STAWONOGI PASOŻYTNICZE I ALERGENNE STAWONOGI PASOŻYTNICZE I ALERGENNE

STAWONOGI PASOŻYTNICZE I ALERGENNE STAWONOGI PASOŻYTNICZE I ALERGENNE Tom Tom II II Pod Redakcją Alicji Buczek Katedra i Zakład Biologii Parazytologii Uniwersytet Medyczny w Lublinie Czesława Błaszaka Zakład Morfologii Zwierząt Uniwersytet im. Adama Mickiewicza w Poznaniu LUBLIN 2019 ISSN 2657-6481 1

Wydawca: KOLIBER- Oficyna Wydawnicza Fundacji na Rzecz Zwalczania Kleszczy i Profilaktyki w Chorobach Odkleszczowych w Lublinie, 20-093 Lublin, ul. W. Chodźki 5 lok. 74, mjb@onet.pl www.kleszcze.pl Recenzenci Tomu II: dr hab. Katarzyna Bartosik dr hab. Magdalena Nowak-Chmura, prof. UP prof. dr hab. Czesław Błaszak prof. dr hab. Alicja Buczek prof. dr hab. Ewa Dzika ISSN 2657-6481 2

Spis treści Ixodes crenulatus Koch, 1844 i Ixodes canisuga Johnston, 1849; jeden czy dwa gatunki? Karbowiak G.... 4 Charakterystyka populacji Dermacentor reticulatus na terenie gminy Ciechanowiec Trzeszczkowski A.K., Dunaj J., Pancewicz S.... 38 Behawior Dermacentor reticulatus (Fabricius, 1794) w warunkach naturalnych we wschodniej Polsce- aktualny stan wiedzy Woźniak A., Zając Z., Kulisz J.... 47 Bezpośrednie następstwa żerowania kleszczy (Acari: Ixodida) u zwierząt domowych i człowieka wybrane aspekty Kocoń A, Nowak-Chmura M., Buczek W.... 58 Spiroplasma spp. in Ixodes and Dermacentor ticks - overview Dunaj J., Moniuszko A., Pancewicz S.... 65 The state of research on the infestation of companion animals by ticks (Ixodida) and their epizootiological role in Poland Rudek M., Buczek W., Buczek A.M., Błaszkiewicz P.S., Kulina D., Ciura D., Buczek A.... 73 Demodex species in human and animal skin diseases Sędzikowska A., Dybicz M., Twarowska Małczyńska J., Garbacewicz Ł.... 90 Epidemiologia zakażeń wywołanych przez roztocze z rodzaju Demodex... 97 Łukasik P., Sędzikowska A., Bartosik K., Buczek W., Nowomiejska K., Rejdak R.... 97 Czy jesteśmy bezpieczni w naszych mieszkaniach? Kocoń A., Nowak-Chmura M., Kłyś M., Malejky-Kłusek N.... 109 The role of millipedes (Diplopoda) in nature Kania G.... 118 Selected aspects of millipede s biology (Diplopoda). Part II Jung M., Kania G.... 131 Repelentne działanie anetolu na kapturnika zbożowca Rhyzopertha dominica F. (Coleoptera: Bostrichidae) Izdebska A., Kłyś M., Malejky-Kłusek N., Chomicz L.... 135 Czynniki biologiczne wykorzystywane do zwalczania motyli - szkodliwych stawonogów magazynowych Malejky-Kłusek N., Kłyś M., Izdebska A., Kocoń A., Chomicz L.... 144 Ocena wpływu ekstraktów roślinnych na krętki Borellia burgdorferi w warunkach in vitro Dudek S., Wojnar W., Kaczmarczyk-Sedlak I.... 156 3

Ixodes crenulatus Koch, 1844 i Ixodes canisuga Johnston, 1849; jeden czy dwa gatunki? Grzegorz Karbowiak Instytut Parazytologii im. Witolda Stefańskiego Polskiej Akademii Nauk w Warszawie ul. Twarda 51/55, 00-818 Warszawa, email: grzgrz@twarda.pan.pl Abstract The ticks Ixodes crenulatus and Ixodes canisuga have been described independently of each other in the first half of the 19th century. The features of their morphology and biology are convergent - therefore, they are considered by some Authors synonymous, but in new review works also for separate species. The analysis of the literature available shows that these names function as substitutea - in faunistic and epidemiological works only one of these species is always found. The determination keys for tick include only one of these species usually. Analysis of occurrence records of these species shows that their ranges coincide with the range of impact of the keys to ticks determination, according to the species included. These data suggest that I. crenulatus and I. canisuga are the single species. According to the principle of priority contained in the International Code of Zoological Nomenclature, the valid name should be Ixodes crenulatus Koch, 1844. Streszczenie Kleszcze Ixodes crenulatus i Ixodes canisuga zostały opisane niezależnie od siebie w pierwszej połowie XIX wieku. Opisy ich morfologii oraz biologii są zbieżne z tego względu uznawane bywają przez niektórych Autorów za synonimy, jednak w nowych pracach przeglądowych także za oddzielne gatunki. Analiza dostępnej literatury wykazuje, że nazwy te występują zastępczo w pracach faunistycznych i o charakterze epidemiologicznym zawsze stwierdzany jest tylko jeden z tych gatunków. Klucze do oznaczania kleszczy uwzględniają także tylko jeden z nich. Analiza danych o występowaniu tych gatunków wykazuje, że ich zasięgi pokrywają się z zasięgiem oddziaływania kluczy do oznaczania kleszczy determinujących odpowiedni gatunek. Dane te sugerują, że I. crenulatus i I. canisuga są jednym gatunkiem. Zgodnie z zasadą priorytetu zawartą w Międzynarodowym Kodeksie Nomenklatury Zoologicznej, obowiązującą nazwą powinna być Ixodes crenulatus Koch, 1844. Wstęp Kleszcze podrodzaju Pholeoixodes są pasożytami gniazdowymi ssaków drapieżnych oraz małych ptaków. Ponieważ można je pozyskać praktycznie tylko z ciał żywicieli oraz z ich gniazd, są słabiej poznane niż typowi przedstawiciele rodzaju Ixodes. Systematyka tych kleszczy ulegała wielu zmianom od czasu opisania podrodzaju, i do dzisiaj nie została definitywnie ustalona. Dwoma spornymi gatunkami są występujące na drapieżnych kleszcze Ixodes 4

canisuga oraz Ixodes crenulatus. Gatunki te opisane zostały niezależnie od siebie w pierwszej połowie XIX wieku w Niemczech oraz w Anglii, od tej pory do dzisiaj uznawane są albo za synonimy albo za grupę blisko spokrewnionych gatunków. W artykule podjęta została próba zebrania opisów morfologicznych oraz danych o biologii obydwu gatunków z zakresu dostępnej literatury, oraz poddania ich krytycznemu przeglądowi. Polskie terminy morfologiczne i biologiczne zostały użyte zgodnie z opracowaniem Siudy (1993). Ixodes (Pholeoixodes) crenulatus Koch, 1844 - Kleszcz lisi. Synonimy: Ixodes canisuga Johnston, 1849; Ixodes melicola Schulze et Schlottke, 1929; Ixodes sciuricola Schulze, 1932; Ixodes barbarossae Schulze, 1937; Ixodes latirostris, Schulze, 1937; Ixodes vulpicola Schulze, 1937; Ixodes vulpinus Schulze, 1937; Ixodes filippovae Cerny, 1961; Ixodes bakonyensis Babos, 1964; Ixodes danyi Babos, 1964. Pierwszy opis gatunku podał Koch w roku 1844, na podstawie okazów zebranych z borsuków (Koch, 1844). Kontur ciała samicy łagodnie jajowaty, jasnej barwy, z łukowato zagiętymi bokami i lekko zaokrąglonymi krawędziami. Na tylnej krawędzi ciała widoczne są nieznaczne cztery wycięcia, po stronie brzusznej odbiegają od nich bruzdy, z których dwie środkowe otaczają odbyt, dwie boczne biegną wzdłuż boków ciała aż do tylnych kończyn. Tarczka grzbietowa w kształcie serca, na niej dość wyraźnie widoczne są dwie podłużne bruzdy ciągnące się do tylnej krawędzi; powierzchnia tarczki drobno kropkowana. Samiec jest mniejszy i krótszy. Przód ciała jak u samicy. Bruzdy na brzuchu głębsze, bruzdy grzbietowe są dość podobne. Głaszczki pokryte są szczecinami, dość krótkie, szerokie, zaokrąglone bulwiasto od wewnątrz, otwory antenowe (pola porowate - GK) owalne, nogi długie i nieco krępe. Samce są dość szerokie, po stronie brzusznej i grzbietowej prawie tego samego koloru. Biodra i nogi są u nich delikatniejsze, tułów jest żółty, z czarnym punktem po bokach głowy. Płytka grzbietowa, głowa, biodra i nogi samic rdzawo-żółte, po obu stronach głowy czarna plama; brzuch jasny, ochrowo żółty. Larwy są jasnożółte, nogi koloru żółtej ochry. Częsty na borsuku (przekład G.K.). Dokładny opis tego gatunku podał Siuda (1993), opierając się na zebranej literaturze, w tym w przeważającej części na opisie Filippovej (1977). Autorzy ci wymieniają dokładne cechy morfologiczne samców, samic, nimf i larw. Ze względu na potrzebę porównania z morfologią I. canisuga, zostaje przytoczony prawie oryginalny opis, jedynie z niewielkimi zmianami: Morfologia samicy Idiosoma. Ciało okazów głodnych około 2,1 mm długie i 1,3 mm szerokie, u okazów najedzonych około 8 mm długie i 5 mm szerokie. Tarczka grzbietowa i nogi żółtawobrązowe. Tarczka grzbietowa nieco dłuższa niż szeroka, w zarysie sercowata. Łopatki ostro zakończone, przyśrodkowo zagięte. Pola boczne tarczki grzbietowej całkowicie pokryte pofałdowaniami tworzącymi grzebieniasty wałek lub kilka grzebyków. Pola szyjne bez podłużnej grzebieniastej rzeźby lub z delikatnymi podłużnymi rysami. Punktacja powierzchniowa, mniej więcej równomiernie rozmieszczona na polu środkowym i polach bocznych tarczki grzbietowej. Bruzdy szyjne w kształcie płytkich, łukowatych żłobków ciągnących się do tylno-bocznych krawędzi tarczki grzbietowej. 5

Bruzdy boczne wyraźne, głębokie. Jeżeli są, z zewnątrz ograniczona je pojedynczy grzebieniem rzeźby; na polu bocznym, przebiegają w linii prostej; jeżeli na polu bocznym jest kilka grzebieniastych wzniesień są faliste. Otwór płciowy w kształcie łuku, położony na poziomie tylnej krawędzi bioder II pary nóg. Tarczki oddechowe nieregularnie owalne, ułożone poprzecznie lub skośnie. Gnatosoma. Kolor żółtawo-brązowy, wielkość od strony grzbietowej około 0,6 mm 0,49 mm (dł. sz.). Podstawa gnatosomy od strony grzbietowej trapezowata, krawędź tylna grzbietowa podstawy prosta lub z lekkim wcięciem pośrodku, kąty tylno-boczne podstawy gnatosomy leżą na poziomie jej tylnej krawędzi lub są nieco przesunięte ku przodowi. Brak rogów grzbietowych. U samic pola porowate okrągłe lub nieregularnie okrągłe, kielichowato wgłębione do wewnątrz, oddalone od siebie od około 1/2 do całej średnicy pola i od tylnej krawędzi podstawy gnatosomy oddzielone pasmem gładkiej chityny. Pola porowate rozdzielają esowato wygięte fałdy, biegnące od przednio-bocznych do tylnej krawędzi podstawy gnatosomy, pomiędzy nimi, w osi podstawy, jest podłużny żłobek. Krawędź tylna podstawy gnatosomy od strony brzusznej zaokrąglona, brak rogów brzusznych. Wyrostki aurikularne w kształcie mocnych, łukowato zgiętych fałdów. Granica pomiędzy członami II i III głaszczków niewyraźna, człon II od strony przyśrodkowej wypukły; przednia krawędź II i tylna III członów równej długości. Hypostom najszerszy w przedniej trzeciej części, do tyłu nieco się zwęża; daje się wyodrębnić szyjka hypostomu. Wierzchołek hypostomu zaokrąglony, przytępiony. Uzębienie hypostomu: korona z 2-3 rzędów ząbków, uzębienie trzonu 3/3 (2 1/1 2) lub 4/4 (2-2/2-2) - szeregi przyśrodkowe i dodatkowe ograniczone do około 1/4 wierzchołkowej części hypostomu. Nogi. Biodra I pary nóg z zaznaczonym kątem tylno-przyśrodkowym, brak przy tym kolca tylnego przyśrodkowego. Biodra nóg II pary nóg nieco szersze od bioder III pary, ich krawędź przyśrodkowa łukowata. Na wszystkich biodrach widoczny niewielki kolec tylny zewnętrzny. Długość I członu stopy 0,54 mm. Opisy morfologii samicy I. crenulatus podawane przez innych Autorów, których nie uwzględnili Filippova (1977) i Siuda (1993), lub zostały opublikowane później, są krótsze lub ograniczają się do podania kilku najważniejszych cech, z reguły zgodnych z powyższymi danymi; nie ma więc potrzeby ich przytaczać, z wyjątkiem nielicznych dodatkowych informacji, uzupełniających powyższy opis. Różnice dotyczą z reguły wielkości, i mieszczą się w zakresie zmienności osobniczej. I tak, Sonenshine i in. (1969) podają szczegóły budowy idiosomy mogące uzupełnić powyższą charakterystykę; pozostałe dane morfologiczne w ich opracowaniu zgodne są z opisem Siudy (1993) i Filippovej (1977): - Wielkość ciała 2,50 2,68 1,44 1,59 (dł. sz.). Tarczka grzbietowa w tylnej części zwężona, najszersza w 2/3 patrząc od przodu. Punktacja na tarczce grzbietowej opatrzona drobnymi szczecinami. Bruzdy boczne nie dosięgają tylnej krawędzi tarczki grzbietowej. Rozmiary otworu odbytowego - dł. 0,052 0,108 mm, szer. 0,09 0,14 mm, tarczki oddechowej - dł. 0,17 0,19 mm, szer. 0,13 0,18. Dalsze nowe szczegóły można znaleźć w opracowaniu Rošickiego (1953): - Kolor ciała od jasnobrązowego do złocistego. Głaszczki, kiedy złożone, nie zakrywają pochwy chelicer. Biodra I z małym kolcem wewnętrznym, biodra I IV bez kolców zewnętrznych. Przylgi małe, nie dosięgają końców pazurków. 6

Morfologia samca Idiosoma. Ciało szerokoowalne, 2,4-2,6 mm długie, 1,7-1,85 mm szerokie, najszersze w połowie długości; fałd brzeżny dobrze wykształcony, karby na grzbietowej stronie tylnej krawędzi idiosomy słabo zaznaczone. Tarczka grzbietowa o powierzchni błyszczącej, gładkiej, lekkie pomarszczenia widoczne są tylko na łopatkach; łopatki szerokie, zaokrąglone, pseudoscutum nie zaznaczone. Punktacja tarczki grzbietowej drobna lub średniej wielkości, rozmieszczona równomiernie po całej jej powierzchni. Bruzdy szyjne z podłużnymi zagłębieniami, w miejscu odpowiadającym tylnobocznym krawędziom pseudoscutum i w tyle poza nią. Otwór płciowy położony pomiędzy poziomami II i III pary bioder. Tarczka środkowa około 1,3 razy dłuższa niż szeroka, najszersza w tylnej połowie. Tarczka odbytowa od przodu zaokrąglona, z bocznymi krawędziami nieznacznie rozbieżnymi przy tylnej krawędzi ciała. Tarczki przyodbytowe mniej więcej tak szerokie z tyłu jak z przodu. Tarczka międzybiodrowa nieregularnie trapezowata. Punktacja tarczek brzusznych drobna do średniej. Szczeciny delikatne, krótkie. Tarczki oddechowe prawie okrągłe. Gnatosoma. Wielkość gnatosomy od strony grzbietowej około 0,36 mm 0,22 mm (dł. sz.). Patrząc od strony grzbietowej, podstawa gnatosomy najszersza jest z przodu, z krawędzią tylną grzbietową lekko wgiętą lub prostą, z nieznacznie odciągniętymi do tyłu kątami tylno-bocznymi. Rogów grzbietowych brak. Powierzchnia grzbietowa z drobnymi pofałdowaniami, bez punktacji. Na stronie brzusznej widoczne są wyrostki aurikularne w kształcie łukowatych, łagodnych fałdek; na powierzchni tylnobocznych kątów podstawy gnatosomy widoczne są skośne chitynowe grzebyki, krawędź tylna podstawy prosta, rogów brzusznych brak. Głaszczki w zarysie podłużnie maczugowate, granica pomiędzy II i III członami głaszczków niewyraźna, człon III u nasady tak szeroki jak przednia krawędź II członu. Nieruchomy palec chelicer z 3 ząbkami wierzchołkowymi. Hypostom z dobrze zaznaczoną szyjką i trójkątnym wcięciem na wierzchołku. Uzębienie o wzorze 3/3. Nogi. Biodra I pary nóg z krótkim kolcem tylnym przyśrodkowym, o zaokrąglonym wierzchołku. Na biodrach II-IV pary nóg widoczny krótki kolec tylny zewnętrzny, wszystkie mniej więcej równej wielkości. Krętarze bez kolców. Długość stopy I 0,45 mm. Wg Sonenshine i wsp. (1969), można dodać do opisu: - Rozmiary ciała samca wynoszą 2,72 1,65-1,75 mm. Tarczka grzbietowa o rozmiarach 2,23 2,67 1,65 mm, wyraźnie punktowana, w tym intensywniej w tylnej trzeciej części, błyszcząca, pokryta drobnymi szczecinami. Bruzdy szyjne krótkie, zbieżne, płytko zaznaczone. Łopatki małe, łagodnie zakończone. Otwór płciowy bardziej szeroki niż długi, o średnicy 0,20 mm. Tarczka oddechowa o rozmiarach 0,25 0,26 0,28 0,30 mm (dł. sz.), widocznych jest w niej 6 do 7 rzędów małych, oddzielnych ampułek. Wymiary tarczki międzybiodrowej 0,26 0,28 0,30 0,31 mm, tarczki środkowej 1,09 1,11 0,30 0,38 mm; tarczki przyodbytowe prostokątne i lekko zakrzywione, 0,91 0,95 0,35 0,38 mm, tarczka odbytowa otoczona bruzdą odbytową, o rozmiarach 0,75 0,88 0,51 0,55 mm; wszystkie tarczki średnio lub mocno punktowane, punkty małe i płytkie, opatrzone licznymi drobnymi szczecinami. Podstawa gnatosomy o wymiarach 0,42 0,26-0,27 mm (dł. sz.). Krawędź podstawy gnatosomy zesklerotyzowana, bez rogów grzbietowych, jej 7

powierzchnia lekko błyszcząca. Od spodu tylna krawędź zaokrąglona, bez wyrostków aurikularnych i zębów. Głaszczki szerokie, pałkowate, wykraczają poza hypostom. Rozmiary głaszczek długość 0,29 mm, szerokość 0,10 mm, człon I 0,05 mm, człon II 0,12 mm, człon III 0,12 mm. Człon I ze szczeciną na krawędzi zewnętrznej, II z 11-13 szczecinami w tym 5 lub 6 położonymi grzbietowo, 6 lub 7 brzusznie; III z 15-16 szczecinami, położonymi 6-7 grzbietowo, 8-9 brzusznie. Uzębienie hypostomu 3/3 w pierwszych 4 rzędach, 2/2 w pozostałych 3 rzędach. Stopa I z wyraźnym garbem, o rozmiarach dł. 0,43mm, sz. 0,12 mm, stopa IV z lekkim garbem, dł. 0,46-0,52 mm, sz. 0,13-0,14 mm. Morfologia nimfy Idiosoma. Wielkość ciała około 1,1 mm 0,9 mm (dł. sz.). Tarczka grzbietowa długości 0,45-0,51 mm, o zarysie pięciokątnym, najszersza w 1/4 długości od przodu, ku tyłowi znacznie się zwężająca. Krawędzie przednio-boczne tarczki grzbietowej lekko wypukłe, kąty boczne rozwarte o zaokrąglonych wierzchołkach, krawędzie tylno-boczne faliste z nieznacznym wpukleniem, krawędź tylna zaokrąglona. Bruzdy szyjne dobiegają do tylno-bocznych krawędzi tarczki grzbietowej, bruzd bocznych brak. Pola szyjno-boczne, w przedniej części pokryte grzebieniastą rzeźbą. Tarczki oddechowe owalne, 0,07-0,10 mm długie i 0,10-0,13 mm szerokie, stosunek długości do szerokości jak 1:(1,2 1,5). Dłuższa średnica pierścienia odbytowego 0,09-0,12 mm, a więc około 1,14 razy krótsza od szerokości tarczki oddechowej. Chetotaksja idiosomy: szczeciny tarczkowe na polu środkowym długości 0,017-0,025 mm, przez co są 1,6-2,0 razy krótsze od szczecin przedbrzeżnych przytarcza (0,030-0,039 mm, 0,033-0,044 mm). Gnatosoma. Wymiary od strony brzusznej 0,41-0,45 mm 0,13 mm (dł. sz.). Podstawa gnatosomy od strony grzbietowej krótsza niż szeroka, o kształcie trapezoidalnym, jej krawędź tylna grzbietowa prosta lub z nieznacznym wpukleniem, kąty tylno-boczne leżą na poziomie tylnej krawędzi, rogów grzbietowych brak. Na stronie brzusznej krawędź tylna prosta, rogów brzusznych brak. Wyrostki aurikularne wyraźne, w kształcie mocnych łukowatych wałeczków. Głaszczki z silnie wypukłymi krawędziami przyśrodkowymi i niemal prostymi, lekko falistymi krawędziami zewnętrznymi. Hypostom 0,18-0,22 mm długi, 1,9-2,2, średnio 2,1 razy krótszy od długości gnatosomy od strony brzusznej, maczugowaty, najszerszy w przedniej trzeciej części, szyjka wyraźna, wierzchołek zaokrąglony, zwykle z małym wierzchołkowym wcięciem. Uzębienie hypostomu: korona z licznych drobnych, ostrych ząbków, uzębienie trzonu 4/4 (2-2/2-2), rzadziej 5/5 (2-3/3-2), szeregi przyśrodkowe i dodatkowe ograniczone do części wierzchołkowej (3-5 małych ząbków w szeregu), szeregi boczny i przyboczny z 6-8 większych zębów. Nogi. Biodra w ogólnym zarysie podobne do bioder samicy, kolców tylnych, przyśrodkowych brak. Wszystkie biodra bez kolców tylnych zewnętrznych. Stopa I pary nóg z wyraźnym uskokowym, grzbietowym zwężeniem na zewnątrz od organu Hallera, 0,30-0,33 mm długa i 3,4-4,1 szeroka, średnio 3,6 razy dłuższa niż szeroka. Wg Sonenshine i wsp. (1969), można dodać do powyższego opisu: - Strona grzbietowa pokryta licznymi szczecinami; chetotaksja brzusznej strony idiosomy: 50 do 53 par szczecin, w tym 7 tarczkowych, 14 do 16 przedbytowych, 2-3 przyodbytowe, 3 odbytowe, 14 zaodbytowych, 9-10 tylno-bocznych. Wielkość tarczki 8

