DYSPERSYJNA MIKROEKSTRAKCJA CIECZ CIECZ I JEJ ZASTOSOWANIE

dr inż. Agnieszka Zgoła-Grześkowiak Politechnika Poznańska Wydział Technologii Chemicznej Zakład Chemii Ogólnej i Analitycznej ul. Berdychowo 4, 60-965 Poznań Załącznik 1 DYSPERSYJNA MIKROEKSTRAKCJA CIECZ CIECZ I JEJ ZASTOSOWANIE W OZNACZANIU ZANIECZYSZCZEŃ ŚRODOWISKA I W BADANIACH BIODEGRADACJI AUTOREFERAT DO WNIOSKU HABILITACYJNEGO POZNAŃ 2015

SPIS TREŚCI WYKSZTAŁCENIE...3 KARIERA ZAWODOWA...3 DZIAŁALNOŚĆ NAUKOWA...3 PRZEBIEG PRACY NAUKOWEJ...4 SPIS PUBLIKACJI WCHODZĄCYCH W SKŁAD ROZPRAWY HABILITACYJNEJ...5 OPIS JEDNOTEMATYCZNEGO CYKLU PUBLIKACJI...7 LITERATURA... 22 2

WYKSZTAŁCENIE 1989-1994 Technikum Chemiczne, Poznań, specjalność technologia wody 1994-1999 Studia magisterskie Wydział Technologii Chemicznej Politechniki Poznańskiej, kierunek: Ochrona Środowiska, specjalność: monitoring Tytuł pracy magisterskiej: Badania biodegradacji Marlipalu 1618/40 w warunkach dynamicznego testu OECD Confirmatory Test (metabolity) Promotor: dr inż. Andrzej Szymański 1999-2003 Studia doktoranckie - Wydział Technologii Chemicznej Politechniki Poznańskiej, Tytuł pracy doktorskiej: Separacja i oznaczanie glikoli oligooksyetylenowych i produktów ich biotransformacji Promotor: prof. dr hab. inż. Zenon Łukaszewski KARIERA ZAWODOWA 1999-2003 Studia doktoranckie - Wydział Technologii Chemicznej Politechniki Poznańskiej 2003-2004 Asystent - Wydział Technologii Chemicznej Politechniki Poznańskiej, Zakład Chemii Nieorganicznej i Ogólnej 2004-nadal Adiunkt - Wydział Technologii Chemicznej Politechniki Poznańskiej, Zakład Chemii Nieorganicznej i Ogólnej (po reorganizacji i zmianie nazwy w 2011 roku: Zakład Chemii Ogólnej i Analitycznej) DZIAŁALNOŚĆ NAUKOWA Autorstwo 38 publikacji w czasopismach z Listy Filadelfijskiej (w tym współautorstwo dwóch prac przeglądowych w TRAC Trends in Analytical Chemistry), w tym 36 opublikowanych po uzyskaniu stopnia doktora. Sumaryczny Impact Factor: 94,633 (zgodnie z rokiem opublikowania). Średni Impact Factor: 2,490. Całkowita liczba cytowań według bazy Web of Science: 253. Index Hirsha według bazy Web of Science: 8. Autorstwo 3 publikacji w czasopismach spoza Listy Filadelfijskiej, w tym 2 po uzyskaniu stopnia doktora. Sumaryczny Impact Factor publikacji wchodzących w skład rozprawy habilitacyjnej: 35,675 (zgodnie z rokiem opublikowania). Średni Impact Factor: 3,243. 3

PRZEBIEG PRACY NAUKOWEJ Moja praca naukowa związana jest z Zakładem Chemii Nieorganicznej i Ogólnej (po reorganizacji i zmianie nazwy w 2011 roku: Zakład Chemii Ogólnej i Analitycznej) Wydziału Technologii Chemicznej Politechniki Poznańskiej. W Zakładzie tym wykonałam pracę magisterską i doktorską, a obecnie jestem zatrudniona na stanowisku adiunkta. Pracę magisterską pt. Badania biodegradacji Marlipalu 1618/40 w warunkach dynamicznego testu OECD Confirmatory Test (metabolity) wykonałam pod kierunkiem dr. inż. Andrzeja Szymańskiego. Tematykę biodegradacji zawartą w pracy magisterskiej kontynuowałam również w pracy doktorskiej. W tym czasie zajęłam się wprowadzeniem nowych technik analitycznych: izotachoforezy kapilarnej i wysokosprawnej chromatografii cieczowej, w celu poszerzenia bazy aparaturowej zabezpieczającej realizowane w Zakładzie badania naukowe. W krótkim czasie techniki te w znacznym stopniu zastąpiły dotychczas stosowane, nieselektywne techniki tensammetryczne. Pracę doktorską pt. Separacja i oznaczanie glikoli oligooksyetylenowych i produktów ich biotransformacji, wykonaną pod kierunkiem prof. dr. hab. inż. Zenona Łukaszewskiego, obroniłam w 2003 roku. W pracy tej opisałam zarówno wyniki dotyczące badań nad szybkością procesów biodegradacji, jak i oznaczania produktów powstających w wyniku przebiegu tych procesów. Glikole oligooksyetylenowe i produkty ich biodegradacji oznaczałam przy użyciu opracowanych przeze mnie metod analitycznych opartych na technikach wysokosprawnej chromatografii cieczowej i izotachoforezy kapilarnej. Po uzyskaniu stopnia doktora moja działalność naukowa w głównej mierze dotyczyła biodegradacji oraz oznaczania związków powierzchniowo czynnych w środowisku naturalnym. Opracowałam szereg metod analitycznych przydatnych do oznaczania tych związków. Prowadziłam badania, których efektem były liczne publikacje w czasopismach z Listy Filadelfijskiej. Uczestniczyłam w 4 zakończonych już grantach dotyczących biodegradacji i oznaczania w środowisku związków powierzchniowo czynnych i ich metabolitów. Byłam też kierownikiem jednego z tych grantów, w ramach którego ukazały się 4 publikacje w czasopismach z Listy Filadelfijskiej. Obecnie kontynuuję prace związane z tematyką biodegradacji związków powierzchniowo czynnych, w tym część we współpracy z dr hab. inż. Ewą Kaczorek z Zakładu Chemii Organicznej Wydziału Technologii Chemicznej Politechniki Poznańskiej oraz z dr Urszulą Guzik z Katedry Biochemii Uniwersytetu Śląskiego. W ramach współpracy realizujemy projekt badawczy pt. Określenie modyfikacji komórek bakterii środowiskowych zachodzących w trakcie degradacji związków węglowodorowych z udziałem surfaktantów pochodzenia roślinnego, alkilopoliglikozydów i biosurfaktantów. Ponadto tematykę badawczą dotyczącą biodegradacji rozszerzyłam na obszar cieczy jonowych. W tym zakresie współpracuję z dr. hab. inż. Łukaszem Chrzanowskim z Zakładu Chemii Organicznej Wydziału 4

