyczącymi zagrożeń i środków ostrożności związanych z niektórymi substancjami chemicznymi zawartymi w niniejszym zestawie należy skorzystać z piktogramów wskazujących rodzaj zagrożenia znajdujących się na etykietach i w informacjach zamieszczonych na końcu instrukcji obsługi. Karta charakterystyki jest dostępna na stronie internetowej www.bio-rad.com. 6. PRÓBKI 1. Surowica jest jedynym rekomendowanym typem próbki. 2. Podczas przetwarzania, przechowywania i pracy z próbkami krwi należy stosować się do poniższych zaleceń: Próbki krwi należy pobrać zgodnie z rutynową procedurą, z wkłucia dożylnego. Próbki surowicy pozostawić do powstania skrzepu przed odwirowaniem. Próbówki z próbkami przez cały czas powinny być zamknięte. Po odwirowaniu jak najszybciej oddzielić surowicę od czerwonych krwinek i przenieść do szczelnie zamykanej próbówki. Jeśli test będzie wykonany w ciągu 7 dni, próbki można przechować w temp. +2-8 C. Jeśli test będzie wykonany później, lub próbki będą transportowane, należy je zamrozić w temp. -20 C lub niższej. Nie należy używać próbek, które zostały rozmrożone więcej niż pięć razy. Wcześniej zamrożone próbki powinny być po rozmrożeniu dokładnie zmieszane (vortex) przed przystąpieniem do oznaczenia. 6 [PL]

3. Próbki zawierające 90 g/l albuminy lub 100 mg/l wolnej bilirubiny, próbki lipemiczne zawierające ekwiwalent 36 g/l oleiny (trójglicerydu) oraz hemolizowane próbki zawierające do 10 g/l hemoglobiny nie mają wpływu na wyniki. 4. Nie należy podgrzewać próbek. 7. PROCEDURA OZNACZENIA 7.1 Wymagane materiały, które nie znajdują się w zestawie Należy zapoznać się z instrukcją obsługi produktu Platelia CMV IgG (nr ref. 72810). 7.2 Rozcieńczanie odczynników R5a, R5b: Kontrolę niskiej awidności (R5a) oraz kontrolę wysokiej awidności (R5b) należy rozcieńczyć w stosunku 1/21 przy pomocy rozcieńczalnika R7 dostarczonego z testem Platelia CMV IgG (nr ref. 72810). R12, R13: Roztwór kontrolny (R12) oraz odczynnik dysocjujący (R13) są gotowe do użytku. W przypadku innych odczynników należy zapoznać się z ulotką produktu Platelia CMV IgG (nr ref. 72810). 7.3 Przechowywanie i okres przydatności otwartych i/lub rozcieńczonych odczynników Pod warunkiem przechowywania przed otwarciem w temperaturze +2-8 C, każdy składnik może zostać użyty do upływu daty przydatności umieszczonej na zewnętrznej etykiecie zestawu. R5a, R5b: Po otwarciu i przy braku zanieczyszczeń odczynniki przechowywane w temperaturze +2-8 C pozostaną stabilne do 8 tygodni. R12, R13: Po otwarciu i przy braku zanieczyszczeń odczynniki przechowywane w temperaturze +2-8 C pozostaną stabilne do 8 tygodni. Należy również zapoznać się z instrukcją obsługi produktu Platelia CMV IgG (nr ref. 72810). 7.4 Procedura Należy bezwzględnie przestrzegać procedury oznaczenia i zasad Dobrej Praktyki Laboratoryjnej. Podczas każdego oznaczenia należy użyć kontroli niskiej awidności (R5a) i wysokiej awidności (R5b) w celu weryfikacji wyników testu. Pozostałe odczynniki konieczne do przeprowadzenia oznaczenia (R1, R2, R6, R7, R9 oraz R10) znajdują się w zestawie Platelia CMV IgG (nr ref. 72810). Uwaga: Przed użyciem należy pozwolić odczynnikom osiągnąć temperaturę pokojową (+18-30 C), zwłaszcza w przypadku odczynników R12 i R13. 1. Dokładnie ustalić plan nakładania i identyfikacji kontroli i próbek pacjentów. 2. Przygotować rozcieńczony roztwór do płukania (R2). 3. Wyjąć ramkę i paski (R1) z opakowania. 7 [PL]