grzbietowej 0,44 0,49 0,49 0,53 mm (sz. dł.). Punktacja rzadka, rozsiana po całej powierzchni. Łopatki małe, tępo zakończone. Na powierzchni tarczki grzbietowej 8 10 par krótkich szczecin. Na powierzchni podstawy gnatosomy od strony brzusznej 2 pary szczecin zahypostomalnych. Długość podstawy gnatosomy 0,19 0,21 mm, szerokość 0,23 0,24 mm. Głaszczki tak długie jak szerokie, równe długości hypostomu, długości 0,22-0,26 mm, szerokości 0,08 0,10 mm; długość członu I głaszczków 0,04 mm, członów II i III razem 0,20 mm; człon I z jedną szczeciną brzuszną, człony II i III z 16 szczecinami, w tym 8 brzusznymi i 8 grzbietowymi. Uzębienie hypostomu 3/3. Nogi umiarkowanie długie, biodra I ze znacznej wielkości uwypukleniem. Chetotaksja biodra I 4 do 6 szczecin, II z 4, III z 3 lub 4, IV z 2 do 3. Stopa I długości 0,26 0,27 mm, szerokości 0,08 do 0,09 mm, stopa IV długości 0,24 0,29 mm, szerokości 0,07 do 0,08 mm. Morfologia larwy Idiosoma. Tarczka grzbietowa 0,21-0,29 mm długa, w zarysie pięciokątna lub sercowata, silnie zwężona w tylnej połowie, najszersza w około 1/3 długości od przodu. Krawędzie tylno-boczne zwykle lekko wklęsłe z wyraźniejszym, trójkątnym zagłębieniem w okolicy szczecin tarczkowych. Chetotaksja idiosomy - szczecinek grzbietowych brzeżnych 7 par, liczba pozostałych szczecin typowa dla podrodzaju. Szczeciny tarczkowe trzy, 0,014-0,022 mm długie i 1,4-2,0 szerokie, średnio 1,8 razy krótsze od przednich szczecinek grzbietowych brzeżnych. Szczeciny międzybiodrowe mniej więcej równej długości. Gnatosoma. Podstawa gnatosomy od strony grzbietowej 0,23-0,26 mm długa i około 0,13 mm szeroka. Krawędź tylna z płytkim, szerokim wcięciem pośrodku; wierzchołki kątów tylno-bocznych ostrokątne, skierowane na boki i przesunięte w przód w stosunku do tylnej krawędzi podstawy gnatosomy, rogów grzbietowych brak. Podstawa gnatosomy na stronie brzusznej bez wyrostków aurikularnych. Głaszczki podłużnie maczugowate, granica pomiędzy członami II i III niewyraźna; zewnętrzne krawędzie głaszczków faliste, brak wyraźnego zewnętrznego rozszerzenia części przy podstawowej II członu głaszczków. Hypostom maczugowaty, najszerszy w przedniej trzeciej części, szyjka zaznaczona, krótka, wierzchołek hypostomu z trójkątnym wierzchołkowym wcięciem. Uzębienie: korona z bardzo drobniutkich ząbków, uzębienie trzonu 3/3 (2 1/1 2) lub 4/4 (2-2/2-2), szeregi przyśrodkowe i dodatkowe ograniczone do wierzchołkowej części hypostomu, w szeregach bocznych 5-7 zębów. Długość hypostomu 0,11-0,12 mm i jest 1,9-2,2, średnio 2,1 razy krótszy od gnatosomy. Nogi. Biodra I bez lub z bardzo krótkim i szerokim kolcem tylnym przyśrodkowym; wszystkie biodra (I-III) bez kolca tylnego zewnętrznego. Szczeciny II i III bioder (0,028-0,033 mm, 0,025-0,030 mm długie) nie więcej niż 1,3 razy krótsze od szczecin grzbietowych brzeżnych idiosomy. Stopa I 0,19-0,21 mm długa i 0,063-0,069 mm szeroka -2,9-3,2 razy dłuższa od szerokości. Wg Sonenshine i wsp. (1969), można dodać do opisu: - Długość ciała larwy 0,67 do 0,96 mm, szerokość 0,43 do 0,60 mm. Grzbiet z 13 do 14 parami szczecin (włączając tarczkę grzbietową): 2 przyśrodkowych, 7 lub 8 brzeżnych, 5 tarczkowych. Szczecin dodatkowych brak. Długość szczecin 0,02 mm. Podstawa gnatosomy od góry prostokątna, z tępo zakończonymi kątami bocznymi. Na stronie 9

brzusznej tylna krawędź zaokrąglona, z 2 parami szczecin zahypostomalnych. Długość głaszczek 0,13 do 0,17 mm, szerokość 0,05 do 0,16 mm. Długość I członu 0,02 mm, członów II i III razem 0,12 mm; człon I bez szczecin, II z 7 lub 8 szczecinkami, III z 6 lub 7, IV z 10 do 12 szczecinami. Hypostom długości 0,10 do 0,12 mm, na wierzchołku zaokrąglony, ząbkowanie 3/3 od przodu, 2/2 od tyłu. Występowanie Notowany zasięg geograficzny kleszcza lisiego Ixodes crenulatus rozciąga się równoleżnikowo od Europy Środkowej po Daleki Wschód. W Europie Środkowej notowany był w Danii (Johnsen 1946), Niemczech (Eichler 1968), Polsce (Siuda 1995, Nowak-Chmura i Siuda 2012, Nowak-Chmura 2013, Karbowiak i in. 2016, 2017), na obecnym pograniczu Słowacji i Węgier (Karpelles 1894). W Rumunii w lat 60-tych notowano występowanie na wschodzie kraju w okręgach Jassy, Tulcza, Konstanca, w latach późniejszych w centrum w okręgach Kluż, Hunedoara, Kowasna (Feider i Rauchbach 1960, Vladimirescu i Coipan 2010, Coipan i in. 2011, Michalca i in. 2012). We wschodniej Europie stwierdzano kleszcza lisiego w strefie stepowej Ukrainy (okręg Kijowski) (Brovko 1966, Akimov i Nebogatkin 2016). Zasięg w Azji obejmuje południe azjatyckiej części byłego ZSRR, oraz Kirgistan (Grebenûk 1956) Turkmenistan (Filippova 1961, 1977), dalej ciągnie się przez Mongolię (Filippova 2017) do Chin i Tybetu (Ci i in. 2008, Chen i in. 2010). Południowa granica zasięgu przebiega przez Liban, Egipt, Kazachstan, Afganistan, Kaszmir (Sonenshine i in. 1969, Filippova 1977), Przedkaukazie (Tsapko 2017). Górna granica zasięgu, notowana w Tienszanie to 3600 m n.p.m. (Siuda 1993, Filippova 2017). Biologia Kleszcz lisi, jako gatunek związany ze średniej wielkości ssakami drapieżnymi, występuje w środowisku typowym dla swoich żywicieli. W zachodniej części zasięgu są to nizinne lasy mieszane i iglaste oraz w obrzeżach górskich lasów liściastych (Siuda 1993, Nowak-Chmura 2013). W azjatyckiej i wschodnio-europejskiej części zasięgu kleszcz lisi zasiedla przede wszystkim różnego typu siedliska stepowe i lasostepy, nizinne i górskie. Występuje także w subalpejskich łąkach, na półpustyniach i pustyniach (Filippova, 1977). Samce I. crenulatus nie żerują; żywicielami larw, nimf i samic są ciepłokrwiste zwierzęta bytujące w stałych norach. Za głównych żywicieli uważa się ssaki drapieżne, w zakres żywicieli można też włączyć owadożerne oraz ptaki kontaktujące się z norami ssaków. W Polsce wśród żywicieli tego kleszcza zanotowano: lisa, jenota, borsuka, kuny domową i leśną (Siuda 1993, Karbowiak i in. 2016, Nowak-Chmura 2013), a także kota i psa domowego (Siuda i in. 1972, Majewska 1979, Nowa-Chmura 2013). W Niemczech notowano na małych łasicowatych - łasicy Mustela nivalis, kunie domowej Martes foina, tchórzu Mustela putorius (Eichler 1968). W Rumunii notowany był na jeżu (Michalca i in. 2012) (Tabela 1). Kleszcz ten jest typowym pasożytem gniazdowo-norowym. Preferuje żywicieli budujących złożone nory, charakteryzujące się złożonym układem korytarzy, z komorą gniazdową położoną w głębi, oddaloną od wyjść. Skomplikowana budowa nor i gniazd żywicieli, często z zabezpieczeniami przed zalewaniem wodą deszczową, zapewnia stałe warunki mikroklimatyczne, o niskich wahaniach temperatury i wilgotności, niezależne od dobowych i sezonowych zmian warunków wilgotności i 10

temperatury w środowisku zewnętrznym. Ma to istotny wpływ na rozwój i sezonową aktywność wszystkich stadiów rozwojowych pasożytów gniazdowych (Filippova 1977). Do rozwiązania pozostaje kwestia pasożytowania tego kleszcza na gryzoniach dane takie pochodzą od autorów przede wszystkim z byłego ZSRR (Bregetova i in. 1955). Dość szczegółowe badania wykonywali Grebenûk i Berendaeva (1955) w Kirgizji, na świstaku długoogonowym Marmota caudata, świstaku szarym Marmota baibacina. Doniesienia o zbieraniu larw i nimf tych kleszczy z gryzoni, zwłaszcza z małych, są jednak od początku podawane w wątpliwość Olenev (1931) donosił o występowaniu I. crenulatus na jeżach, psach i różnych gryzoniach, lecz Grebenûk i Berendaeva (1955) negują je, wskazując na trudności związane z oznaczaniem stadiów młodocianych. Odnosząc się także do pozostałych doniesień podkreślają, że w wielu przypadkach mogły być to postacie młodociane I. hexagonus, prawidłowo oznaczone jednak Autor podawał nazwę I. crenulatus, uważając I. hexagonus za synonim. Przykładem może być doniesienie o pasożytowaniu na jeżach (Pomerantzev i Matikashvili 1940). Podobnie Svirskaâ (1941) podała cały szereg żywicieli dzikie koty, zające, susły, myszy, ptaki. Można przypuszczać, że w rzeczywistości zaobserwowano wtedy właśnie I. hexagonus, a może nawet larwy szeregu innych gatunków kleszczy, błędnie zdiagnozowanych z powodu podobieństwa morfologicznego (Tabela 2). Dane na temat biologii i cykli życiowych kleszcza lisiego są skąpe. Według Filippovej (1977), w Mołdawii i na Krymie (Ukraina) obserwuje się wysoką intensywność inwazji samic, nimf i larw tego kleszcza na borsuku w kwietniu, zaraz po jego pozimowym przebudzeniu; latem następuje pewien spadek ich liczebności i następnie jesienią ponowny wzrost, utrzymujący się do pierwszej dekady października włącznie. W Rumunii aktywność I. crenulatus notuje się od czerwca do października (Coipan i in. 2011). W Polsce stwierdzano obecność przyczepionych, nie żerujących samic na lisie podczas zimy (Siuda i in., 1972), natomiast żerujące samice, nimfy i larwy zbierano przez cały rok (Karbowiak i wsp. 2016). Grebenûk i Berendaeva (1955), badający te kleszcze na świstakach, stwierdzali żerujące głównie larwy i nimfy, w największej liczbie w pierwszej dekadzie czerwca. Przyjmuje się obecnie, że aktywność sezonowa tego gatunku kleszcza jest mniej zależna od sezonowych zmian klimatycznych na obszarze występowania, lecz bardziej zależy od cyklu rocznej aktywności żywicieli (Balašov 1967), na co ma wpływ wspomniany powyżej stabilny mikroklimat nor ssaków. Czynnik ten akcentują także Grebenûk i Berendaeva (1955). Porównując zakleszczenie zwierząt z różnych rejonów wykazali, że największe zakleszczenie obserwuje się na nisko położonym stepie, przy czym im wyżej położony teren, tym mniejsza jest ekstensywność infestacji. W górach znajdowali już tylko pojedyncze osobniki. Zwierzęta są przy tym zakleszczone nierównomiernie. Na tej samej wysokości są miejsca, gdzie jest ich wiele, jak i miejsca gdzie zwierzęta są od kleszczy wolne. Być może jest to powiązane z mikroklimatem nor. W norach świstaka szarego Marmota baibacina, położonych na wysokości 1800-3200 m n.p.m. w górach Azji Środkowej, rozwój tego kleszcza trwa nie mniej niż 3 lata; zimują wszystkie stadia rozwojowe (Balašov 1967). Jednocześnie Filippova (1977), na podstawie doniesień wielu Autorów, podaje że w Azji, pasożytujące w norach świstaków kleszcze z końcem sierpnia opuszczają żywicieli i zimujące świstaki są 11

wolne od tych pasożytów jest to niezgodne z ustaleniami Autorów opisujących cykle żerowania na drapieżnych. Ixodes canisuga Johnston, 1849. Brak oficjalnej polskiej nazwy. Synonimy: Ixodes canisuga Johnston, 1849; Ixodes inermis Neumann, 1901; Ixodes hexagonus inchoatus Neumann, 1901; Ixodes (Ixodes) hexagonus inchoatus Neumann, 1901; Ixodes vulpis Schu1ze & Sch1ottke, 1930 nec Pagenstecher, 1861; Ixodes melicola Schulze & Sch1ottke, 1930; Ixodes autumnalis vulpis Schulze & Sch1ottke, 1930 nec Pagenstecher, 1861; Ixodes crenulatus Schulze & Schlottke, 1930 nec Koch, 1844; Ixodes autumnalis Schulze & Schlottke, 1930 nec Leach, 1815; Ixodes sciuricola Schulze, 1933; Ixodes vulpinus Schulze, 1937; Ixodes vulpicola Schulze, 1937; Ixodes latirostris Schulze, 1937; Ixodes barbarossae Schulze, 1937; Ixodes mammulatus Feider & Mironescu, 1970 «nov. syn.»; Pholeoixodes canisuga (Johnston, 1849; Ixodes (Pholeoixodes) canisuga Johnston, 1849 (comb. subgen.). Gatunek ten opisany został przez Johnstona w 1949 roku (Johnston 1949): Ciało odwrotnie jajowate, spłaszczone, o mętnej mleczno-białej barwie, miękkie i gładkie. Grzbiet znaczony dwiema krótkimi wyraźnymi liniami biegnącymi od przodu i dwiema wydłużonymi bruzdami tylnymi, oddzielonymi słabo zaznaczoną linią dośrodkową; dno bruzd karbowane lub drobno ząbkowane; strona brzuszna z głęboko zaznaczoną linią lub bruzdą po każdej stronie, zaczynającą się na poziomie tylnych nóg, zakrzywioną nieco w kierunku do tyłu i otaczającą odbyt, który jest brązowym kolistym porem usytuowanym pod czymś w rodzaju grobli, z bruzdą przebiegającą od niego w kierunku tylnej krawędzi; na piersi znajduje się otwór genitalny na poziomie trzeciej pary nóg; po każdej stronie ciała, blisko środka, znajduje się zagłębienie z brązową stigmą lub spiraculum na jego dnie. Skóra delikatnie prążkowana; tarczka grzbietowa jest mała, sercowata, podstawą skierowaną do przodu i z szerokim marginesem, koloru orzechowego, punktowana, z płytkimi zagłębieniami po obydwu stronach; głowa czworokątna, ciemniejsza niż tarczka grzbietowa, z dwoma okrągłymi jamkami na wierzchołku otoczonymi lekko uniesionym wałem. Głaszczki tego samego koloru co głowa, dłuższe niż rostrum, porowate, pokryte szczecinami, ich podstawa mała, ostatni człon duży, spłaszczony i rozszerzony, o owalnym kształcie z nierównomiernymi bokami. Nóg osiem, homologicznych, wyrastających z boków przedniej jednej trzeciej części spodniej strony ciała; położone są one w równych odległościach od siebie, mają kolor kasztanowobrązowy, jaśniejsze w stawach, uzbrojone w krótkie szczeciny głównie na wewnętrznej stronie; para ostatnia najdłuższa, ale niewiele dłuższa niż pierwsza, trzecia para krótsza od ostatniej i druga para najkrótsza; pierwszy człon unieruchomiony, gruby i krótki, drugi cieńszy, ale tej samej długości, trzeci, czwarty i piąty dwa razy takie jak długie i prawie równej długości; stopy składające się z dwóch nierównych części, ukośnie uciętych na końcach w ten sposób że tworzą rodzaj ramienia z krótką podstawą, do której przytwierdzone są pazury: pazury dwa, mocne, zakrzywione, gładkie, poruszające się w tym samym kierunku, z poduszką lub pęcherzykiem u podstawy. Opis oparty jest na okazach, które miały proporcje ciała 3 długość 1,5 szerokość. Różniły się one stopniem napicia, a u napitych osobników bruzdy było słabo widoczne. U małych osobników, być może osłabionych przez 12

niedożywienie, ciało było znacznie ściśnięte i kreskowane ciemnymi liniami biegnącymi w dół i po bokach od wyrostków jelita lub narządów wewnętrznych; tarczka grzbietowa była proporcjonalnie większa i wyraźnie zaznaczona; nogi były prawie tak długie jak ciało. Moje okazy zostały zebrane z psów myśliwskich. (Przekład GK) W odróżnieniu od poprzedniego gatunku, brak jest dokładnego opisu morfologicznego sporządzonego na bazie danych dostępnych z prac innych Autorów. Jedyny dostępny opis umożliwiający identyfikację gatunku pochodzi z klucza do oznaczania kleszczy z początku XX wieku autorstwa Nuttal i in. (1908), który można uzupełnić o dane z opracowania Cordas i in. (1993) oraz Manilla i Iori (1992, 1993). W tłumaczonym opisie zastosowano także polską terminologię wg Siudy (1993): Morfologia samicy Idiosoma: Długość ciała wynosi do 2,1 mm. Tarczka grzbietowa o wymiarach 1 0,9 do 1,1 1 mm, sercowatego kształtu, lekko dłuższa niż szeroka, najszersza w przedniej części, jej przednio-boczne brzegi proste lub lekko wklęśnięte. Bruzdy szyjne na tarczce grzbietowej płytkie, karbowane, dobiegają do tylnej krawędzi; bruzdy boczne głębokie, kończą się przed bocznymi krawędziami tarczki. Pola boczne mogą być lekko pomarszczone. Punktacja wyraźna, przy czym punkty są lekko pochylone w stronę pól bocznych, dając efekt pofałdowania, mniej wyraźna jest na polach szyjnych. Łopatki tępo zakończone. Powierzchnia na obszarze punktowania pokryta bardzo krótkimi, białymi szczecinami. Otwór płciowy na poziomie III pary bioder u samic nienajedzonych. Pole genitalne obejmuje połowę przestrzeni pomiędzy biodrami. Bruzda płciowa początkowo równoległa, potem się rozbiega i kończy znowu równolegle do siebie. Bruzda odbytowa zaokrąglona i tworzy ostry łuk od przodu (często nie skończony), z równoległymi brzegami. Płytki oddechowe prawie okrągłe, z dłuższą osią poprzeczną. Gnatosoma: Podstawa gnatosomy patrząc od góry prostokątna, dwa razy szersza niż długa; brak rogów grzbietowych, czasem zaznaczone są w tym miejscu dwie wypukłości. Od dołu słabo zaznaczone wyrostki aurikularne, rogów brzusznych brak lub szczątkowe w formie dwóch wybrzuszeń. Pola porowate duże, głębokie, jajowate lub owalne, odległość pomiędzy nimi mniejsza niż ich średnica. Głaszczki krótkie, szerokie, człon 2 prawie takiej długości jak 3. Hypostom o długości odpowiadającej długości podstawy, wierzchołek hypostomu płaski lub lekko zaokrąglony. Uzębienie hypostomu 2/2, 7-8 ząbków w każdym rzędzie. Szczeciny przedhypostomalne ułożone w kształcie trapezu zwróconego do przodu. Nogi: Biodra praktycznie bez uzbrojenia, jedynie biodra I opatrzone ostrym kątem przyśrodkowym (przypominającym kolec GK) lub kolcem szczątkowym. Na biodrach I do IV resztkowe kolce tylne-zewnętrzne. Stopy lekko pogrubione, z wyraźnym garbem grzbietowym umiejscowionym na zewnątrz od organu Hallera. Morfologia samca Idiosoma. Na grzbiecie jedna fałda boczna. Maksymalna szerokość tarczki brzusznej na poziomie tylnej trzeciej części jej długości; przednia krawędź tarczki brzusznej na poziomie tylnej wewnętrznej krawędzi bioder III. Tarczka oddechowa duża, z około 80 ampułkami. Bruzda odbytowa z równoległymi brzegami. 13

