Galanin the biosynthesis, receptors and function. Galanina biosynteza, receptory i kierunki działania*

/ REVIEWS Galanin the biosynthesis, receptors and function Anna Cisowska, Joanna Ciosek Department of Pathophysiology, Medical University of Łódź, Poland Endokrynologia Polska / Polish Journal of Endocrinology Tom/Volume 54; Numer/Number 6/2003 ISSN 0423-104X Summary This paper presents the information concerning the neuropeptide galanin: its biosynthesis, localization in the central nervous system and peripheral tissues, galanin receptors as well as central and peripheral galanin actions. Key words: galanin biosynthesis galanin receptors localization - action Galanina biosynteza, receptory i kierunki działania* Anna Cisowska, Joanna Ciosek Zakład Patofizjologii Katedry Patofizjologii Uniwersytetu Medycznego w Łodzi Streszczenie Niniejsze opracowanie przedstawia informacje dotyczące neuropeptydu galaniny: jej biosyntezy, występowania w ośrodkowym układzie nerwowym i tkankach obwodowych, receptorów galaninowych oraz kierunków ośrodkowego i obwodowego działania galaniny. Słowa kluczowe: galanina biosynteza receptory galaninowe występowanie kierunki działania Dr hab. n. med. Joanna Ciosek Dr med. Anna Cisowska Zakład Patofizjologii, Katedra Patofizjologii Uniwersytetu Medycznego w Łodzi 90-136 Łódź, ul. Narutowicza 60 tel. (0-42) 630-61-87 fax. (0-42) 631-97-23 e-mail: joannack@poczta.onet.pl anncisowska@poczta.onet.pl Wstęp Galanina (Gal) jest 29-/30-aminokwasowym neuropeptydem występującym w ośrodkowym i obwodowym układzie nerwowym, a także w tkankach obwodowych kręgowców oraz bezkręgowców. Galaninę cechuje wielokierunkowość działania biologicznego. Neuropeptyd ten jest zaangażowany w regulacji różnych procesów, do których zaliczamy m. in. modulowanie wydzielania niektórych hormonów przysadkowych, nasilanie przyjmowania pokarmów (zwłaszcza bogatotłuszczowych), hamowanie uwalniania neuroprzekaźników zaangażowanych w procesach pamięci, modulowanie przewodzenia impulsacji bólowej, regulacja motoryki przewodu pokarmowego oraz czynności układu sercowo-naczyniowego, czy też hamowanie sekrecji insuliny. Obecność Gal stwierdza się także w pewnych rodzajach guzów nowotworowych, gdzie może działać zarówno jako czynnik mitogenny, jak i czynnik hamujący proces kancerogenezy. Działanie biologiczne Gal wynika z pobudzenia przez ten peptyd swoistych receptorów galaninowych. Obecność tych receptorów wykazano zarówno w układzie nerwowym, jak i w tkankach obwodowych. Fakt ten wskazuje na możliwość udziału Gal w różnych procesach, bądź mechanizmach na poziomie ośrodkowym i obwodowym. W niniejszym opracowaniu zamieszczono informacje dotyczące biosyntezy galaniny, jej występowania w ośrodkowym układzie nerwowym oraz tkankach obwodowych, receptorów galaninowych oraz kierunków działania galaniny. 776

Endokrynologia Polska / Polish Journal of Endocrinology 2003; 6 (54) Biosynteza galaniny w ośrodkowym układzie nerwowym Galanina (Gal) została wyizolowana po raz pierwszy w 1983 roku z przewodu pokarmowego świni [1]. Dalsze badania wykazały, że peptyd ten występuje u ssaków, ptaków, gadów, płazów i ryb, a także u niektórych gatunków bezkręgowców [2, 3]. Galanina zawdzięcza swą nazwę obecności aminokwasu glicyny (Gly) w pozycji 1 oraz alaniny (Ala) w pozycji 29 łańcucha peptydowego [1]. Budowę chemiczną cząsteczki Gal określono dotychczas u kilkunastu gatunków kręgowców wykazując, że jest to 29-aminokwasowy peptyd zawierający grupę amidową przy aminokwasie C-końcowym; wyjątek stanowi cząsteczka galaniny ludzkiej, zbudowana z 30 aminokwasów, bez grupy amidowej na C-końcu łańcucha. Sekwencja aminokwasowa galaniny nie pozwala zaklasyfikować jej do żadnej ze znanych rodzin peptydów występujących u ssaków [4, 5]. Galanina powstaje w wyniku enzymatycznego rozszczepienia 122-aminokwasowego (u człowieka 123-aminokwasowego) polipeptydu prekursorowego określanego jako preprogalanina (pre-pro- Gal). W skład cząsteczki pre-pro-gal wchodzą kolejno: hydrofobowy peptyd sygnalny (pozycja 1-23), tzw. propeptyd (PRO; pozycja 24-33), galanina (pozycja 34-62; u człowieka 34-63) oraz związek określany jako GMAP (galanin message-associated peptide, pozycja 63-122; u człowieka 64-123) [6]. Sekwencja aminokwasowa galaniny (pozycja od 1 do 14 aminokwasu), peptydu sygnalnego oraz GMAP wykazuje wysoki stopień homologii u człowieka, szczura, świni i bydła [5]. Znaczenie biologiczne GMAP pozostaje wciąż niejasne. Przypisuje mu się jednak rolę neuromodulatora zmniejszającego pobudliwość neuronów rdzenia kręgowego bądź hamującego aktywność cyklazy adenylanowej w komórkach wyspiaka wywodzącego się z komórek B wysp trzustki szczura [7, 8]. Jak dotąd, nie wykryto receptora (ewentualnie receptorów) dla GMAP. W cząsteczce propeptydu występuje sekwencja lizyna-arginina (Lys-Arg), która w procesie modyfikacji potranslacyjnej stanowi miejsce działania odpowiedniej endoproteazy rozcinającej łańcuch pre-pro-gal [5]. Gen kodujący cząsteczkę preprogalaniny został dotychczas wyizolowany u człowieka, myszy, szczura oraz częściowo u bydła [9, 10, 11, 12, 13, 14]. Jest to pojedynczy gen zlokalizowany na chromosomie 11 u człowieka [10], a na chromosomie 19 u gryzoni [15]. Gen kodujący cząsteczkę pre-pro- Gal u człowieka, myszy i szczura cechuje się dużą homologią, zwłaszcza zaś obszar genu kodujący wysoce konserwatywny fragment N-końcowy cząsteczki galaniny. Gen dla preprogalaniny składa się z sześciu eksonów oddzielonych przez sekwencje niekodujące (introny) [16]. Ekson 1 zawiera kod dla 5 -końcowego, nie ulegającego