Chroniczny paraliż pszczół i choroba woreczkowa czerwiu zakażenia wirusowe Apis mellifera rozwijające się niezależnie od innych chorób

729 Artykuł przeglądowy Review Chroniczny paraliż pszczół i choroba woreczkowa czerwiu zakażenia wirusowe Apis mellifera rozwijające się niezależnie od innych chorób URSZULA GRZĘDA*, ANNA GAJDA, GRAŻYNA TOPOLSKA Pracowania Chorób Owadów Użytkowych, Katedra Patologii i Diagnostyki Weterynaryjnej, Wydział Medycyny Weterynaryjnej, Szkoła Główna Gospodarstwa Wiejskiego w Warszawie, ul. Ciszewskiego 8, 02-786 Warszawa Otrzymano 07.05.2014 Zaakceptowano 20.08.2014 Grzęda U., Gajda A., Topolska G. Chronic bee paralysis and sacbrood: Virus infections not associated with other bee diseases Summary Chronic bee paralysis virus (CBPV) and sacbrood virus (SBV) belong to the group of viruses that were first isolated from the honey bee, Apis mellifera. The spread of Varroa destructor all over the world attracted the attention of the vast majority of scientists and beekeepers to viruses which were proved to be the main cause of bee death in colonies infested by this mite. The mite is a vector of these viruses and an activator of their unapparent infections. Some viruses are also associated with another bee pathogen: Nosema spp. CBPV and SBV are common infections in honey bee colonies, which develop independently of other bee pathogens/disorders and can cause overt diseases: chronic bee paralysis and sacbrood. The symptoms are often very similar to those of other serious threats to bee colonies. This paper draws attention to these symptoms (illustrated by photographs), as well as to the ways of spreading, diagnosis, control and prevention of diseases caused by CBPV and SBV. Keywords: chronic bee paralysis virus, sacbrood virus, Apis mellifera Wirusy pszczele stanowią bardzo poważne zagrożenie dla zdrowia rodzin pszczoły miodnej (Apis mellifera). Pierwsze wirusy zostały wyizolowane od tego owada dopiero na początku drugiej połowy XX w. Szersze zainteresowanie naukowców oraz pszczelarzy wirusami pszczelimi wiązało się z odkryciem, że niektóre z wirusów są główną przyczyną ginięcia rodzin pszczelich zaatakowanych przez roztocza Varroa destructor. Ostatnie trzy dekady przyniosły (głównie dzięki rozwojowi i popularyzacji biologii molekularnej) znaczne poszerzenie wiedzy na temat patogenezy, epidemiologii i szerzenia zakażeń wirusowych pszczół. Pojawiły się nowe metody diagnostyczne, a wśród nich jeszcze testowana i udoskonalana, oparta na mikromacierzach (26). Można dzięki niej wykrywać w jednym badaniu wszystkie patogeny pszczele z niezwykłą dokładnością. Olbrzymia większość badań dotyczy jednak wirusów namnażających się intensywnie tylko w przy silnej inwazji Varroa destructor w rodzinie. Niektóre zakażenia wirusowe rozwijają sie efektywnie jedynie u pszczół zakażonych mikrosporidiami z rodzaju Nosema. Natomiast wirus chronicznego paraliżu pszczół (CBPV) oraz wirus choroby woreczkowej czerwiu (SBV) mogą namnażać się intensywnie w rodzinach pszczelich niezależnie o innych patogenów/chorób pszczelich, a czynnikami prowadzącym do pojawienia się objawów są warunki środowiska. Niektóre objawy wywoływane przez te wirusy mogą nasuwać podejrzenie wystąpienia innych problemów zdrowotnych w pasiece i sprawiać znaczne kłopoty diagnostyczne. Chroniczny paraliż pszczół Etiologia choroby. Choroba wywoływana jest przez wirus chronicznego paraliżu pszczół (chronic bee paralysis virus CBPV, dawniej CPV). Był to pierwszy wyizolowany (w 1963 r.) i scharakteryzowany wirus pszczoły miodnej (12). Występuje w postaci cząstek o kształcie anizometrycznym (przeważnie elipsoidalnym), które można podzielić na cztery klasy: o długości 30, 40, 50 i 65 nm. Szerokość poszczególnych cząstek jest stała i wynosi 20 nm (4). Genom wirusa chronicznego paraliżu jest dicistronowy (21). CBPV ma materiał genetyczny w postaci pięciu pojedynczych nici kwasu rybonukleinowego (37) o dodatniej polarności (ss RNA (+)). Dwie z nich są dłuższe i bardziej zakaźne od pozostałych (6). Poszczególne wiriony zawierają pojedyncze białko kapsydu o masie 23,5 kda oraz łańcuch nukleotydowy odpowiadający jednej lub większej liczbie nici. Mimo iż poznano całkowitą sekwencję nukleotydów dwóch fragmentów genomu (RNA1 3674 nt,