4. W oznakowanych probówkach rozcieńczyć kontrole awidności (R5a, R5b) oraz próbki pacjenta (S1, S2 ) o stężeniu przeciwciał anty-cmv IgG między 0,5 i 1,5 AU/ml w rozcieńczalniku (R7) w stosunku 1/21 [25µl próbki i 0,5 ml rozcieńczalnika (R7)]. Próbki surowicy pacjentów o stężeniu przeciwciał IgG anty- CMV wyższym niż 1,5 AU/ml są rozcieńczane w stosunku 1/101 [5µl próbki i 0,5 ml rozcieńczalnika (R7)]. Wymieszać rozcieńczone próbki. 5. Nanieść rozcieńczone kalibratory i próbki po 200 µl do każdego dołka, ściśle wg podanego schematu: 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 A R5a R5a S7 S7 B R5b R5b C S1 S1 D S2 S2 E S3 S3 F S4 S4 G S5 S5 H S6 S6 6. Przykryć mikropłytkę folią adhezyjną i mocno docisnąć do płytki w celu zapewnienia szczelności. Natychmiast przystąpić do inkubacji mikropłytki w łaźni wodnej kontrolowanej termostatem lub w suchym inkubatorze przez 1 godzinę ± 5 minut w temperaturze 37 C ± 1 C. 7. Po zakończeniu inkubacji zdjąć folię. Zaaspirować zawartość wszystkich studzienek do pojemnika na odpady zakaźne (zawierającego podchloryn sodu). 8. Do studzienek w nieparzystych kolumnach mikropłytki dodać szybko po 200 µl roztworu kontrolnego (R12). Do studzienek w kolumnach parzystych dodać po 200 µl odczynnika dysocjującego (R13) 9. Inkubować mikropłytkę przez 15 ± 2 minuty w temperaturze pokojowej (+18-30 C). 10. Przed zakończeniem inkubacji przygotować roboczy roztwór koniugatu (R6+R7). 11. Po zakończeniu inkubacji zaaspirować zawartość wszystkich studzienek do pojemnika na odpady zakaźne (zawierającego podchloryn sodu). Przemyć mikropłytkę 2 razy 350 µl roztworu do płukania (R2). Odwrócić mikropłytkę i delikatnie ostukać na papierze chłonnym w celu usunięcia pozostałej ilości płynu. 12. Natychmiast dodać 200 µl roboczego roztworu koniugatu (R6+R7) do wszystkich studzienek. Przed użyciem roztworu należy nim delikatnie wstrząsnąć. 13. Przykryć mikropłytkę folią adhezyjną i mocno docisnąć do płytki w celu zapewnienia szczelności. Natychmiast przystąpić do inkubacji mikropłytki w łaźni wodnej kontrolowanej termostatem lub w suchym inkubatorze przez 1 godzinę ± 5 minut w temperaturze 37 C ± 1 C. 14. Po zakończeniu inkubacji zdjąć folię. Zaaspirować zawartość wszystkich studzienek do pojemnika na odpady zakaźne (zawierającego podchloryn sodu). Przemyć mikropłytkę 4 razy 350 µl roztworu do czyszczenia (R2). Odwrócić mikropłytkę i delikatnie ostukać na papierze chłonnym w celu usunięcia pozostałej ilości płynu. 8 [PL]