Gnatosoma. Podstawa gnatosomy podzielona chitynowym wałem od góry na dwa obszary. Hypostom wąski, dwuczęściowy, karbowany. Ząbki ułożone w prostych poprzecznych rzędach. Ząbki z rzędów zewnętrznych nie są bardziej rozwinięte niż z rzędów wewnętrznych, z rzędów bocznych nie wystają. Szczecinki przedhypostomalne ułożone w kształcie trapezu z szeroką podstawą od przodu. Nogi. Organ Hallera w zamkniętej kapsułce, ze szczelinowatym otworem. Biodra I bez kolca tylnego przyśrodkowego, lub co najwyżej z kolcem słabo zaznaczonym. Kolce tylno-zewnętrzne bioder II i III zaokrąglone. Stopy z wyraźnym garbem grzbietowym umiejscowionym na zewnątrz od organu Hallera. Morfologia nimfy Idiosoma. Tarczka grzbietowa w kształcie serca. Pola boczne tarczki grzbietowej pomarszczone. Bruzda odbytowa od przodu nieciągła. Tarczka oddechowa liczy trzydzieści lub więcej ampułek. Gnatosoma. Rogi grzbietowe małe, ostro kończące się po bokach lub ich brak. Rogi podstawno-brzuszne małe lub ich brak, brak wyrostków aurikularnych. Hypostom krótki z szerokim, zaokrąglonym wierzchołkiem, opatrzony 4 lub 5 rzędami wierzchołkowymi zębów o długości odpowiadającej długości podstawy, o wzorze 3/3, 4/4 i czasami 5/5. Szczeciny przedhypostomalne ułożone w kształcie trapezu zwróconego podstawą do przodu. Nogi. Biodra z krótkimi lub szczątkowymi kolcami tylnymi zewnętrznymi lub ich brak. Stopy opatrzone wysokim garbem. Morfologia larwy Idiosoma. Tarczka grzbietowa w kształcie serca, cienka, nieco wystająca po bokach. Chetotaksja idiosomy: 5 par szczecin tarczkowych, 2 pary szczecin grzbietowych przyśrodkowych. Brak szczecin grzbietowych dodatkowych. Szczecin grzbietowych brzeżnych 7 par, 3 pary szczecin międzybiodrowych. Gnatosoma. Rogi brzuszne podstawy gnatosomy mało wyraźne lub ich brak. Brak wyrostków aurikularnych. Hypostom na czubku zaokrąglony; 3 do 4 rzędy ząbków, o wzorze 3/3 i 4/4. Grzbietowa powierzchnia podstawy gnatosomy z ostrymi i wyraźnymi kątami bocznymi. Szczecinki przedhypostomalne ułożone w kształcie trapezu zwróconego do przodu. Nogi. Stopy opatrzone wysokim garbem. Biodra bez zewnętrznych kolców wystających poza ich krawędź. W opracowaniach innych Autorów brak danych wykraczających poza podany opis. Występowanie Ixodes canisuga był znajdowany w większości państw europejskich, od Wysp Brytyjskich i półwyspu Iberyjskiego na zachodzie do państw Europy Środkowej na wschodzie, i od Finlandii na północy do Włoch na południu. Prace dotyczące występowania na Wyspach Brytyjskich wykazują, że jest częstszy w południowej części Wielkiej Brytanii, natomiast w Irlandii dość rzadki (Harris i Thompson 1978, Ogden i in. 2000). Na kontynencie częstszy jest na niskich szerokościach geograficznych. Notowany był w północno-wschodniej Francji (Rageau 1972, Gilot i Aubert 1985), 14

w Niemczech we wschodniej Meklemburgii, Brandenburgi, Saksonii, północnej Turyngii, Bawarii, Baden-Wirttembergii, Brandenburgii, Hesji, Nadrenii-Palatynat, Nadrenii Północna-Westfalia, Meklemburgia-Pomorze Przednie, Turyngii, Dolnej Saksonii (Gothe i in. 1977, Liebisch i Walter 1986, Walter i in. 1986, Cornely i Schultz 1992). Kleszcz ten znajdowany był także w Austrii (Sixl i Nosek 1972), Węgrzech (Sréter i in. 2003, Földvari i Farkas 2005) i w Rumunii (Coipan i in. 2011, Mihalca i in. 2012, Sándor i in. 2017). Na południu Europy notowany był w północno-zachodniej części Półwyspu Iberyjskiego w Hiszpanii w prowincjach Galicja, Asturia, Kantabria (Sobrino i in. 2012), w południowej Portugalii (Santos-Silva i in. 2011), na południu Włoch (Lorusso i in. 2011). Górny limit zasięgu dochodzi do 520 m n.p.m. (Sándor i in. 2017). Biologia Większość żywicieli kleszcza Ixodes canisuga to mieszkańcy nor i jaskiń. Według badań prowadzonych w Niemczech, głównym żywicielem jest lis - infestacja u tego drapieżnika sięga 35,3% (Liebisch i Walter 1986). O częstym atakowaniu lisów donoszą również z terenu Niemiec Schöffel i in. (1991), Meyer-Kayser i in. (2012) oraz z Węgier Sréter i in. (2003); według tych Autorów infestacja wynosiła od 10 do 19% badanych zwierząt. Pozostali dziko żyjący żywiciele to wilk (Sobrino i in 2012) oraz łasicowate borsuk, kuny, łasica, tchórz, norka (Liebisch i Walter 1986, Walter i wsp. 1986, Martyn 1988, Cornely i Schultz 1992, Page i Langton 1996, Santos-Silva i in. 2011, Sobrino i in. 2012). Okazjonalnie żywicielami mogą być koty i psy (Liebisch i Walter 1986, Meyer-Kayser 2012). Wśród kleszczy zbieranych w W. Brytanii przez lekarzy weterynarii, znaleziono ten gatunek na 17,6% psów i 38,1% kotów (Ogden i in. 2000). Bywa składnikiem okolicznej fauny miast na przedmieściach Londynu 32,63% lisów infestowanych jest przez I. hexagonus oraz 3.02% przez I. canisuga (Harris i Thompson 1978) (Tabela 3). Jeśli chodzi o żywicieli nie będących drapieżnymi, incydentalnie kleszcze te były zbierane z mięsożernych ptaków, jak puchacz i orzeł (Santos-Silva i in. 2011); starsze doniesienia dotyczą również małych ptaków (Martyn 1988). Jednak, podobnie jak w przypadku I. crenulatus, mogą być to błędne oznaczenia innych gatunków, lub uznanie innych gatunków kleszczy z podrodzaju Pholeoixodes za synonim I. canisuga (Tabela 4) Tak jak inne gatunki kleszczy gniazdowo-norowych, kleszcze I. canisuga czas między żerowaniem spędzają w norach żywicieli, nie narażone na warunki pogodowe. Ze względu na dogodne w norach warunki mikroklimatyczne kleszcze te mogą być aktywne cały rok. Takie cykle faktyczne bywały notowane, jednak w każdym miesiącu kleszcze występowały niezbyt licznie. Przykładem mogą być wyniki badań prowadzonych w Londynie, kiedy na lisach znajdowano wszystkie stadia rozwojowe przez cały rok, z tym że samice były częstsze latem, cykle larw i nimf nie zostały wykazane (Harris i Thompson 1978). W Niemczech kleszcz ten najczęściej zbierany był w styczniu (wszystkie stadia rozwojowe), i od maja do sierpnia (najczęstsze nimfy i samice) (Liebisch i Walter 1986). Według innych Autorów, samice także wyraźnie częściej są spotykane w miesiącach zimowych, nimfy zwykle są równie liczne przez cały rok, larwy najliczniejsze zimą (Meyer-Kayser i in. 2012). Samce prawdopodobnie przebywają nie na żywicielach, lecz w ich gniazdach, stąd 15

brak jest danych o ich aktywności. Intensywność infestacji skorelowana jest z częstością korzystania z gniazda (Petney i in. 2012). Cały cykl rozwojowy trwa 3 lata (Sándor 2017). Problemy z taksonomią podrodzaju Pholeoixodes. Podrodzaj Pholeoixodes ustanowił Schulze w roku 1942, uznając za gatunek typowy Ixodes hexagonus Leach, 1815 (Schulze 1942). Problemy z taksonomią Pholeoixodes mają miejsce od początku. Liczne z opisywanych gatunków, w tym wiele opisanych przez Schulze, zostało zdefiniowanych niewystarczająco, stąd ich identyfikacja jest wątpliwa. Krytyczne podsumowanie dostępnej literatury jest trudne, ponieważ w oryginalnych pracach cechy typowe, umożliwiające określić gatunek, są opisane niewystarczająco lub nie są wcale podawane. Z tych powodów identyfikacja kleszcza może budzić wątpliwości. Schulze rozpoznał w Europie Środkowej cztery gatunki, oprócz nominatywnego Ixodes hexagnus Ixodes melicola Schulze & Schlottke, 1929, I. vulpinus Schulze, 1937, I. vulpicola Schulze, 1937 (=I. autumnalis Pagenst., 1861), i I. latirostris Schulze, 1937 (= I. crenulatus Koch, 1841) (Černý 1969). Rošicky (1953) połączył w jeden gatunek kleszcze I. hexagonus, I. autumnalis, I crenulatus. Podany w tym opracowaniu opis mieści się w zakresie opisu Ixodes hexagonus podanego w opracowaniu Siudy (1993), przede wszystkim z powodu uwzględnienia obecności wyraźnego kolca wewnętrznego na biodrach I u samicy. W latach 60-tych Babos (Babos 1964) dodatkowo skomplikował problem, dodając dwa nowe gatunki I. bakonyensis oraz I. danyi, oraz dwa podgatunki I. hexagonus hungaricus i I. vulpis hungaricus. Opierał się przy tym na gatunkach żywicielskich, zakładając specyficzność żywicielską kleszczy względem lisa i borsuka. Opisane gatunki były przez jakiś czas uznawane (Siuda i wsp. 1972, Eichler i wsp. 1968), do czasu stwierdzenia, że są synonimami (Filippova 1977, Siuda 1993). Babos (1964) zwraca także uwagę na to, ze opis Kocha a nie ma wartości determinującej. Podważa też próby rozdzielenia kleszczy I. hexagonus i I. crenulatus, podkreślając fakt braku wiarygodnych opisów. W tym też czasie Sonenshine i wsp. (1969) uznają Ixodes kaiseri za synonim I. crenulatus. Podany został opis morfologiczny za Filippovą (1961), mieszczący się w zakresie późniejszego opisu tej samej Autorki (Filippova 1977) oraz Siudy (1993), wraz z szerszymi danymi metrycznymi. Podważa rozróżnienie tych gatunków dokonane przez Arthura (1965). Uzasadnieniem była obecność kolców zewnętrznych na biodrach u samców, samic i nimf I. kaiseri, i brak ich u samic I. crenulatus. Sonenshine i wsp. synonimię uzasadniają szerokim zakresem morfologicznym rozmiarów sklerotyzacji krawędzi bioder, zaobserwowanych u zbieranych okazów kleszczy od braku jakiegokolwiek śladu, poprzez mniej lub bardziej rozwiniętą sklerotyzację, aż do utworzenia wyraźnego kolca. W konkluzji, autorzy uznali że obecność kolca zewnętrznego nie jest kryterium wystarczającym do rozróżnienia gatunków. Słabym punktem opisu jest, że porównywane okazy zbierane były w odległych lokalizacjach, w każdej z badanych lokalizacji z różnych typów żywicieli w Kazachstanie ze świstaków szarych Marmota baibacina, w Kaszmirze szpaków Sturnus vulgaris humi; w Libanie, Egipcie i Afganistanie z lisów, borsuków i jeży. Nie został podany pełny zakres zmienności, ani czy nie było wykazanego związku pomiędzy obecnością a brakiem kolca z którąś z lokalizacji czy też z żywicielem. Dotyczy to zwłaszcza kleszczy zebranych z gryzoni i ptaków, których 16

związek z Ixodes crenulatus pozostaje wątpliwy. Podane także zostały w wątpliwość oznaczenia dokonane przez Schulzego z 1 połowy XX wieku (Gothe 1977). Odrzucone zostały z taksonu I. canisuga kleszcze zebrane z jaskółki brzegówki Riparia riparia, a uznane jedynie oznaczenia kleszczy zebranych z psowatych. Podważono również, w zgodzie z Arthurem (1963) rozdzielność kleszczy Ixodes sciuricola Schulze, 1933, I. vulpicola Schulze, 1937, I. melicola Schulze & Schlottke, 1930, I. barbarossae Schulze, 1937. Kleszcze te zbierane były ze ssaków drapieżnych, i dlatego mogą być uznane za synonimy I. canisuga. Petney i wsp. (2012) przeprowadzili rewizję fauny kleszczy Niemiec. Wcześniej opisane gatunki, w tym wspomniane gatunki opisane przez Schulzego, uznali za synonim I. canisuga. Nie negują, że I. crenulatus jest oddzielnym gatunkiem, lecz nie uznają go za składnik fauny Niemiec. Wiele uwagi poświęcili taksonowi I. crenulatus badacze z Europy Wschodniej i z krajów byłego ZSSR. Schulze pierwszy zidentyfikował I. crenulatus na borsukach, potem jednak utworzył nową nazwę I. latirostris. Pod nazwą I. crenulatus badacze z byłego ZSRR uznali kleszcze zbierane ze ssaków drapieżnych, ale także pasożytujących na dużych gryzoniach kopiących nory susłach i bobakach. Pomerantzev (1950) na tej zasadzie utworzył sztuczną grupę I. crenulatus, do której zaliczył I. arboricola Schulze i Schlottke, 1929, oraz I. plumbeus Leach, 1815. Także Emel yanova (1950) sugeruje, że I. crenulatus jest nie jednym, lecz grupą gatunków, opartą na podobieństwach morfologicznych i podobnej ekologii. Powyższe poglądy jednak zostały i nadal są podważane (Černý 1969); w licznie dostępnych pracach brak jest dokładnych opisów morfologicznych zbieranych kleszczy i brak kryteriów na podstawie których identyfikowano zebrane okazy, co nie pozwala wykluczyć że były to różne gatunki kleszczy. Zróżnicowanie morfologiczne tej grupy, a co więcej, zróżnicowanie wewnątrzgatunkowe włączanych do niej gatunków, zostało potem wykazane - Filippova i Panova (2000) oraz Filippova (2017) potwierdzają zróżnicowanie okazów uznawanych za morfotypy z 8 rożnych rejonów geograficznych Rosji, od części europejskiej do wschodniej Syberii. Testy statystyczne potwierdziły różnice morfologiczne pomiędzy populacjami europejskimi, atakującymi ssaki drapieżne, a populacjami azjatyckimi, żerującymi na gryzoniach. W tej chwili jednak nie można powiedzieć, bez badań molekularnych, gdzie leży granica pomiędzy zmiennością wewnątrzgatunkową, a różnymi gatunkami. Czy są to jeden, czy dwa gatunki będące synonimami? Przy przeglądzie piśmiennictwa udało się zebrać 55 publikacji oryginalnych o występowaniu i biologii tych dwóch gatunków kleszczy. Wśród nich są 24 artykuły dotyczące I. crenulatus, 31 dotyczących I. canisuga. Należy zaznaczyć, że nieokreślona liczba publikacji z krajów byłego ZSSR jest niedostępna, z powodu nie umieszczenia ich w międzynarodowych bazach danych. We wszystkich publikacjach o charakterze faunistycznym lub epidemiologicznym Autorzy stwierdzają jedynie jeden gatunek I. crenulatus lub I. canisuga. Autorzy oznaczając kleszcze z reguły podają klucz do oznaczania, będący podstawą do identyfikacji zebranych przez nich okazów. Ich przegląd wykazuje, że 17

żaden z dostępnych kluczy do oznaczania nie rozróżnia tych gatunków pozwala na identyfikację albo I. crenulatus, albo I. canisuga. Jedynie część z nich zawiera informacje o problemach z nomenklaturą, i przytacza drugą nazwę jako synonim. Znamiennym jest, że klucze do oznaczania wskazujące I. canisuga są z reguły autorstwa badaczy z Europy Zachodniej, klucze wykazujące I. crenulatus są autorstwa badaczy z Europy Środkowej oraz Wschodniej (Tabela 5). Próby oznaczenia dokładnie tych samych okazów kleszczy, za pomocą wymienionych publikacji, prowadzą zgodnie z nimi albo do I. canisuga, albo do I. crenulatus, bez napotkania żadnych problemów. Z powyższego wynika wniosek, że wykazywane rozmieszczenie geograficzne tych dwóch gatunków nie wykazuje faktycznego rozmieszczenia kleszczy, lecz zasięg oddziaływania kluczy do oznaczania kleszczy. Poszlaką jest zróżnicowane rozmieszczenie tych gatunków zasięg I. canisuga kończy się na Europie Środkowej, na krajach gdzie łatwiej dostępne były publikacje Autorów zachodnich. Zasięg I. crenulatus rozpoczyna się na Europie Środkowej, i rozciąga przez całą Azję zgodnie ze stanowiskiem Oleneva (1931) który uznał nazwę I. crenulatus jako nadrzędną dla kleszczy gniazdowo-norowych ssaków drapieżnych (Estrada-Pena i Petney 2017). Dane o rozmieszczeniu w Europie z końca XX wieku pokrywają się z zasięgiem dostępności publikacji i klucza do oznaczania Filippovej (1977) oraz stopniem znajomości języka rosyjskiego (Figura 1). To zjawisko występuje też w przypadku Autorów z jednego kraju, jeżeli powołują się na rożne klucze do oznaczania Autorzy z Rumunii, opierający się na publikacji Feider a z 1965, wykazują I. crenulatus; Autorzy z Rumunii odwołujący się do Nosek i Sixl (1972) wykazują I. canisuga. Warto zaznaczyć, że najnowsze doniesienia z Rumunii i Węgier wykazujące w tych krajach nowe stanowiska I. canisuga datują się na ostatnie dziesięciolecie, kiedy dynamiczny rozwój Internetu ułatwił dostęp do światowej literatury. Ponadto Autorzy identyfikujący kleszcze przy użyciu metod biologii molekularnej otrzymują jako wynik kleszcza I. canisuga ponieważ tak oznaczone sekwencje są zdeponowane w GenBanku. Sekwencji oznaczonych jako I. crenulatus na ten rok (2019) jeszcze nie nadesłano. W ten sposób zidentyfikowano kleszcza I. canisuga w Wielkopolsce (Wodecka i in. 2016), gdzie do tej pory stwierdzano I. crenulatus. 18

Figura 1. Rozmieszczenie kleszczy Ixodes canisuga oraz Ixodes crenulatus w Europie Pierwsze opisy tych gatunków dokonane przez Kocha (1844) i Johnsona (1849), przytoczone w części opisowej, są ogólnikowe, i na ich podstawie nie da się wskazać cech umożliwiających rozróżnienie tych gatunków. Jeżeli są to więc dwa oddzielne gatunki, ich rozróżnienie na podstawie cech morfologicznych musiało by być dziełem późniejszych badaczy. Cechy morfologiczne, podawane w zebranych publikacjach jako charakterystyczne dla I. canisuga i I. crenulatus, są z reguły zbieżne. Najważniejsze z nich, pozwalające na odróżnienie tych gatunków od pozostałych gatunków z podrodzaju Pholeoixodes to: sercowaty kształt tarczki grzbietowej; fałdy rozdzielające pola porowate; w miarę równa krawędź tylna podstawy gnatosomy i brak rogów grzbietowych; biodra I z zaznaczonym kątem tylnym przyśrodkowym i brak kolca tylnego przyśrodkowego. Jedyne różnice, które można znaleźć w publikacjach to wzór zębowy na hypostomie. Również biologia obydwu opisanych gatunków jest identyczna (Figura 2). Jedyne publikacje, w których można znaleźć obydwie nazwy traktowane w miarę równorzędnie, to prace mające charakter przeglądowy. Przykładem zespołu wyróżniającego gatunki morfologicznie są Hornok i wsp. (2017). W publikacji tej wybrano cechy charakterystyczne I. crenulatus wg Filippovej (1977), I. canisuga wg okazu zdeponowanego w Natural History Museum, London, UK, accesion number NHMUK 010305616-8, zebranego z psa. Klucz do oznaczania i kryteria morfologiczne, na bazie których oznaczony został ten okaz nie zostały wskazane. Autorzy proponują uproszczony klucz do rozróżnienia czterech gatunków Pholeoixodes z drapieżnych w Europie. Wg tej pracy, cechami wyróżniającymi mają być prosta krawędź tylna 19

podstawy gnatosomy u samicy (I. canisuga) wobec podstawy z wypukłościami tworzącymi kąt rozwarty (I. crenulatus). U I. crenulatus występują dwa wzdłużne wzgórki pomiędzy polami porowatymi, zawijające się i rozciągające się równolegle względem krawędzi podstawy gnatosomy, której to cechy brak u I. canisuga. Słabym punktem klucza jest nieuwzględnienie zmienności morfologicznej I. crenulatus względem tylnej krawędzi podstawy gnatosomy wg. Siudy (1993), może być prosta lub lekko zakrzywiona, a Hornok i wsp. na podstawie tej cechy zamierzają rozróżniać te gatunki. Jak wspomniano, cechy morfologiczne I. canisuga oparto na jednym okazie; nie ma więc pewności, że został on prawidłowo oznaczony i nie wiadomo na podstawie jakich kryteriów. Istotnym jest, że w dyskusji artykułu Autorzy sami podkreślają, że analiza filogenetyczna zebranych przez nich okazów wykazała istnienie tylko jednego gatunku przez nich określonego jako Ixodes canisuga, i zalecają przeprowadzenie dalszych badań, mających wyjaśnić czy opisane gatunki są synonimami jednego. Analiza filogenetyczna wykonana została w oparciu o analizę sekwencji fragmentów mitochondrialnego genu 16 S rdna. Metoda ta stosowana jest zarówno tak do analizy pokrewieństwa dużych taksonów (Black IV i Piesman 1994), identyfikacji stadiów młodocianych blisko spokrewnionych gatunków (Wodecka i in. 2016) jak też zróżnicowania wewnątrzgatunkowego (Kloch i in. 2017, Paulauskas i in. 2018). Druga praca przeglądowa rozróżniająca te gatunki to zestawienie kleszczy świata praca zbiorowa pod redakcją Guglielmone (2014). Autorzy uznają obydwa gatunki zwracają przy tym uwagę na fakt, że często uznawane są za synonimy, oraz mylone z innymi gatunkami. W następnym opracowaniu dotyczącym kleszczy Europy i północnej Afryki autorstwa Estrada-Peña (2017), Sándor (2017) zebrał najważniejsze dane dotyczące I. canisuga. Opisu morfologicznego nie podaje zamieszczone są jednak rysunki, sporządzone na podstawie okazów zebranych z Francji i Hiszpanii. Na rysunkach zaznaczone są widoczne dobrze rozwinięte i ostro zakończone wyrostki aurikularne w kształcie kolców na spodniej stronie podstawy gnatosomy u samicy. Cecha taka jest również na rysunku w kluczu do oznaczania Nuttall i wsp. z 1908 roku, jednak narysowana jako wyraźny fałd, nie kolec. Ponadto żaden dostępnych opisów I. canisuga oraz wskazówek morfologicznych w kluczach do oznaczania na taką budowę nie wskazuje. Na okazach I. crenulatus zebranych w Polsce i na Słowacji wyrostki aurikularne są widoczne jako wyraźne, tępo zakończone fałdy, i tak opisane w kluczach do oznaczania kierujących do tego gatunku (Figura 2). Co więcej, cecha taka nie jest wyeksponowana w żadnym innym dostępnym opisie morfologicznym. Natomiast Siuda (1993) podkreśla, że wydane wyrostki aurikularne w kształcie trójkątów jest to cecha unikatowa w podrodzaju Pholeoixodes, pozwalająca na identyfikację kleszcza kuniego Ixodes rugicollis Schulze i Schlottke, 1929. Nie wiadomo więc, czy Autor prawidłowo oznaczył gatunek okazów, na których podstawie sporządził rysunki. Rozdział w tym samym opracowaniu w rozdziale dotyczącym I. crenulatus (Estrada-Peña i Petney, 2017) wykazuje jedynie, że taki gatunek istnieje i występuje na wschód od Niemiec przez Polskę do dalekiego wschodu; danych o morfologii nie podano. W dołączonym do opracowania kluczu do oznaczania kleszczy Europy i północnej Afryki, uwzględnione zostały obydwa gatunki, z pominięciem nimf i larw I. crenulatus. Cechami, które według Autorów 20

rozróżniają gatunki, są u samicy I. crenulatus pola porowate rozdzielone przez wysokie chitynowe fałdy, mające być u I. canisuga mało wyraźne lub nieobecne chociaż Johnston (1849) w pierwszym opisie gatunku wskazuje na wał otaczający pola pporowate. Cechą różniącą samce jest przebieg bruzdy odbytowej, której linie u I. crenulatus mają być zakrzywione, u I. canisuga równoległe. Cechy te trudno zweryfikować fałd chitynowy jest wskazywany w opisach I. crenulatus, jednak trudno wymagać aby potencjalny brak tej cechy był eksponowany w opisach I. canisuga. Natomiast przebieg bruzdy odbytowej u samca I. crenulatus nie jest opisywany przez Siudę (1993) i Filippovą (1977), jest ta cecha natomiast eksponowana przez Nuttall (1908) i Cordas (1993). Ponadto na dołączonych do opisów rysunkach obydwu gatunków, przebieg bruzdy odbytowej u samca jest zgodny z kluczem dołączonym do opracowania Estrada-Peña i in. (2017). Figura 2. Cechy charakterystyczne Ixodes crenulatus. a. kształt tarczki grzbietowej; b. wyrostki aurikularne w formie tępo zakończonych fałdów; c. kształt bioder I; d. prosta tylna krawędź podstawy gnatosomy oraz wał chitynowy pomiędzy polami porowatymi. 21