730 RNA2 2305 nt), nie ustalono jeszcze dokładnej pozycji filogenetycznej wirusa (21). Sugeruje się, żeby go uznać za prototyp nowej grupy RNA wirusów (36). Wirus ten jest patogenny przede wszystkim dla dorosłych osobników Apis mellifera. Drogi szerzenia zakażenia. Najczęściej infekcja ma przebieg skryty, jednak przy osłabieniu odporności rodziny może prowadzić do wystąpienia objawów chorobowych. Znane są dwie możliwe drogi wnikania wirusa do organizmu owada. Przeprowadzone badania wykazały, że mimo iż możliwe jest zakażenie alimentarne, największe znaczenie dla rozwoju infekcji ma wniknięcie wirusa wprost do hemolimfy (48). Doświadczalnie najwięcej wirusa izolowano od pszczół przetrzymywanych w temperaturze 30 C. W temperaturze wynoszącej 35 C, mimo iż wirus wolniej się namnażał, pszczoły żyły krócej (3). Więcej wirusa otrzymywano od pszczół strażniczek niż od zbieraczek i trutni. CBPV wykazuje tropizm do wielu tkanek gospodarza, ale głównie lokalizuje się w tkance nerwowej i jelicie cienkim (13). W cytoplazmie nabłonka tych ostatnich można stwierdzić obecność małych, zasadochłonnych granulek. Są to ciałka wtrętowe, nazwane ciałkami Morisona (28). W warunkach naturalnych patogen szerzy się głównie przez ranki powstałe po wyłamanych włoskach (7), ale także z pyłkiem, miodem oraz kałem chorych osobników (43). Sytuacja taka ma miejsce, kiedy w trakcie aktywnego sezonu pszczoły zbieraczki zbyt długo zatrzymane są w ulu, najczęściej podczas nagłej długiej przerwy w pożytku (zimna, deszczowa pogoda, ale także susza, długie okresy bezpożytkowe), jak również przy przepszczeleniu terenu (1, 7, 9). W sprzyjających wirusowi warunkach dochodzi do szybkiego jego rozprzestrzeniania i do rozwoju choroby (9). Choroba dotyka prawie wyłącznie osobniki dorosłe, choć obecność wirusa potwierdzono niezależnie od pory roku we wszystkich stadiach rozwojowych pszczoły miodnej (40).Wyjątkowo, przy silnie zakażonych rodzinach, obserwowano także zamieranie poczwarek pod koniec ich rozwoju (8). Objawy choroby. Objawy kliniczne chronicznego paraliżu od dawna były znane pszczelarzom. Olbrzymie (29) straty pszczół, obserwowane na wyspie White na początku XX w. ( Isle of White disease ), powstały prawdopodobnie przy udziale nieznanego wówczas CBPV (17). Ponieważ pierwsze odnotowanie objawów zbiegło się z odkryciem świdraczka pszczelego (Acarpis woodi) roztocza, który szerzy się w podobnych warunkach jak CBPV, początkowo zaobserwowane zmiany przypisywano działalności tego roztocza. CBPV powoduje dwa zespoły objawów, w obu przypadkach prowadzących do śmierci. Choć mogą występować one jednocześnie, to jeden z nich zawsze dominuje. Rodzaj syndromu, który wystąpi u pszczoły uwarunkowany jest jej genotypem (4). Syndrom I: Znany jest naukowcom oraz pszczelarzom od przeszło stu lat. Objawy wynikają z aktywnego namnażania się wirusa w tkance nerwowej owadów, do Ryc. 1. Chroniczny paraliż pszczół; wspinająca się na źdźbło trawy porażona pszczoła o rozciągniętym odwłoku i rozpostartych skrzydłach (I syndrom) Ryc. 2. Chroniczny paraliż pszczół: pełzające w trawie wyłysiałe pszczoły (II syndrom) której wirus ma największe powinowactwo. Osobniki dotknięte chorobą wykazują nienaturalne drżenia skrzydeł i ciała, jak również różnego rodzaju porażenia, przez co tracą zdolność do lotu. Początkowo chore pszczoły skupiają się w cieplejszych miejscach w ulu, później, jako bezużyteczne są wyrzucane na zewnątrz. Zdezorientowane robotnice pełzają po ziemi lub wspinają się na źdźbła traw (ryc. 1). Ich wole miodowe jest silnie wypełnione pokarmem (ryc. 2), odwłok rozciągnięty (co może przypominać objawy nosemozy), a skrzydła często rozstawione na boki. Ruchy pszczół są chwiejne i nieskoordynowane (objawy występujące także przy zatruciach). Postępujący paraliż powoduje, że pszczoły w niedługim czasie od wystąpienia objawów umierają. Dotyczyć to może pojedynczych pszczół, ale nierzadko pszczoły zamierają masowo (4). Największe ilości wirusa występują przy tej postaci choroby w wypełnionym wolu miodowym oraz gruczołach ślinowych.