Technologii Chemicznej Politechniki Poznańskiej, z którym wspólnie realizujemy grant badawczy pt. Wpływ wybranych cieczy jonowych na ekosystemy wodne i glebowe. Poza tematyką biodegradacji zajmowałam się również innymi zagadnieniami, w tym wzrostem wybranych gatunków grzybów na materiałach budowlanych. Temat ten realizowałam we współpracy z dr hab. inż. Aldoną Łowińską-Kluge z Instytutu Konstrukcji Budowlanych Wydziału Budownictwa i Inżynierii Środowiska Politechniki Poznańskiej. Obecnie, we współpracy z dr hab. Agnieszką Waśkiewicz z Wydziału Technologii Drewna Uniwersytetu Przyrodniczego w Poznaniu, kontynuuję podobną tematykę, dotyczącą szkodliwych efektów oddziaływania grzybów. W ostatnich latach zajęłam się również tematyką wykorzystania dyspersyjnej mikroekstrakcji ciecz-ciecz w badaniach zanieczyszczenia środowiska i w testach biodegradacji związków powierzchniowo czynnych. Opracowałam szereg metod analitycznych wykorzystujących mikroekstrakcję jednoetapową z zastosowaniem rozpuszczalników organicznych, mikroekstrakcję dwuetapową wspomaganą ultradźwiękami, mikroekstrakcję połączoną z ekstrakcją do ciała stałego, czy wreszcie mikroekstrakcję z użyciem cieczy jonowej wytworzonej in situ w badanej próbce wody. Jedenaście prac, w których opisałam wyniki badań w tym zakresie, zostało wyodrębnionych jako jednotematyczny cykl publikacji, który zostanie szerzej omówiony w dalszej części autoreferatu. Od dwóch lat współuczestniczę w pracach komitetu organizacyjnego dorocznej konferencji Poznańskie Konwersatorium Analityczne, której głównym organizatorem jest prof. dr hab. Henryk Matusiewicz. Aktywnie uczestniczę w przygotowywaniu pokazów dla potrzeb promującej naukę wśród dzieci i młodzieży Nocy Naukowców, organizowanej corocznie przez Politechnikę Poznańską. Przygotowałam kilkadziesiąt recenzji publikacji dla czasopism z Listy Filadelfijskiej oraz jedną recenzję projektu dla Narodowego Centrum Nauki. SPIS PUBLIKACJI WCHODZĄCYCH W SKŁAD ROZPRAWY HABILITACYJNEJ H1. A. Zgoła-Grześkowiak, Dispersive liquid-liquid microextraction applied to isolation and concentration of alkylphenols and their short-chained ethoxylates in water samples. Journal of Chromatography A 1217 (2010) 1761-1766 (IF=4,194) H2. A. Zgoła-Grześkowiak, T. Grześkowiak, Application of dispersive liquid-liquid microextraction followed by high performance liquid chromatography tandem mass spectrometry for trace determination of clotrimazole in environmental water samples. Journal of Separation Science, 36 (2013) 2514-2521 (IF=2,594) 5

H3. A. Zgoła-Grześkowiak, Development of a dispersive liquid-liquid microextraction procedure for biodegradation studies on nonylphenol propoxylates under aerobic conditions. Journal of Surfactants and Detergents, 17 (2014) 111-120 (IF 2013 =1,352) H4. A. Zgoła-Grześkowiak, T. Grześkowiak, A. Szymański, Comparison of biodegradation of nonylphenol propoxylates with usage of two different sources of activated sludge. Journal of Surfactants and Detergents, 17 (2014) 121-132 (IF 2013 =1,352) H5. A. Zgoła-Grześkowiak, Application of DLLME to isolation and concentration of non-steroidal anti-inflammatory drugs in environmental water samples. Chromatographia, 72 (2010) 671-678 (IF=1,075) H6. A. Zgoła-Grześkowiak, E. Kaczorek, Isolation, preconcentration and determination of rhamnolipids in aqueous samples by dispersive liquid-liquid microextraction and liquid chromatography with tandem mass spectrometry. Talanta, 83 (2011) 744-750 (IF=3,794) H7. H. Górna, Ł. Ławniczak, A. Zgoła-Grześkowiak, E. Kaczorek, Differences and dynamic changes in the cell surface properties of three Pseudomonas aeruginosa strains isolated from petroleum-polluted soil as a response to various carbon sources and the external addition of rhamnolipids. Bioresource Technology 102 (2011) 3028-3033 (IF=4,980) H8. A. Zgoła-Grześkowiak, T. Grześkowiak, Dispersive liquid-liquid microextraction. TRAC -Trends in Analytical Chemistry 30 (2011) 1382-1399 (IF=6,273) H9. A. Zgoła-Grześkowiak, T. Grześkowiak, Solid phase extraction combined with dispersive liquid liquid microextraction, fast derivatisation and high performance liquid chromatography tandem mass spectrometry analysis for trace determination of shortchained dodecyl alcohol ethoxylates and dodecyl alcohol in environmental water samples. Journal of Chromatography A, 1251 (2012) 40-47 (IF=4,612) H10. E. Stanisz, A. Zgoła-Grześkowiak, In situ metathesis ionic liquid formation dispersive liquidliquid microextraction for copper determination in water samples by electrothermal atomic absorption spectrometry. Talanta, 115 (2013) 178-183 (IF=3,511) H11. A. Zgoła-Grześkowiak, Magnetic retrieval of ionic liquid formed during in situ metathesis dispersive liquid-liquid microextraction preconcentration of selected endocrine disrupting phenols from enlarged sample volume. Analytical Methods, 7 (2015) 1076-1084 (IF 2013 =1,938) 6