translacji, fragmentu mrna dla pre-pro-gal. Ekson 2 koduje sekwencję peptydu sygnalnego oraz początkowego fragmentu cząsteczki propeptydu aż do sekwencji lizynaarginina. Para aminokwasów Lys-Arg, pozostała część cząsteczki PRO oraz fragment Gal (pozycja od 1 do 13 aminokwasu) są kodowane przez ekson 3. Ekson 4 obejmuje kod dla fragmentu Gal(14-29) (u człowieka 14-30) oraz początkowego odcinka GMAP. Ekson 5 koduje środkowy fragment GMAP. Ekson 6 zawiera kod dla pozostałego fragmentu GMAP oraz 3 -końcowego, nie ulegającego translacji, odcinka pre-pro-gal mrna [16]. Aktywacja genu dla pre-pro-gal prowadzi do powstania informacyjnego kwasu rybonukleinowego dla preprogalaniny (pre-pro-gal mrna). Ekspresja pre-pro-gal mrna w neuronach OUN wykazuje dużą zmienność i podlega kontroli ze strony układu nerwowego oraz hormonalnego. Poziom mrna dla pre-pro-gal zwiększa się w miarę wzrostu organizmu, a po osiągnięciu dojrzałości ulega stopniowemu obniżaniu. Zawartość mrna dla Gal w komórkach somatotropowych, tyreotropowych oraz laktotropowych przysadki szczura oraz w komórkach laktotropowych u człowieka zwiększa się pod wpływem estrogenów [17, 18, 19, 20]; efekt powyższy obserwuje się w warunkach in vivo oraz in vitro [21]. Wykazano ponadto, że zarówno podstawowa, jak i indukowana przez estrogeny, ekspresja pre-pro-gal mrna w części gruczołowej przysadki pozostaje pod kontrolą hormonów tarczycy [20, 22, 23]. Jest ona ponadto pobudzana przez tyreoliberynę, czy też gonadoliberynę, hamowana zaś przez dopaminę i somatostatynę [24, 25, 26]. Zawartość pre-pro-gal mrna w neuronach PVN i SON wzrasta u szczurów w warunkach pobudzenia osmotycznego (np. podczas obciążania roztworem hipertonicznym soli bądź w trakcie odwadniania) oraz u szczurów Brattleboro (tj. z genetycznie uwarunkowaną moczówką prostą) [27]; maleje natomiast u samic szczura w czasie laktacji [28]. Zmianom powyższym towarzyszy obniżenie zawartości Gal w podwzgórzu [29, 30, 31]. Pod wpływem iniekcji ośrodkowej kolchicyny (związku hamującego transport aksonalny) dochodzi do wzrostu ekspresji mrna dla Gal w jądrach przykomorowych, grzbietowo-przyśrodkowych, jądrze łukowatym oraz polu bocznym podwzgórza [32]. Giustina i wsp. [33] wykazali spadek poziomu Gal mrna w podwzgórzu pod wpływem Gal wstrzykiwanej podskórnie przez dłuższy okres czasu, co wskazuje na obecność długiej pętli ujemnego sprzężenia zwrotnego pomiędzy stężeniem galaniny w osoczu krwi a poziomem ekspresji Gal mrna w podwzgórzu. U tych samych zwierząt zaobserwowano także wzrost ekspresji mrna dla galaniny w przysadce mózgowej (synteza Gal mrna w przysadce jest pobudzana przez krążącą we krwi Gal) [33]. 777

Galanina - biosynteza, receptory i kierunki działania Cisowska A. Występowanie galaniny w ośrodkowym układzie nerwowym i tkankach obwodowych Galanina występuje zarówno w ośrodkowym, jak i obwodowym układzie nerwowym oraz w tkankach obwodowych. Stosując metody immunohistochemiczne stwierdzono, że neurony wykazujące dużą ekspresję pre-pro-gal mrna zlokalizowane są u szczura głównie w jądrach nadwzrokowych (SON) i przykomorowych (PVN) podwzgórza, zarówno w części drobnokomórkowej (ppvn) a zwłaszcza w jej obszarze przednim określanym jako apvn, jak i wielkokomórkowej (mpvn) jąder przykomorowych [32]. Neurony te widoczne są także w jądrze łukowatym (ARC), w polu przedwzrokowym środkowym (MPOA) [34] oraz wyniosłości pośrodkowej [35, 36, 37]. Zakończenia neuronów galaninergicznych, wychodzących z części wielkokomórkowej SON oraz PVN, znajdują się w tylnym płacie przysadki mózgowej, aksony zaś neuronów, których ciała znajdują się w części drobnokomórkowej jąder przykomorowych, kończą się w części gruczołowej przysadki i wyniosłości pośrodkowej [34, 38, 39]. W przednim płacie przysadki obecność mrna dla galaniny stwierdzono w komórkach laktotropowych [19], tyreotropowych i kortykotropowych [17, 21]. Wysoką zawartość pre-pro-gal mrna obserwowano także w rdzeniu kręgowym, ciele migdałowatym, wzgórzu, istocie czarnej, w jądrze grzbietowo-przyśrodkowym, miejscu sinawym oraz jądrze pasma samotnego [35]. Umiarkowany poziom mrna dla pre-pro-gal występuje w jądrze okołokomorowym, łukowatym, grzbietowym szwu oraz grzbietowym ślimaka. Niską zawartość pre-pro-gal mrna odnotowano w przegrodzie pośrodkowej oraz polu zaskrzyżowaniowym. Ponadto Ryan i Gundlach [35] zaobserwowali niewielką ilość mrna dla galaniny w móżdżku. W ośrodkowym układzie nerwowym obszary występowanie pre-pro-gal mrna i samej galaniny pokrywają się. Pewne rozbieżności dotyczą obecności prepro-gal mrna w części nerwowej przysadki mózgowej. Według niektórych autorów [10, 40, 41] w płacie tylnym przysadki występuje wysoki poziom mrna dla galaniny. Badania Gundlacha i wsp. [37] nie potwierdzają jednak obecności pre-pro-gal mrna w części nerwowej przysadki, zarówno u zwierząt w stanie równowagi wodnej, jak i poddanych działaniu bodźca osmotycznego. W tkankach obwodowych obecność Gal oraz Gal mrna stwierdzono w jelicie cienkim i grubym, płucach, tarczycy, nadnerczach, trzustce, macicy, jajnikach, a także jądrach. Nie zaobserwowano występowania mrna dla Gal w sercu, wątrobie, nerkach, pęcherzu moczowym oraz mięśniach [16]. Współwystępowanie i wzajemne interakcje galaniny z innymi neuromudulatorami w neuronach ośrodkowego układu nerwowego Galanina występuje w neuronach ośrodkowego układu nerwowego wraz z innymi neuromediatorami i może modulować przekaźnictwo synaptyczne zarówno na poziomie pre-, jak i postsynaptycznym [35, 42, 43]. Wiele struktur ośrodkowego układu nerwowego szczura wykazuje jednoczesną