731 Syndrom II: Nazwany jest chorobą czarnych rabusiów, która to nazwa dobrze opisuje objawy kliniczne. Chore robotnice początkowo mogą latać, stopniowo tracą owłosienie. Stają się prawie czarne (jeśli mają ciemną kutykulę) i błyszczące, jakby nasmarowane tłuszczem (9) (ryc. 2). Wyglądają na mniejsze, smuklejsze. Są atakowane przez pszczoły z własnej rodziny i nie są wpuszczane przez strażniczki do ula (objawy w tym przypadku są podobne do zatrucia spadzią). Pszczoły takie krążą wokół wylotka, usiłując dostać się do środka. To sprawia wrażenie, jakby próbowały rabować pokarm. Z czasem dołączają się objawy niezborności i paraliżu prowadzące do śmierci (już po kilku dniach od wystąpienia objawów). Do upadku całej rodziny dochodzi najczęściej w środku lata. W ulu pozostaje jedynie matka i garstka świeżo wygryzionych pszczół. CBPV uznany jest za przyczynę znacznych strat rodzin pszczelich (16). Zarażone rodziny są często uważane przez pszczelarzy za zdrowe, choć zdarza się, że z powodu chronicznego paraliżu ginie w nich wiele pszczół (13). Występowanie CBPV w środowisku. Dopiero stosunkowo niedawno wykryto obecność CBPV poza środowiskiem ula. Przy pomocy RT-PCR udało się stwierdzić wysokie miana wirusa u dwóch gatunków mrówek (Camponotus vagus, Formica rufa). Wysunięto przypuszczenie, że mrówki zarażają się wirusem, spożywając zakażone pszczoły. Genom wirusa chronicznego paraliżu, choć w mniejszej ilości, zaleziono także u Varroa destructor (22). Zakażone mrówki i roztocza nie wykazują objawów, ale wirus może się w nich aktywnie replikować. W obu przypadkach wykryto ujemną nić RNA. Synteza nici o takiej orientacji może być przeprowadzana tylko i wyłącznie w organizmie gospodarza podczas powielania cząstek wirusowych. Sprawdzono i porównano specyfikę sekwencji gospodarzy i CBPV. Były one homologiczne blisko w 100%. Zasugerowano, że zarówno mrówki, jak i roztocza mogą być rezerwuarem wirusa w środowisku. V. destructor odżywia się hemolimfą pszczół, więc jest prawdopodobne, że jest to nowa droga transmisji wirusa. Według Ball i Allena (15) nie było jednak doniesień o powiązaniach między wybuchem objawów chronicznego paraliżu pszczół a inwazją V. destructor, mimo iż koegzystencja obu patogenów w rodzinie pszczelej jest częsta. Według innych autorów udział V. destructor w rozprzestrzenianiu zakażenia CBPV, jeżeli w ogóle istnieje, jest znikomy (39). Transmisja wirusa między pszczołami a mrówkami nie została jeszcze udowodniona (22). CBPV jest szeroko rozpowszechniony na świecie. Izolowano go od pszczół na wszystkich kontynentach z wyjątkiem Ameryki Południowej (1). We Francji stwierdzono go w 28% badanych pasiek niewykazujących objawów (45), a ostatnie badania potwierdziły jego obecność w 90% pasiek zachodniej Francji (34). Występowanie CBPV w Polsce również zostało potwierdzone (1). Wirus został stwierdzony testem AGID w martwych pszczołach z 5 na dziewięć badanych pasiek, w których pszczelarze nie zaobserwowali objawów choroby (46), głównie w próbkach zebranych, w maju i czerwcu. Przy badaniu testem RT-PCR osypów zimowych z pasiek rodzin o dużych stratach CBPV stwierdzono w 7,5% rodzin (38). Rozpoznawanie. Diagnostyka zakażeń opierała się przez wiele lat przede wszystkim na obserwacji objawów klinicznych (w chorych rodzinach i podczas prób biologicznych), teście immunodyfuzji w żelu agarozowym (AGID), przy zastosowaniu surowicy diagnostycznej (13, 42). Test AGID jest stosunkowo mało czuły, ale wykrywa infekcje na tyle nasilone, aby doprowadzić do śmierci indywidualnych osobników. Obecnie możliwe jest wykrywanie obecności wirusa przy użyciu RT-PCR (21, 44). Do badania powinny być pobierane pszczoły sprzed wylotka ula (zbieraczki), ponieważ są one zakażone w znacznie większym stopniu niż pszczoły pobrane z ula (20). RT-PCR wykrywa nawet nieznaczne, niemające praktycznego znaczenia