Podsumowanie Na podstawie dostępnych opisów morfologicznych nie jest możliwe rozróżnienie gatunków I. crenulatus i I. canisuga. Pierwsze opisy dokonane przez Kocha (1844) i Johnstona (1849) są niedokładne, i niewystarczające do rozróżnienia gatunków. Badania późniejszych Autorów także nie wniosły szczegółów pozwalających na ich rozdzielenie - przytoczone powyżej opisy Siudy (1993) oraz Nuttal (1908) z uzupełnieniami innych Autorów są zbieżne. Opisy biologii i zakresu żywicielskiego tych kleszczy także się pokrywają. Jedyny wyjątek stanowi pasożytowanie I. crenulatus na dużych gryzoniach, lecz jak wspomniano, fakt ten jest podważalny i wymaga dalszych badań. Na dzień dzisiejszy nie wiadomo, czy doniesienia o pasożytowaniu na azjatyckich świstakach są skutkiem błędnego oznaczania okazów, czy faktycznie wykazane zróżnicowanie morfologiczne idzie w parze z odmiennym zakresem żywicielskim; zresztą, zasięg tych gryzoni obejmuje jedyne obszary środkowej Azji, populacje europejskie I. crenulatus nie mają możliwości na nich pasożytować. Tak więc, jedynie szeroko zakrojone badania taksonomiczne i morfologiczne, łączone z technikami biologii molekularnej są w stanie rozstrzygnąć postawiony problem. Kwestią formalną jest poprawne używanie nazewnictwa. Jeżeli badania molekularne wykażą istnienie dwóch gatunków wtedy obydwie nazwy pozostaną poprawne, i tylko opisy morfologiczne będą wymagać dopracowania. Jeżeli okaże się, że mamy do czynienia z jednym gatunkiem, jedna z nazw musi zostać odrzucona. Według zasady pierwszeństwa, zawartą w Kodeksie Nomenklatury Zoologicznej w art. 23 i uznawaną za podstawową (Jaczewski i in. 1963), poprawna powinna być nazwa nadana gatunkowi wcześniej, spełniająca przy tym wymogi Art. 11 kodeksu opublikowane po roku 1757, w języku łacińskim i zgodnie z zasadą nomenklatury binominalnej. Wymogi Art. 11 spełniają obydwie nazwy jednak nazwa I. crenulatus nadana przez Kocha w 1844, jest pierwsza, i jako zaproponowana wcześniej powinna być obowiązująca. 22

Tabela 1. Żywiciele Ixodes crenulatus z rzędów drapieżnych i owadożernych. żywiciel lokalizacja Autor/zy uwagi lis Vulpes vulpes Polska Rumunia Karbowiak i in. 2016, 2017; Vladimirescu i Coipan 2010, praca przegl. Rosja Kaukaz Michalca i in. 2012; Filippova 2017; Tsapko 2017. wilk Canis Rumunia Michalca i in. 2012. ref. Feider 1965. lupus jenot Nyctereutes Polska Rosja Karbowiak i in. 2016, 2017; Filippova 2017. praca przegl. procyonoides borsuk Meles meles Polska Rumunia Karbowiak i in. 2016, 2017 Vladimirescu i Coipan 2010; praca przegl. Rosja Kaukaz Michalca i in. 2012. Filippova 2017; Tsapko 2017. łasica Mustela Niemcy Eichler 1968; praca przegl. nivalis kuna leśna Polska Karbowiak i in. 2017; praca przegl. Martes martes Ciscaucasia Tsapko 2017. kuna domowa Martes foina, Niemcy Karbowiak i in. 2017; Eichler 1968. praca przegl. tchórz Mustela Niemcy Eichler 1968. praca przegl. putorius Mustela Kazahstan Filippova 2017. praca przegl. eversmani pies Canis Polska Nowak-Chmura 2013. praca przegl. familiaris kot Felis catus Polska Nowak-Chmura 2013. praca przegl. jeż Erinaceus roumanicus Rumunia Vladimirescu i Coipan 2010; Michalca i in. 2012. ref. Feider 1965. 23

Tabela 2. Doniesienia o żerowaniu kleszcza Ixodes crenulatus na innych niż drapieżne żywicielach Żywiciel/e lokalizacja Autor/zy Jeż, różne gryzonie Ukraina Olenev 1931 jeż Erinaceus sp. Gruzja, Tbilisi Pomerancev i Matikašvili 1940 Kot, zając, suseł, Svirskaâ 1941 mysz, małe ptaki szpak Sturnus Tadżykistan Lotockij 1948 vulgaris Bobak Marmota Emel yanova 1950 bobak świstak szary Kirgizja Grebenûk i Berendaeva 1955. Marmota baibacina świstak Kirgizja Grebenyk i Berendayeva (1955) długoogonowy Marmota caudata świstak mongolski Marmota sibrica Kirgizja Grebenyk i Berendayeva (1955) Bregetova i in. 1955 suseł karłowaty Bregetova i in. 1955 Spermophilus (Citellus) pygmaeus suseł perełkowany Bregetova i in. 1955 Spermophilus (C.) suslicus Spermophilus (C.) Bregetova i in. 1955 citellus suseł moręgowany Suseł dauryjski Bregetova i in. 1955 Spermophilus (C) dauricus suseł reliktowy Bregetova i in. 1955 Spermophilus relictus popielica Glis glis Bregetova i in. 1955 mysz zaroślowa Apodemus sylvaticus Bregetova i in. 1955 24

Tabela 2. c.d. Żywiciel/e lokalizacja Autor/zy Chomiczak pręgowany (Cricetulus barabensis) chomiczak szary Cricetulus migratorius chomicznik dżungarski Phodopus sungorus nornik zwyczajny Microtus arvalis nornik wąskogłowy Microtus (Stenocranius) gregalis śleposzunka (Ellobius talpinus) szczekuszka dauryjska Ochotona daurica szczekuszka czarnowarga Ochotona curzoniae zając pustynny Lepus tolai Wrobel domowy i wróbel mazurek Suwak pustynny Meriones meridianus Stepojeż uszaty Hemiechinus auritus * grupa crenulatus. Bregetova i in. 1955 Bregetova i in. 1955 Bregetova i in. 1955 Bregetova i in. 1955 Bregetova i in. 1955 Bregetova i in. 1955 Bregetova i in. 1955 Tybet Ci i in. 2008 Bregetova i in. 1955 Turkmenistan Semaško 1961* Mongolia Filippova 2017 Przedkaukazie Tsapko 2017 25

Tabela 3. Lista żywicieli notowanych dla kleszcza Ixodes canisuga. żywiciel lokalizacja ekstensywność Autor/zy uwagi lis Vulpes vulpes Wielka Brytania, Włochy Płd. wsch. Niemcy Zach. Niemcy Niemcy Portugalia Węgry Rumunia Szwecja 3.02% 35,5% 10.8% 19,0% 5,7% Harris i Thompson 1978 Lorusso i in. 2011 Cornely i Schultz 1992 Walter i in. 1986 Liebisch i Walter 1986 Meyer-Kayser i in. 2012 Santos-Silva i in. 2011 Sréter i in. 2003 Sándor i wsp. 2017b Janson i wsp. 1994 wilk Canis lupus Hiszpania Sobrino i wsp. 2012 F M N L N L F N F N F M N L FMNL a F głównie F F N L F N pies Canis familiaris kot Felis catus borsuk Meles meles kuna leśna Marten martes W.Brytania wsch. Niemcy Zach. Niemcy Węgry Szwecja W.Brytania wsch. Niemcy Zach. Niemcy Szwecja W.Brytania Hiszpania Zach. Niemcy 7,8% 5,6% 1.1% 5,6% 11,9% 1,3% Ogden i in. 2000 Jennet i wsp. 2013 Cornely i Schultz 1992 Liebisch i Walter 1986 Földvári i Farkas 2005 Janson i wsp. 1994 Ogden i in. 2000 Cornely i Schultz 1992 Liebisch i Walter 1986 Janson i wsp. 1994 Martyn 1988 Sobrino i wsp. 2012 Walter i in. 1986 W.Brytania Martyn 1988 kuna Martes sp. wsch. Niemcy Cornely i Schultz 1992 F tchórz Mustela putorius fretka Mustela putorius furo łasica Mustela nivalis norka Mustela lutreola norka amerykańska Mustela vison wsch. Niemcy Zach. Niemcy wsch. Niemcy W.Brytania Cornely i Schultz 1992 Liebisch i Walter 1986 Cornely i Schultz 1992 Martyn 1988 Portugalia Santos-Silva i in. 2011 F W.Brytania Martyn 1988 F N L F M N L F F N L N F N N L F F F F N W.Brytania 2,5% Page i Langton 1996 F N L a ekstensywność zmienna w ciągu roku 26

Tabela 4. Doniesienia o żerowaniu kleszcza I. canisuga na innych niż drapieżne żywicielach Żywiciel/e lokalizacja Autor/zy puchacz Bubo bubo Portugalia Santos-Silva i in. 2011 brzegówka Riparia W.Brytania Martyn 1988 riparia sikora modra W.Brytania Martyn 1988 Parus caeruleus sikora bogatka W.Brytania Martyn 1988 Parus major wróbel mazurek W.Brytania Martyn 1988 Passer montanus szpak Sturnus W.Brytania Martyn 1988 vulgaris koń Equus caballus W.Brytania Martyn 1988 Szwecja Jaenson i in. 1994 owca Ovis aries W.Brytania Martyn 1988 27

Tabela 5. Klucze do oznaczania kleszczy na które powołują się Autorzy dostępnych publikacji: a. Wykazujące Ixodes canisuga: Arthur D.R. 1963. British ticks. Butterworths. London. Babos S. 1964. Die Zeckenfauna Mitteleuropas. Akademiai Kiado, Budapeszt, Babos S. 1965. Fauna Hungariae, vol. XVIII. Arachnoidea, No. 7. Ticks Ixodidae. Academic Press, Budapest, pp. 1 38 (in Hungarian). Gil Collado J. Guillen Llera J.L. Zapatero Ramos L.M.. 1979. Claves para la identification de los Ixodoidea [Keys for the identification of the Spanish Ixodoidea [ticks] in their adult stage]. Rev Iber. Parasitol. 39: 107-118. [Spanish] Hillyard P.D. 1996. Ticks of North-West Europe. Keys and notes for identification of the species. Synopses of the British Fauna (New Series) (52), Field Studies Council, Shrewsbury. Morel P.C., Perez C. 1973. Morphologie des stades préimaginaux des Ixodidae s.str. d'europe occidentale: 3. Les nymphes des Pholeoixodes Schulze 1942 [Morphology of preimaginal stages of Ixodidae s.str. of Western Europe: 3. The nymphs of Pholeoixodes]. Série Entomologie Médicale et Parasitologie, 11: 285-291. Nosek J., Sixl W. 1972. Central-European ticks (Ixodoidea). Mitt. Abt. Zool. Landesmus. Joanneum 1: 61 92. Nuttall G.H.F., Warburton C., Cooper W.F., Robinson L.E., 1908. Ticks. A monograph of the Ixodoidea. Cambridge University Press. b. Klucze do oznaczania wykazujące Ixodes crenulatus: Feider Z. 1965. Arachnida, volumul V, Fascicula 2, Acaromorpha, Suprafamilia Ixodoidea (Căpuşe). In: Fauna Republicii Populare Române [Arachnida. Acaromorpha, Suprafamily Ixodoidea (Ticks). In: Fauna of the People s Republic of Romania]. Bucharest: Academiei Republicii Populare Române. Filippova N.A. 1977. Fauna SSSR. Paukoobraznye; 4 (4): Iksodovye kleŝi podsem. Ixodinae [Fauna of the USSR. Arachnida 4 (4): Ixodid ticks of the subfamily Ixodinae]. Izd. Nauka, Leningrad. Siuda K. 1993. Kleszcze Polski (Acari: Ixodida). II. Systematyka i rozmieszczenie. Polskie Towarzystwo Parazytologiczne, Warszawa. 28

Literatura 1. Akimov I.A., Nebogatkin I.V. 2016. Iksodovye kleŝi gorodskih landšaftov g.kieva [Ticks urban landscapes of Kyiv]. National Academy of Sciences of Ukraine, Schmalhausen Institute of Zoology, Kyiv. 2. Arthur D.R. 1963. British ticks. Butterworths. London. 3. Arthur D.R. 1965. Ticks of the genus Ixodes in Africa. Athlone Press, London. 4. Babos S. 1964. Die Zeckenfauna Mitteleuropas [The ticks phauna of Central Europe]. Akademiai Kiado, Budapeszt. 5. Balašov Û.S. 1967. Krovosuŝie kleŝi (Ixodoidea) perenosčiki boleznej čeloveka i životnyh. Nauka, Leningrad. 6. Black W. C. IV, Piesman J., 1994. Phylogeny of hard- and soft-tick taxa (Acari: Ixodida) based on mitochondrial 16S rdna sequences. Proc Natl Acad Sci USA. 91 (21): 10034-10038. 7. Bregetova I.G., Bylanova-Zahvatkina E.M., Volgin V.I., Dubinin V.B., Zahvatkin A.A., Zemskaâ A.A., Lange A.B., Pavlovskij E.N., Serdûkova G.V., Šluter E.G. 1955. Kleŝi gryzunov fauny SSSR [Rodent s ticks of USSR fauna]. Izd. AN SSSR, Moskva, Leningrad. 8. Babos S., 1964b. Revision des Subgenus Pholeoixodes Schulze, 1942 (Acaroidea: Ixodidae). Acta Zool. Hung. 10: 269-308. 9. Brovko S.M. 1966. K èkologii i rasprostraneniû iksodovyh kleszej v lesnyh nasaždeniâh stepnoj zony Ukrainy [On the ecology and distribution of ixodid ticks in plantation forests of the Ukraine steppe zone]. Tezisy Dokl. 1 Akarol. Soveshch. 42-43. 10. Černý V, 1969. About some systematic and nomenclatoric problems within the subgenus Pholeoixodes (Ixodidae). Folia Parasitol. (Praha) 16: 348. 11. Ci H., Lin G., Su J., Cao Y. 2008. Host sex and ectoparasite infections of plateau pika (Ochotona curzoniae, Hodgson) on the Qinghai-Tibetan Plateau. Pol. J. Ecol. 56: 535 539. 12. Chen Z., Yang X., Bu F., Yang X., Yang X., Liu J. 2010. Ticks (Acari: Ixodoidea: Argasidae, Ixodidae) of China. Exp. Appl. Acarol. 51: 393-404. 29

13. Coipan E.C, Vladimirescu AF., Ciolpan O., Teodorescu I. 2011. Tick species (Acari: Ixodoidea) distribution, seasonality and host associations in Romania. Trav. Mus. Natl. Hist. Nat. «Grigore Antipa» 54: 301 317. 14. Cordas T., Aeschlimann A., Morel P.C. 1993. Étude morphologique des Ixodidae s. str. (Schulze, 1937) de Suisse au microscope électronique à balayage [Morphological study of Swiss Ixodidae s. str. (Schulze, 1937) with a scanning electron microscope]. Acarologia 34: 21-46. 15. Cornely M., Schultz U. 1992. Zur Zeckenfauna Ostdeutschlands [The tick fauna of eastern Germany]. Angew. Parasitol. 33: 173-183. 16. Eichler W. 1968. Kritische Liste mitteleuropäischer Zeckenarten [Critical review of the central-european ticks]. Angew. Parasitol. 9: 88 97. 17. Emel yanova N.D. 1950. Fauna kleŝej semejstva Ixodoidea gryzunov Ûžhno- Vostočnogo Zabajkal a, [Fauna of the ticks of the family Ixodoidea of rodents of Southeastern Transbaikal]. Izvest. Irkutsk. Gosudarstv. Protivochum. Inst. Sibir. Dal n. Vost], 8: 64-71. 18. Estrada-Peña A., Petney T. N., 2017. Ixodes crenulatus. W: Estrada-Peña A., Mihalca A.D., Petney T. (red.), Ticks of Europe and north Africa. A guide to species identification. Springer International Publishing, Cham, Switzerland: 143-145. 19. Estrada-Peña A., Pfäffle M., Baneth G., Kleinerman G., Petney T.N. 2017. Ixodoidea of the Western Palaearctic: A review of available literature for identification of species. Ticks Tick. Borne Dis. 8: 512-525. 20. Feider, Z., Rauchbach, C. 1960. Ixodes hexagonus Leach 1815 et Ixodes crenulatus Koch, 1835, sont deux espèces distinctes. [Ixodes hexagonus Leach 1815 and Ixodes crenulatus Koch, 1835, are two distinct species]. Acarologia 2 (3): 300-307. 21. Feider Z. 1965. Arachnida, volumul V, Fascicula 2, Acaromorpha, Suprafamilia Ixodoidea (Căpuşe). In: Fauna Republicii Populare Române [Arachnida. Acaromorpha, Suprafamily Ixodoidea (Ticks). In: Fauna of the People s Republic of Romania]. Bucharest: Academiei Republicii Populare Române. 22. Filippova N.A., 1961. K sistematike kleŝej grupy «crenulatus» (Ixodidae, Ixodes, Pholeoixodes). [On the taxonomy of ticks of the group «crenulatus» (Ixodidae, Ixodes, Pholeoixodes)]. Parazitol. Sb. Zool. Inst. Akad. Nauk SSSR. 20: 226-247. 30

23. Filippova N.A. 1977. Fauna SSSR. Paukoobraznye; 4 (4): Iksodovye kleŝi podsem. Ixodinae [Fauna of the USSR. Arachnida 4 (4): Ixodid ticks of the subfamily Ixodinae]. Izd. Nauka, Leningrad. 24. Filippova N.A., 2017. History of the species range of ixodid ticks, vectors of pathogens with natural nidality (Acari, Ixodidae), as a prerequisite of their intraspecific biodiversity. Entomol. Rev. 97: 255 275. 25. Filippova N.A., Panova I.V. 2000. Vnutrividovaâ differenciacjâ nornogo kleŝa Ixodes crenulatus (Ixodidae) [Intraspecific differentiation of nest ambushing tick Ixodes crenulatus (Ixodidae)]. Parazitologiya, 34, 265 279. 26. Földvári G., Farkas R. 2005. Ixodid tick species attaching to dogs in Hungary. Vet. Parasitol. 129: 125 131. 27. Gilot B., Aubert M.F.A. 1985. Les Ixodidae (Acariens, Ixodoidea) parasites de carnivores sauvages dans les Alpes françaises et leur avant-pays [Ixodidae (Acari, Ixodoidea) parasites of wild carnivora in French Alps and their fore countries]. Acarologia 26: 215-233. 28. Gothe R., Stendel W., Holm R. 1977. Zum Vorkommen von Ixodes canisuga Johnston, 1848, in Deutschland, ein Betrag zur Ixodes-Fauna [On the occurrence of Ixodes canisuga Johnston, 1848, in Germany, a contribution to the Ixodes-fauna]. Z. Parasitenkd. 53: 123-128. 29. Grebenûk R.V. 1956. Iksodovye kleŝi Džalal-Abadskoj oblasti [Ixodid ticks of Dzhalal-Abad Oblast]. Trud. Inst. Zool. Parasit., Akad. Nauk Kirgiz. SSR (5): 169-170. 30. Grebenûk R.V., Berendaeva E.L. 1955. K voprosu rasprostraeniâ i čislennosti iksodovyh kleŝej surkov Kirgizii [On the question of distribution and numbers of Ixodid ticks on marmots in Kirgizia]. Trud. Inst. Zool. Parasit. Akad. Nauk. Kirgiz SSR, 4: 107-115. 31. Guglielmone A.A., Robbins R.G., Apanaskevich D.A., Petney T.N., Estrada-Peña A., Horak I.G. 2014. The hard ticks of the world: (Acari: Ixodida: Ixodidae). Springer Science & Business Media, Dordrecht Heidelberg New York London. 32. Harris S., Thompson G.B. 1978. Populations of the ticks Ixodes (Pholeoixodes) hexagonus and Ixodes (Pholeoixodes) canisuga infesting suburban foxes, Vulpes vulpes. J. Zool. 186: 83 93. 31

33. Hornok S., Sándor A.D., Beck R., Farkas R., Beati L., Kontschán J., Takács N., Földvári G., Silaghi C., Meyer-Kayser E., Hodžić A., Tomanović S., Abdullah S., Wall R., Estrada-Peña A., Duscher G.G., Plantard O. 2017. Contributions to the phylogeny of Ixodes (Pholeoixodes) canisuga, I. (Ph.) kaiseri, I. (Ph.) hexagonus and a simple pictorial key for the identification of their females. Parasit. Vectors 10: 545. 34. Jaczewski T., Kowalska K., Nast J. 1963. Międzynarodowy kodeks nomenklatury zoologicznej. Zakład Narodowy im. Ossolińskich, Wrocław, Warszawa, Kraków. 35. Jaenson T.G.T., Tälleklint L., Lundquist L., Olsen B., Chirico J., Mejlon H. 1994. Geographical distribution, host associations, and vector roles of ticks (Acari: Ixodidae, Argasidae) in Sweden. J. Med. Entomol. 31: 240-256. 36. Jennet A.M., Smith F.D., Wall R. 2013. Tick infestation risk for dogs in peri-urban park. Parasites & Vectors, 6: 358. 37. Johnsen P. 1946. Bidrag til Kundskaben om den danske ixodide-fauna [Contribution to the Knowledge of the Danish Ixodide Fauna]. Ent. Medd. Kobenhaven 24: 397-401. 38. Johnston G. 1849: The acarides of Berwickshire specifically described. Proc. Berwick Nat. Club (1842-1849), 2: 371. 39. Karbowiak G., Nowak-Chmura M., Szewczyk T., Werszko J., Siuda K. 2017. Występowanie kleszczy z podrodzaju Pholeoixodes w Polsce w pierwszej dekadzie XXI wieku. W: Buczek A., Błaszak Cz. (red.) Stawonogi w środowisku miejskim i podmiejskim. Koliber, Lublin: 69-81. 40. Karbowiak G., Szewczyk T., Werszko J. 2016. Ectoparasites of carnivores in northeastern Poland. Ann. Parasitol. 62 (suppl.): 184. 41. Karpelles L. 1894. Bausteine zu einer Acarofauna Ungarns, mit Tafel XIII-XX [Contribution to an Acarofauna of Hungary, with tables XIII-XX]. Mathematische und Naturwissenschaftliche Berichte aus Ungarn, 11-1894: 80-134. 42. Kloch A., Mierzejewska E.J., Karbowiak G., Slivinska K., Alsarraf M., Rodo A, Kowalec M., Dwużnik D., Didyk Y.M, Bajer A., 2017. Origins of recently emerged foci of the tick Dermacentor reticulatus in central Europe inferred from molecular markers. Veterinary Parasitology, 237: 63-69. 32