ekspresję Gal oraz innego neurohormonu lub neuromediatora. W mózgu człowieka i szczura większość neuronów wielkokomórkowych PVN i SON, a także niektóre neurony drobnokomórkowe obecne w jądrze przykomorowym zawierają galaninę łącznie z wazopresyną argininową [36, 44, 45, 46] lub oksytocyną [28] bądź dynorfiną czy też cholecystokininą (CCK); wspólne występowanie Gal i CCK w neuronach wielkokomórkowych podwzgórza obserwuje się zwłaszcza w czasie regeneracji nerwów [46]. Opisano również [28] współwystępowanie immunoreaktywności galaninopodobnej (Gal-LI) i Gal mrna z OT mrna w neuronach wielkokomórkowych SON u samic szczura w czasie laktacji; niektóre z tych neuronów przejawiają wówczas również obecność AVP mrna [28]. Galanina obecna w neuronach AVP-ergicznych i OT-ergicznych prawdopodobnie moduluje czynność bioelektryczną i sekrecyjną tych neuronów [37]. Wspólne występowanie AVP, OT i Gal w neuronach podwzgórza obserwowano również po usunięciu przysadki lub po zastosowaniu kolchicyny [47]. W jądrze łukowatym podwzgórza Gal może współwystępować z jednym z wymienionych związków np. z hydroksylazą tyrozynową, dekarboksylazą kwasu glutaminowego (GAD) [42], somatoliberyną, neurotensyną lub acetylocholinotransferazą [48]. Jądro guzowato-suteczkowate podwzgórza zawiera wiele neuronów galaninergicznych wykazujących jednocześnie immunoreaktywność dla jednego z poniższych związków tj. dla GAD, histaminy, adenozynoaminazy lub monoaminooksydazy. Wykazano ponadto łączne występowanie Gal z luliberyną (LHRH) w polu przedwzrokowym [49]. W komórkach laktotropowych przysadki Gal współwystępuje z prolaktyną (PRL); wpływa ona na ekspresję mrna dla PRL i stanowi ważny czynnik wzrostowy dla laktotropów. Mutacja genu dla Gal u samic myszy prowadzi do spadku poziomu PRL mrna, zmniejszonej sekrecji prolaktyny, zaburzeń laktacji oraz braku proliferacji komórek laktotropowych pod wpływem estrogenów [19]. W przodomózgowiu galanina występuje wraz z acetylocholiną w populacji dużych neuronów cholinergicznych dających projekcję do kory mózgu oraz hipokampa [50, 51]; Gal hamuje tam przekaźnictwo cholinergiczne. Neurony monoaminergiczne (nora- 778

Endokrynologia Polska / Polish Journal of Endocrinology 2003; 6 (54) drenergiczne w miejscu sinawym, serotoninergiczne w jądrach szwu oraz histaminergiczne) również zawierają galaninę [52, 53]. W korze móżdżku Gal występuje z kwasem γ-aminomasłowym (GABA) oraz hydroksylazą tyrozynową [35]. Poza OUN galanina występuje wraz z noradrenaliną na zakończeniach pozazwojowych współczulnych w komórkach B wysp trzustki szczura [54]. Receptory galaninowe agoniści i antagoniści receptorów galaninowych Wpływ działania galaniny na tkanki docelowe jest wynikiem pobudzenia receptorów galaninowych (GalR) należących do klasy receptorów błonowych związanych z białkiem G [55]. U szczura sklasyfikowano dotychczas trzy typy receptorów galaninowych określanych jako: GalR1, GalR2 oraz GalR3 [56]. Badania farmakologiczne prowadzone z zastosowaniem agonistów i antagonistów GalR, wskazują na istnienie innych jeszcze rodzajów receptorów galaninowych [57]. Receptor galaninowy typu 1 (GalR1) u szczura jest białkiem zbudowanym z 346 aminokwasów i wykazuje wysoki stopień homologii sekwencji aminokwasowej (92%) z GalR1 wykrywanym w mózgu człowieka [58, 59]. Metody immunohistochemiczne oraz reakcja łańcuchowa z polimerazą (PCR) wykazały wysoką gęstość miejsc receptorowych typu 1 dla Gal w układzie nerwowym szczura, zarówno ośrodkowym, jak i obwodowym. Badania przeprowadzone przy użyciu powyższych metod nie potwierdziły natomiast wcześniejszych doniesień o obecności tego receptora w przysadce mózgowej oraz w tkankach obwodowych [55, 56]. W strukturach OUN, w których występuje GalR1 stwierdza się również obecność informacyjnego kwasu rybonukleinowego dla tego receptora (GalR1 mrna). Najwyższą zawartość GalR1 mrna obserwuje się w jądrach nadwzrokowych, przykomorowych (zarówno mpvn, jak i ppvn), jądrze grzbietowoprzyśrodkowym, jądrze brzuszno-przyśrodkowym, jądrze łukowatym, a także w ciele migdałowatym i rdzeniu kręgowym [37, 55] oraz w strukturach przodomózgowia [60]. U samic szczura odnotowano wyższy, w porównaniu z samcami, poziom ekspresji GalR1 mrna w polu przedwzrokowym; wielkość ta wykazywała wahania w zależności od fazy cyklu rujowego [49]. Ekspresja GalR1 mrna w neuronach wielkokomórkowych SON i PVN nasila się w następstwie działania bodźca osmotycznego (np. po obciążeniu hipertonicznym roztworem chlorku sodu lub w stanie odwodnienia) czemu towarzyszy zwiększenie wymiarów tych neuronów [37, 61]. Z kolei, głodzenie powoduje spadek zawartości mrna dla GalR1 i Gal w SON bez zmian wielkości neuronów wielkokomórkowych [61]. Wzrost poziomu mrna dla GalR1 zaobserwowano ponadto u zwierząt otrzymujących w iniekcji dokomorowej związki nasilające pobór pokarmu i zapotrzebowanie na sól; efekt ten jest hamowany przez antagonistów receptorów galaninowych tj. związek C7 i galantydynę [62, 63]. Receptor galaninowy typu 2 (GalR2) u szczura jest zbudowany z 372 aminokwasów i wykazuje wysokie podobieństwo sekwencji aminokwasowej z GalR2 człowieka. Rozmieszczenie GalR2 w tkankach szczura wskazuje na udział tego receptora zarówno w ośrodkowych, jak i obwodowych efektach działania galaniny. W OUN obecność GalR2, a także GalR2 mrna zaobserwowano między innymi w podwzgórzu, hipokampie, opuszce węchowej, komórkach Purkinjego, ciele migdałowatym, części gruczołowej przysadki, w tkankach obwodowych natomiast w płucach, nerkach, jelicie cienkim, śledzionie, wątrobie, sercu, macicy, gruczole