zakażenia, dlatego, aby ocenić stopień nasilenia infekcji należy wykonać ilościowy real-time RT-PCR (20, 41). Jest on jednak zbyt drogi, aby mógł być stosowany w diagnostyce dla potrzeb pszczelarzy. Zwalczanie. Zwalczanie infekcji polega głównie na niedopuszczaniu do sytuacji, w której zbieraczki pozostają niezatrudnione w ulu przez długi czas. Należy zadbać, by pszczoły zawsze miały pożytek, szczególnie na terenach, gdzie choroba występuje endemicznie. Można w tym celu wozić pszczoły na pożytki lub sadzić w pobliżu pasieki odpowiednie rośliny. Matka w chorej rodzinie powinna zostać wymieniona na młodą, dobrze czerwiącą, ale z hodowli niezbyt oddalonej geograficznie. Należy też oczywiście unikać przepszczelenia terenu. Nie jest jeszcze dostępny komercyjny lek, który likwidowałby zakażenia wirusowe w rodzinach pszczelich, jednakże niektóre ośrodki badawcze wiążą dużą nadzieję z zastosowaniem interferencji RNA (RNAi) do wyciszania infekcji wirusowej, nad czym badania zastały zapoczątkowane w pracy z izraelskim wirusem ostrego paraliżu pszczół (32). Cząstka towarzysząca wirusowi chronicznego paraliżu pszczół (Chronic paralysis satelite virus CBPSV, dawniej CPVA Chronic paralysis virus associate). Ten satelitarny wirus został odkryty przez Baileya w 1976 r. i jest pierwszym, dobrze udokumentowanym przykładem tego typu wirusa u owadów. Jego mała cząstka, wielkości 17 nm, o izometrycznym kształcie, posiada jedno białko kapsydu (13). Genom stanowią trzy pojedyncze nici ssrna, a ich budowa jest podobna do tych występujących u wirusa chronicznego paraliżu (37). Serologicznie CBPSV nie jest związany z CBPV, ale często występuje łącznie z nim przy naturalnych zakażeniach (13). Wykazano, że CBPSV wpływa ograniczająco na zdolności namnażania CBPV, a w szczególności hamuje replikację najdłuższych, najbardziej zakaźnych cząstek. Jak udowodniono, występowanie CBPSV jest całkowicie zależne od występowania

732 CBPV (18). Nigdy nie udało się wyizolować CBPSV od pszczół niezakażonych wirusem chronicznego paraliżu lub w połączeniu z innymi wirusami (6). Choroba woreczkowa czerwiu pszczelego Etiologia choroby. Mimo iż chorobę opisano po raz pierwszy w 1913 r., a 4 lata później ustalono, że przyczyną jest czynnik przesączalny (47), sam wirus choroby woreczkowej czerwiu (sacbrood virus SBV) został wyizolowany i scharakteryzowany dopiero w 1964 r. (11). Pełną sekwencję genomu wirusa, liczącą pięć łańcuchów nukleotydowych opublikowano w 1999 r. (25). Na świecie występują co najmniej trzy różne genotypy SBV (27), a rozpowszechnienie wirusa jest duże, mało wiadomo jednak na temat jego zmienności. Jest małym, okrągłym (kształt kubiczny, średnica 28 nm) RNA wirusem, zawierającym pojedynczą nić o dodatniej polarności (35). Posiada trzy strukturalne białka kapsydu: o masie cząsteczkowej 25, 28 oraz 31,5 kda (5). Dawniej wirus ten zaliczany był do Picornaviridae. Tak jak one, ma jedną otwartą ramkę odczytu (ORF), geny kodujące białka strukturalne usytuowane są w kierunku końca 5 łańcucha nukleotydowego, a niestrukturalne w kierunku końca 3, jednakże jego genom jest dłuższy od genomu wirusów z rodziny Picornaviridae (33). Obecnie ustalono, że SBV przynależy do nowo utworzonego rodzaju Iflavirus (Iflaviridae), którego gatunkiem modelowym jest wirus flaszeriozy jedwabników (Infectious flacherie virus) (25). Szerzenie zakażenia. SBV jest patogenny dla czerwiu, natomiast dorosłe osobniki są jedynie nosicielkami wirusa. Dorosłe pszczoły zakażają się wirusem podczas oczyszczania komórek z martwych, zakażonych tym wirusem larw. U pszczół karmicielek głównym miejscem lokalizacji SBV są gruczoły gardzielowe. W gruczołach tych wytwarzane jest mleczko pszczele (pokarm młodego czerwiu oraz matki). U zakażonych pszczół dochodzi do kontaminacji mleczka pszczelego cząstkami wirusa, które wraz z pokarmem pobierane są przez larwy. Duże