Rola białek błonowych w odpowiedzi roślin nas abiotyczne czynniki stresowe Grażyna Kłobus, Zakład Fizjologii Molekularnej Roślin, Instytut Biologii Eksperymentalnej, Uniwersytet Wroicławski
Pompy protonowe plazmolemy i tonoplastu 1. stabilizacji ph cytosolu, 2. regulacja aktywnej wymiany substancji pomiędzy cytoplazmą i szeroko rozumianym 3. wzrost
Tonoplastowe pompy protonowe w stresie solnym V-ATPase PP i ase Kabala et al., 2008, J Plant Physiol, 165 (2008) 1830-1837
Plazmolemowa pompa protonowa w stresie solnym Janicka-Russak et al., J Plant Physiol, 170 (2013) 915? 922
Plazmolemowa pompa protonowa w stresie solnym Janicka-Russak et al., J Plant Physiol, 170 (2013) 915? 922
Aktywność antyportu Na + /H + w stresie solnym Kabala and Janicka-Russak, Biol. Plant. (2012) 56(2): 377-382
WNIOSEK: U ogórka, w warunkach stresu solnego białka tonoplastu (pompy protonowe i antyportery sodowe) gwarantują detoksykacje cytoplazmy jedynie w pierwszym etapie stresu stanowiąc doraźne zabezpieczenie. Zasadniczą rolę w tolerancji ogórka siewnego należącego do glikofitów na NaCl odgrywają natomiast białka plazmolemy: H + ATPaza i antyporter sodowo/protonowy umożliwiające aktywne usuwanie z komórki toksycznych jonów sodu. Jony te mogą być następnie ładowane do naczyń i transportowane do starych części rośliny.
Pompy protonowe plazmolemy w stresie metali ciężkich Plazmolema Janicka-Russak et al., J Exp. Bot. (2012) Vol. 63, No. 11, pp. 4133? 4142, 201
Pompy protonowe plazmolemy w stresie metali ciężkich Tomoplast V-ATPase PPase Kabala et al., Physiol.Plant. (2013), 147: 207-217
Pompy protonowe plazmolemy i tonoplastu w stresie metali ciężkich WNIOSEK: Pompy protonowe plazmolemy i tonoplastu mogą odgrywać istotną rolę w odporności ogórka na stres związany z obecnością przynajmniej niektórych metali w środowisku.
Udział plazmolemy i tonoplastu w detoksykacji cytoplazmy w warunkach stresu metali ciężkich PM TON Migocka et al., J Exp. Bot (2011): 62(14): 4903-4916
Udział plazmolemy i tonoplastu w detoksykacji cytoplazmy w warunkach stresu metali ciężkich CsCAX2 i CsCAX4 są białkami tonoplastowymi odpowiedzialnymi za sekwestrację Ca, Mn, Cd i Ni w wakuoli Dvcx1+CsCAX 4 Dvcx1+ CsCAX2 Dvcx1+empty vector Ca Mn Ni Figure 3. Subcellular localization of the CsCAX2-GFP and CsCAX4-GFP fusion protein in A. thaliana protoplasts. CsCAX2 and CsCAX4 were cloned in frame at the N- terminus with the GFP gene in the pmdc43 vector and expressed in the A. thaliana protoplasts. GFP-fusion proteins of CsCAX2 and CsCAX4 are localized in the vacuolar membrane of plants. The localization was observed with a confocal microscope (Leica). Expression of the GFP protein (A), GFP-CsCAX2 (B) and GFP-CsCAX4 (C) fusion proteins in protoplasts isolated from Arabidopsis thaliana cell cultures. Confocal cross-section through protoplasts expressing GFP-pMDC43 (A), GFP-CsCAX2 (B) or GFP- CsCAX4 (C) (left column). Transmission images of the same protoplasts are shown in the middle column. Overlay: the fluorescence matches the vacuole (right column). Figure 4. Effect of the expression of full length and truncated (scax) forms of CsCAX2 and CsCAX4 in K665 and K667 strains. Yeast cultures were adjusted to OD600 0.3 and 3 µl of serial dilutions (10-fold, from left to