krokowym oraz jajnikach [55, 56, 60, 64, 65]. Wysoki poziom ekspresji GalR2 mrna wykryto zwłaszcza w ppvn [61], ARC [66], jądrze grzbietowo-przyśrodkowym [37], nadskrzyżowaniowym, przedwzrokowym, okołokomorowym, jądrach suteczkowatych [67], a także w zakręcie zębatym, zwojach rdzeniowych [66], rdzeniu kręgowym (głównie motoneurony α) i nerkach [55]. Nie wykazano natomiast dotychczas obecności GalR2 mrna w części wielkokomórkowej jąder przykomorowych, jądrach nadwzrokowych [37] oraz w płacie nerwowym przysadki, zarówno u szczurów w stanie homeostazy wodnoelektrolitowej, jak i w warunkach pobudzenia osmotycznego [68]. Receptor galaninowy typu 3 (GalR3) u szczura jest białkiem zbudowanym z 370 aminokwasów i wykazuje homologię sekwencji aminokwasowej z GalR1 i GalR2. Metody immunohistochemiczne i PCR potwierdziły szerokie występowanie GalR3, ale o niskiej gęstości, w układzie nerwowym i tkankach obwodowych [55, 60, 65, 69]. Najwyższą koncentrację miejsc receptorowych typu 3 obserwowano w podwzgórzu, przednim płacie przysadki, korze mózgu, rdzeniu przedłużonym, opuszce węchowej, rdzeniu kręgowym oraz zwojach rdzeniowych. W tkankach obwodowych najwyższa zawartość GalR3 mrna jest widoczna w sercu, jelicie cienkim, nerkach, macicy oraz nadnerczach [55, 69]. Galanina wykazuje stosunkowo słabe powinowactwo do receptora typu 3, można zatem zakładać istnienie bardziej swoistego niż galanina ligandu dla tego receptora [55]. Galanina po związaniu z GalR3 uczestniczy w regulacji procesów takich jak: emocje, odżywianie, sekrecja hormonów z przedniego płata przysadki, uwalnianie insuliny, przewodzenie czucia bólu oraz metabolizm [5, 69]. Opisano endogenne i egzogenne związki o działaniu agonistycznym i antagonistycznym w stosunku do receptorów galaninowych. Przykładem endogennego związku będącego selek- 779

Galanina - biosynteza, receptory i kierunki działania Cisowska A. tywnym agonistą GalR2 jest peptyd galaninopodobny (GALP; galanin-like peptide). GALP został ostatnio znaleziony w podwzgórzu, przysadce mózgowej i jelicie świńskim [68]. cdna dla GALP sklonowano dotychczas u świni, szczura i człowieka [70]. Ekspresja mrna dla peptydu galaninopodobnego w mózgu szczura jest przejawiana, w warunkach zachowanego bilansu wodno-elektrolitowego, głównie w jądrze łukowatym [68, 70] oraz w pituicytach płata tylnego przysadki. GALP jest także obecny we krwi obwodowej, skąd szybko przenika przez barierę krew-mózg do CSF. Stymulacja osmotyczna powoduje wzrost zawartości mrna dla peptydu galaninopodobnego (GALP mrna) w części nerwowej przysadki, co jest skojarzone z jednoczesnym podwyższeniem poziomu mrna dla AVP i Gal w neuronach wielkokomórkowych SON i PVN; nie towarzyszy temu zmiana ilości GALP mrna w ARC [68]. Poziom GALP w podwzgórzu maleje w czasie głodzenia, a wzrasta po iniekcji dokomorowej kolchicyny [70]. Do związków o działaniu antagonistycznym w stosunku do GalR należą: C7, M15, M35 i galantydyna. Odorizzi i wsp. [71] wykazali, że galantydyna i C7 zmniejszają pobór tłuszczów u szczurów Brattleboro (szczury takie charakteryzują się zwiększoną zawartością Gal mrna w ppvn oraz zwiększoną preferencją w pobieraniu pokarmów bogatotłuszczowych). Związki powyższe działają poprzez różne typy receptorów galaninowych [71]. Galantydyna znosi ponadto hamujący wpływ Gal na sekrecję insuliny przez komórki B wysp trzustki [72]. Związek M15 jest antagonistą receptorów galaninowych w OUN oraz agonistą dla GalR w mięśniach gładkich żołądka i jelit [73]. Ośrodkowe i obwodowe kierunki działania galaniny Występowanie Gal oraz receptorów galaninowych w układzie nerwowym oraz w tkankach obwodowych wskazuje na możliwość zarówno ośrodkowego, jak i obwodowego działania tego peptydu. Efekty biologiczne może wywierać zarówno kompletna cząsteczka galaniny [Gal(1-29)], jak i jej fragmenty, które różnią się między sobą wielkością cząsteczki, powinowactwem do receptora, a także niekiedy kierunkiem działania. Dla interakcji z odpowiednim receptorem kluczowe znaczenie ma N-końcowy fragment cząsteczki Gal [74]; wykazano, że substytucja czterech początkowych aminokwasów w łańcuchu peptydowym galaniny prowadzi do całkowitej utraty powinowactwa Gal do jej receptorów [75]. Galanina, wiążąc się z GalR1, bierze udział w regulowaniu przemiany węglowodanowej; podwyższa mianowicie poziom glukozy we krwi prawdopodobnie w następstwie hamowania sekrecji insuliny z komórek B wysp trzustki [54, 55, 72, 76, 77]. Galanina, działając przez receptor typu 2, może modulować czynność układu podwzgórzowo-przysadkowego [5, 57]. Gal obecna w neuronach wielkokomórkowych SON i PVN uczestniczy w regulacji homeostazy wodnoelektrolitowej ustroju. Galaninie występującej w neuronach części drobnokomórkowej PVN przypisuje się natomiast udział w regulacji gospodarki energetycznej ustroju, masy ciała i w patogenezie otyłości [36]. Wykazano możliwe powiązania czynnościowe pomiędzy galaniną a sekrecją wazopresyny i oksytocyny z układu podwzgórzowo-przysadkowego do krwi. Poprzez związanie z GalR2, galanina może bezpośrednio modyfikować proces uwalniania AVP i OT [78]. Wcześniej, Kondo i wsp. [79] wykazali, iż Gal, podawana do komory mózgu szczura, hamuje wydzielanie AVP i OT z układu podwzgórzowo-przysadkowego w warunkach pobudzenia osmotycznego. Co więcej, Landry i wsp. [80] zaobserwowali u szczurów odwadnianych spadek poziomu AVP mrna w SON i PVN pod wpływem Gal wstrzykiwanej ośrodkowo. Podobnie, Gal stosowana w iniekcjach dokomorowych u szczura, znacząco hamuje sekrecję AVP i OT do krwi w warunkach odwadniania hipertonicznego [81]. Stwierdzono ponadto, że galanina, wstrzykiwana do układu komorowego mózgu szczura, wybitnie ogranicza sekrecję obu neurohormonów w warunkach hipowolemii pokrwotocznej, co pozwala przypuszczać, że peptyd ten zaburza ośrodkowe mechanizmy o charakterze regulacyjnym leżące u podstaw zwalczania wstrząsu pokrwotocznego [82]. Galanina pobudza uwalnianie hormonów z części gruczołowej przysadki do krwi tj. hormonu wzrostu, hormonu adrenokortykotropowego, hormonów gonadotropowych [luteinizującego (LH) oraz follikulotropowego (FSH)], a także prolaktyny [5, 76, 83, 84]. Galanina zwiększa również poziom PRL mrna oraz jest czynnikiem wzrostowym dla komórek laktotropowych przysadki [19]. Gal wpływa modulująco na przekaźnictwo cholinergiczne i serotoninergiczne w OUN. W warunkach in vivo, jest ona neuromodulatorem uwalniania acetylocholiny z przodomózgowia [50, 51]. Galanina wstrzykiwana do komór bocznych mózgu upośledza procesy zapamiętywania. Efekt ten jest prawdopodobnie wynikiem modulowania przez Gal przekaźnictwa cholinergicznego, zarówno na poziomie pre- (poprzez hamowanie uwalniania Ach w obrębie struktur przodomózgowia), jak i postsynaptycznym (poprzez blokowanie receptora cholinergicznego muskarynowego) [85]. Działanie galaniny jest odmienne, gdy jest ona wstrzykiwana do części grzbietowej, bądź brzusznej hipokampa. W pierwszym przypadku, wiążąc się z GalR2, zwiększa uwalnianie acetylocholiny i pobudza 780

Endokrynologia Polska / Polish Journal of Endocrinology 2003; 6 (54) procesy zapamiętywania, w drugim zaś działając przez GalR1 hamuje sekrecję acetylocholiny i upośledza mechanizmy związane z zapamiętywaniem. Wpływ Gal na procesy pamięci i uczenie się jest wynikiem nie tylko modulacji transmisji cholinergicznej, ale również noradrenergicznej, glutaminergicznej i serotoninergicznej. Hamujący wpływ galaniny na przekaźnictwo serotoninergiczne w międzymózgowiu jest prawdopodobnie zależny od pobudzenia receptorów galaninowych w części grzbietowej szwu [86]. Obecność mrna dla wszystkich typów GalR w korze mózgu i hipokampie wskazuje, że potencjalnie każdy rodzaj receptora galaninowego może być zaangażowany w procesach zapamiętywania [55, 56]. Galanina nasila pobór pokarmu, zmniejsza zużytkowywanie energii i sprzyja rozwojowi otyłości. Iniekcja dokomorowa Gal powoduje u szczurów nadmierne spożycie tłuszczów [71, 87, 88]. Powyższe działanie galaniny jest blokowane przez antagonistów jej receptorów tj. związek C7 i galantydynę [71, 87, 89]. Zbadano wpływ głodzenia (przez okres 24 lub 48 godzin) oraz dokomorowych iniekcji merkaptooctanu (związku hamującego spalanie kwasów tłuszczowych) na poziom ekspresji Gal w obszarze przednim ppvn (zawiera on dużą ilość neuronów i zakończeń galaninergicznych, dlatego też przypisuje mu się udział w regulacji poboru pokarmu) [71]. Wykazano tam zwiększoną zawartość Gal mrna oraz samej galaniny w następstwie głodzenia; obserwowano natomiast spadek ekspresji mrna dla galaniny u zwierząt obciążanych dokomorowo merkaptooctanem. Co więcej, u szczurów Brattleboro występuje stale zwiększony poziom Gal w PVN, co może tłumaczyć zwiększone przyjmowanie tłuszczów przez te zwierzęta [71]. Galanina i fragmenty jej cząsteczki uczestniczą w regulacji czynności układu sercowo-naczyniowego. Związki Gal(1-15) oraz Gal(1-29) mają odmienny wpływ na czynność układu krążenia. Galanina(1-15) podawana do bocznej komory mózgu powoduje znaczący wzrost średniego ciśnienia tętniczego (o około 10 % w stosunku do jego wartości wyjściowej) oraz przyśpieszenie akcji serca. Hamuje ponadto odruchową bradykardię wywoływaną iniekcją dożylną adrenaliny (prawdopodobnie na skutek zmniejszenia czułości baroreceptorów w zatoce tętnicy szyjnej i łuku aorty) [90]. Natomiast Gal(1-29) wywiera niewielki wpływ na czynność układu krążenia. Przyjmuje się więc, że przede wszystkim fragment (1-15) cząsteczki galaniny jest zaangażowany w ośrodkowej regulacji czynności układu sercowo-naczyniowego, prawdopodobnie poprzez związanie ze specyficznym typem receptora [rozpoznającym fragment N-końcowy cząsteczki Gal(1-15)] występującym w obszarach OUN odpowiedzialnych za regulację czynności układu krążenia. Przypuszcza się ponadto, że N-końcowy fragment Gal(1-15) antagonizuje działanie Gal(1-29) [90]. Galanina podawana w iniekcji dożylnej hamuje wydzielanie kwasu solnego przez komórki okładzinowe żołądka, zarówno w warunkach podstawowych, jak i w następstwie działania pentagastryny lub karbacholu (związków nasilających sekrecję histaminy). Mechanizm takiego działania Gal zachodzi prawdopodobnie poprzez hamowanie wydzielania endogennej histaminy [73, 91]. Gal, działając przez GalR2, moduluje przewodzenie impulsacji bólowej; podana do przestrzeni podpajęczynówkowej, czy też istoty szarej okołowodociągowej wywiera wpływ analgetyczny [92, 93]. Piśmiennictwo 1. Tatemoto K, Rökaeus Å, Jörnvall H et al. Galanin a novel biologically active peptide from porcine intestine. FEBS Lett 1983; 164: 124-128. 2. Lundquist CT, Rökaeus Å, Nässel DR. Galanin immunoreactivity in the blowfly nervous system: localization and chromatographic analysis. J Comp Neurol 1991; 312: 77-96. 3. Fathi Z, Church WB, Iismaa TP. Galanin receptors: recent advances and potential use as therapeutic targets. Ann Rep Med Chem 1998; 33: 41-50. 4. Evans HF, Shine J. Human galanin: molecular cloning reveals a unique structure. Endocrinology 1991; 129: 1682-1684. 5. Bartfai T. Galanin: a neuropeptide with important central nervous system actions. In: Psychopharmacology: The Fourth Generation of Progress. (Bloom FE, Kupfer DJ, ed). Raven Press, New York, 1995: 563-571. 