ilości wirusa znajdują się także w pyłku, w którym patogen długo zachowuje zakaźność. Mniej znaczące źródło zakażenia natomiast stanowi nektar (14). W normalnych warunkach zakażone pszczoły przestają spożywać pyłek (5), szybko dochodzi u nich do degeneracji gruczołów gardzielowych, które zmieniają swoją funkcję i przestają wytwarzać mleczko pszczele (10, 14). Pszczoły stają się zbieraczkami (głównie nektaru), ogranicza to drogi szerzenia infekcji, ponieważ najbardziej podatne na zakażenie młode larwy odżywiają się wyłącznie mleczkiem pszczelim. Ponadto zakażone larwy są szybko rozpoznawane przez pszczoły i usuwane (z gniazda) poza ul. W sytuacji, gdy dochodzi do zaburzenia podziału pracy w rodzinie (zbyt mało karmicielek wczesną wiosną lub po długich okresach bezpożytkowych), zainfekowane pszczoły kontynuują karmienie czerwiu i może dojść do pojawienia sie objawów chorobowych. Najczęściej ustępują one samoistnie w ciągu lata (14), gdy dostępne są obfite pożytki. Jeżeli karmicielki zostaną zbieraczkami pyłku, stają się źródłem zakażenia tego produktu. Papką miodowo-pyłkową karmione są starsze larwy, które, choć są zakażone, rozwijają się w pszczoły dorosłe, ale będące nosicielkami SBV. Wirus choroby woreczkowej może być w pewnym stopniu przenoszony za pośrednictwem wektorów. Wykazano, że SBV może replikować się w małym chrząszczu ulowym (Aethina tumida). Miód, pyłek, larwy i pszczoły są źródłem pożywienia dla tego szkodnika. Oprócz bezpośredniego negatywnego wpływu na rodziny pszczele może stanowić on dodatkowe zagrożenie w postaci rezerwuaru wirusa (24). Ostatnio stwierdzono, że w rodzinach, w których dzięki pewnej odporności na warrozę wzrost populacji roztocza był ograniczony, poziom zakażenia SBV jesienią był niższy niż w rodzinach niewykazujących takiej odporności (31). Objawy choroby. Choć najbardziej podatne na zakażenie są larwy w ciągu pierwszych dwóch dni życia, to objawy kliniczne choroby rozwijają się u czerwiu w stadium larwy wyprostowanej, czyli po zasklepieniu komórki. Silnie namnożony wirus zaburza w tym okresie mechanizm wydzielania chitynazy, enzymu odpowiedzialnego za rozpuszczenie wewnętrznej warstwy oskórka. Uniemożliwia to pozbycie się starego oskórka podczas ostatniego linienia i przepoczwarzenie. Larwy pozostają w pozycji wyprostowanej z głową zwróconą w kierunku zasklepu komórki (ryc. 3). Pomiędzy nowym a starym oskórkiem gromadzi się płyn zawierający ok. 1 mg wirusa. Chora larwa kształtem przypomina woreczek wypełniony płynem (ryc. 4), stąd nazwa choroby. Prawidłowe larwy są perłowobiałe, natomiast larwy zamarłe w wyniku choroby woreczkowej zmieniają barwę na żółtą. Z czasem ciemnieją (ryc. 5) i wysychają, przekształcając się w łuski o kształcie gondoli (pantofelka) (6) (ryc. 6). Najpierw następuje pociemnienie głowy i części tułowiowej. Wówczas wygląd larwy jest charakterystyczny dla choroby (8) (ryc. 7). Czerw jest rozstrzelony, a zasklepy są dziurkowane przez Ryc. 3. Choroba woreczkowa: leżąca w otwartej przez pszczoły komórce, chorobowo zmieniona larwa wyprostowana (początkowy etap zmian)

pszczoły, które starają się usunąć zamarłe larwy z gniazda. Obraz może przypominać zgnilec amerykański lub zgnilec europejski o przebiegu powikłanym zakażeniem wtórnym wytwarzającymi endospory bakteriami Paenibacillus alvei (podziurkowane zasklepy, obecność zamarłych, pociemniałych larw wyprostowanych). U dorosłych pszczół zakażonych tym wirusem obserwuje się skrócenie życia (5). Rozprzestrzenienie zakażenia. Wirus jest szeroko rozpowszechniony. W zachodniej Francji Ryc. 4. Choroba woreczkowa: stwierdzono go w 85% wyciągnięta z komórki chora larwa o wyglądzie przypomi- badanych pasiek (34). W Polsce został stwiernającym woreczek dzony testem AGID w martwych pszczołach z 5 na dziewięć badanych pasiek, w których pszczelarze nie zaobserwowali objawów choroby (46), głównie w próbkach zebranych, w kwietniu i maju. Rozpoznawanie i zwalczanie. W rozpoznawaniu zakażenia znalazły zastosowanie takie same metody, jak w przypadku CBPV, tj. próba biologiczna (8) test w żelu agarozowym (AGID) (14), RT-PCR (27), ilościowy real-time RT-PCR (19, 30). Przy zwalczaniu choroby należy usunąć plastry ze zmienionym czerwiem. Pomocna jest także wymiana matki na młodą i zdrową. Powinno się także usunąć z chorej rodziny pierzgę i zastąpić ją inną, pochodzącą ze zdrowej rodziny. Ważne jest, aby zapewnić pszczołom dobre pożytki, by rodzina mogła równomiernie się rozwijać. Ponadto zatrudnienie zakażonych młodych pszczół przy zbieraniu pożytków powoduje, że przestają one karmić czerw, dzięki czemu zmniejsza się liczba zakażanych larw. Nie należy pobudzać matki do czerwienia po okresach braku pożytku, ponieważ konieczność wykarmienia coraz liczniejszych larw wymusza zatrudnienie do tego także pszczół będących nosicielkami wirusa, które normalnie zostałyby już zbieraczkami nektaru. Znany jest podobny wirus u pszczoły wschodniej (Apis cerana) chiński wirus choroby woreczkowej (CSBV Chinese sacbrood virus), który nazywany jest także tajskim lub koreańskim wirusem choroby woreczkowej (TSBV Thai sacbrood virus, Korean sacbrood virus) (2). Od SBV różni się on nieznacznie długością genomu. Posiada również dodatkowe białko strukturalne kapsydu. Tak jak SBV, jest chorobotwórczy dla czerwiu (33). 733 Ryc. 5. Choroba woreczkowa: leżące w otwartych komórkach zamarłe, brązowiejące larwy wyprostowane (dalszy etap zmian). Widoczne podziurkowane przez pszczoły zasklepy komórek z zamarłymi larwami Ryc. 6. Choroba woreczkowa: łuski powstałe z wyschniętych, zamarłych larw Ryc. 7. Choroba woreczkowa: wyciągnięte z komórki, zmienione chorobowo larwy o pociemniałym przednim odcinku ciała

734 Zarówno wirus chronicznego paraliżu pszczół, jak i wirus choroby woreczkowej są przyczyną problemów zdrowotnych ujawniających się w trakcie sezonu pszczelarskiego, ale nie stwierdzono, aby miały istotny udział w masowym ginięciu rodzin pszczelich w okresie zimowli, np. w CCD (Colony Collapse Disorder) (23). Piśmiennictwo 1. Allen M., Ball B. V.: The incidence and world distribution of honey bee viruses. Bee World 1996, 77 (3), 141-162. 2. Bailey L.: A strain of sacbrood virus from Apis cerana J. Invert. Path. 1982, 39, 264-265. 3. Bailey L.: Paralysis of honey bee Apis mellifera L. J. Invert. Pathol. 1965, 7, 132-140. 4. Bailey L.: Recent research on honeybee viruses. Bee World 1975, 56 (2), 55-64. 5. Bailey L.: The multiplication and spread of sacbrood virus of bees Ann. Appl. Biol. 1969, 63, 483-491. 6. Bailey L.: Viruses attacking the honey bee, [w:] Lauffer M. A., Bang F. B., Maramorosch K., Smith K. M. (red.): Advances in Virus Research 1976, 20, 271-304. 7. Bailey L.: Viruses of honeybees. Bee World 1982, 63, 165-173. 8. Bailey L., Ball B. V.: Honey Bee Pathology. Academic Press, New York 1991, s 14. 9. Bailey L., Ball B. V., Perry J. N.: Honey bee paralysis: it s natural spread and it s diminished incidence in England and Wales. J. Apic. Res. 1983, 22, 191-195. 10. Bailey L., Fernando E. F. W.: Effects of sacbrood virus on adult honey-bees. Ann. Appl. Biol. 1972, 72, 27-35. 11. Bailey L., Gibbs A. J., Woods R. D.: Sacbrood virus of the larval honey bee (Apis mellifera Linnaeus). Virology 1964, 23, 425-429. 12. Bailey L., Gibbs A. J., Woods R. D.: Two viruses from adult honey bees (Apis mellifera L). Virology 1963, 21, 390-395. 13. Ball B. V.: Paralysis, [w:] Colin M. E., Ball B. V., Kilani M. (red.): Bee disease diagnosis. Zaragoza: CIHEAM, 1999. s. 81-89 (Options Méditerranéennes: Série B. Etudes et Recherches; n. 25). 14. Ball B. V.: Sacbrood, [w:] Colin M. E., Ball B. V., Kilani M. (red.): Bee disease diagnosis. Zaragoza: CIHEAM, 1999. s. 91-97 (Options Méditerranéennes: Série B. Etudes et Recherches; n. 25). 