15. Szybko dodać 200 µl roztworu chromogenu (R9) do każdej studzienki z dala od światła. Pozwolić reakcji przebiegać w ciemności przez 30 ± 5 minut w temperaturze pokojowej (+18-30 C). W czasie tej inkubacji nie używać folii adhezyjnej. 16. Zatrzymać reakcję enzymatyczną przez dodanie 100 µl roztworu zatrzymującego reakcję (R10) do każdej studzienki. Zastosować tę samą sekwencję i szybkość wprowadzania jak w przypadku roztworu preparatu enzymatycznego. 17. Ostrożnie przetrzeć dolną stronę płytki. Odczytać gęstość optyczną przy 450/620 nm korzystając z czytnika płytki w ciągu 30 minut po zatrzymaniu reakcji. Przed dokonaniem odczytu paski muszą znajdować się ciągle z dala od światła. 18. Przed wydaniem wyników należy sprawdzić zgodność odczytu z planem dystrybucji płytki i próbek. 8. INTERPRETACJA WYNIKÓW 7.4 Obliczanie indeksu awidności (AI) Indeks awidności (AI) próbki jest stosunkiem gęstości optycznych (OD) mierzonych przy pomocy odczynnika dysocjującego (R13) i odczynnika kontrolnego (R12): AI = OD Próbki R13 / OD Próbki R12 Obliczenie AI próbki jest możliwe, jeśli OD uzyskane dla roztworu kontrolnego jest wyższe niż 0,2. W przypadku próbek rozcieńczonych w stosunku 1/101, których OD uzyskane dla roztworu kontrolnego jest niższe lub równe 0,2, zaleca się przetestować próbkę rozcieńczoną w stosunku 1/21. W przypadku próbek rozcieńczonych w stosunku 1/21, których OD uzyskane dla roztworu kontrolnego jest niższe lub równe 0,2, stężenie przeciwciał anty-cmv IgG jest zbyt niskie i nie można oznaczyć awidności przeciwciał klasy IgG w próbce. 7.5 Kontrola jakości Dla każdej mikropłytki i każdego cyklu należy uwzględnić wszystkie kontrole i przeanalizować uzyskane wyniki. W celu weryfikacji testu należy spełnić następujące kryteria: Wartości gęstości optycznej uzyskane dla roztworu kontrolnego (R12): OD R5a 0,250 OD R5b 0,750 Indeksy awidności: AI R5a < 0,35 AI R5b 0,60 Jeśli te kryteria kontroli jakości nie zostaną spełnione, należy powtórzyć test. 9 [PL]

7.6 Interpretacja wyników Indeks awidności (AI) AI < 0,40 Interpretacja Zakres niskiej awidności 0,40 AI < 0,55 Szara strefa awidności AI 0,55 Zakres wysokiej awidności Indeksy awidności niższe niż 0,40 są bardziej charakterystyczne dla niedawnej infekcji pierwotnej mającej miejsce w okresie krótszym niż 3 miesiące wstecz. Jednakże takie wyniki nie stanowią absolutnego potwierdzenia tej diagnozy. Indeksy awidności wyższe lub równe 0,55 są bardziej charakterystyczne dla infekcji w przeszłości mającej miejsce w czsie dłuższym niż 3 miesiące wstecz. Jednakże takie wyniki nie wykluczają z absolutną pewnością niedawnej infekcji pierwotnej mającej miejsce w okresie krótszym niż 3 miesiące. Jeśli podejrzewana jest niedawna infekcja, lub jeżeli indeks awidności znajduje się w zakresie szarej strefy, należy rozważyć przebadanie kolejnej próbki (należy zapoznać się z aktualnymi przepisami dotyczącymi monitorowania pacjentów). 8.4 Rozwiązywanie problemów Wyniki nie spełniające kryteriów walidacji i niepowtarzalne reakcje są często powodowane przez: Niedokładne przemycie mikropłytek. Zanieczyszczenie negatywnych próbek surowicą lub osoczem o wysokim stężeniu przeciwciał. Zanieczyszczenie roztworu preparatu enzymatycznego chemicznymi odczynnikami utleniającymi (wybielacz, jony metalu...). Zanieczyszczenie roztworu zatrzymującego reakcję. 9. CHARAKTERYSTYKA TESTU 7.4 Badania kliniczne Charakterystyka testu Platelia CMV IgG AVIDITY została wykonana w jednym ośrodku przy użyciu w sumie 366 próbek od kobiet w ciąży. Prospektywne badanie przeprowadzono na 144 próbkach o wstępnych wynikach dodatnich, uzyskanych przy pomocy Platelia CMV IgG (72810). Wyniki uzyskane przy pomocy Platelia CMV IgG AVIDITY zostały porównane z tymi uzyskanymi za pomocą innego, komercyjnie dostępnego testu EIA IgG uznanego za źródło odniesienia. Zgodność między tymi dwoma testami wyniosła 98,6% (142/144). Dwie próbki wykazały nieznaczne rozbieżności: średnia awidność uzyskana przy pomocy Platelia CMV IgG AVIDITY oraz wysoka awidność uzyskana z użyciem testu komercyjnie dostępnego (n=1), wysoka awidność uzyskana przy pomocy Platelia CMV IgG AVIDITY oraz średnia awidność uzyskana z użyciem testu komercyjnie dostępnego (n=1). Przeprowadzono badanie retrospektywne na panelu 200 próbek od pacjentów z infekcjami CMV w przeszłości: 10 [PL]