43. Koch K.L. 1844. In Deutschlands Crustaceen, Myriapoden und Arachniden. Ein Beitrag zur deutschen Fauna [Germany's crustaceans, myriapods and arachnids: a contribution to German fauna]. Herausgegeben von Herrich-Schaäffer, Regensburg, part 39 44. Liebisch A., Walter G. 1986. Untersuchungen von Zecken bei Haus- und Wildtieren in Deutschland: Zum Vorkommen und zur Biologie der Igelzecke (Ixodes hexagonus) und der Fuchszecke (Ixodes canisuga) [Studies on ticks (Ixodidae) in domestic and wild animals in Germany: on the occurrence and biology of the hedgehog tick (Ixodes hexagonus) and the fox tick (Ixodes canisuga)]. Dtsch. tierarztl. Wschr. 9: 377-464. 45. Lorusso V., Lia R.P., Dantas-Torres F., Mallia E., Ravagnan S., Capelli G., Otranto D. 2011. Ixodid ticks of road-killed wildlife species in southern Italy: new tick-host associations and locality records. Exp. Appl. Acarol. 55: 293-300. 46. Lotockij B.V. 1948. Iksodovye kleŝi dikih životnyh Tadžikistana [Ixodid ticks of wild animals in Tadzhikistan]. Soobshch. Tadzhik. Fil. Akad. Nauk USSR: 11. 47. Majewska A. 1979. Pasożyty zewnętrzne ssaków łownych. Bad. Fizjogr. Pol. Zach., S.C Zool. 32: 123-142. 48. Manilla G., Iori A. 1992. Chiave illustrata delle zecche d'italia. I: Stadi larvali delle specie della sottofamiglia Ixodinae (Acari, Ixodoidea, Ixodidae). [Illustrated key to the ticks of Italy. I. Larval stages of the species of the Ixodinae subfamily (Acari, Ixodoidea, Ixodidae)]. Parassitologia 34: 83-95. 49. Manilla G., Iori A. 1993. Chiave illustrata delle zecche d'italia. II: Stadi ninfali delle specie della sottofamiglia Ixodinae (Acari, Ixodoidea, Ixodidae) [Illustrated key to the ticks of Italy. II: Nymphal stages of the species of the Ixodinae subfamily (Acari, Ixodoidea, Ixodidae)]. Parassitologia 35: 37-45. 50. Martyn K.P. 1988. Provisional atlas of the ticks (Ixodoidea) of the British Isles. Biological Records Centre, Natural Environment Research Council, UK. 51. Meyer-Kayser E., Hoffmann L., Silaghi C., Pfister K., Mahling M., Passos L.M. 2012. Dynamics of tick infestations in foxes in Thuringia, Germany. Ticks Tick. Borne Dis. 3: 232-239. 33

52. Mihalca A.D., Dumitrache M.O., Magdaş C., Gherman C.M., Domşa C., Mircean V., Ghira I.V., Pocora V., Ionescu D.T., Sikó B. S., Cozma V., Sándor A.D. 2012. Synopsis of the hard ticks (Acari: Ixodidae) of Romania with update on host associations and geographical distribution. Exp. Appl. Acarol. 58: 183-206. 53. Nosek J., Sixl W. 1972. Central-European ticks (Ixodoidea). Mitt. Abt. Zool. Landesmus. Joanneum 1: 61 92. 54. Nowak-Chmura M. 2013. Fauna kleszczy (Ixodida) Europy Środkowej. Wydawnictwo Naukowe Uniwersytetu Pedagogicznego, Kraków. 55. Nowak-Chmura M., Siuda K. 2012. Ticks of Poland: review of contemporary issues and latest research. Ann. Parasitol. 58: 125-155. 56. Nuttall G.H.F., Warburton C., Cooper W.F., Robinson L.E., 1908. Ticks. A monograph of the Ixodoidea. Cambridge University Press. 57. Ogden N.H., Cripps P., Davison C.C., Owen G., Parry J.M., Timms B.J. Forbes A.B. 2000. The ixodid tick species attaching to domestic dogs and cats in Great Britain and Ireland. Med. Vet. Entomol. 14: 332-338. 58. Olenev N.A. 1931. Parasitičeskie kleŝi Ixodidea fauny SSSR. W: Opredelitel po faune SSSR. [Parasitizing mites of USSR fauna. In: Guide for the USSR fauna]. Izd. Nauk AN SSSR, Leningrad: 1-125. 59. Page R.J., Langton S.D. 1996. The occurrence of ixodid ticks on wild mink Mustela vison in England and Wales. Med. Vet. Entomol. 10: 359-364. 60. Paulauskas A., Galdikas M., Galdikaitė-Brazienė E., Stanko M., Kahl O., Karbowiak G., Radzijevskaja J. 2018. Microsatellite-based genetic diversity of Dermacentor reticulatus in Europe. Inf. Gen. Evol. 66: 200-209. 61. Petney T.N., Pfäffle M.P., Skuballa J.D. 2012. An annotated checklist of the ticks (Acari: Ixodida) of Germany. Syst. Appl. Acarol. 17: 115 170. 62. Pomerancev B.I., 1950. Fauna SSSR. Paukoobraznye. Tom IV, vyp. 2. Iksodovye kleŝi (Ixodoidae). Izd. Nauk AN SSSR, Moskwa, Leningrad. 63. Pomerancev B.I., Matikašvili N.V., Lotocky B.V. 1940. Êkologo-faynističeskij očerk kleŝej Ixodidae (Acarina) Zakavkaz â [Ecological and faunistic study of Ixodidae ticks Ixodidae (Acarina) in Transcaucasia]. Parasitol. Sb. Zool. Inst. Akad. Nauk SSSR, 7: 100-133. 34

64. Rageau J. 1972. Repartition geographique et role pathogene des tiques (Acariens: Argasidae et Ixodidae) en France [The geographic range and epidemiological role of ticks (Acarina, Argasidae i Ixodidae) in France. Wiad. Parazytol. 18: 707-719. 65. Rosický B. 1953: Bionomicko-faunistický nástin klíšťat (Ixodidae) z území ČSR [Bionomic-faunistic survey of Ixodidae from Czechoslovakia]. Zoologické a entomologické listy, 2: 120-130. 66. Sandor A.D., 2017. Ixodes canisuga Johnston, 1849. W: Estrada-Peña A., Mihalca A.D., Petney T.N. (red.), Ticks of Europe and North Africa. A Guide to Species Identification. Springer International Publishing: 137-141. 67. Sándor A.D., D Amico G., Gherman C.M., Dumitrache M.O., Domşa C., Mihalca A.D. 2017. Mesocarnivores and macroparasites: altitude and land use predict the ticks occurring on red foxes (Vulpes vulpes). Parasites Vectors 10: 173. 68. Santos-Silva M.M., Beati L., Santos A,S,. De Sousa R., Núncio M.S., Melo P., Santos-Reis M., Fonseca C., Formosinho P., Vilela C., Bacellar F. 2011. The hard-tick fauna of mainland Portugal (Acari: Ixodidae): an update on geographical distribution and known associations with hosts and pathogens. Exp. Appl. Acarol. 55: 85-121. 69. Schöffel I., Schein E., Wittstadt U., Hentsche J. 1991. Zur Parasitenfauna des Rotfuchses in Berlin (West) [To the parasite fauna of the red fox in Berlin (Western)]. Berl. Münch. Tierärztl. Wschr. 104: 153-157. 70. Schulze P. 1942. Die morphologische Bedeutung des Afters und seiner Umgebung bei den Zecken [Morphological significance of anus and its surroundings in ticks]. Z. Morphologie Ökologie. Tire. 38: 630 658. 71. Semaško L.L. 1961. Polevoy i domovoy vorob i kak nositeli kleŝey v Turkmenii. Soobŝenie 2. [Passer montanus Pallius Lar. and Passer domesticus griseogularis Sharpe as tick vectors in Turkmenia. Part 2]. Zool. Zh. 40: 1070-1078. 72. Siuda K. 1993. Kleszcze Polski (Acari: Ixodida). II. Systematyka i rozmieszczenie. Polskie Towarzystwo Parazytologiczne, Warszawa. 73. Siuda K. 1995. The review of data on the distribution of Ixodida (Acari) in Poland. W: Kropczyńska D., Boczek J., Tomczyk A. (red.). The acari. Physiological and ecological aspects of acari-host relationships. Oficyna Dabor, Warszawa: 273-280. 35

74. Siuda K., Siuda A., Siuda H., Dutkiewicz J. 1972. Nowe stanowiska niektórych gatunków kleszczy z podrodzaju Pholeoixodes Schulze, 1942 (Ixodes, Ixodidae, Acarina) na terenie Polski. Wiad.Parazytol. 18: 745-749. 75. Sixl W., Nosek J. 1972. Zur Medizinische Bedeutung der Zecken Österreichs [The medical significance of ticks in Austria]. Mitt. Abt. Zool. Landesmuseum Joanneum 1: 29 50. 76. Sobrino R., Millán J., Oleaga A., Gortázar C., de la Fuente J., Ruiz-Fons F. 2012. Ecological preferences of exophilic and endophilic ticks (Acari: Ixodidae) parasitizing wild carnivores in the Iberian Peninsula. Vet. Parasitol. 184: 248-257. 77. Sonenshine D.E., Kohls G.M., Clifford C.M. 1969. Ixodes crenulatus Koch, 1844 synonymy with I. kaiseri Arthur, 1957 and redescriptions of the male, female, nymph, and larva (Acarina: Ixodidae). Acarologia 11: 193-206. 78. Sréter T., Széll Z., Varga I. 2003. Ectoparasite infestations of red foxes (Vulpes vulpes) in Hungary. Vet. Parasitol. 115: 349 354 79. Svirskaâ S.A. 1941. O kleŝah Mongolii. Tezisy Dokl. 3 Soveŝ. Parasitol. Probl. 32-33. 80. Tsapko N.V., 2017. Ticks (Acari, Ixodidae) of the North Caucasus: species diversity and host-parasite relationships. Entomological Review, 97, 4, 542 553 81. Vladimirescu A.L., Coipan E.C. 2010. Cǎpuşele (Acari: Ixodidae) vectori pentru agenţii patogeni [Ticks (Acari: Ixodidae) as vectors of disease agents]. Ars Docendi, Bucharest. 82. von Schöffel I., Schein E., Wittstadt U., Hentsche J. 1991. Zur Parasitenfauna des Rotfuchses in Berlin (West) [About the parasitofauna of foxes in Berlin (Western)]. Berl. Münch. Tierärztl. Wschr. 104: 153-157. 83. Walter G., Kock D., Liebisch A. 1986. Beitrag zur Zecken-Fauna der Bundesrepublik Deutschland (Arachnida: Acarina: Ixodidae) [Contribution to the tick-fauna of the Federal Republic of Germany (Arachnida: Acarina: Ixodidae)]. Senckenbergiana Biol. 67: 199-206. 84. Wodecka B., Michalik J., Lane R.S., Nowak-Chmura M., Wierzbicka A. 2016. Differential associations of Borrelia species with European badgers (Meles meles) and 36

raccoon dogs (Nyctereutes procyonoides) in western Poland. Ticks Tick-borne Dis. 7: 1010 1016. 37

Charakterystyka populacji Dermacentor reticulatus na terenie gminy Ciechanowiec Adam Kamil Trzeszczkowski, Justyna Dunaj, Sławomir Pancewicz Klinika Chorób Zakaźnych i Neuroinfekcji, Uniwersytet Medyczny w Białymstoku, ul. Żurawia 14 blok D, 15-540 Białystok email: adamtrzeszczkowski@gmail.com Streszczenie Dermacentor reticulatus (kleszcz łąkowy) to jeden z najważniejszych gatunków kleszczy w Polsce pod względem znaczenia weterynaryjnego. Duża epidemiologiczna rola tego kleszcza wynika przede wszystkich ze zdolności do przenoszenia licznych patogenów, możliwości rozprzestrzeniania się na duże odległości za pośrednictwem mobilnych zwierząt i doskonałym zdolnościom adaptacyjnym do nowych środowisk. Ekspansja D. reticulatus i jego udział w rozprzestrzenianiu odkleszczowych patogenów skłania do dalszego pogłębiania wiedzy o tym gatunku. Niniejsza praca jest podsumowaniem dotychczasowej wiedzy o populacji D. reticulatus na Obszarze Chronionego Krajobrazu Doliny Bugu i Nurca w gminie Ciechanowiec i na ościennych chronionych terenach na podstawie obserwacji prowadzonych w latach 2016 2018. Wstęp Dermacentor reticulatus (kleszcz łąkowy) jest krwiopijnym zewnętrznym pasożytem o szczególnym znaczeniu zarówno medycznym, jak i weterynaryjnym w Europie i Azji (Zając i wsp. 2016). Ten kleszcz na dużą zdolność do przystosowania się do zmian zachodzących w środowisku. Obecnie uważa się, że D. reticulatus jest po kleszczu pospolitym (Ixodes ricinus) najważniejszym pod względem epidemiologicznym gatunkiem kleszcza w Polsce (Kadulski i Izdebska 2009, Karbowiak i Kiewra 2010). Jego duże znaczenie ma związek nie tylko ze stale wzrastającą liczebnością tego gatunku, co już samo w sobie może być uznawane za niebezpieczne, ale również, a może przede wszystkim, z dużą różnorodnością przenoszonych patogenów. Może to stanowić zagrożenie dla zdrowia ludzi i zwierząt towarzyszących przebywających na terenach zasiedlonych przez D. reticulatus. Ten kleszcz jest wektorem licznych pierwotniaków, bakterii oraz wirusów (Bartosik 2012). Znaczenie Dermacentor reticulatus jako wektora patogenów D. reticulatus to gatunek kleszczy, który podczas pobierania krwi żywiciela może przekazać jeden lub większą liczbę gatunków patogenów (Dunaj i wsp. 2018a, b). Dostępne dane wskazują, iż u D. reticulatus mogą występować liczne czynniki chorobotwórcze, takie jak: Borrelia burgdorferi sensu lato, pierwotniaki Babesia canis, Babesia bovis, Babesia microti, Babesia divergens, Babesia cabali, Rickettsia helvatica, Rickettsia slovaca, Rickettsia raoulti i Rickettsia conori. Ponadto u tego kleszcza mogą 38

występować również Coxiella burnetii, Anaplasma marginale, Toxoplasma gondii, Francisella tularensis i wirus kleszczowego zapalenia mózgu (Stańczak 2006, Chmielewski i wsp. 2009, Alberdi i wsp. 2012, Bartosik 2012, Nowak-Chmura 2013, Bartosik i wsp. 2015, Földvári i wsp. 2016). Kleszcz łąkowy wykazuje wiele cech, które czynią z niego gatunek niezwykle ważny w kontekście rozprzestrzeniania patogenów w środowisku. D. reticulatus jest gatunkiem trójżywicielowym, tj. zmieniającym żywiciela po każdym przeobrażeniu (Bartosik 2012). Ma on szerokie spektrum gospodarzy i wraz z nimi może rozprzestrzeniać się na znaczne odległości (Földvári i wsp. 2016). Istotną cechą, zwłaszcza z epidemiologicznego punktu widzenia, jest również długie żerowanie, który umożliwia transmisję patogenów od kleszcza do gospodarza lub odwrotnie. Jest to możliwe dzięki sposobowi żerowania kleszczy (Siuda 2006). Ponadto u D. reticulatus, podobnie jak u innych kleszczy, patogeny mogą być przekazywane z jednego stadium do następnego lub od samicy na jaja (Siuda 2006). D. reticulatus ma duży potencjał rozrodczy, stosunkowo dobrą przeżywalność i jest odporny na niekorzystne warunki środowiskowe (Földvári i wsp. 2016). Wybrane zagadnienia z ekologii Dermacentor reticulatus D. reticulatus jest pasożytem o szerokim zasięgu występowania w strefie umiarkowanej (Buczek i wsp. 2014). Rozprzestrzeniony jest w Eurazji, od Hiszpanii i Francji na zachodzie do obszarów Syberii (dorzecze Jenisej) na wschodzie. Panuje pogląd, że na kontynencie występują dwie populacje. Pierwsza występuje na terenach leżących w zachodniej części, tj. na obszarze Francji, Anglii, zachodnich Niemiec i w Europie Środkowej. Druga zaś znajduje się między innymi w północno-wschodniej części Polski aż do dorzecza rzeki Jenisej (Karbowiak i Kiewra 2010, Siuda 2012, Siuda 2013). Obie populacje rozdziela obszar od Węgier po Morze Bałtyckie, na którym nie występuje D. reticulatus (Karbowiak i Kiewra 2010). Szybka ekspansja kleszcza łąkowego na nowe tereny na skutek między innymi zmian klimatycznych i wzrostu aktywności człowieka wpływa na zmianę zasięgu rozprzestrzenienia tego kleszcza (Karbowiak i Kiewra 2010). D. reticulatus preferuje tereny wilgotne, takie jak: brzegi jezior i rzek, łąki lub lasy położone w pobliżu zbiorników lub cieków wodnych, tereny podmokłe lub bagienne (Bogdaszewska i wsp. 2006, Karbowiak i Kiewra 2010, Zając i wsp. 2014). Jednak z łatwością mogą one przystosować się do odmiennych warunków środowiska i zasiedlać tereny o nieco niższym poziomie wilgotności. Nie bez znaczenia pozostaje tu także czynnik, jakim jest obecność wód gruntowych wpływający na wilgotność gleby oraz na jej ochronę przed nadmiernym wysuszeniem (Karbowiak i Kiewra 2010). Na szczególną uwagę zasługuje fakt coraz częstszego występowania kleszcza łąkowego na terenach zurbanizowanych (Rubel i wsp. 2016). W cyklu rozwojowym D. reticulatus pojawiają się jaja, larwy, nimfy i postacie dorosłe. Larwy mają długość od 0,49 do 0,57 mm i szerokość od 0,40 do 0,42 mm. Większe wymiary osiągają głodne nimfy (do 1,2 ). Największe są dojrzałe stadia: samiec osiąga długość do 5,1 mm i szerokość do 3,1 mm, zaś samica długość od 2,2 do 3,36 mm długości i szerokość od 1,68 do 2,38 mm (Buczek 2005). D. reticulatus jest kleszczem pozagniazdowo-norowym z wyraźnie zaznaczonym dymorfizmie płciowym (Siuda 2013). D. reticulatus jest dobrze przystosowany do pasożytniczego trybu życia i do długotrwałego związku z żywicielem (Bartosik 2012). 39

Stadia niedojrzałe pasożytują głównie na gryzoniach, takich jak: nornica ruda (Myodes glareolus), nornik północny (Microtus oeconomus), nornik zwyczajny (Microtus arvalis), nornik bury (Microtus agrestis), mysz polna (Apodemus agrarius) lub mysz zaroślowa (Apodemus sylvaticus). Często spotykanymi zwierzętami, na których znajdowano młodociane stadia są owadożerne (Insectivora), m.in. ryjówka aksamitna (Sorex araneus). Ponadto nimfy mogą pasożytować na większych zwierzętach (np. zającach). Dojrzałe stadia mogą atakować zwierzęta domowe - bydło (Bos taurus) i psy domowe (Canis familiaris), oraz zwierzęta dziko żyjące - jelenie (Cervus elaphus), łosie (Alces alces), dziki (Sus scrofa) lub lisy (Vulpes vulpes) (Buczek 2010, Bartosik 2012, Siński i Welc-Falęciak 2012, Zając 2015, Zając i wsp. 2016). Jak wynika z badań ankietowych i wywiadów przeprowadzonych z lekarzami weterynarii, psy są częstymi żywicielami D. reticulatus na terenach mniej lub bardziej zurbanizowanych. Najwięcej aktywnych kleszczy pojawia się na wiosnę i w jesieni. Zależność taką widać po dokonaniu analizy liczby chorych osobników leczonych w przychodniach weterynaryjnych w poszczególnych miesiącach (Trzeszczkowski i Kiziewicz 2015). Różne stadia tych kleszczy występują na nieco odmiennych wysokościach. W najniższych częściach roślin i na powierzchni gruntu znajdują się larwy. Osobniki dorosłe częściej można spotkać na roślinności do wysokości ok. 1,5 metra (Dobrzyński 2013). U D. reticulatus występują dwa szczyty aktywności sezonowej. Pierwszy wiosenny, rozpoczynający się w drugiej połowie marca i kończący się w drugiej połowie czerwca. Drugi jesienny rozpoczyna się w połowie sierpnia i może trwać do połowy listopada (Bartosik i wsp. 2011, Nowak-Chmura 2013). Aktywność jesienna w przypadku kleszcza łąkowego może być większa niż ta obserwowana w miesiącach wiosennych (Bartosik i wsp. 2011). Aktywność może się również różnić w zależności od rejonu geograficznego, chociaż jej dynamika jest zachowana. Badania wykazują, że w niemal całych obydwu szczytach aktywności samice dominują liczebnie nad samcami. Samce liczebnie dominują nad samicami jedynie przez krótki okres na początku okresu jesiennego (Bartosik i wsp. 2011). Charakterystyka wybranych czynników środowiskowych wpływających na liczebność i rozmieszczenie Dermacentor reticulatus Istnieje wiele czynników wpływających na populację kleszczy w środowisku. Decyduje o tym nie tylko rozrodczość czy śmiertelność w danej populacji, ale także zdolność ekspansji i zasięg występowania, który jest determinowany przez różnorodne czynniki środowiskowe (Bartosik 2012). Do najważniejszych czynników kształtujących strukturę populacji zalicza się temperaturę, wilgotność i długość dnia, oraz obecność żywicieli (Bartosik 2012 Zając i wsp. 2014). Występowanie żywicieli jest jednym z najważniejszych warunków zasiedlania przez kleszcze nowych obszarów, oraz wpływa na liczebność i migrację kleszcza łąkowego (Bartosik 2012). Liczebność kleszczy mogą ograniczać organizmy odżywiające się tymi stawonogami (np. niektóre stawonogi, gady i ptaki) (Zając i wsp. 2014). Ważnym czynnikiem biotycznym decydującym o występowaniu kleszczy D. reticulatus jest szata roślinna. W badaniach przeprowadzonych w Poleskim Parku Narodowym kleszcze D. reticulatus zbierano z terenów, na których występowały 40

między innymi zbiorowiska Poa Pratensis-Festucs rubra, Sieglingio-Agrostietum, Sphango squarrosi-alnetum (ols torfowcowy) i Ribeso nigri-alnetum (ols porzeczkowy) (Zając 2015). Obecność szaty roślinnej ma wpływ na utrzymanie odpowiedniej wilgotności (Kulisz i wsp. 2014). Istotną grupą czynników wywierających znaczny wpływ na strukturę D. reticulatus są czynniki abiotyczne. Do najważniejszych możemy zaliczyć między innymi temperaturę, wilgotność i długość dnia. Temperatura ma relatywnie duży wpływ na aktywność sezonową kleszczy. Jest też jednym z ważnych czynników wpływających na wystąpienie diapauzy. Ponadto decyduje ona o zasięgu występowania gatunku, a także wpływa na regulację tempa procesów życiowych (Boczek i Błaszak 2005). Działanie temperatury przyczynia się także do zmniejszenia lub wzrostu mobilności kleszczy oraz wpływa na fazę żerowania pasożytów (Zając 2015). Wilgotność pełni ważną rolę w kształtowaniu populacji D. reticulatus. Kleszcze są narażone na utratę wody, co może wpływać na obniżenie aktywności podczas poszukania żywiciela. Przed niskim poziomem wilgotności kleszcze chronią się poprzez absorbcję wody z atmosfery (Gaede i Knülle 1997). Umożliwia to występowanie kleszczy w warunkach, w których wilgotność jest niższa od optymalnego poziomu. Ostatnim omawianym elementem wpływającym na aktywność kleszczy jest długość dnia oraz jej zmiany (Bartosik i wsp. 2011, Kulisz i wsp. 2014). Jest to jeden z czynników, który na drodze neurohormonalnej i hormonalnej wpływa na indukowanie diapauzy (Zając 2015). Gmina Ciechanowiec jako obszar występowania Dermacentor reticulatus informacje ogólne Gmina Ciechanowiec leży na południowo-zachodnim krańcu województwa Podlaskiego i zajmuje około 15,7% powierzchni powiatu wysokomazowieckiego. Sama gmina obejmują obszar ponad 20 000 hektarów i ma szczególne położenie geograficzne. Około 8% jej powierzchni zajmuje Podlaski Przełom Bugu (Dolina Bugu), pozostałe tereny położone są na Wysoczyźnie Drohiczyńskiej i Wysokomazowieckiej. Tereny należące do gminy Ciechanowiec charakteryzują się występowaniem licznych ekosystemów łąkowych, które wraz z pastwiskami zajmują one 21,5% powierzchni. Lasy znajdują się na 27% powierzchni gminy. Obszar jest głównie wykorzystywany do celów rolniczych (Tomaszewski 2012). Pod względem klimatycznym gmina Ciechanowiec, według klasyfikacji Köppena i Geigera należy do Dfb (klimat wilgotny kontynentalny z ciepłym latem). Średnia temperatura roczna wynosi około 7 C, zaś ilość opadów (dość znacznych) wynosi ponad 540 mm w skali roku. Według danych zawartych w klimatogramie Ciechanowca (dostępnego na stronie www.pl.climate-data.org), dla badanego obszaru najcieplejszym miesiącem jest lipiec ze średnią temperaturą ponad 18 C, natomiast najzimniejszym - styczeń, w którym średnia temperatura wynosi - 5,5 C. Średnie wartości ujemne utrzymują się tu na ogół (w zależności od roku) od grudnia do lutego (chociaż niskie temperatury obserwuje się również w marcu). Obszar badań charakteryzuje się stosunkowo dużymi opadami, których przewaga pojawia się w miesiącach letnich (głównie lipiec). Najmniej opadów jest w lutym. 41