15. Ball B. V., Allen M. F.: The prevalence of pathogens in honey bee (Apis mellifera) colonies infested with the parasitic mite Varroa jacobsoni. Ann. Appl. Biol. 1988, 113, 237-244. 16. Ball B. V., Bailey L.: Viruses, [w:] Morse R. A. Flottum K. (red.): Honey Bee Pests, Predators and Diseases., A.I. Root Co., Medina 1997, s. 11-31. 17. Ball B. V., Bailey L.: Viruses of honey bees, [w:] Adams J. R., Bonami J. R. (red.): Atlas of Invertebrate Viruses. CRC Press, Boca Raton 1991, s. 525-551. 18. Ball B. V., Overton H. A., Buck K. W., Bailey L., Perry J. N.: Relationships between the multiplication of chronic bee-paralysis virus and its associate particle. J. Gen. Virol. 1985, 66, 1423-1429. 19. Blanchard P., Guillot S., Antùnez K., Köglberger H., Kryger P, de Miranda J. R., Franco S., Chauzat M. P., Thiéry R., Ribière M.: Development and validation of a real-time two-step RT-qPCR TaqMan( ) assay for quantitation of Sacbrood virus (SBV) and its application to a field survey of symptomatic honey bee colonies. J. Virol. Methods. 2014, 197, 7-13. 20. Blanchard P., Ribière M., Celle O., Lallemand P., Schurr F., Olivier V., Iscache A. L., Faucon J. P.: Evaluation of a real-time two-step RT-PCR assay for quantification of Chronic bee paralysis virus (CBPV) genome in experimentally-infected bee tissues and in life stages of a symptomatic colony. J. Virol. Methods 2007, 141, 7-13. 21. Blanchard P., Schurr F., Olivier V., Celle O., Antùnez K., Bakonyi T., Berthoud H., Haubruge E., Higes M., Kasprzak S., Koeglberger H., Kryger P., Thiéry R., Ribière M.: Phylogenetic analysis of the RNA-dependent RNA polymerase (RdRp) and a predicted structural protein (psp) of the Chronic bee paralysis virus (CBPV) isolated from various geographic regions. Virus Res. 2009, 144, 334-338. 22. Celle O., Blanchard P., Olivier V., Schurr F., Cougoule N., Faucon J.-P., Ribière M.: Detection of Chronic bee paralysis virus (CBPV) genome and its replicative RNA form in various hosts and possible ways of spread. Virus Res. 2008, 133, 280-284. 23. Cox-Foster D. L., Conlan S., Holmes E. C., Palacios G., Evans J. D., Moran N. A., Quan P. L., Briese T., Hornig M., Geiser D. M., Martinson V., Vanengelsdorp D., Kalkstein A. L., Drysdale A., Hui J., Zhai J., Cui L., Hutchison S. K., Simons J. F., Egholm M., Pettis J. S., Lipkin W. I.: A metagenomic survey of microbes in honey bee colony collapse disorder. Science 2007, 318, 283-287. 24. Eyer M., Chen Y. P., Schäfer M. O., Pettis J. S., Neumann P.: Honey bee sacbrood virus infects adult small hive beetles, Aethina tumida (Coleoptera: Nitidulidae). J. Apic. Res. 2009, 48, 296-297. 25. Ghosh R. C., Ball B. V., Willcocks M. M., Carter M. J.: The nucleotide sequence of sacbrood virus of the honey bee: an insect picorna-like virus. J. Gen. Virol. 1999, 80, 1541-1549. 26. Glover R. H., Adams I. P., Budge G., Wilkins S., Boonham N.: Detection of honey bee (Apis mellifera) viruses with an oligonucleotide microarray. J. Invert. Pathol. 2011, 107, 216-219. 27. Grabensteiner E., Ritter W., Carter M. J., Davison S., Pechhacker H., Kolodziejek J., Boecking O., Derakhshifar I., Moosbeckhofer R., Licek E., Nowotny N.: Sacbrood virus of the honeybee (Apis mellifera): rapid identification and phylogenetic analysis using reverse transcription-pcr. Clin. Diagn. Lab. Immunol. 2001, 1, 93-104. 28. Horvath J. R., Rothenbuhler W. C.: The gross and histological pathology of hairless- black syndrome in the adult honey bee, Apis mellifera. J. Invert. Pathol. 1972, 20, 255-263. 29. Imms A. D.: Report on a disease of bees in the Isle of Wight. J. Board Agric. Fisher. 1907, 14, 129-140. 30. Kukielka D., Sánchez-Vizcaíno J. M.: One-step real-time quantitative PCR assays for the detection and field study of Sacbrood honeybee and Acute bee paralysis viruses. J. Virol. Methods 2009, 161 (2), 240-246. 