OPIS JEDNOTEMATYCZNEGO CYKLU PUBLIKACJI Przygotowanie próbki to ważny etap każdej metody analitycznej. Jego zadaniem jest wydzielenie, wzbogacanie i oczyszczenie analitów przed ich oznaczeniem wybraną techniką analityczną. Klasyczne techniki przygotowania próbki, jak ekstrakcja ciecz-ciecz i ekstrakcja do fazy stałej, są w powszechnym użyciu od wielu lat [1,2] stosowałam je także w trakcie mojej pracy badawczej [3-5]. Wymagają one użycia dużych ilości rozpuszczalników bądź jednorazowych kolumienek ekstrakcyjnych, co znacząco wpływa na zwiększenie kosztów analizy. Ponadto procedury z użyciem tych technik są często długotrwałe i pracochłonne. Dlatego od dłuższego czasu dąży się do miniaturyzacji procesu przygotowania próbki. W efekcie tych działań powstało szereg technik pozwalających na wydzielenie analitów z próbki do stałego sorbentu lub bezpośrednio do fazy ciekłej. Wśród nich należy wymienić takie techniki, jak: mikroekstrakcja do fazy stałej (SPME) [6], ekstrakcja za pomocą ruchomego elementu sorpcyjnego (SBSE) [7], mikroekstrakcja przez membranę do fazy ciekłej (HFME) [8] oraz mikroekstrakcja do kropli (SDME) [9,10]. Mimo uzyskania we wszystkich wyżej wymienionych technikach efektu miniaturyzacji procesu wydzielania analitów z próbki, są to nadal techniki czasochłonne, ze względu na długi czas migracji analitów do fazy stałej lub ciekłej. Technika dyspersyjnej mikroekstrakcji ciecz-ciecz (DLLME), którą zajęłam się w ostatnich kilku latach, pozwala na ekstrakcję analitów w czasie kilkudziesięciu sekund. DLLME wynaleziona została stosunkowo niedawno w 2006 roku, w zespole profesora Assadiego [11]. Technika ta polega na ekstrakcji analitów z kilku mililitrów próbki wodnej do kilkudziesięciu mikrolitrów rozpuszczalnika ekstrahującego, np. chloroformu, w obecności około 1 ml rozpuszczalnika dyspergującego, np. metanolu lub acetonitrylu. Obecność rozpuszczalnika dyspergującego poprawia rozproszenie rozpuszczalnika ekstrahującego w postaci mikroskopijnych kropelek, co znacząco przyspiesza proces ekstrakcji. Dodatkowo rozpuszczalnik dyspergujący zapobiegać może adsorpcji analitów na ściankach naczynia. Po ekstrakcji próbka zostaje odwirowana, a rozpuszczalnik ekstrahujący (zawierający wydzielone anality) wykorzystuje się do analizy (Rys. 1) [12,13]. 7

Rys. 1. Schemat przygotowania próbki techniką DLLME. Moje badania doprowadziły do opracowania szeregu metod analitycznych, wykorzystujących technikę DLLME na etapie przygotowania próbki. Mikroekstrakcję jednostopniową rozpuszczalnikami chlorowcopochodnymi zastosowałam do wstępnego wydzielenia z próbek wodnych i wzbogacania alkilofenoli oraz ich krótkołańcuchowych oksyetylatów [1H], klotrymazolu [2H], a także oksypropylenowanych homologów nonylofenolu [3H, 4H]. Najważniejszym zadaniem w tym przypadku było zoptymalizowanie układów ekstrakcyjnych w celu uzyskania możliwie wysokiego odzysku i współczynnika wzbogacenia analitów. Odzysk analitu wyrazić można za pomocą równania: R = n e n 0 100% = C e V e C 0 V aq 100% (1) gdzie: n e ilość analitu w odwirowanej fazie ekstrahującej n 0 początkowa ilość analitu w próbce V e objętość fazy ekstrahującej 8

V aq objętość próbki wodnej poddanej ekstrakcji C e stężenie analitu w odwirowanej fazie ekstrahującej C 0 początkowe stężenie analitu w próbce Współczynnik wzbogacenia definiuje się natomiast równaniem: EF = C e C 0 (2) Dwa powyższe równania znakomicie spełniają swoją rolę, gdy anality oznacza się bezpośrednio w odwirowanej fazie ekstrahującej, stosując np. chromatografię gazową. Jednak w przypadku referowanych badań, gdy w końcowym etapie analizy stosowałam technikę HPLC, bezpośredni nastrzyk próbki z ekstraktu chloroformowego mógłby prowadzić do znacznych zaburzeń. Problemów tych uniknęłam odparowując ekstrakty uzyskane techniką DLLME i rozpuszczając pozostałość w ściśle odmierzonej objętości rozpuszczalnika o niższej sile elucji w HPLC niż np. chloroform. W tej sytuacji równania (1) i (2) przyjmują postać: R = C V C 0 V aq 100% (3) gdzie: V objętość rozpuszczalnika użyta do rekonstytucji próbki C stężenie analitu w rozpuszczalniku użytym do rekonstytucji próbki EF = C C 0 (4) Optymalizacja procedury ekstrakcji obejmowała wybór pary rozpuszczalników - ekstrahującego i dyspergującego, dobór ich objętości oraz ustalenie wpływu innych parametrów na odzysk analitów z próbki wodnej. W pierwszym etapie opracowywania nowej procedury dokonywałam wyboru pary rozpuszczalników, kierując się kryterium podstawowych wymagań stawianych przed ekstrahentem i dyspergatorem. Rozpuszczalnik ekstrahujący powinien być nierozpuszczalny w wodzie i umożliwiać dokonanie bezpośredniego nastrzyku na kolumnę chromatograficzną lub powinien łatwo ulegać odparowaniu. Powinien także mieć właściwości umożliwiające ekstrakcję analitu, takie jak 9