Ważnym elementem krajobrazu zarówno miasta jak i gminy Ciechanowiec są rzeki. Rzeka Bug stanowi jednocześnie granicę pomiędzy województwami Podlaskim i Mazowieckim. W raporcie dotyczącym jakości wód rzeki Bug i jej dopływów w latach 2005-2014 wynika, że obszar ma niezwykłe walory przyrodnicze. Koryta rzek nie uległy większym przekształceniom, co umożliwiło zachowanie wielu naturalnych siedlisk w tym Salici-Populetum (łęg wierzbowo-topolowy), łąki trzęślicowe czy Cnidion dubi (łąki selernicowe), które rzadko występują przy uregulowanych rzekach. Ze względu na cenne zasoby przyrodnicze Bugu utworzono tam liczne obszary chronione (Bielak-Bielecki i wsp. 2015). Nurzec, to druga rzeka o ogromnym znaczeniu przyrodniczym dla gminy. Jest prawym dopływem Bugu i jednocześnie jedną z największych rzek w rejonie północno wschodnim. Jej dolny odcinek położony jest w Obszarze Chronionego Krajobrazu Doliny Bugu i Nurca natomiast jej ujście leży w obszarze Doliny Dolnego Bugu (Bielak-Bielecki i wsp. 2015). Na terenie gminy Ciechanowiec oraz jej bliskiej okolicy znajduje się wiele terenów atrakcyjnych pod względem przyrodniczym, które połączone korytarzami ekologicznymi tworzą olbrzymi i różnorodny kompleks ekosystemów z bogactwem fauny i flory. Szczególną uwagę warto zwrócić na Nadbużański Park Krajobrazowy, Specjalny Obszar Ochrony Siedlisk Ostoja Nadbużańska, Obszar Specjalnej Ochrony Ptaków Dolina Dolnego Bugu oraz Obszar Chronionego Krajobrazu Doliny Bugu i Nurca. Nadbużański Park Krajobrazowy To jeden z największych parków krajobrazowych w Polsce. Wykazuje dużą różnorodność środowiskową. Cechą charakterystyczną jest zachowana dolina Bugu, której liczne meandry, wyspy, piaszczyste skarpy czy porośnięte starorzecza są ostoją dla wielu gatunków roślin i zwierząt. Wśród kręgowców dominują ptaki (Aves). Według danych zawartych na stronie Nadbużańskiego Parku Krajobrazowego odnotowano ich blisko 191 gatunków. Spotkać tu można 49 gatunków ssaków (Mammalia), z których ponad połowa objęta jest ochroną prawną (ścisłą lub częściową). Warto także zwrócić uwagę na stosunkowo bogaty skład herpetofauny (6 gatunków gadów oraz 12 gatunków płazów). Do najcenniejszych zbiorowisk roślinności należy zaliczyć lasy łęgowe, aczkolwiek głównie występują tu bory sosnowe. Flora Nadbużańskiego Parku Krajobrazowego jest bogata i urozmaicona. Znajduje się tu wiele gatunków paproci, widłaków czy skrzypów, ponad tysiąc gatunków roślin dwuliściennych oraz jednoliściennych. Sam skład jakościowy drzew to ponad 50 gatunków (www.parkiotwock.pl/nadbuzanski-park-krajobrazowy). Specjalny Obszar Ochrony Siedlisk Ostoja Nadbużańska Na terenie gminy Ciechanowiec znajduje się około 1,7% powierzchni Ostoji Nadbużańskiej. Teren o stosunkowo małym zalesieniu z dominującą rolą łąk i pastwisk. Specjalny Obszar Ochrony Siedlisk Ostoja Nadbużańska stanowi naturalną rzeczną dolinę wraz z otaczającymi ją lasami oraz zbiorowiskami łąk. Występują tu liczne starorzecza, śródlądowe wydmy, suche wrzosowiska, łęgi topolowe i wierzbowe czy ciepłolubne dąbrowy. Pojawia się też wydra (Lutra lutra), traszka grzebieniasta (Triturus cristatus) czy bóbr europejski (Castor fiber). Na terenie gminy Ciechanowiec Specjalny Obszar Ochrony Siedlisk to fragment wilgotnego 42

terenu sąsiadujący z korytem Bugu przy ujściu rzeki Nurzec (Gadomska i Ciulkin 2017). Obszar Specjalnej Ochrony Ptaków Dolina Dolnego Bugu Obszar ten zajmuje około 5,3% gminy Ciechanowiec (4,4 km długości oraz 2,3 do 2,6 km szerokości). Cały teren chroniony to około 260 kilometrowy odcinek Bugu, położony na terenie trzech województw: Lubelskiego, Mazowieckiego i Podlaskiego. Pojawiają się tu starorzecza oraz liczne piaszczyste wyspy czy też zarośla wierzbowotopolowe. Tereny te tworzą ptasią ostoję o randze europejskiej. Pojawia się tu między innymi gadożer (Circaetus gallicus), zimorodek (Alcedo athis) bocian czarny (Ciconia nigra), bocian biały (Ciconia ciconia) błotniak stawowy (Circus aeruginosus), derkacz (Crex crex), cyranka (Anas querquedula) czy krwawodziób (Tringa tetanus) (Gadomska i Ciulkin 2017) Obszar Chronionego Krajobrazu Doliny Bugu i Nurca Obszar leżący na terenie trzech gmin, (Nur, Perlejewo, Ciechanowiec) z których każda należy do innego powiatu. Zajmuje powierzchnię 3 778 ha z czego 10,6% leży na obszarze gminy Ciechanowiec. W jego skład wchodzą tereny o dobrze zachowanych i cennych walorach przyrodniczych charakteryzujące się dużym stopniem neutralności. Cechą charakterystyczną jest tzw. mozaikowatość terenu. Występuje tam między innymi jeleń (Cervus elaphus), dzik (Sus scrofa), lis (Vulpes vulpes), łoś (Alces alces) borsuk (Meles meles), sarna (Capreolus capreolus), wiele gatunków nietoperzy, kret (Talpa europaea), jeż europejski (Erinaceus europaeus). Ponieważ znajduje się tu dużo terenów wodnych spotkać można także bobra europejskiego (Castor fiber). Warto zwrócić uwagę na awifaunę terenów położonych nad Bugiem i Nurcem. Tereny Obszaru Chronionego Krajobrazu Doliny Bugu i Nurca obfitują w bogactwo ptaków wśród nich na szczególną uwagę zasługuje zimorodek zwyczajny (Alcedo atthis), sroka zwyczajna (Pica pica), wrona siwa (Corvus corone), trzmielojad zwyczajny (Pernis apivorus) oraz jemiołuszka zwyczajna (Bombycilla garrulus), żuraw (Gruidae), łabędź (Cygnus olor), kaczka krzyżówka (Anas platyrhynchos), bocian biały (Ciconia ciconia) i bocian czarny (Ciconia nigra), jastrząb zwyczajny (Accipiter gentillis), puchacz zwyczajny (Bubo bubo), jarząbek zwyczajny (Tetrastes bonasia), a także dzięcioły między innymi dzięcioł zielony (Picus viridis), dzięcioł duży (Dendrocopos major), kos zwyczajny (Turdus merula) i krętogłów zwyczajny (Jynx torquilla) (Tomaszewski 2012, Gadomska i Ciulkin 2017, obserwacje własne). Wstępna charakterystyka populacji Dermacentor reticulatus na Obszarze Chronionego Krajobrazu Doliny Bugu i Nurca w gminie Ciechanowiec Obszar Chronionego Krajobrazu doliny Bugu i Nurca jest częścią ogromnego kompleksu obszarów chronionych doliny Bugu, na który składają się poza nim, tereny Nadbużańskiego Parku Krajobrazowego, Parku Krajobrazowego Podlaski Przełom Bugu a także Specjalny Obszar Ochrony Siedlisk Ostoja Nadbużańska oraz Obszar Specjalnej Ochrony Ptaków Dolina Dolnego Bugu. Obszar Chronionego Krajobrazu Doliny Bugu i Nurca charakteryzuje się dużą bioróżnorodnością ekosystemową i gatunkową, co daje kleszczom z gatunku D. 43

reticulatus potencjalnie duże możliwości zdobycia żywiciela, a także umożliwia migrację na nowe tereny (głównie poprzez obecność korytarzy ekologicznych). Dodatkowo odpowiednie czynniki abiotyczne mogą czynić Obszar Chronionego Krajobrazu dogodnym siedliskiem do bytowania omawianych stawonogów. Wydaje się to istotne w kontekście bezpośredniej bliskości terenów zurbanizowanych np. miasta Ciechanowiec. Podczas badań przeprowadzonych w latach 2016-2018 na terenie Obszaru Chronionego Krajobrazu Doliny Bugu i Nurca odłowiono 811 kleszczy. Większość, tj. 64,86% zbiorów, stanowił D. reticulatus. W zbiorach stwierdzono także Ixodes ricinus, których udział procentowy wynosił 35,14. Tak znaczna przewaga kleszczy łąkowych utrzymywała się każdego roku, w którym prowadzono odłowy. W 2018 r. przewaga D. reticulatus była jeszcze większa i sięgała ponad 70%. Ponieważ badania prowadzono w zróżnicowanych środowiskach można było ustalić wstępnie preferencje środowiskowe kleszcza łąkowego. Po dokonaniu analiz różnych ekosystemów (las, łąka, pole itd.) oraz stref buforowych pomiędzy nimi wykazano, iż kleszcze D. reticulatus najchętniej wybierają tereny nasłonecznione (z bogatą szatą roślinną) znajdujące się na granicy wilgotnych łąk i lasów. Ze wszystkich kleszczy należących do gatunku D. reticulatus na na granicy wilgotnych łąk i lasów odłowiono ponad 47% wszystkich okazów. D. reticulatus był odławiany w różnych warunkach temperatury i wilgotności. W przypadku temperatury mierzonej do 15 cm nad powierzchnią gleby rozpiętość wynosiła od 4,8 C do 33,6 C. Najniższa zarejestrowana wilgotność podczas odłowów D. reticulatus wynosiła 29 %. Wnioski W związku z wyraźną ekspansją kleszcza łąkowego, którą można również odnotować na obszarach zurbanizowanych, rekreacyjnych i turystycznych, ważne jest kontynuowanie badań nad Dermacentor reticulatus, oraz przeprowadzenie dalszej inwentaryzacji populacji kleszczy na obszarach chronionych Doliny Bugu i Nurca. Literatura 1. Alberdi M.P., Nijhof A.M., Jongejan F., Bell-Sakyi L. 2012. Tick cell culture isolation and growth of Rickettsia raoultii from Dutch Dermacentor reticulatus ticks. Ticks Tick Borne Dis. 3(5): 349-354. 2. Bartosik K., Wiśniowski Ł., Buczek A. 2011. Abundance and seasonal activity of adult Dermacentor reticulatus (Acari: Amblyommidae) in eastern Poland in relation to meteorological conditions and the photoperiod. Annals of Agricultural and Environmental Medicine. 18(2): 340-344. 3. Bartosik K. 2012. Biologiczne i abiotyczne czynniki wpływające na pasożytniczą i pozapasożytniczą fazę cyklu życiowego kleszczy (Acari: Ixodida) w badaniach laboratoryjnych i terenowych. Rozprawa habilitacyjna. Koliber, Lublin. 4. Bartosik K., Zając Z., Buczek A., Tokarzewska P., Wojczuk E. 2015. Pathogens transmited by ticks parasiting humans. W: Buczek A., Błaszak Cz. (red.), Stawonogi we współczesnym świecie. Koliber, Lublin: 183-195. 5. Bielak-Bielecki P., Miazga J., Michna K., Parcheta D., Skwarek M., Sobocińska M., Uliński G. 2015. Raport o jakości wód rzeki Bug i jej dopływów w latach 44

2005-2014. Pod redakcją Arkadiusz Iwaniuka. Inspekcja Ochrony Środowiska Wojewódzki Inspektorat Ochrony Środowiska w Lublinie. Wydział Monitoringu Środowiska. 6. Boczek J. Błaszak Cz. 2005. Roztocze (Acari). Znaczenie w życiu i gospodarce człowieka. Wydawnictwo SGGW, Warszawa: 191-200. 7. Buczek A. 2005. Atlas pasożytów człowieka. Koliber, Lublin: 130-131. 8. Buczek A. 2010. Choroby pasożytnicze. Epidemiologia. Diagnostyka. Objawy. Wydawnictwo Koliber, Lublin: 293-296. 9. Buczek A., Bartosik K., Zając Z. 2014. Changes in the activity of adult stages of Dermacentor reticulatus (Ixodida: Amblyommidae) inducted by weather factors in eastern Poland. Parasites and Vectors. 7:245. 10. Bogdaszewska Z., Karbowiak G., Siuda K. 2006. Występowanie i biologia kleszcza łąkowego Dermacentor reticulatus (Fabricious, 1794) w północnowschodniej Polsce. W: Buczek A., Błaszak Cz. (red.), Stawonogi. Znaczenie epidemiologiczne. Koliber, Lublin: 75-79. 11. Chmielewski T., Podsiadly E., Karbowiak G., Tylewska-Wierzbanowska S. 2009. Rickettsia spp. in ticks, Poland. Emerging Infectious Diseases. 15(3): 486-488. 12. Dobrzyński A. 2013. Najniebezpieczniejsze choroby psów transmitowane przez kleszcze. Weterynaria w Praktyce. 3: 24-29. 13. Dunaj J. Moniuszko-Malinowska A., Grześ H., Pancewicz S. 2018a. Microbiome of Dermacentor reticulatus collecting from chase game in Podlasie district (Poland) preliminary study. W: Buczek A., Błaszak Cz. (red.), Stawonogi na początku nowego wieku. Akapit, Lublin: 41-50. 14. Dunaj J., Moniuszko-Malinowska A., Swiecicka I., ; Andersson M., Czupryna P., Rutkowski K., Zambrowski G., Zajkowska J., Grygorczuk S., Kondrusik M., Świerzbińska R., Pancewicz S. 2018b. Tick-borne infections and co-infections in patients with non-specific symptoms in Poland. Advances in Medical Science 63(1): 167-172. 15. Gadomska D. Ciulkin K. 2017. Studium uwarunkowań i kierunków zagospodarowania przestrzennego miasta i gminy Ciechanowiec. Prognoza oddziaływania na środowisko. Warszawa 16. Gaede K., Knülle W. 1997. On the mechanism of water vapour sorption from unsaturated atmospheres by ticks. J. Exp. Biol. 200:1491-1498. 17. Földvári G., Široký P., Szekeres S., Majoros G., Sprong H. 2016. Dermacentor reticulatus: a vector on the rise. Parasite and Vectors. 9:314: 1-29. 18. Kulisz J., Zając Z., Bartosik K., Cios H., Buczek A. 2014. Environmental determinants of ticks occurrence. W: Buczek A., Błaszak Cz. (red.), Stawonogi. Zagrożenie zdrowia człowieka i zwierząt. Koliber, Lublin: 51-57. 19. Kadulski S., Izdebska J.N. 2009. New data on distribution of Dermacentor reticulatus (Fabr.) (Acari, Ixodidae) in Poland. W: Buczek A., Błaszak Cz. (red.), Stawonogi. Inwazje i ich ograniczanie. Akapit, Lublin: 53-58. 20. Karbowiak G., Kiewra D. 2010. New locations of Dermacentor reticulatus ticks in Western Poland: the first evidence of merge in D. reticulatus occurrence areas? Wiad. Parazytol. 56(4): 333-336. 45

21. Nowak-Chmura M. 2013. Fauna kleszczy (Ixodida) Europy Środkowej. Wydawnictwo Naukowe Uniwersytetu Pedagogicznego, Kraków: 178-185. 22. Rubel F., Brugger K., Pfeffer M., Chitimia-Dobler L., Didyk Y. M., Leverenz S., Dautel H., Kahl O. 2016. Geographical distribution of Dermacentor marginatus and Dermacentor reticulatus in Europe. Tick and Tick-Borne Diseases. 7: 224-233. 23. Siński E., Welc-Falęciak R. 2012. Ryzyko zakażeń przenoszonych przez kleszcze w ekosystemach leśnych Polski. Zarządzanie ochroną przyrody w lasach. 6: 96-111. 24. Siuda K. 2006. Kleszcze jako jedna z najważniejszych grup rezerwuarów i przenosicieli patogenów chorób transmisyjnych. W: Skotarczak B. (red.), Biologia molekularna patogenów przenoszonych przez kleszcze. Wydawnictwo Lekarskie PZWL. Warszawa: 27-28. 25. Siuda K. 2012. Subclassic: Acari Latreille, 1795 Podgromada: Roztocze. W: Deryło A. (red.), Parazytologia i akaroentomologia medyczna. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa: 288-332. 26. Siuda K. 2013. Kohorta: kleszcze Ixodida. W: Błaszak C. (red.), Zoologia. Stawonogi. Tom II. Część pierwsza. Wydawnictwo naukowe PWN, Warszawa: 157-173. 27. Stańczak J. 2006. Detection of spotted fever group (SFG) rickettsiae in Dermacentor reticulatus (Acari: Ixodidae) in Poland. Int J Med Microbiol. 296: 144-148. 28. Tomaszewski N., D. 2012. Historia Ciechanowca do 1989 roku. Libra, Ciechanowiec: 8-20. 29. Trzeszczkowski A.K., Kiziewicz B. 2015. The tick-borne diseases occurring among dogs and cats of Wysokie Mazowieckie county and Siemiatycze county. W: Buczek A., Błaszak Cz. (red.), Stawonogi we współczesnym świecie. Koliber, Lublin: 311-325. 30. Zając Z., Kulisz J., Bartosik K., Kulina D., Buczek A. 2014. Dependences of distribution and abundance of ticks (Acari: Ixodida) on biotic factors. W: Buczek A., Błaszak Cz. (red.), Stawonogi. Zagrożenie zdrowia człowieka i zwierząt. Kolober, Lublin: 43-50. 31. Zając Z. 2015. Aktywność Dermacentor reticulatus (Fabricius, 1794) (Ixodida: Amblyommidae) na chronionych obszarach wschodniej Polski. Rozprawa doktorska, Lublin. 32. Zając Z., Maślanko W., Bartosik K., Buczek A.M., Buczek A. 2016. Żywiciele i siedliska kleszczy Dermacentor reticulatus (Fabricius) (Ixodida, Amblyommidae) na obszarze Poleskiego Parku Narodowego (wschodnia Polska). W: Buczek A., Błaszak Cz. (red.), Stawonogi. Zależność w układzie żywiciel-ektopasożyt-patogen. Koliber, Lublin: 23-28. 33. www.parkiotwock.pl/nadbuzanski-park-krajobrazowy 34. www.pl.climate-data.org 46