6. von Heijne G. Patterns of amino acids near signal-sequence cleavage sites. Eur J Biochem 1983; 133: 17-21. 7. Andell-Jonsson S, Xu IS, Bartfai T et al. The effect of naturally occuring fragments of galanin message-associated peptide on spinal cord excitability in rats. Neurosci Lett 1997; 235: 154-156. 8. Andell-Jonsson S, Bartfai T. Identification of the spinal degradation products and inhibition of adenylate cyclase by recombinant rat galanin message-associated peptide. Neuropeptides 1998; 32: 191-196. 9. Kaplan LM, Hooi SC, Abraczinskas DR et al. Neuroendocrine regulation of galanin gene expression. In: Galanin: a new multifunctional peptide in the neuroendocrine system. (Hökfelt T, Bartfai T, Jacobowitz D, Ottoson D, ed). Macmillan, Cambridge, 1991: 43-65. 10. Evans H, Baumgartner M, Shine J, Herzog H. Genomic organization and localization of the gene encoding human preprogalanin. Genomics 1993; 18: 473-477. 11. Rökaeus Å, Waschek JA. Primary sequence of functional analysis of the bovine galanin gene promoter in human neuroblastoma cells. DNA Cell Biol 1994; 13: 845-855. 12. Koefler B, Evans HF, Falls V et al. Characterization of the 5 flanking region of the human preprogalanin gene. DNA Cell Biol 1995; 14: 321-329. 13. Koefler B, Liu ML, Jacoby AS et al. Molecular cloning and characterization of the mouse preprogalanin gene. Gene 1996; 182: 71-75. 14. Corness JD, Burbach JPH, Hökfelt T. The rat galanin-gene promoter response to members of the nuclear hormone receptor family, phorbol ester and forskolin. Mol Brain Res 1997; 47: 11-23. 15. Guida LC, Charlton P, Gilbert DJ et al. Genetic mapping of the galanin-gmap (Galn) gene to mouse chromosome 19. Mamm Gen 1998; 9: 240-242. 781

Galanina - biosynteza, receptory i kierunki działania Cisowska A. 16. Rökaeus Å, Waschek JA. Tissue-specific enhancement and restriction of galanin gene expression in transgenic mice by 5 flanking sequences. Brain Res Mol Brain Res 1998; 60: 150-159. 17. Vrontakis ME, Sano T, Kovacs K, Friesen HG. Presence of galanin-immunoreactivity in nontumorous corticotrophs and corticotroph adenomas of the human pituitary. J Clin Endocrinol Metab 1990; 70: 747-751. 18. Shen ES, Meade EH, Perez MC et al. Expression of functional estrogen receptors and galanin messenger ribonucleic acid in immortalized luteinizing hormone-releasing hormone neurons: estrogenic control of galanin gene expression. Endocrinology 1998; 139: 939-948. 19. Wynick D, Small C.J, Bacon FE et al. Galanin regulates prolactin release and lactotroph proliferation. Proc Natl Acad Sci USA 1998; 95: 1271-1276. 20. Degerman A, Chun D, Nguyen TB et al. Local action of estrogen and thyroid hormone on vasoactive intestinal peptide (VIP) and galanin gene expression in the anterior pituitary. Neuropeptides 2002; 36: 50-57. 21. Ponchon M, Lause P, Maiter D. In vitro effects of oestradiol on galanin gene expression in rat pituitary cells. J Neuroendocrinol 2000; 12: 559-564. 22. Hooi SC, Koenig JI, Gabriel SM et al. Influence of thyroid hormone on the concentration of galanin in the rat brain and pituitary. Neuroendocrinology 1990; 51: 351-356. 23. Hooi SC, Koenig JI, Abraczinskas DR, Kaplan LM. Regulation of anterior pituitary galanin gene expression by thyroid hormone. Brain Res Mol Brain Res 1997; 51: 15-22. 24. Hyde JF, Keller BK. Galanin secretion from anterior pituitary cells in vitro is regulated by dopamine, somatostatin, and thyrotropin-releasing hormone. Endocrinology 1991; 128: 917-922. 25. Hyde JF, Howard G. Regulation of galanin gene expression in the rat anterior pituitary gland by the somatostatin analog SMS 201-995. Endocrinology 1992; 131: 2097-2102. 26. Finn PD, Steiner RA, Clifton DK. Temporal patterns of gonadotropin-releasing hormone (GnRH), c-fos, and galanin gene expression in GnRH neurons relative to the luteinizing hormone surge in the rat. J Neurosci 1998; 18: 713-719. 27. Odorizzi M, Max JP, Tankosic P et al. Dietary preference of Brattleboro rats correlated with an overexpression of galanin in the hypothalamus. Eur J Neurosci 1999; 11: 3005-3014. 28. Landry M, Roche D, Angelova E, Calas A. Expression of galanin in the hypothalamic magnocellular neurons of lactating rats: co-existance with vasopressin and oxytocin. J Endocrinol 1997; 155: 467-481. 29. Rökaeus Å, Scott Young III W, Mezey É. Galanin coexists with vasopressin in the normal rat hypothalamus and galanin s synthesis is increased in the Brattleboro (diabetes insipidus) rat. Neurosci Lett 1988; 90: 45-50. 30. Skofitsch G, Jacobowitz DM, Amann R, Lembeck F. Galanin and vasopressin coexist in the rat hypothalamoneurohypophyseal system. Neuroendocrinology 1989; 49: 419-427. 31. Meister B, Cortés R, Villar MJ et al. Peptides and transmitter enzymes in hypothalamic magnocellular neurons after administration of hyperosmotic stimuli. Comparison between messenger RNA and peptide/protein levels. Cell Tissue Res 1990; 260: 279-297. 32. Landry M, Hökfelt T. Subcellular localization of preprogalanin messenger RNA in perikarya and axons of hypothalamo-neurohypophyseal magnocellular neurons: an in situ hybridization study. Neuroscience 1998; 84: 897-912. 33. Giustina A, Brogan R, Conley L et al. Acute and chronic galanin administration decreases hypothalamic galanin synthesis in both male and female adult rats: evidence for a long-loop galanin autofeedback. Metabolism 2000; 49: 778-783. 34. Leibovitz SF. Differential functions of hypothalamic galanin cell grows in the regulation of eating and body weight. Ann NY Acad Sci 1998; 863: 206-220. 