odpowiednia zdolność do oddziaływań o charakterze dipol-dipol, dyspersyjnych, bądź też typu wiązania wodorowego [14]. Rozpuszczalnik dyspergujący musi być rozpuszczalny w wodzie i w rozpuszczalniku ekstrahującym. Musi też umożliwiać tworzenie umiarkowanie trwałej dyspersji rozpuszczalnika ekstrahującego w wodzie, którą można rozbić przez odwirowanie. Nieodpowiedni dobór pary rozpuszczalników może skutkować niską efektywnością ekstrakcji analitów lub też utworzeniem układu jednofazowego [H1]. Bardzo istotnym elementem opracowania metody wydzielania jest też optymalizacja objętości każdego z pary rozpuszczalników (ekstrahenta i dyspergatora). W przypadku rozpuszczalnika ekstrahującego zwiększenie jego objętości prowadzi do zwiększenia odzysku analitów z fazy wodnej - analogicznie jak w ekstrakcji ciecz-ciecz. W ekstrakcji ciecz-ciecz współczynnik podziału analitu między wodę i rozpuszczalnik organiczny definiowany jest równaniem: K = C org C aq (5) gdzie: C org stężenie substancji ekstrahowanej (analitu) w fazie organicznej C aq stężenie substancji ekstrahowanej (analitu) w fazie wodnej Wartość tego współczynnika jest stała w danych warunkach ciśnienia i temperatury. Po przekształceniu równania (5) otrzymuje się: C org = K C aq (6) co jest równoważne zapisowi: n org V org = K n aq V aq (7) gdzie: n org ilość analitu w fazie organicznej n aq ilość analitu w fazie wodnej V org objętość organicznej fazy ekstrahującej V aq objętość próbki wodnej poddanej ekstrakcji 10

natomiast przekształcenie równania (7) prowadzi ostatecznie do wyrażenia: n org = K n aq V aq V org (8) zgodnie z którym ilość wyekstrahowanej substancji jest wprost proporcjonalna do objętości użytego rozpuszczalnika organicznego. Zwiększenie ilości rozpuszczalnika organicznego prowadzi zatem do większego odzysku analitów z próbki wodnej. Rozważania przeprowadzone wyżej dla ekstrakcji ciecz-ciecz są generalnie słuszne także dla techniki DLLME. Należy przy tym uwzględnić, że w technice DLLME ekstrakcja zachodzi w układzie dwufazowym o nieco innych właściwościach. Fazą ekstrahującą jest rozpuszczalnik organiczny (np. chloroform), natomiast fazą ekstrahowaną nie jest czysta woda ale roztwór wodny czynnika (rozpuszczalnika) dyspergującego (np. 1 ml acetonitrylu w 5 ml wody). Współczynnik podziału można w takim przypadku wyrazić równaniem: K DLLME = C org C aqdysp (9) gdzie: K DLLME współczynnik podziału w dyspersyjnej mikroekstrakcji ciecz ciecz C aqdysp stężenie substancji ekstrahowanej (analitu) w roztworze wodnym rozpuszczalnika dyspergującego Wartość współczynnika podziału K DLLME dla dowolnego układu ekstrakcyjnego z dodatkowym rozpuszczalnikiem dyspergującym (np. dla układu chloroform : (woda + acetonitryl)) jest inna niż wartość tego współczynnika dla odpowiedniego, klasycznego układu ekstrakcyjnego (w tym przypadku dla układu chloroform : woda). W obydwu układach ekstrakcyjnych cały czas obowiązuje jednak ogólna zasada, że wzrost objętości rozpuszczalnika ekstrahującego zwiększa odzysk analitu z próbki wodnej. Należy jednak zwrócić uwagę, że w przypadku stosowania techniki DLLME zwiększenie objętości rozpuszczalnika ekstrahującego prowadzi równocześnie do zwiększenia objętości ekstraktu. Oznacza to, że po przekroczeniu pewnej optymalnej objętości rozpuszczalnika ekstrahującego warunki prowadzenia ekstrakcji mogą już nie zapewniać uzyskania odpowiednio 11

korzystnego współczynnika wzbogacenia analitu. Właśnie z tego powodu niezbędna jest optymalizacja objętości rozpuszczalnika ekstrahującego. W prowadzonych przeze mnie badaniach z wykorzystaniem techniki DLLME obserwowałam wyżej opisany efekt wzrostu odzysku analitów wraz ze wzrostem objętości rozpuszczalnika ekstrahującego [H1-H3]. Nie obserwowałam przy tym znacznego obniżenia stopnia wzbogacenia, gdyż ekstrakty były odparowywane przed analizą i rekonstytuowane do stałej objętości rozpuszczalnika. Jednakże nadmierna objętość rozpuszczalnika ekstrahującego powodowała obniżenie odzysku analitów o słabo polarnym charakterze (Rys. 2) [H1,H3]. Wykazałam, że utrata analitów następowała na etapie odparowania rozpuszczalnika ekstrahującego. Dla mniej lotnych, bardziej polarnych analitów nie zaobserwowałam obniżenia odzysku wraz ze wzrostem objętości rozpuszczalnika ekstrahującego (Rys. 3) [H2,H5]. Rys. 2. Zależność odzysku oznaczanych związków od objętości rozpuszczalnika ekstrahującego [H1]. 12