right in each panel) were spotted on SC-U/Glu medium supplemented with 150 mm CaCl 2, 5 mm MnSO 4, 2 mm NiCl 2 or 10 µmcdcl 2, or on the YPD medium (control) without the supplementation. The plates were incubated for 2-5 days at 30ºC. The images are representative for three independent experiments The wild type and double vcx1/pcm1. Figure 5. Effect of CsCAX2 and CsCAX4 expression on Ca (A-C), Mn (D-F), Ni (G-I) i Cd (J-L) transport in tonoplast membranes from yeast mutants transformed with the pyes/dest52 empty vector or pyes2/dest52 carrying cucumber genes. Transformed strains were cultured in liquid SC-Gal medium supplemented with CaCl 2 (A-C), MnCl 2 (D-F), NiCl 2 (G-I) or CdCl 2 (J-L) an initial OD600 = 0.2 for 8 h. The memembranes were isolated from the Δvcx1/pcm1 strain lacking the endogenous tonoplast Vcx1 Ca 2+ /H + exchanger and Pmc1 Ca-ATPase transporting Ca into yeast vacuoles. Papierniak et al., Plant Cell Environ. (2014) in press Cd
Udział plazmolemy i tonoplastu w detoksykacji cytoplazmy w warunkach stresu metali ciężkich CsMTP8 jest białkiem tonoplastowym odpowiedzialnym za akumulację Mn w wakuoli komórek korzeni Migocka et al., J Exp. Bot (2014), 65(18):5367-5384
Udział plazmolemy i tonoplastu w detoksykacji cytoplazmy w warunkach stresu metali ciężkich CsMTP1 i CsMTP4 lokalizują w tonoplaście transformowanych protoplastów izolowanych z komórek A. thaliana Ekspresja CsMTP1 i CsMTP4 w S. cerevisiae: Komplementacja wrażliwości szczepów na metale i akumulacja Cd i Zn w komórkach drożdży CsMTP1 i CsMTP4 to białka tonoplastowe odpowiedzialne za akumulację Cd i Zn w wakuoli
Udział plazmolemy i tonoplastu w detoksykacji cytoplazmy w warunkach stresu metali ciężkich CsMTP9 lokalizuje w plazmolemie transformowanych protoplastów izolowanych z komórek A. thaliana Ekspresja CsMTP9 w mutantach drożdżowych wrażliwych na metale przywraca szczepom odporność na Cd i Mn GFP-CsMTP9 CsMTP9-GFP GFP CsMTP9 ulega ekspresji w korzeniach ogórków a traktowanie roślin solami Cd, Mn i Ni istotnie indukują ekspresję genu. CsMTP9 jest białkiem plazmolemowym odpowiedzialnym najprawdopodobniej za transport Cd i Mn do apoplastu
Udział plazmolemy i tonoplastu w detoksykacji cytoplazmy w warunkach stresu metali ciężkich Podsumowanie W błonach tonoplastowych i plamolemowych komórek korzeni ogórka funkcjonują aktywne transportery odpowiadające za wydzielanie Cd, Mn, Ni, Zn, Pb i Ca poza cytoplazmę komórki. Są to białka z rodziny CAX (CsCAX2 i CsCAX4); CDF/MTP (MTP1, MTP4, MTP8 i MTP9) i HMA (CsHMA3 i CsHMA4). Energię do transportu metali czerpią z gradientu protonów generowanego przez protonowe pompy plazmolemy (PM H+ATPaza) i tonoplastu (PPaza i V-ATPaza) lub z rozkładu ATP (HM- ATPazy). Ekspresja i aktywność tych białek w korzeniach ogórka wzrasta w obecności metali w środowisku.
Zespół Zakładu Fizjologii Molekularnej Roślin Instytutu Biologii Eksperymentalnej dr hab. Małgorzata Janicka-Russak dr hab. Katarzyna Kabała dr Magdalena Migocka dr Anna Papierniak dr Anna Wdowikowska prof. dr hab. Grażyna Kłobus Wspólpracownicy: Dr Ewa Maciaszczyk-Dziubińska Zakład Genetyki i Fizjologii Komórki IBE UWr.; Dr Arnold Garbiec Zakład Biologii Rozwoju Zwierząt IBE UWr. Dr Sophie Filleur Saclay Plant Sciences Labex; Universite Paris