Behawior Dermacentor reticulatus (Fabricius, 1794) w warunkach naturalnych we wschodniej Polsce- aktualny stan wiedzy Aneta Woźniak, Zbigniew Zając, Joanna Kulisz Katedra i Zakład Biologii i Parazytologii, Uniwersytet Medyczny w Lublinie, ul. Radziwiłłowska 11, 20-080 Lublin, email: aneta.wozniak@umlub.pl Wstęp W Europie występują dwa kleszcze z rodzaju Dermacentor Dermacentor marginatus i Dermacentor reticulatus. Obydwa gatunki odgrywają ważną rolę w przenoszeniu licznych odkleszczowych patogenów. W naszej pracy zwróciliśmy uwagę na kleszcza łąkowego D. reticulatus, który wyróżnia się dużą zdolnością do opanowywania nowych siedlisk i w ostatnich latach wykazuje dużą ekspansję na nowe obszary. Zwarty zasięg występowania D. reticulatus obejmuje obszar pomiędzy równoleżnikami 50ºN na południu i 57ºN na północy, choć obszary wyspowego występowania populacji tego gatunku stwierdzano również w krajach położonych dalej na południe, tj. w Rumunii, na Węgrzech, we Włoszech, w Portugalii i w Hiszpanii (Siuda 1993, 1995, Sreter i wsp. 2005, Foldvari i Farkas 2005, Ruiz-Fons i wsp. 2006, de Carvalho 2011, Hamel i wsp. 2012, Olivieri i wsp. 2017). Na zachodzie kontynentu kleszcze D. reticulatus występują w południowowschodniej części Wielkiej Brytanii, środkowej i wschodniej Francji, w Belgii, Holandii, w zachodnich i środkowych Niemczech, oraz w środkowoeuropejskich krajach, tj. w Austrii, Czechach i Węgrzech (Martinoid i Gilot 1991, Hubalek 1997, Lange i wsp. 2005, Sreter i wsp. 2005, Dautel i wsp. 2006, Bullova i wsp. 2009, Smith i wsp. 2011, Sikorsky 2011, Tijsse-Klasen i wsp. 2011, Cochez i wsp. 2012). Według powszechnie panującej opinii kleszcze na tym obszarze należą do zachodnioeuropejskiej populacji. Wschodnioeuropejska populacja tego gatunku obejmuje obszar na wschód od Wisły w Polsce, wschodnią Słowację, Ukrainę, Białoruś, republiki bałtyckie i Rosję (Razumowa 1988, Kolonin 2009, Paulauskas i Radzijevskaja 2010, Karbowiak i wsp. 2014, Reye i wsp. 2013). Zintensyfikowane w ostatnich latach badania nad tym gatunkiem wskazują, że jego zasięg znacznie rozszerza się (Pet ko 2008, Sreter i wsp. 2005, Coipan 2011, Nowak 2011, Kiewra i Czułowska 2013, Mierzejewska i wsp. 2016, Kloch i wsp. 2017). W Polsce po raz pierwszy próbę udokumentowania znanych stanowisk kleszczy D. reticulatus podjęła Lachmajer (1963). Następnie Szymański (1986) i Siuda (1993) uaktualnili wykaz stanowisk tego kleszcza w Polsce. Autorzy opisali nowe stanowiska we wschodniej i północnowschodniej Polsce i zgrupowali je w kilku ogniskach - augustowskim, knyszyńskim, biebrzańskim, poleskim, białowieskim, hrubieszowskim i nadbużańskim. W kolejnych latach opisano nowe miejsca występowania D. reticulatus na Mazowszu, Mazurach, Kaszubach, na Ziemi Łódzkiej (Fryderyk 1998, Bogdaszewska 2004a,b,c, Zygner i wsp. 2008, Kadulski i Izdebska 2009, Karbowiak i wsp. 2010, Mierzejewska i wsp. 2016). Liczne nowe stanowiska D. reticulatus opisano także w 47

Wielkopolsce, na Ziemi Lubuskiej i Dolnym Śląsku (Karbowiak i Kiewra 2010, Nowak 2011, Kiewra i Czułowksa 2013, Mierzejewska i wsp. 2014, Mierzejewska i wsp. 2016). Jednym z najlepiej zbadanych obszarów Polski pod względem występowania D. reticulatus jest wschodnia Polska, gdzie od ponad 20 lat prowadzi się intensywne badania nad ekologia i biologią tego gatunku. Pracownicy Uniwersytetu Medycznego w Lublinie i Insytutu Medycyny Wsi w Lublinie znaleźli liczne nowe stanowiska tego gatunku w okolicach Lublina, Puław, Lubartowa, Parczewa, Radzynia Podlaskiego, Ostrowa Lubelskiego, Lasów Janowskich oraz na Pojezierzu Łęczyńsko-Włodawskim, na Roztoczu i na Wyżynie Lubelskiej, oraz zbadali prewalencję patogenów u kleszczy na tym obszarze (Biaduń 2007, Bartosik i wsp. 2011a,b, Bartosik i wsp. 2012, Wójcik- Fatla 2012, Buczek i wsp. 2013, Buczek i wsp. 2014, Zając i wsp. 2017). W literaturze jest mało opisów przypadków przyczepienia się kleszczy D. reticulatus do skóry człowieka, które jako żywicieli preferują zwierzęta (m.in. Kharitonova i Leonov 1985, Bartosik 2011b). Jednakże te kleszcze odgrywają ważną rolę w krążeniu i podtrzymywaniu w przyrodzie ognisk chorób odkleszczowych ludzi i zwierząt. Tylko na Lubleszczyżnie u D. reticulatus zidentyfikowano 6 patogenów o dużym znaczeniu dla zdrowia ludzi (Zając i wsp.2017 ). Aktywność sezonowa i dzienna kleszczy Dermacentor reticulatus we wschodniej Polsce Na obszarze województwa lubelskiego kleszcze D. reticulatus są często spotykane (Fot. 1). Podobnie jak w innych regionach, w województwie lubelskim występują dwa wyraźne szczyty aktywności sezonowej kleszczy D. reticulatus wiosenny i jesienny. Wiosną aktywność dorosłych osobników kleszczy łąkowych zaczyna się w marcu i trwa do pierwszej połowy czerwca ze szczytem przypadającym w okresie na od drugiej połowy kwietnia do początku maja w zależności od warunków pogodowych. Natomiast aktywność jesienna zaczyna się w pierwszej połowie sierpnia i trwa do drugiej połowy listopada ze szczytem aktywności przypadającym na przełom października i listopad (Bartosik i wsp. 2011, Bartosik i wsp. 2012, Zając i wsp. 2016). Fot. 1. Liczne kleszcze Dermacentor reticulatus w siedlisku 48

Aczkolwiek okresy aktywności dorosłych postaci D. reticulatus na Lubelszczyźnie i w innych regionach ich występowania w Polsce są podobne, to jednak populacje z różnych ognisk wykazują różną dynamikę aktywności (Szymański 19, Bogdaszewska 2004a,b,c, Bartosik i wsp. 2011, Bartosik i wsp. 2012, Zając i wsp. 2016). W ognisku poleskim (wschodnia Polska), w przeciwieństwie do ogniska mazurskiego tego gatunku (północno- wschodnia Polska) aktywność jesienna postaci dorosłych jest znacznie większa niż wiosenna. Na przykład w naszych badaniach prowadzonych w 2014 r. liczba odłowionych kleszczy w okresie jesieni stanowiła aż 78% rocznych zbiorów (Zając i wsp. 2016). Większą aktywność dorosłych kleszczy D. reticulatus w okresie jesieni stwierdzono także na Węgrzech (Szell i wsp. 2006). Z kolei Martinod i Gilot (1991) stwierdzili dziewięciokrotnie większą aktywność w okresie wiosennym w porównaniu z okresem jesiennym. Krótszy, niż w Polsce okres aktywności sezonowej kleszczy łąkowych obserwuje się na obszarach, na których klimat jest surowszy. Na przykład na terenie francuskiej Jury okres aktywności wiosennej i jesiennej przypada odpowiednio na miesiące kwiecień-czerwiec i wrzesień-październik, zaś w europejskiej części Rosji aktywność postaci dorosłych trwa od kwietnia do października (Martinod i Gilot 1991, Razumowa 1998). Różnice w dynamice aktywności sezonowej D. reticulatus z terenu wschodniej Polski i innych części Europy wynikają przede wszystkim z odmiennych warunków klimatycznych panujących na tych obszarach, które determinują typy ekologiczne siedlisk oraz wpływają na skład gatunkowy fauny potencjalnych żywicieli stadiów rozwojowych kleszczy. Liczne badania terenowe przeprowadzone na Lubelszczyźnie pokazują, że niezależnie od typu ekologicznego siedliska (łąki, śródleśne polany, lasy liściaste i mieszane) kleszcze D. reticulatus na tym terenie wykazują ten sam typ aktywności sezonowej. Na aktywność kleszczy D. reticulatus na obszarach otwartych (takich jak łąki, które są preferowanym siedliskiem tego gatunku kleszczy, fot. 2), na których obserwuje się znaczne wahania temperatury w ciągu dnia w zależności od nasłonecznienia, stopnia zachmurzenia wpływa przede wszystkim temperatura, której istotnie statystyczny wpływ został potwierdzony w wielu naszych pracach (Bartosik i wsp. 2011, Bartosik i wsp. 2012, Buczek 2013, Zając 2016). Kleszcze łąkowe są aktywne w szerokim zakresie temperatur. Na terenie województwa lubelskiego, podobnie jak na Dolnym Śląsku (Kiewra i wsp. 2016), aktywne osobniki odławiano w zakresie temperatur od 3,6ºC w styczniu do 37ºC w lecie (Buczek i wsp. 2014). Największą aktywność postaci dorosłych D. reticulatus obserwowano w zakresie temperatur od 9 C do 21 C (Bartosik i wsp. 2011a, Bartosik i wsp. 2012, Zając 2016). Na wpływ temperatury na aktywność D. reticulatus w Polsce wskazała wcześniej Bogdaszewska (2004a,b,c). Nosek (1972) podaje, że na terenie Czech aktywne osobniki odławiano w zakresie temperatur od 1 C do 39 C. W niskich temperaturach około 0ºC znajdowano także aktywne osobniki D. reticulatus w Niemczech (Berlin), a poniżej 0ºC w południowo wschodniej części województwa lubelskiego (Dr D. Bzowski, inf. ustna). 49

Fot. 2. Typowe stanowisko Dermacentor reticulatus w województwie lubelskim Kleszcze łąkowe wykazują wysoką tolerancję względem wilgotności. Na terenie województwa lubelskiego kleszcze D. reticulatus odławiano w zakresie względnej wilgotności powietrza od 32% do 90%, ale analiza statystyczna wykazała brak istotnego wpływu wilgotności na aktywność postaci dorosłych bez względu na typ ekologiczny siedliska (Bartosik i wsp. 2011a, 2012, Buczek i wsp. 2014a,b, Zając i wsp. 2016). Badania laboratoryjne potwierdziły, że osobniki tego gatunku przeżywają długi okres czasu w środowisku o niskim poziomie wilgotności (Meyer- König i wsp. 2001). Na aktywność kleszczy D. reticulatus wpływa także długość fazy świetlnej. Na terenie wschodniej Polski te kleszcze wykazują największą aktywność w okresie gdy długość dnia jest krótsza niż 11 godzin w okresie jesiennego szczytu aktywności i 15 godzin w okresie wiosennego szczytu aktywności (Bartosik i wsp. 2011, Zając i wsp. 2016). Bogdaszewska (2004c) podaje, że największy spadek liczby aktywnych dorosłych osobników kleszczy łąkowych ma miejsce gdy długość dnia przekroczy 17 godzin. Zmiany w dynamice aktywności kleszczy D. reticulatus obserwuje się także w ciągu dnia. Na terenie Lubelszczyzny najwyższa dzienna aktywność postaci dorosłych występuje w godzinach 13-14 (Buczek i wsp. 2011, Bartosik et al. 2012). Sezonowe i dzienne rytmy aktywności kleszczy zależą od warunków klimatycznych, fotoperiodu i innych warunków środowiskowych i są regulowane hormonalnie ( wewnętrzny zegar fizjologiczny ). Pozwala to osobnikowi osiągnąć stan umożliwiający 50

synchronizację ważnych procesów fizjologicznych z aktualnie panującymi warunkami pogodowymi oraz aktywnością potencjalnych żywicieli. W rezultacie kleszcze wykazują zdolność do adaptacyjnych zmian behawioralnych i fizjologicznych, które pozwalają osiągnąć sukces reprodukcyjny lub w niekorzystnych warunkach środowiska przetrwanie (Belozerov 1982). Zdolności lokomocyjne kleszczy Dermacentor reticulatus Zdolności do poruszania się w płaszczyźnie horyzontalnej i wertykalnej są jednymi z najważniejszych przystosowań kleszczy w poszukiwaniu żywiciela. Na Lubelszczyźnie, w warunkach naturalnych, w szczycie ich sezonowej aktywności, głodne, dorosłe osobniki D. reticulatus pokonują średnio odległość 60 cm (samice 66 cm, samce 54 cm) do wykazania pierwszej próby przyczepienia się do żywiciela (Buczek i wsp. 2017). Oznacza to, że ich aktywność lokomocyjna w płaszczyźnie horyzontalnej jest mniejsza niż innych kleszczy twardych np. nimfy kleszczy Ixodes scapularis, w warunkach naturalnych pokonują średnio dystans 200-300 cm w okresie 2 tygodni, a samice tego gatunku są w stanie pokonać odległość 600 cm w okresie 4 tygodni (Carroll i Schmidtmann 1996). Różnice te mogą wynikać z odmiennych typów ekologicznych siedlisk w jakich prowadzono badania oraz jak pokazują wyniki badań Caroll (2002) dostępności potencjalnych żywicieli, których obecność może stymulować kleszcze do przemieszczania się w ich kierunku oraz do gromadzenia w miejscu przebywania zwierząt. Wydychany przez ssaki CO 2, C 3 H 6 O, NO pobudzają kleszcze do ruchu, wpływają na szybkość ich przemieszczania się oraz indukują proces poszukiwania żywiciela (McMahon i Guerin 2002). Krótszy, pokonywany przez kleszcze D. reticulatus dystans rekompensowany jest duża agresywnością osobników tego gatunku (Zając, dane nie publikowane). Badania Buczek i wsp. (2017) pokazują, że w okresie wiosny nawet 24% wszystkich osobników wykorzystanych w doświadczeniu wykazało aktywność w ciągu pierwszych 24 godzin od umieszczenia w środowisku (w ciągu całego sezonu 61%). Na aktywność lokomocyjną kleszczy łąkowych we wschodniej Polsce istotnie statystyczny wpływ ma wilgotność powietrza. Natomiast nie potwierdziliśmy występowania korelacji pomiędzy długością horyzontalnego przemieszczania się postaci dorosłych D. reticulatus w warunkach naturalnych i temperaturą. Na terenie Poleskiego Parku Narodowego najwyższą aktywność lokomocyjną obserwowano w zakresie od 55% do 65% względnej wilgotności powietrza. Również Crooks i Randolph (2006) potwierdzili wpływ wilgotności na zdolności ruchu w płaszczyźnie horyzontalnej kleszczy I. ricinus. Lees (1948) wykazał, że aktywność lokomocyjna w płaszczyźnie pionowej oraz aktywność w poszukiwaniu żywiciela przez kleszcze zależy od bilansu wodnego osobnika. Kleszcze, których ciało jest odpowiednio nasycone wodą dłużej pozostają w górnej części roślin w oczekiwaniu na potencjalnego żywiciela. Minimalna utraty wody i osiągnięcie ujemnego bilansu wodnego powoduje ich ruch w kierunku źródła wody. W okresie wiosny na terenie wschodniej Polski kleszcze D. reticulatus pokonują większe odległości w poszukiwaniu żywiciela niż jesienią (średnio 74 cm wiosną, 52 cm jesienią) (Buczek i wsp. 2017). Prawdopodobnie spowodowane jest to różnym wiekiem fizjologicznym kleszczy oraz ich zasobami energetycznymi. Kleszcze w młodszym wieku fizjologicznym, które przeszły proces linienia nimfa-osobnik dorosły 51

wiosną zawierają w swoim ciele proporcjonalnie więcej ciał tuszowych oraz wody przez co są zdolne do pokonania większych odległości w poszukiwaniu żywiciela (Crooks i Randolph 2006). Badania nad występowaniem kleszcza D. reticulatus oraz nad cechami biologicznymi i ekologicznymi różnych populacji tego gatunku ma duże znaczenie w monitorowaniu zagrożenia zdrowia zwierząt i ludzi chorobami odkleszczowymi. Poznanie zachowania kleszczy w warunkach naturalnych może przyczynić się do opracowania skutecznych metod ich zwalczania. Literatura 1. Bartosik K, Sitarz M, Szymańska J, Buczek A. 2011. Tick bites on humans in the agricultural and recreational areas in south-eastern Poland. Ann Agric Environ Med.;18: 151-157. 2. Bartosik K, Wiśniowski L, Buczek A. 2011a. Abundance and seasonal activity of adult Dermacentor reticulatus (Acari: Amblyommidae) in eastern Poland in relation to meteorological conditions and the photoperiod. Ann Agric Environ Med. 18: 340 344. 3. Bartosik, K., Wiśniowski, Ł., Buczek, A. 2012. Questing behavior of Dermacentor reticulatus adults (Acari: Amblyommidae) during diurnal activity periods in eastern Poland. J Med Entomol. 49(4): 859-864. 4. Belozerov V.N. 1982. Diapause and biological rhythms in ticks. Physiology of ticks (pp. 469-500). Pergamon. 5. Biaduń W., Chybowski J., Najda N. 2007. A new records of Dermacentor reticulatus (Fabricius, 1794) in Lublin region. Wiad Parazytol. 53: 29 32 6. Bogdaszewska Z. 2004a. Występowanie i ekologia kleszcza łąkowego Dermacentor reticulatus (Fabricius, 1794) w ognisku mazurskim. I. Określenie obecnego zasięgu występowania. Wiad Parazytol. 50: 727-730. 7. Bogdaszewska Z. 2004b. Range and ecology of Dermacentor reticulatus (Fabricius, 1794) in Mazuria focus. IV. Host specificity. Wiad Parazytol. 51: 39-42. 8. Bogdaszewska Z. 2004c. Range and ecology of Dermacentor reticulatus (Fabricius, 1794) in Mazuria focus. III. The influence of temperature and day length on the activity of hungry adult ticks in laboratory conditions. Wiad Parazytol. 50: 739-45. 9. Buczek A, Bartosik K, Wiśniowski Ł, Tomasiewicz K. Changes in population abundance of adult Dermacentor reticulatus (Acari: Amblyommidae) in longterm investigations in eastern Poland. Ann Agric Environ Med. 2013; 20:269-272. 10. Buczek A, Bartosik K. 2011. Ticks (Ixodida: Ixodidae, Amblyommidae) in south-eastern Poland and their medical and epidemiological importance. Zdr. Publ. 121: 392-397. 11. Buczek A., Bartosik K., Wisniowski L., Tomasiewicz K. 2013. Changes in population abundance of adult Dermacentor reticulatus (Acari: Amblyommidae) in long-term investigations in eastern Poland. Ann Agric Environ Med. 20(2). 52

12. Buczek A., Bartosik K., Zając Z. 2014. Changes in the activity of adult stages of Dermacentor reticulatus (Ixodida: Amblyommidae) induced by weather factors in eastern Poland. Parasites vectors. 7(1): 245. 13. Buczek A., Bartosik K., Zając Z. 2014a. Changes in the activity of adult stages of Dermacentor reticulatus (Ixodida: Amblyommidae) induced by weather factors in eastern Poland. Parasit Vectors 7: 245. www.parasitesandvectors.com/content/7/1/245 14. Buczek A., Ciura D., Bartosik K., Zając Z., Kulisz J. 2014b. Threat of attacks of Ixodes ricinus ticks (Ixodida: Ixodidae) and Lyme borreliosis within urban heat islands in south-western Poland. Parasit Vectors 7: 562. 15. Buczek A., Zając Z., Woźniak A., Kulina D., Bartosik K. 2017. Locomotor activity of adult Dermacentor reticulatus ticks (Ixodida: Ixodidae) in natural conditions. Ann Agric Environ Med. 24(2): 271-275. 16. Bullova E., Lukáň M., Stanko M., Peťko B. 2009. Spatial distribution of Dermacentor reticulatus tick in Slovakia in the beginning of the 21st century. Vet Parasitol. 165:357-360. 17. Carroll J.F, Schmidtmann E.T. 1996b. Dispersal of blacklegged tick (Acari: Ixodidae) nymphs and adults at the woods-pasture interface. J Med Entomol. 33: 554-558. 18. Carroll J.F. 2002. How specific are host-produced kairomones to host-seeking ixodid ticks? Exp Appl Acarol. 28:155-161. 19. Chmielewski T., Podsiadly E., Karbowiak G., Tylewska-Wierzbanowska S. 2009. Rickettsia spp. in ticks, Poland. Emerg Infect Dis. 15(3): 486. 20. Cochez C., Lempereur L., Madder M., Claerebout E., Simons L., De Wilde N., Losson B. 2012. Foci report on indigenous Dermacentor reticulatus populations in Belgium and a preliminary study of associated babesiosis pathogens. Med Vet Entomol. 26: 355-358 21. Coipan E.C., Vladimirescu A.F., Ciolpan O., Teodorescu I. 2011. Tick species (Acari: Ixodoidea) distribution, seasonality and host associations in Romania. Travaux du Muséum National d Histoire Naturelle Grigore Antipa. 54: 301-317 22. Crooks E., Randolph S. E. 2006. Walking by Ixodes ricinus ticks: intrinsic and extrinsic factors determine the attraction of moisture or host odour. J Exp Biol. 209(11): 2138-2142. 23. Dautel H., Dippel C., Oehme R., Hartelt K., Schettler E. 2006. Evidence for an increased geographical distribution of Dermacentor reticulatus in Germany and detection of Rickettsia sp. RpA4. Int J Med Microbiol 296(Suppl 40): 149 156. 24. de Carvalho I.L., Santos N., Soares T., Zé-Zé L., Núncio M. S. 2011. Francisellalike endosymbiont in Dermacentor reticulatus collected in Portugal. Vector Borne Zoonotic Dis. 11(2): 185-188. 25. Dobec M., Golubic D., Punda-Polic V., Kaeppeli F., Sievers, M. 2009. Rickettsia helvetica in Dermacentor reticulatus ticks. Emerg Infect Dis. 15(1): 98. 26. Földvári G., Farkas R. 2005. Ixodid tick species attaching to dogs in Hungary. Vet Parasitol. 129(1-2): 125-131. 27. Fryderyk S. 1998. Nowe interesujące stwierdzenie Dermacentor reticulatus (Fabr.) (Acari: Ixodida: Ixodidae) na dziku (Sus scrofa L.). Wiad. Parazytol. 44: 737-739. 53