Rys. 3. Zależność odzysku oznaczanych związków od objętości rozpuszczalnika ekstrahującego [H5]. Optymalizację objętości rozpuszczalnika dyspergującego przeprowadzałam zawsze dla każdej nowoopracowywanej metody analitycznej. W każdym przypadku uzyskane wyniki podlegały tym samym prawidłowościom. Zbyt mała objętość rozpuszczalnika dyspergującego nie pozwalała na uzyskanie odpowiedniego stopnia zdyspergowania rozpuszczalnika ekstrahującego, co skutkowało niskim odzyskiem analitów [H1-H3]. Obniżony odzysk odnotowałam także po zastosowaniu zbyt dużych objętości rozpuszczalnika dyspergującego (Rys. 4) [H2,H3]. Ten ostatni efekt związany jest najprawdopodobniej ze wzrostem powinowactwa analitów do fazy wodnej w miarę wprowadzania do niej coraz większych objętości rozpuszczalnika dyspergującego oraz wynikającą z tego zmianą współczynnika podziału. Zbyt duża objętość rozpuszczalnika dyspergującego może spowodować zwiększenie rozpuszczalności rozpuszczalnika ekstrahującego w fazie wodnej, przejawiające się zmniejszeniem objętości fazy organicznej, a skutkujące obniżeniem odzysku analitu w procesie ekstrakcji. Efekt taki zaobserwowałam w jednej z serii eksperymentów prowadzonych w układzie ekstrakcyjnym chloroform : (woda + aceton) podczas stosowania zbyt dużych dodatków rozpuszczalnika dyspergującego acetonu [H5]. 13

Rys. 4. Zależność odzysku oznaczanego związku w dwóch różnych układach ekstrakcyjnych od objętości rozpuszczalnika dyspergującego [H2]. Poza optymalizacją objętości rozpuszczalników w technice DLLME zbadałam również wpływ wzrostu siły jonowej roztworu oraz zmiany ph na odzysk analitów. O ile wpływ zmiany siły jonowej w technice DLLME na odzysk analitów nie zawsze jest możliwy do przewidzenia, o tyle wpływ ph dla związków o wyraźnym charakterze zasadowym lub kwaśnym może być wstępnie oszacowany przed wykonaniem eksperymentu. Przykładowo, dla analitów o charakterze kwaśnym prowadzenie ekstrakcji przy ph wyższym od ich wartości pk a powoduje najczęściej wyraźne obniżenie odzysku ze względu na występowanie tych związków w fazie wodnej w formie zjonizowanej (Rys. 5) [H5]. 14

Rys. 5. Zależność odzysku oznaczanych związków od ph fazy wodnej. Wartości pk a poszczególnych związków: naproksen - 4,2; ketoprofen - 4,4; ibuprofen - 4,5; diklofenak - 4,0 [H5]. Opracowane metody jednostopniowej ekstrakcji techniką DLLME wykorzystałam z powodzeniem do oznaczania chemicznych zanieczyszczeń wód powierzchniowych na poziomie stężeń śladowych [H1,H2] oraz do analitycznej kontroli procesów biodegradacji niejonowych związków powierzchniowo czynnych [H3,H4]. Badania dotyczące oznaczania alkilofenoli i ich oksyetylatów, omówione w jednej z tych prac [H1], są częścią szerszego projektu mającego na celu opracowanie metod oznaczania alkilofenoli i ich oksyetylatów oraz wykorzystanie ich w monitoringu tych zanieczyszczeń w wodach polskich rzek [15-18]. Opracowane metody wydzielania analitów z użyciem techniki DLLME okazały się bardzo przydatne do kontroli analitycznej procesów biodegradacji surfaktantów. Między innymi, zastosowane dla nowej grupy związków powierzchniowo czynnych jakimi są oksypropylenowane alkilofenole, pozwoliły na uzyskanie wyników niezbędnych do ustalenia mechanizmu ich biodegradacji [H3,H4]. Technika DLLME podobnie jak klasyczna ekstrakcja w układzie ciecz-ciecz - nie zawsze umożliwia uzyskanie wysokiego odzysku analitów. Dla bardziej polarnych związków współczynniki podziału dla testowanych układów ekstrakcyjnych często nie umożliwiają uzyskania satysfakcjonujących wyników. W przypadku związków o charakterze kwasów lub zasad odpowiednie dobranie ph, tak aby anality 15

w próbce występowały w formie niezjonizowanych cząsteczek, prowadzi do uzyskania lepszych wyników [H5,H6]. Mimo zoptymalizowania wszystkich istotnych parametrów procesu ekstrakcji, odzysk analitów nie zawsze jest na wysokim, zadowalającym poziomie. Taki stan rzeczy wynika ze specyfiki konkretnego układu ekstrakcyjnego i charakteru analitów. Często takie problemy występują w przypadku konieczności regulacji ph przez dodatek kwasu, co prowadzi do zwiększenia siły jonowej w analizowanej próbce wody. W wyniku tego pogorszyć może się zdyspergowanie rozpuszczalnika ekstrakcyjnego w fazie wodnej. W takim przypadku, w metodach wstępnego przygotowania próbki wykorzystujących technikę DLLME, często stosuje się odpowiednie współczynniki korygujące niecałkowity odzysk. Znaczne poprawienie odzysku analitów na etapie wydzielania i wzbogacania techniką DLLME jest także możliwe poprzez wykonanie ekstrakcji dwustopniowej. W takim przypadku połączone ekstrakty z obydwu stopni odparowuje się i rekonstytuuje w wybranym rozpuszczalniku. Tego typu procedury ekstrakcyjne, z wykorzystaniem techniki DLLME, opracowałam dla kilku substancji o charakterze polarnym. Zastosowałam w nich wspomaganą ultradźwiękami ekstrakcję dwustopniową z próbek wody po uprzednim skorygowaniu ich ph. Użycie ultradźwięków wspomagało tworzenie się dyspersji w próbkach o zwiększonej dodatkiem kwasu sile jonowej. Dwustopniowa ekstrakcja w tych warunkach doprowadziła do uzyskania satysfakcjonujących wyników (Rys. 6) [H5,H6]. Opracowane metody z użyciem dwustopniowej ekstrakcji techniką DLLME zastosowałam do oznaczania zanieczyszczeń środowiska wodnego [H5] oraz do kontroli analitycznej procesów biodegradacji [H7] Oznaczanymi przeze mnie zanieczyszczeniami wód powierzchniowych były leki przeciwzapalne o szerokim rozpowszechnieniu [H5]. Przedostają się one do środowiska wodnego bezpośrednio lub w wyniku niepełnej degradacji w oczyszczalniach ścieków, wpływając negatywnie na wiele organizmów wodnych. Zajmowałam się oznaczaniem stężenia czterech wybranych leków przeciwzapalnych w dwóch rzekach przepływających przez teren Poznania. Otrzymane wyniki nie odbiegają znacząco od prezentowanych w innych pracach [H5,19-24]. Można zatem wnioskować, że problem zanieczyszczenia wód powierzchniowych lekami przeciwzapalnymi jest problemem globalnym. Ponadto w moich badaniach stwierdziłam występowanie trzech z oznaczanych leków w wodzie wodociągowej [H5]. Woda ta pochodzi z ujęcia zlokalizowanego pod dnem rzeki Warty przepływającej przez Poznań. Migracja tych zanieczyszczeń do wody pitnej z oczywistych względów nie jest pożądanym zjawiskiem. Opracowana przeze mnie metoda dwustopniowej ekstrakcji ramnolipidów techniką DLLME [H6] wykorzystana została do kontroli analitycznej procesów biodegradacji. Pozwoliła ona oszacować skład mieszaniny ramnolipidów produkowanych przez trzy szczepy bakterii Pseudomonas aeruginosa 16