100 próbek uzyskało wynik pozytywny na obecność przeciwciał anty-cmv IgG, negatywny na obecność przeciwciał anty-cmv IgM oraz wysoki indeks awidności z użyciem komercyjnie dostępnego testu EIA na awidność IgG. 100 próbek uzyskało wynik pozytywny na obecność przeciwciał anty-cmv IgG, pozytywny na obecność przeciwciał anty-cmv IgM oraz wysoki indeks awidności z użyciem komercyjnie dostępnego testu EIA na awidność IgG. Wszystkie próbki od pacjentów z infekcjami w przeszłości, które uzyskały negatywny wynik na obecność przeciwciał anty-cmv IgM (100/100) wykazały wysoki indeks awidności uzyskany przy pomocy Platelia CMV IgG AVIDITY. Wśród próbek od pacjentów z infekcjami w przeszłości, które uzyskały pozytywny wynik na obecność przeciwciał anty-cmv IgM, 97 wykazało wysoki indeks awidności potwierdzony z użyciem komercyjnie dostępnego testu EIA na awidność IgG. Trzy pozostałe próbki, wykazały średnią awidność z użyciem zestawu Platelia CMV IgG AVIDITY. 22 próbki od pacjentów z pierwotnymi infekcjami CMV - łącznie z 4 serokonwersjami - zostały również przeanalizowane. 21 z nich wykazało niski indeks awidności. Tylko jedna próbka wykazała średni indeks awidności (AI=0,41). Poprzednia próbka od tego pacjenta pobrana 48 dni wcześniej wykazała niski indeks awidności. Przetestowano również 3 komercyjnie dostępne panele serokonwersji (PTC901, RP003 and RP019). Próbki pobrane w czasie okresu 80 dni po ostatniej negatywnej próbce na obecność przeciwciał IgG wykazywały niski indeks awidności. 7.5 Precyzja Badania precyzji przeprowadzono na 3 pozytywnych próbkach na obecność przeciwciał anty-cmv IgG rozcieńczonych w stosunku 1/101 oraz 3 pozytywnych próbkach na obecność przeciwciał anty-cmv IgG rozcieńczonych w stosunku 1/21. Powtarzalność wewnątrz-testowa (powtarzalność): W celu oceny powtarzalności w ramach jednego testu przetestowano 6 próbek 30 razy w ciągu tego samego cyklu. Dla każdej próbki oznaczony został indeks awidności. Poniższa tabela zawiera średnie stężenie i stosunek, standardowe odchylenie (SD) oraz współczynnik zmienności (%CV) każdej z czterech próbek: Powtarzalność N=30 Niski AI 1/101 Średni AI 1/101 Wysoki AI 1/101 Niski AI 1/21 Średni AI 1/21 Wysoki AI 1/21 Średnia 0,25 0,55 0,88 0,20 0,49 0,70 SD 0,018 0,015 0,037 0,008 0,020 0,015 %CV 7,3% 2,7% 4,3% 4,0% 4,1% 2,2% Powtarzalność między-testowa (odtwarzalność): W celu oceny powtarzalności pomiędzy testami przetestowano w duplikacie 6 próbek w dwóch cyklach dziennie przez okres 20 dni. Dla każdej próbki oznaczony został indeks awidności. Poniższa tabela zawiera średnie stężenie i stosunek, standardowe odchylenie (SD) oraz współczynnik zmienności (%CV) każdej z czterech próbek: 11 [PL]