31. Locke B., Forsgren E., de Miranda J. R.: Increased Tolerance and Resistance to Virus Infections: A Possible Factor in the Survival of Varroa destructor-resistant Honey Bees (Apis mellifera). PLoS ONE 9(6): e99998. doi:10.1371/ journal.pone.0099998 32. Maori E., Paldi N., Shafir S., Kalev H., Tsur E., Glick E., Sela I.: IAPV, a bee- -affecting virus associated with Colony Collapse Disorder can be silenced by dsrna ingestion. Insect Mol. Biol. 2009, 18, 55-60. 33. Mingxiao M., Ming L., Jian C., Song Y., Shude W., Pengfei L.: Molecular and Biological Characterization of Chinese Sacbrood Virus LN Isolate. Comp. Funct. Genomics 2011, http://dx.doi.org/10.1155/2011/409386 34. Mouret C., Lambert O., Piroux M., Beaudeau F., Provost B., Benet P., Colin M. E., L Hostis M.: Prevalence of 12 infectious agents in field colonies of 18 apiaries in western France. Revue Méd. Vét. 2013, 12, 577-582. 35. Newman J. F. E., Brown F., Bailey L., Gibbs A. J.: Some Physico-chemical Properties of Two Honey-bee Picornaviruses. J. Gen. Virol. 1973, 19, 405-409. 36. Olivier V., Blanchard P., Chaouch S., Lallemand P., Schurr F., Celle O., Dubois E., Tordo N., Thiéry R., Houlgatte R., et al.: Molecular characterization and phylogenetic analysis of Chronic bee paralysis virus, a honey bee virus. Virus Res. 2008, 132, 59-68. 37. Overton H. A., Buck K. W., Bailey L., Ball B. V.: Relationships between the RNA Components of Chronic Bee-Paralysis Virus and those of Chronic Bee-Paralysis Virus Associate. J. Gen Virol. 1982, 63, 171-179. 38. Pohorecka K., Bober A., Skubida M., Zdańska D.: Epizootic status of apiaries with massive losses of bee colonies (2008-2009). J. Apic. Sci. 2011, 55 (1), 137-150. 39. Ribière M., Ball B., Aubert M.: Natural history and geographical distribution of honey bee viruses, [w:] Aubert M., Ball B., Fries I., Moritz R. F., Milani N., Bernardinelli I. (red.): Virology and the Honey Bee. European Commission, Bruksela 2008, s. 15-84. 40. Ribière M., Blanchard P., Schurr F., Celle O., Faucon J.-P.: Chronic bee paralysis virus: dissemination in honey bee colonies and diagnosis. Proc. 41 th Apimondia International Apicultural Congress., France, Montpellier 15-20 September 2009. 41. Ribière M., Chaouch S., Lallemand P., Schurr F., Faucon J. P., Aubert M.: Asymptomatic contamination of adult honey bee by the chronic bee paralysis virus (CBPV). Viral load relative quantification assay by real time-pcr, [w]: Bernardinelli I., Milani N. (red.): Proc. First Europ. Conf. Apidology, EurBee, Udine, Italy 2004, s. 94-95. 42. Ribière M., Faucon J. P., Pépin M.: Detection of chronic bee paralysis virus infection: application to a field survey. Apidologie 2000, 31, 567-577. 43. Ribière M., Lallemand P., Iscache A. L., Schurr F., Celle O., Blanchard P., Olivier V., Faucon J. P.: Spread of Infectious Chronic Bee Paralysis Virus by Honeybee (Apis mellifera L.) Feces. Appl. Environ. Microbiol. 2007, 73, 7711-7716. 44. Ribière M., Triboulot C., Mathieu L., Aurières C., Faucon J. P., Pépin M.: Molecular diagnosis of chronic bee paralysis virus infection. Apidologie 2002, 33, 339-351. 45. Tentcheva D., Gauthier L., Zappulla N., Dainat B., Cousserans F., Colin M. E., Bergoin M.: Prevalence and seasonal variations of six bee viruses in Apis mellifera L. and Varroa destructor mite populations in France. Appl. Environ. Microbiol. 2004, 7185-7191. 46. Topolska G., Krzyżańska K., Hartwig A., Gajda A.: The investigation of bee virus infections in Poland. Annals of Warsaw University of Life Sciences 2009, 46, 125-133. 47. White G. F.: Sacbrood. U. S. Dep. Agric. Bull. 1917, 431, 1-12. 48. Williams D. L.: A veterinary Approach to the European Honey Bee (Apis mellifera). Vet. J. 2000, 160, 61-73. Adres autora: lek. wet. Urszula Grzęda, ul. Ciszewskiego 8, 02-786 Warszawa; e-mail: urszula_grzeda@sggw.pl