wyizolowane z gleby zanieczyszczonej olejem napędowym [H7]. Ramnolipidy produkowane są przez te oraz inne szczepy bakterii w celu łatwiejszego pozyskiwania nierozpuszczalnych w wodzie substancji odżywczych np. węglowodorów. Migracja tych zanieczyszczeń do wody pitnej z oczywistych względów nie jest pożądanym zjawiskiem. Rys. 6. Wpływ dwustopniowej ultradźwiękami na odzysk oznaczanych związków [H5] ekstrakcji techniką DLLME i dodatkowego wspomagania W trakcie kilku ostatnich lat poświęconych na badania naukowe w zakresie rozwoju i aplikacji techniki ekstrakcyjnej DLLME, opracowałam szereg procedur analitycznych wykorzystujących ją na etapie przygotowania próbki do analizy i pokazałam ich praktyczną przydatność. W tym czasie techniką DLLME zaczęła interesować się coraz szersza grupa naukowców, a w czasopismach naukowych zaczęło pojawiać się coraz więcej prac referujących nowe wyniki badań uzyskane z wykorzystaniem tej techniki. Postanowiłam więc dokonać przeglądu publikacji jakie ukazały się w tym zakresie w światowej literaturze naukowej [H8]. Co charakterystyczne, spośród ponad 100 opublikowanych prac znaczna część dotyczy mikroekstrakcji różnych analitów do rozpuszczalników chloroorganicznych. Pojawiły się też prace, w których opisano zastosowanie cieczy jonowych i rozpuszczalników organicznych o niskiej gęstości (np. heksan, cykloheksan, 1-undekanol, 1- dodekanol) w charakterze rozpuszczalników ekstrahujących w technice DLLME. Prowadzenie 17

ekstrakcji z użyciem rozpuszczalników lżejszych od wody wymaga specyficznego osprzętu w postaci probówek wirówkowych o specyficznej konstrukcji lub zamrażania rozpuszczalnika po ekstrakcji. Bardzo interesujące okazały się publikacje referujące wyniki badań nad zastosowaniem cieczy jonowych jako rozpuszczalników ekstrahujących w technice DLLME. Temu zagadnieniu poświęciłam w mojej pracy przeglądowej sporo miejsca, gdyż uważam, że jest to bardzo obiecujący kierunek rozwoju techniki DLLME ze względu na szeroką gamę dostępnych cieczy jonowych, jak i łatwość wykonania mikroekstrakcji przy użyciu cieczy o gęstości większej niż gęstość wody. Można stwierdzić, że obecnie wyraźnie dominuje zastosowanie techniki DLLME do ekstrakcji związków organicznych. Widoczny jest jednak także wzrost liczby publikacji opisujących wyniki badań nad zastosowaniem techniki DLLME do wstępnego przygotowania próbek wody przeznaczonych do oznaczania jonów metali (Rys. 7). Bardzo obiecujący, bo umożliwiający uzyskanie wysokiego współczynnika wzbogacenia, jest też trend do łączenia techniki DLLME z innymi technikami wydzielania np. z ekstrakcją do fazy stałej [H8]. Rys. 7. Wzrost ilości publikacji dotyczących rozwoju i zastosowań techniki DLLME w pierwszych latach po jej wprowadzeniu [H8]. Przygotowanie publikacji przeglądowej dało mi możliwość kompleksowego spojrzenia na główne trendy rozwojowe i problemy aplikacyjne techniki DLLME, ukierunkowując moją dalszą pracę 18