35. Ryan MC, Gundlach AL. Localization of preprogalanin messenger RNA in rat brain and identification of transcripts in a subpopulation of cerebellar Purkinje cells. Neuroscience 1996; 70: 709-728. 36. Gundlach AL, Burazin TC. Galanin-galanin receptor systems in the hypothalamic paraventricular and supraoptic nuclei. Some recent findings and future challenges. Ann NY Sci 1998; 863, 241-251. 37. Gundlach AL, Burazin TC, Larm JA. Distribution, regulation and role of hypothalamic galanin systems: renewed interest in a pleiotropic peptide family. Clin Exp Pharmacol Physiol 2001; 28: 100-105. 38. Palkovits M, Rökaeus A, Antoni FA, Kiss A. Galanin in the hypothalamo-hypophyseal system. Neuroendocrinology 1987; 46, 417-423. 39. Arai R, Onteniente B, Trembleau A et al. Hypothalamic galanin-immunoreactive neurons projecting to the posterior lobe of the rat pituitary: a combined retrograde tracing and immunohistochemical study. J Comp Neurol 1990; 299: 405-420. 40. Merchentaler I, López FJ, Negro-Vilar. Anatomy and physiology of central galanin-containing pathways. Prog Neurobiol 1993; 40: 711-769. 41. Crawley JN. Biological actions of galanin. Regul Pept 1995; 59: 1-16. 42. Melander T, Hökfelt T, Rökaeus Å et al.: Coexistence of galanin-like immunoreactivity with catecholamines, 5- hydroksytryptamine, GABA and neuropeptides in the rat CNS. J Neurosci 1986; 6: 3640-3654. 43. Meister B, Hökfelt T. Peptide- and transmitter-containing neurons in the mediobasal hypothalamus and their relation to GABA-ergic systems: possible roles in control of prolactin and growth hormone secretion. Synapse 1988; 2: 585-605. 44. Gai WP, Geffen LB, Blessing WW. Galanin immunoreactive neurons in the human hypothalamus: colocalization with vasopressin-containing neurons. J Comp Neurol 1990; 298: 265-280. 45. Levin MC, Sawchenko PE. Neuropeptide co-expression in the magnocellular neurosecretory system of the female rat: evidence for differential modulation by estrogen. Neuroscience 1993; 54: 1001-1018. 46. Sanchez A, Biliński M, Villar MJ, Tramezzani JH. Coexistence of neuropeptides and their possible relation to neuritic regeneration in primary cultures of magnocellular neurons isolated from adult rat supraoptic nuclei. Histochem J 2001; 33: 121-128. 47. Glasgow E, Kusano K, Chin H et al. Single cell transcriptionpolimerase chain reaction analysis of rat supraoptic magnocellular neurons: neuropeptide phenotypes and high voltage-gated calcium channel subtypes. Endocrinology 1999; 140: 591-5401. 48. Everitt BJ, Meister B, Hökfelt T et al. The hypothalamic arcuate nucleus-median eminence complex: immunohistochemistry of transmitters, peptides and DARPP-32 with special reference to coexistance in dopamine neurons. Brain Res 1986; 396: 97-115. 49. Faure-Virelizier C, Croix D, Bouret S et al. Effects of estrous cyclicity on the expresssion of the galanin receptor GalR1 in the rat preoptic area: a comparison with the male. Endocrinology 1998; 139: 4127-4139. 50. Lamour Y, Senut MC, Dutar P, Bassant MH. Neuropeptides and septo-hippocampal neurons: electrophysiological effects and distribution of immunoreactivity. Peptides 1988; 9: 1351-1359. 51. Senut MC, Menetrey D, Lamour Y. Cholinergic and peptidergic projections from the medial septum and the nucleus of diagonal band of Broca to dorsal hippocampus, cingulate cortex and olfactory bulb: a combined wheatgerm agglutinin-apohorseradish peroxidase-gold immunohistochemical study. Neuroscience 1989; 30: 385-403. 52. Holets VR, Hökfelt T, Rökaeus A et al. Locus coeruleus neurons in the rat containing neuropeptide Y, tyrosine hydroxylase or galanin and their efferent projections to the spinal cord, cerebral cortex and hypothalamus. Neuroscience 1988; 24: 893-906. 782

Endokrynologia Polska / Polish Journal of Endocrinology 2003; 6 (54) 53. Ericson E, Ahlenius, S. Suggestive evidence for inhibitory effects of galanin on mesolimbic dopaminergic neurotransmission. Brain Res 1999; 822: 200-209. 54. Adeghate E, Ponery AS. Large reduction in the number of galanin-immunoreactive cells in pancreatic islets of diabetic rats. Neuroendocrinology 2001; 13: 706-710. 55. Waters SM, Krause JE. Distribution of galanin-1, -2, and 3 receptor messenger RNAS in central and peripheral rat tissues. Neuroscience 2000; 95: 265-271. 56. Branchek TA, Smith KE, Gerald C, Walker MW. Galanin receptor subtypes. Trends Pharmacol Sci 2000; 21: 109-115. 57. Iismaa TP, Shine J. Galanin and galanin receptors. Res Probl Cell Differ 1999; 26: 257-291. 58. Burgevin MC, Loqet I, Quarteronet D, Habert Ortoli E. Cloning, pharmacological characterization and anatomical distribution of cdna encoding for a galanin receptor. J Mol Neurosci 1995; 6: 33-41. 59. Gustafson EL, Smith KE, Durkin MM et al. Distribution of a rat galanin receptor mrna in rat brain. Neuroscience 1996; 7: 953-957. 60. Depczyński B, Nichol K, Fathi Z et al. Distribution and characterization of cell types expressing GALR2 mrna in brain and pituitary gland. Ann NY Acad Sci 1998; 863: 120-128. 61. Burazin TC, Larm JA, Gundlach AL. Regulation by osmotic stimuli of galanin-r1 receptor expression in magnocellular neurons of the paraventricular and supraoptic nuclei of the rat. Neuroendocrinology 2001; 13: 358-370. 62. Gorbatyuk O, Hökfelt T. Effect of inhibition of glucose and fat metabolism on galanin-r1 receptor mrna level in the rat hypothalamic paraventricular and supraoptic nuclei. NeuroReport 1998; 9: 3565-3569. 63. Landry M., Aman K, Hökfelt T. Galanin-R1 receptor in anterior and midhypothalamus: distribution and regulation. J Comp Neurol 1998; 339: 321-340. 