Odtwarzalność N=80 Niski AI 1/101 Średni AI 1/101 Wysoki AI 1/101 Niski AI 1/21 Średni AI 1/21 Wysoki AI 1/21 Średnia 0,24 0,49 0,82 0,13 0,41 0,61 SD 0,026 0,032 0,045 0,015 0,029 0,035 %CV 10,6% 6,4% 5,5% 12,0% 6,9% 5,7% 10. OGRANICZENIA PROCEDURY Diagnostyka zakażenia CMV może być prowadzona wyłącznie na podstawie jednoczesnej analizy danych klinicznych i biologicznych. Wynik pojedynczego oznaczenia miana przeciwciał anty-cmv IgG nie stanowi dostatecznego dowodu, aby postawić rozpoznanie niedawnego zakażenia cytomegalowirusem. 11. KONTROLA JAKOŚCI PRODUCENTA Wszystkie produkowane i wprowadzane do sprzedaży odczynniki są przygotowywane zgodnie z systemem jakości, poczynając od materiałów wyjściowych, aż do ostatecznego produktu komercyjnego. Odczynniki każdej serii podlegają oznaczeniu kontrolnemu, i są dopuszczane do użytkowania, jeśli spełniają wymagane kryteria. Odpowiednie protokoły produkcji i kontroli jakości każdej serii są przechowywane w firmie. 12. LITERATURA 8. Alford C.A., Stagno S., Pass R.F., Britt W.J. 1990. Congenital and perinatal cytomegalovirus infection. Rev. Infect. Dis. 12: S745-S753. 1. Demmler G.J. 1991. Summary of a workshop on surveillance for congenital cytomegalovirus disease. Rev. Infect. Dis. 13: 315-329. 2. Fowler K.B., Stagno S., Pass R.F., Britt W.J., Boll T.J., Alford C.A. 1990. The outcome of congenital and cytomegalovirus in relation to maternal antibody status. N. Engl. J. Med. 326: 663-667. 3. Gaytant M.A., Rours I.G., Steegers E.A., Galama J.M., Semmekrot B.A. 2003. Congenital cytomegalovirus infection after recurrent infection: case reports and review of the literature. Europ. J. Pediatr. 162: 248-253. 4. Grangeot-Keros L., Mayaux M.J., Lebon P., and al. 1997. Value of cytomegalovirus (CMV) IgG avidity index for the diagnosis of primary CMV infection in pregnant women. J. Infect. Dis. 175: 944-946. 5. Lazzarotto T., Guerra B., Spezzacatena P., Varani S., Gabrielli L., Pradelli P., Rumpianesi F., Banzi C., Bovicelli L., Landini M.P. 1998. Prenatal diagnosis of congenital cytomegalovirus infection. J. Clin. Microbiol. 36: 3540-3544. 6. Macé M., Sissoef L., Rudent A., Grangeot-Keros L. 2004. A serological testing algorithm for the diagnosis of primary CMV infection in pregnant women. Prenat. Diagn. 28: 861-863. 7. Munro S.C., Hall B., Whybin L.R., Leader L., Robertson P., Maine G.T., Rawlinson W.D. 2005. Diagnosis of and screening for cytomegalovirus infection in pregnant women. J. Clin. Microbiol. 43: 4713-4718. 12 [PL]

8. Revello M.L., Gerna G. 2002. Diagnosis and management of human cytomegalovirus infection in the mother, fetus and newborn infant. Clin. Microbiol. Rev. 15: 680-715. 9. Stagno S., Pass R.F., Dworsky M.E., and al. 1982. Congenital cytomegalovirus infection: the relative importance of primary and recurrent maternal infections. N. Engl. J. Med. 306: 945-949. 13 [PL]

14 [PL]

15 [PL]

16 [PL]

17 [PL]