naukową w tym zakresie. Jej efektem było opracowanie metody oznaczania alkoholu dodecylowego i jego krótkołańcuchowych oksyetylatów z zastosowaniem ekstrakcji do fazy stałej połączonej z techniką DLLME [H9]. Dla próbek wody rzecznej uzyskałam współczynniki wzbogacenia rzędu 800-1000. Umożliwiło to oznaczenie alkoholu dodecylowego i jego oksyetylatów na poziomie kilku nanogramów na litr, co jest wystarczające do analizy ilościowej tych związków w wodzie rzecznej [H9]. W próbkach wody z rzeki Warty oznaczałam od kilkudziesięciu do ponad 800 ng/l alkoholu dodecylowego i jego oksyetylatów (Rys. 8) [H9]. Rys. 8. Stężenie dodekanolu i jego oksyetylatów w rzece Warcie oznaczone w grudniu 2011, styczniu 2012 i lutym 2012 [H9]. W kolejnej publikacji [H10] opisałam wyniki badań, których efektem było opracowanie nowej metody oznaczania jonów miedzi. Zaproponowałam wydzielanie tych jonów z próbki wodnej w postaci kompleksu z dietyloditiokarbaminianem sodu (DDTC). Jako rozpuszczalnik ekstrahujący zastosowałam ciecz jonową - bis[(trifluorometylo)sulfonylo]imidek 1-heksylo-3-metyloimidazoliowy (HMIMNTf 2 ), otrzymywaną in-situ w próbce wodnej, w reakcji chlorku 1-heksylo-3- metyloimidazoliowego z bis[(trifluorometylo)sulfonylo]imidkiem litu. Powstająca ciecz jonowa HMIMNTf 2 jest nierozpuszczalna w wodzie. Wydziela się ona w formie dyspersji w fazie wodnej (Rys. 9), dlatego w tej metodzie nie jest potrzebny dodatkowo rozpuszczalnik dyspergujący, mimo że 19

wytworzona ciecz jonowa ma wysoką lepkość. Gdyby ekstrakcja była wykonywana za pomocą gotowej cieczy jonowej, jej wysoka lepkość mogłaby prowadzić do problemów z właściwym zdyspergowaniem. Zdyspergowana w próbce wody ciecz jonowa HMIMNTf 2 zawiera wydzielony z tej próbki kompleks jonów miedzi z DDTC. Po odwirowaniu z probówki usuwa się wodę, a zawierającą anality ciecz jonową miesza się z etanolem, w celu uzyskania roztworu o niższej lepkości. W tak otrzymanym roztworze etanolowym oznaczane jest stężenie analitów techniką elektrotermicznej atomowej spektrometrii absorpcyjnej. Rys. 9. Schemat przeprowadzania ekstrakcji techniką DLLME przy wykorzystaniu cieczy jonowej tworzonej in situ w analizowanej próbce wody [H10]. Opracowana metoda charakteryzuje się bardzo korzystną granicą wykrywalności jonów miedzi (4 ng/l), dlatego mogła zostać wykorzystana do ich oznaczania w próbkach wody wodociągowej, mineralnej i wody z jezior. Najniższe stężenia oznaczono dla wody mineralnej, a nieco wyższe dla wody z jezior. Stężenia jonów miedzi w wodzie wodociągowej były bardzo zróżnicowane, jednak w większości przypadków znacznie wyższe od stężeń w wodzie mineralnej i wodzie z jezior (Tabela 1) [H10]. Na stężenie jonów miedzi w wodzie wodociągowej może mieć wpływ szereg czynników, włączając rodzaj i stan techniczny rur wodociągowych, poziom zasolenia (twardość wody), odczyn, temperaturę oraz czas przebywania wody w systemie wodociągowym (zwłaszcza w rurach). 20

Uwzględniając, że najwyższe stężenie jonów miedzi oznaczone w trakcie moich badań wynosiło około 70 µg/l [H10], można stwierdzić, że kontrola stanu technicznego instalacji wodociągowych powinna być procedurą rutynową nie tylko na etapie rozruchu, ale także w trakcie ich użytkowania, gdy przeznaczone są do pobierania wody pitnej. Tabela 1 Stężenie jonów miedzi w środowiskowych próbkach wody (podano wartości średnie z 5 pomiarów ± odchylenie standardowe) [H10]. Numer Cu Rodzaj próbki próbki [µg/l] 1 29,44 ± 0,71 2 68,80 ± 2,97 3 6,24 ± 0,21 4 1,32 ± 0,05 5 0,35 ± 0,02 6 woda kranowa 1,55 ± 0,07 7 0,51 ± 0,03 8 22,90 ± 0,80 9 7,44±0,33 10 25,66±0,68 11 8,97±0,30 12 1,00 ± 0,07 13 0,256 ± 0.021 14 woda z jeziora 1,89 ± 0,12 15 0,64 ± 0,04 16 21,2 a ± 2,0 17 89,3 a ± 7,0 18 0,138 ± 0.009 woda mineralna 19 0,105 ± 0.006 20 0.320 ± 0.018 a ng/l 21

W ostatniej publikacji [H11] włączonej do omawianego cyklu przedstawiłam wyniki badań nad opracowaniem nowatorskiej metody, w której anality ekstrahowane są do cieczy jonowej tworzonej in situ w analizowanej próbce, w obecności tetratlenku triżelaza. Po zakończeniu etapu ekstrakcji ciecz jonowa z wyekstrahowanymi do niej analitami zbierana jest przy pomocy magnesu. W metodzie tej, w celu wykonania ekstrakcji do próbki wody dodaje się tetratlenek triżelaza w formie nanocząstek oraz chlorek 1-butylo-3-metyloimidazoliowy i bis[(trifluorometylo)sulfonylo]imidek litu, które są substratami do utworzenia cieczy jonowej. Procedura nie wymagała zastosowania rozpuszczalnika dyspergującego. Wytworzony w reakcji bis[(trifluorometylo)sulfonylo]imidek (1- butylo-3-metyloimidazoliowy BMIMNTf 2 ) posłużył do ekstrakcji pochodnych fenolu o działaniu zakłócającym równowagę hormonalną. Po wykonaniu ekstrakcji, za pomocą magnesu neodymowego zebrałam BMIMNTf 2 osadzony na cząstkach Fe 3 O 4, rozpuściłam go w metanolu i poddałam analizie chromatograficznej. Opracowana procedura nie wymagała odwirowywania, co pozwoliło na znaczące zwiększenie objętości próbki, a tym samym współczynników wzbogacenia dla oznaczanych związków [H11]. Wyniki prowadzonych przeze mnie badań zostały opublikowane w czasopismach o zasięgu międzynarodowym i prezentowane na konferencjach naukowych. Wykaz publikacji i komunikatów, których jestem autorką, wraz z opisem mojego udziału zamieściłam w osobnym dokumencie. LITERATURA 1. S. Pedersen-Bjergaard, K.E. Rasmussen, T. Grønhaug Halvorsen, Liquid-liquid extraction procedures for sample enrichment in capillary zone electrophoresis. Chromatography A 902 (2000) 91-105. 22 Journal of 2. A. Żwir-Ferenc, M. Biziuk, Solid phase extraction technique trends, opportunities and applications. Polish Journal of Environmental Studies 15 (2006) 677-690. 3. J. Rychłowska, A. Zgoła, T. Grześkowiak, Z. Łukaszewski, Isolation of poly(propylene glycols) from water for quantitative analysis by reverse-phase liquid chromatography. Journal of Chromatography A 1021 (2003) 11-17. 4. A. Zgoła-Grześkowiak, T. Grześkowiak, J. Zembrzuska, Z. Łukaszewski, Comparison of biodegradation of poly(ethylene glycol)s and poly(propylene glycol)s. Chemosphere 64 (2006) 803-809. 5. A. Zgoła-Grześkowiak, T. Grześkowiak, J. Zembrzuska, M. Frańska, R. Frański, T. Kozik, Z. Łukaszewski, Biodegradation of poly(propylene glycol)s under the conditions of the OECD screening test. Chemosphere 67 (2007) 928-933.