64. Howard AD, Tan C, Shiao LL et al. Molecular cloning and characterization of a new receptor for galanin. FEBS Lett 1997; 405: 285-290. 65. Wang S, Hashemi T, He C et al. Molecular cloning and pharmacological characterization of a new galanin receptor subtype. Mol Pharmacol 1997; 52: 337-343. 66. O Donnell D, Ahmad S, Wahlestedt O, Walker P. Expression of the novel galanin receptor subtype in the adult rat CNS: distinct distribution from GALR1. J Comp Neurol 1999; 409: 469-481. 67. Mitchell V, Bouret S, Howard AD, Beauvillain JC. Expression of the galanin receptor subtype Gal-R2 mrna in the rat hypothalamus. J Chem Neuroanat 1999; 16: 265-277. 68. Shen J, Larm JA, Gundlach AL. Galanin-like peptide mrna in neural lobe of rat pituitary. Increased expression after osmotic stimulation suggests a role for galanin-like peptide in neuron-glial interactions and/or neurosecretion. Neuroendocrinology 2001; 73: 2-11. 69. Smith KE, Walker MW, Artymyshyn R et al. Cloned human and rat galanin GALR3 receptors. Pharmacology and activation of G-protein inwardly rectifying K + channels. J Biol Chem 1998; 273: 23321-23326. 70. Fujiwara K, Adachi S, Usui K et al. Immunocytochemical localization of galanin-like peptide (GALP) in pituicytes of the rat posterior pituitary gland. Neurosci Lett 2002; 317: 65-68. 71. Odorizzi M, Fernette B, Angel E et al. Galanin receptor antagonists decrease fat preference in Brattleboro rat. Neuropharmacology 2002; 42: 134-141. 72. Lindskog S, Ahren B, Land T et al. The novel high-affinity antagonist, galantide, blocks the galanin-mediated inhibition of glucose-induced insulin secretion. Eur J Pharmacol 1992; 210: 183-188. 73. Kato S, Korolkiewicz R, Rekowski P et al. Inhibition of gastric acid secretion by galanin in rats. Relation to endogenous histamine release. Regul Pept 1998; 74: 53-59. 74. Lagny-Poumir I, Lorinet AM, Yanaihara N, Laburthe M. Structural requirements for galanin interactions with receptors from pancreatic beta cells and from brain tissue of the rat. Peptides 1989; 10: 757-761. 75. Jureus A, Langel U, Bartfai T. L-Ala-substituted rat galanin analogs distinguish between hypothalamic and jejunal galanin receptor subtype. J Pept Res 1997; 49: 195-200. 76. Ghigo E, Maccasio M, Arvat E. Interactions of galanin and arginine on growth hormone, prolactin, and insulin secretion in man. Metabolism 1992; 41: 85-89. 77. Bartfai T, Hökfelt T, Langel U. Galanin a neuroendocrine peptide. Crit Rev Neurobiol 1993; 7: 229-274. 78. Depczyński B, Nichol K, Fathi Z et al. Distribution and characterization of cell types expressing GALR2 mrna in brain and pituitary gland. Ann NY Acad Sci 1998; 21: 863120-863128. 79. Kondo K, Murase T, Otake K et al. Centrally administered galanin inhibits osmotically stimulated arginine vasopressin release in conscious rats. Neurosci Lett 1991; 128: 245-248. 80. Landry M, Roche D, Calas A. Short-term effects of centrally administered galanin on the hiperosmotically stimulated expression of vasopressin in the rat hypothalamus. An in situ hybridization and immunohistochemistry study. Neuroendocrinology 1995; 61: 393-404. 81. Ciosek J, Cisowska A. Centrally administered galanin inhibits vasopressin and oxytocin release from the hypothalamo-neurohypophysial system of dehydrated rats. (in preparation). 82. Ciosek J, Cisowska A, Dąbrowski R. Galanin affects vasopressin and oxytocin release from the hypothalamoneurohypophysial system in haemorrhaged rats. J Physiol Pharmacol 2003, 54, 233-246. 83. Giustina A, Girelli A, Bodini C. Comparative effect of porcine and rat galanin on growth hormone secretion in normal adult men. Horm Metab Res 1992; 24: 90-91. 84. Todd JF, Edwards CM, Ghatei MA, Bloom SR. The differential effects of galanin- (1-30) and - (3-30) on anterior pituitary hormone secretion in vivo in humans. Am J Physiol Endocrinol Metab 2000; 278: E1060-E1066. 85. Fisone G, Wu CF, Consolo S et al. Galanin inhibits acetylocholine release in the ventral hippocampus of the rat: histochemical, autoradiografic, in vivo, and in vitro studies. Proc Natl Acad Sci USA 1987; 84: 7339-7343. 86. Kehr J, Yoshitake T, Wang FH et al. Galanin is a potent in vivo modulator of mesencephalic serotonergic neurotransmission. Neuropsychopharmacology 2002; 27: 341-356. 87. Leibovitz SF, Kim T. Impact of a galanin antagonist on exogenous galanin and natural patterns of fat ingestion. Brain Res 1992; 599: 148-152. 88. Fathi Z, Cunningham AM, Iben LG et al. Cloning, pharmacological characterization and distribution of a novel galanin receptor. Brain Res Mol Brain Res 1997; 51: 49-59. 89. Corwin RL, Robinson JK, Crawley JN. Galanin antagonists block galanin-induced feeding in the hypothalamus and amygdala of the rat. Eur J Neurosci 1993; 5: 1528-1533. 90. Diaz Z, Narvaez JA, Hedlund PB et al. Centrally infused galanin-(1-15) but not galanin-(1-290 reduces the baroreceptor reflex sensitivity in the rat. Brain Res 1996; 741: 32-37. 91. Kisfalvi IJr, Burghardt B, Balint A et al. Antisecretory effects of galanin and its putative antagonists M15, M35 and C7 in the rat stomach. J Physiol Paris 2000; 94: 37-42. 92. Reimann W, Engelberger W, Friderichs E et al. Spinal antinociception by morphine in rats is antagonised by galanin receptor antagonists. Naun-Schmied Arch Pharmacol 1994; 350, 380-386. 93. Wang D, Lundeberg T, Yu LC. Antinociceptive role of galanin in periaqueductal grey of rats with experimentally induced mononeuropathy. Neuroscience 2000; 96: 767-771. 783