6. C.L. Arthur, J. Pawliszyn, Solid phase microextraction with thermal desorption using fused silica optical fibers. Analytical Chemistry 62 (1990) 2145-2148. 7. E. Baltussen, P. Sandra, F. David, C. Cramers, Stir bar sorptive extraction (SBSE), a novel extraction technique for aqueous samples: Theory and principles. Journal of Microcolumn Separations 11 (1999) 737-747. 8. S. Pedersen-Bjergaard, K.E. Rasmussen, Liquid-liquid-liquid microextraction for sample preparation of biological fluids prior to capillary electrophoresis. Analytical Chemistry.71 (1999) 2650-2656. 9. M.A. Jeannot, F.F. Cantwell, Solvent microextraction into single drop. Analytical Chemistry 68 (1996) 2236-2240. 10. M.A. Jeannot, F.F. Cantwell, Mass transfer characteristic of solvent extraction into a single drop at the tip of a syringe needle. Analytical Chemistry 69 (1997) 235-239. 11. M. Rezaee, Y. Assadi, M.-R. Milani Hosseini, E. Aghaee, F. Ahmadi, S. Berijani, Determination of organic compounds in water using dispersive liquid-liquid microextraction. Journal of Chromatography A 1116 (2006) 1-9. 12. A.V. Herrera-Herrera, M. Asensio-Ramos, J, Hernández-Borges, M.A. Rodríguez-Delgado, Dispersive liquid-liquid microextraction for determination of organic analytes. TRAC Trends in Analytical Chemistry 29 (2010) 728-751. 13. M. Rezaee, Y. Yamini, M. Faraji, Evolution of dispersive liquid-liquid microextraction method. Journal of Chromatography A 1217 (2010) 2342-2357. 14. C.F. Poole, S.K. Poole, Extraction of organic compounds with room temperature ionic liquids. Journal of Chromatography A 1217 (2010) 2268-2286. 15. A. Zgoła-Grześkowiak, T. Grześkowiak, R. Rydlichowski, Z. Łukaszewski, Determination of nonylphenol and short-chained nonylphenol ethoxylates in drain water from an agricultural area. Chemosphere 75 (2009) 513-518. 16. A. Zgoła-Grześkowiak, T. Grześkowiak, Liquid chromatography with fluorescence detection as a tool for separation of endocrine disrupting alkylphenols and their mono- and diethoxylates in analysis of river water samples. Tenside Surfactants Detergents, 46 (2009) 200-204. 17. A. Zgoła-Grześkowiak, T. Grześkowiak, R. Rydlichowski, Z. Łukaszewski, Concentrations of endocrine disrupting alkylphenols and their mono- and diethoxylates in sediments and water from artificial Lake Malta in Poland. Tenside Surfactants Detergents, 47 (2010) 222-227. 23

18. A. Zgoła-Grześkowiak, T. Grześkowiak, Determination of alkylphenols and their short-chained ethoxylates in Polish river waters. International Journal of Environmental Analytical Chemistry, 91 (2011) 576-584. 19. S. Marchese, D. Perret, A. Gentili, R. Curini, F. Pastori Determination of non-steroidal antiinflammatory drugs in surface water and wastewater by liquid chromatography-tandem mass spectrometry. Chromatographia 58 (2003) 263 269. 20. M.D. Hernando, E. Heath, M. Petrovic, D. Barceló Trace level determination of pharmaceutical residues by LC-MS in natural and treated waters. A pilot survey study. Analytical and Bioanalytical Chemistry 385 (2006) 985 991. 21. H.-Ch. Chen, P.-L. Wang, W.-H. Ding Using liquid chromatography-ion trap mass spectrometry to determine pharmaceutical residues in Taiwanese rivers and wastewaters. Chemosphere 72 (2008) 863 869. 22. S. Zhang, Q. Zhang, S. Darisaw, O. Ehie, G. Wang Simultaneous quantification of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs), polychlorinated biphenyls (PCBs), and pharmaceuticals and personal care products (PPCPs) in Mississippi river water, in New Orleans, Louisiana, USA. Chemosphere 66 (2007) 1057 1069. 23. S. Wiegel, A. Aulinger, R. Brockmeyer, H. Harms, J. Löffler, H. Reincke, R. Schmidt, B. Stachel, W. von Tümg, A Wanke Pharmaceuticals in the river Elbe and its tributaries. Chemosphere 57 (2004) 107 126. 24. J. Dębska, A. Kot-Wasik, J. Namieśnik Determination of nonsteroidal antiinflammatory drugs in water samples using liquid chromatography coupled with diode-array detector and mass spectrometry. Journal of Separation Science 28 (2005) 2419 2426. 24