28. Hamel D., Silaghi C., Lescai D., Pfister K. 2012. Epidemiological aspects on vector-borne infections in stray and pet dogs from Romania and Hungary with focus on Babesia spp. Parasitol Res. 110(4): 1537-1545. 29. Hubalek Z., Sixl W., Halouzka J. 1998. Francisella tularensis in Dermacentor reticulatus ticks from the Czech Republic and Austria. Wien Klin Wochenschr 110(24): 909-910. 30. Hubálek Z., Sixl W., Halouzka J., Mikulaskova M. 1997. Prevalence of Francisella tularensis in Dermacentor reticulatus ticks collected in adjacent areas of the Czech and Austrian Republics. Cent Eur J Public Health. 5(4): 199-201. 31. Jongejan F., Uilenberg G. 2004. The global importance of ticks. Parasitology. 129(S1): S3-S14. 32. Kadulski S., Izdebska J. 2009. New data on distribution of Dermacentor reticulatus (Fabr.)(Acari, Ixodidae) in Poland. Arthropods. Invasions their Control : 53-8. 33. Kahl O., Janetzki C., Gray J.S., Stein J., Bauch R.J. 1992. Tick infection rates with Borrelia Ixodes ricinus versus Haemaphysalis concinna and Dermacentor reticulatus in two locations in eastern Germany. Med Vet Entomol. 6(4): 363-366. 34. Karbowiak G., Kiewra D. 2010. New locations of Dermacentor reticulatus ticks in Western Poland: the first evidence of the merge in D. reticulatus occurrence areas." Wiad Parazytol 56 : 333-336. 35. Karbowiak G., Vichová B., Slivinska K., Werszko J., Didyk J., Peťko B., Akimov, I. 2014. The infection of questing Dermacentor reticulatus ticks with Babesia canis and Anaplasma phagocytophilum in the Chernobyl exclusion zone. Vet parasitol. 204(3-4): 372-375. 36. Kharitonova N.N., Leonov Y.A. 1985. Omsk hemorrhagic fever. 37. Kiewra D., Czułowska A. 2013. Evidence for an increased distribution range of Dermacentor reticulatus in south-west Poland. Exp Appl Acarol. 59: 501-506. 38. Kiewra D., Czułowska A., Lonc E. 2016. Winter activity of Dermacentor reticulatus (Fabricius, 1794) in the newly emerging population of Lower Silesia, south-west Poland. Tick Tick Dis. 7(6): 1124-1127. 39. Kloch A., Mierzejewska E. J., Karbowiak G., Slivinska K., Alsarraf M., Rodo A., Bajer A. 2017. Origins of recently emerged foci of the tick Dermacentor reticulatus in central Europe inferred from molecular markers. Vet parasitol. 237, 63-69. 40. Kolonin G.V. 2009. Fauna of Ixodid ticks of the world (Acari, Ixodidae). Moscow. http://www. kolonin. org/. Dostęp 07.12.2014. 41. Lachmajer J. 1963. Current status of studies on parasitic arthropoda in Poland. Wiad parazytol. 9: 359. 42. Lange T., Nijhof A., Taoufik A., Houwers D., Teske E., Jongejan F. 2005. Autochtone babesiose bij hond in Nederland geassocieerd met lokale Dermacentor reticulatus teken." Tijdschrift voor Diergeneeskunde 130 : 234-238. 43. Lees A. D. 1948. The sensory physiology of the sheep tick, Ixodes ricinus L. J Exp Biol. 25(2): 145-207. 44. Martinod S, Gilot B. 1991. Epidemiology of canine babesiosis in relation to the activity of Dermacentor reticulatus in southern Jura (France). Exp Appl Acarol. 11: 215-222. 54

45. McMahon C., Guerin P. 2002. Attraction of the tropical bont tick, Amblyomma variegatum, to human breath and to the breath components acetone, NO and CO 2. Naturwissenschaften. 89(7): 311-315. 46. Meyer-König A., Zahler M., Gothe R. 2001a. Studies on survival and water balance of unfed adult Dermacentor marginatus and D. reticulatus ticks (Acari: Ixodidae). Exp Appl Acarol 25: 993 1004. 47. Mierzejewska E. J., Estrada-Peña A., Alsarraf M., Kowalec M., Bajer A. 2016. Mapping of Dermacentor reticulatus expansion in Poland in 2012 2014. Ticks Tick Dis. 7(1): 94-106. 48. Mierzejewska E., Kowalec M., Alsarraf M., Bajer A. "Monitoring of marsh tick Dermacentor reticulatus expansion in Poland in years 2012 2014." The 16th International Symposium on Parasitic and Allergic Arthropods Medical and Sanitary Significance, Kazimierz Dolny, Poland. 2014. 49. Nosek J. 1972. The ecology and public health importance of Dermacentor marginatus and D. reticulatus ticks in Central Europe. Folia parasitol. 19(1): 93. 50. Nowak M. 2011. Discovery of Dermacentor reticulatus (Acari: Amblyommidae) populations in the Lubuskie Province (Western Poland). Exp Appl Acarol 54(2): 191-197 51. Olivieri, E., Gazzonis, A. L., Zanzani, S. A., Veronesi, F., & Manfredi, M. T. (2017). Seasonal dynamics of adult Dermacentor reticulatus in a peri-urban park in southern Europe. Tick-borne diseases. 8(5): 772-779. 52. Paulauskas A., Radzijevskaja J., Turčinavičienė J., Ambrasienė D., Galdikaitė E. 2010. Data on some Ixodid tick species (Acari, Ixodidae) in the Baltic countries. New and rare for Lithuania insect species 22: 43-51. 53. Peťko B., Derdakova M., Lenčakova D., Majlathova E., Bullova E., Vichova B., Novakova M., Hrkľova G., Lukaň M. 2008. Epidemiologicky vyznamne druhy kliešťov (Ixodidae) v strednej Europe v podmienkach klimatickych zmien. Mat. Conf. VIII Česke a Slovenske Parazitologicke Dny. 19-23.04.2008, Sezimovo Usti: 78. 54. Rar V.A., Maksimova T.G., Zakharenko L.P., Bolykhina S.A., Dobrotvorsky A.K., Morozova O.V. 2005. Babesia DNA detection in canine blood and Dermacentor reticulatus ticks in southwestern Siberia, Russia. Vector Borne Zoonotic Dis. 5: 285-287. 55. Razumova I.V. 1998. The activity of Dermacentor reticulatus Fabr. (Ixodidae) ticks in nature. Med Parasitol 4: 8-14. (Aktivnost kleshchej Dermacentor reticulatus Fabr. (Ixodidae) v prirode). Med. Parazit Parazitarnye Bolezni 4: 8-14. 56. Reye A.L., Stegniy V., Mishaeva N.P., Velhin S., Hübschen J.M., Ignatyev G., Muller C.P. 2013. Prevalence of tick-borne pathogens in Ixodes ricinus and Dermacentor reticulatus ticks from different geographical locations in Belarus. PloS one 8(1). 57. Ruiz-Fons F., Fernández-de-Mera I. G., Acevedo P., Höfle U., Vicente J., de la Fuente J., Gortazár C. 2006. Ixodid ticks parasitizing Iberian red deer (Cervus elaphus hispanicus) and European wild boar (Sus scrofa) from Spain: geographical and temporal distribution. Vet Parasitol.140(1-2): 133-142. 55

58. Široký P., Kubelová M., Bednář M., Modrý D., Hubálek Z., Tkadlec E. 2011. The distribution and spreading pattern of Dermacentor reticulatus over its threshold area in the Czech republic how much is range of this vector expanding? Vet Parasitol. 183: 130-135 59. Siuda K. 1995. The review of data on the distribution of Ixodida (Acari) in Poland. The Acari. Physiological and ecological aspects of acari-host relationships. Oficyna Dabor. Warszawa : 273-280. 60. Siuda K. 1993. Kleszcze Polski (Acari: Ixodida) : Systematyka i rozmieszczenie. Polskie Towarzystwo Parazytologiczne. 61. Smith F.D., Ballantyne R., Morgan E.R., Wall R. 2011. Prevalence, distribution and risk associated with tick infestation of dogs in Great Britain. Med. Vet. Entomol. 25: 377-384. 62. Špitalská E., Štefanidesová K., Kocianová E., Boldiš, V. 2012. Rickettsia slovaca and Rickettsia raoultii in Dermacentor marginatus and Dermacentor reticulatus ticks from Slovak Republic. Exp Appl Acarol. 57(2): 189-197. 63. Sréter T.Z., Széll Z., Varga I. 2005. Spatial distribution of Dermacentor reticulatus and Ixodes ricinus in Hungary: evidence for change?. Vet Parasitol 128.3 : 347-351. 64. Stańczak J. 2006. Detection of spotted fever group (SFG) rickettsiae in Dermacentor reticulatus (Acari: Ixodidae) in Poland. Int J Med Microbiol. 296: 144-148. 65. Széll Z., Sréter-Lancz Z., Márialigeti K., Sréter T. 2006. Temporal distribution of Ixodes ricinus, Dermacentor reticulatus and Haemaphysalis concinna in Hungary. Vet parasitol. 141(3-4): 377-379. 66. Szymański S. 1986. Distribution of the tick Dermacentor reticulatus (Fabricius, 1794)(Ixodidae) in Poland. Acta Parasit. Pol. 31: 143-154 67. Tijsse-Klasen E., Hansford K.M., Jahfari S., Phipps P., Sprong H., Medlock J.M. 2013. Spotted fever group rickettsiae in Dermacentor reticulatus and Haemaphysalis punctata ticks in the UK. Parasite Vector 6: 212. 68. Walter G. 1982. Transmission of Babesia microti by nymphs of Dermacentor marginatus, D. reticulatus, Haemaphysalis punctata, Rhipicephalus sanguineus and Ixodes hexagonus. Z Parasitenkd. 66: 353-354. 69. Wójcik-Fatla A., Bartosik K., Buczek A., Dutkiewicz, J. 2012. Babesia microti in adult Dermacentor reticulatus ticks from eastern Poland. Vector Borne Zoonotic Dis. 12(10), 841-843. 70. Wójcik-Fatla A., Bartosik K., Buczek A., Dutkiewicz J. 2012. Babesia microti in adult Dermacentor reticulatus ticks from eastern Poland. Vector Borne Zoonotic Dis. 2: 841-843. 71. Zając Z, Bartosik K, Buczek A. 2016. Factors influencing the distribution and activity of Dermacentor reticulatus (F.) ticks in an anthropopressureunaffected area in central-eastern Poland. Ann Agric Environ Med. 23(2): 270 275. 72. Zając Z. 2016b. Aktywność Dermacentor reticulatus (Fabricius, 1794) (Ixodida: Amblyommidae) na chronionych obszarach wschodniej Polski. Rozprawa doktorka wykonana w Katedrze i Zakładzie Biologii i Parazytologii Uniwersytetu Medycznego w Lublinie, Promotor: Prof. dr hab. Alicja Buczek. 56

73. Zygner W., Górski P., Wedrychowicz H. 2008. New localities of Dermacentor reticulatus tick (vector of Babesia canis canis) in central and eastern Poland. Pol. J. Vet. Sci. 12: 549-55 74. Zając V., Wójcik-Fatla A., Sawczyn A., Cisak E., Sroka J., Kloc A., Zając Z., Buczek A., Dutkiewicz J., Bartosik K., 2017. Prevalence of infections and coinfections with 6 pathogens in Dermacentor reticulatus ticks collected in eastern Poland. Ann Agric Environ Med, 24(1): 26-32. 57

Bezpośrednie następstwa żerowania kleszczy (Acari: Ixodida) u zwierząt domowych i człowieka wybrane aspekty Anna Kocoń 1, Magdalena Nowak-Chmura 1, Weronika Buczek 2 1 Zakład Zoologii Bezkręgowców i Parazytologii, Instytut Biologii, Uniwersytet Pedagogiczny w Krakowie, Podbrzezie 3, 31-405 Kraków 2 Katedra i Zakład Biologii i Parazytologii, Uniwersytet Medyczny w Lublinie, ul. Radziwiłłowska 11, 20-080 Lublin Streszczenie Z roku na rok wzrasta liczba rozpoznanych przypadków chorób odkleszczowych u zwierząt domowych i u człowieka. Objawy chorób wywoływanych przez patogeny odkleszczowe, m.in. boreliozy, anaplazmozy granulocytarnej, kleszczowego zapalenia mózgu i babeszjozy, nie są specyficzne, co utrudnia diagnostykę tych chorób. Konsekwencją wkłuwania się kleszczy w głąb skóry jest nie tylko możliwość wprowadzenia do organizmu żywiciela groźnych patogenów, ale również wywołanie reakcji skórnych objawiających się zaczerwienieniem, świądem, łysieniem, tworzeniem się guzków, strupów i odczynów alergicznych. W naszej pracy zwróciliśmy uwagę na wybrane aspekty szkodliwych oddziaływań kleszczy na żywicieli. Kleszcze (Acari: Ixodida) są bezwzględnymi, czasowymi pasożytami dużego kręgu żywicieli. Są one ważnymi wektorami i rezerwuarami wielu chorobotwórczych patogenów zagrażających zdrowiu i życiu zwierząt domowych i człowieka. Roztocze te pozostają w fazie pasożytniczej przez stosunkowo krótki czas, zaś większą część życia kleszcze spędzają w wolnej przyrodzie, bez kontaktu z żywicielem (faza niepasożytnicza) (Siuda 1991). Żerowanie kleszczy na żywicielu ma wpływ bezpośredni i pośredni na żywiciela. Po wybraniu odpowiedniego miejsca do żerowania, kleszcze przecinają skórę zębami chelicer, a następnie zagłębiają swój hypostom w tkance żywiciela. Podczas tego procesu wydzielana jest również szybko twardniejąca ślina, która tworzy futerał cementowy. Jego funkcją jest przytwierdzenie hypostomu do tkanki żywiciela. Ponadto futerał cementowy zapobiega rozwojowi reakcji zapalnej spowodowanej mechanicznym uszkodzeniem skóry przez narządy gębowe kleszcza i wprowadzeniem składników śliny (Balashov 1972). Działanie bioaktywnych składników śliny kleszczy zostało opisane w publikacjach Siudy (1991) i Buczek (2000, 2002). Ixodidae Kleszcze właściwe Ixodidae o dużym znaczeniu medycznym i weterynaryjnym, a wśród nich najpospolitszy kleszcz w Polsce- Ixodes ricinus, są pasożytami pozagniazdowymi, przystosowanymi do żerowania na otwartych obszarach (Siuda 1991). Abiotyczne i biotyczne warunki środowiska, które ulegają ciągłym zmianom, mają bardzo duży wpływ na rozmieszczenie i liczebność kleszczy. 58

Wśród kleszczy możemy spotkać gatunki (np. I. ricinus) czekające na żywicieli. Skupiają się one wzdłuż wąskich dróg, ścieżek leśnych i roślinności, gdzie jest duża szansa na spotkanie żywiciela. Drugą grupę stanowią gatunki (np. Hyalomma marginatum), które aktywnie poszukują żywiciela podążając za nim (Siuda 1991, Buczek i wsp. 2000). W oczekiwaniu na żywiciela kleszcze pozostają na roślinach (Ryc. 1). Ryc. 1. Samica Ixodes ricinus czyhający na żywiciela (źródło: Buczek 2010)) Głodna samica wspina się na roślinie, a w przypadku zarejestrowania obecności żywiciela, zajmuje pozycje dogodną do przejścia na sierść zwierzęcia lub ubranie człowieka. Kleszcze dzięki narządom zmysłowym, głównie organowi Hallera, reagują na bodźce fizyczne i chemiczne m.in. wibracje, zapach, wyższe stężenie dwutlenku węgla i wyższą temperaturę żywiciela (Piotrowski 1990, Siuda 1991, Buczek i Magdoń 1999, Buczek et al. 2002). Po przedostaniu się na ciało żywiciela, kleszcz poszukuje na skórze dogodnego miejsca do żerowania. Wybór tego miejsca jest zależny od budowy gnatosomy okazów (Balashov 1972, Mačička and Rosický 1956). Najczęściej kleszcze lokalizują się w okolicy miejsc silnie ukrwionych, posiadających delikatne pokrywy skórne, w miejscach o stałych warunkach temperatury oraz wilgotności, osłoniętych od promieni słonecznych, często są to miejsca trudno dostępne dla żywiciela np.: małżowiny uszne, głowa, pachwiny, podbrzusze (Siuda 1991, Bartosik i wsp. 2011). W przypadku I. ricinus, żerowanie larw trwa od 2-5 dób, nimf 2-7 dób, samic 6-11 dób (Balashov 1972, Siuda 2011). Długość żerowania zależy m.in. od gatunku i stadium rozwojowego kleszcza, budowy skóry żywiciela (w miejscach zrogowaciałych i mało ukrwionych może wydłużać się okres żerowania (Balashov 1972). Na rozległość i nasilenie zmian skórnych wpływa m.in. intensywność inwazji kleszczy, stadium rozwojowe żerującego kleszcza czy osobnicza wrażliwość żywiciela. W konsekwencji inwazji kleszczy pojawia się stan zapalny skóry. W reinwazjach kleszczy zmiany skórne u żywiciela są zwykle silniej nasilone (Buczek i wsp. 2000). Reakcje skórne wywołane przez kleszcze I. ricinus i D. reticulatus zostały opisane między innymi w publikacjach polskich autorów (Buczek i wsp. 2000, 2002, Olszewski i wsp. 2002). Zmiany skórne mogą przyjmować różną postać od 59

małego ogniska zapalnego w miejscu ukłucia kleszcza do rozległego odczynu zapalnego z obrzękiem. Zmiany miejscowe i ogólnoustrojowe wywołane przez kleszcze są różnorodne (Bartosik i wsp. 2011). Kleszcze mogą wywoływać także toksykozy, z których najgroźniejszą jest porażenie kleszczowe (Buczek et al. 2002). W następstwie żerowania kleszczy na psach i kotach domowych obserwowano, zarówno niewielkie lokalne zmiany skórne w postaci przekrwienia skóry, świądu, czy drobnych strupów, guzków i łysinek w miejscu żerowania kleszczy, jak też zmiany ogólne, tj. osłabienie i apatię zwierzęcia, brak apetytu, lub niechęć do zabawy z właścicielem (obserwacje własne). Znane są również przypadki bardzo intensywnych inwazji, które uniemożliwiają zwierzęciu normalne funkcjonowanie i mogą doprowadzić do jego śmierci. Stwierdzono również występowanie kleszczy właściwych w tkance podskórnej żywiciela. W Polsce, przypadek występowania samic I. ricinus w tkance podskórnej lisa (Vulpes vulpes) opisał Dróżdż (1958). Nietypowe występowanie kleszczy u lisów, na uszach w tkance podskórnej opisali również Łukasiewicz i wsp. (2012). Matysiak i wsp. (2018) stwierdzili kleszcze I. ricinus w tkance podskórnej u jenotów azjatyckich (Nyctereutes procyonoides). Nie do końca jest znana rola chowania się kleszczy pod skórę żywiciela, jedną z teorii może być to, że samice przechodząc do tkanki podskórnej utrudniają dostęp do usunięcia kleszcza przez żywiciela, mogą przez to dłużej żerować. W Polsce jest kilka gatunków kleszczy, które mogą wywoływać porażenie kleszczowe, tj. Argas reflexus, Ixodes crenulatus, Ixodes hexagonus, Ixodes ricinus i Haemaphysalis punctata (Nowak-Chmura i Siuda 2012). Pierwszy okres choroby objawia się: osłabieniem, sennością, bólami głowy, objawami grypopodobnymi. Drugim etapem jest osłabienie siły mięśniowej, porażenie mięśni. Toksykoza obejmuje najpierw kończyny dolne, następnie górne części ciała. Mogą wystąpić problemy związane z połykaniem, żuciem, mówieniem, oddychaniem. Silna toksykoza może doprowadzić do śmierci. Usunięcie kleszcza będącego źródłem toksyn powoduje, że objawy ustępują samoistnie (Buczek i wsp. 2000). Pełen obraz kliniczny porażenia kleszczowego u ludzi w oparciu o literaturę światową przedstawiła Bartosik (2011). U zwierząt najczęściej obserwuje się zaburzenia oddychania, spowodowane porażeniem mięśni oddechowych, skurczem oskrzeli, porażeniem mięśni gardła i krtani (Borawski i wsp. 2018). Argasidae Spośród rodziny Argasidae kleszczy miękkich, najczęściej spotykanymi w Polsce gatunkiem jest Argas reflexus (obrzeżek gołębi) (Ryc. 2). Na jednym stanowisku w Krakowie występuje Argas polonicus (obrzeżek polski) - drugi gatunek pasożytujący na gołębiach i ludziach. Te obydwa gatunki występują w innych siedliskach niż kleszcze właściwe. Możemy je spotkać na strychach, w gołębnikach, na balkonach, poddaszach i wieżach kościelnych, oraz w ptasich gniazdach. Są one pasożytami gniazdowo-norowymi, związanymi z siedliskiem synantropijnym. Miejsca bytowania tych kleszczy są uwarunkowane występowaniem ich głównego żywiciela gołębia skalnego (Columba livia). Według Fillipowej (1966) za Siuda (1991) mogą one także atakować inne ptaki, takie jak: jaskółki, wróble i kawki. W przypadku braku lub zbyt 60

małej liczby ptasich żywicieli, głodne obrzeżki atakują człowieka w mieszkaniach (A. reflexus) lub podczas nabożeństw (A. polonicus). Obrzeżki są aktywne w nocy. W ciągu dnia ukrywają się m.in. w szczelinach ścian, podłóg i futryn okien i drzwi. W przypadku braku lub zbyt małej liczby ptasich żywicieli, głodne obrzeżki mogą atakować człowieka w mieszkaniach. Obrzeżki należą do najdłużej żyjących stawonogów. Larwy pobierają pokarm zwykle tylko raz i żerują około 6 dni, nimfy i dorosłe postaci piją krew do 2 razy w ciągu roku i żerują od ok. 0,5 godziny do 2 godzin (Buczek i wsp. 2011). Ryc. 2. Argas reflexus (źródło: www.kleszcze.pl) Ukłucia obrzeżków są bardzo bolesne, towarzyszy im także dotkliwy świąd. Podczas żerowania obrzeżka gołębiego na skórze żywiciela, może pojawić się pęcherzyk wypełniony płynem surowiczym. Obserwuje się również silną reakcję miejscową w postaci zaczerwienienia i obrzęku. Po kilku dniach zmiany skórne mogą się nasilić i utrzymywać nawet do 1,5 roku (Buczek i Solarz 1993). Według obserwacji Śpiewaka i wsp. (2006) prowadzonych na terenie Górnego Śląska objawami które występowały najczęściej po wkłuciu się A. reflexus były: świąd, bąble na całym ciele, rumienie, obrzęki, grudki i pęcherzyki utrzymujące się od 1-2 dni aż do 3-4 tygodni. W publikacjach Buczek i wsp. (2011, 2018) na podstawie badań własnych zostały opisane chorobowe objawy po atakach obrzeżków. W miejscu ukłucia obrzeżka pojawiała się wysypka, owrzodzenie skóry, grudki. Zwraca się uwagę, że objawy po ukłuciu obrzeżka są podobne u każdego człowieka, lecz ich zasięg, nasilenie może różnić się w zależności od cech osobniczych pacjenta. W przypadku osób, które są nadwrażliwe na toksyny A. reflexus zmiany skórne utrzymują się przez długi okres. Innymi skutkami żerowania obrzeżków może być zaczerwienienie skóry, swędzenie, opuchnięcia, tworzenie się bąbelków, świąd jak również utrata apetytu, wymioty, ból brzucha, apatia. U ptaków obrzeżki wywołują niepokój, stres, masowe ginięcie i porzucanie gniazd (Buczek et al. 2011). 61

Podsumowanie Kleszcze są pasożytami przenoszącymi wiele patogenów czynników chorób odkleszczowych zagrażających życiu człowieka i zwierząt domowych. Oprócz znaczenia epidemiologicznego kleszczy, ważne dla zdrowia żywicieli są także inne skutki ich pasożytowania, w tym m.in. zmiany skórne i ogólnoustrojowe. W celu ochrony zwierząt przed kleszczami są stosowane różne preparaty przeciw kleszczom w postaci sprayu, kropli, tabletek i zastrzyków. Przykrym konsekwencjom żerowania kleszczy można zapobiec poprzez częste wyczesywanie i sprawdzanie sierści zwierząt przez właścicieli pod kątem występowania kleszczy w skórze lub na sierści. U ludzi rekomenduje się dokładne oglądanie ubrania i skóry po powrocie z siedlisk kleszczy, a przed wyjściem do parku, na działkę lub do lasu zakładanie ubrania chroniącego przed przyczepieniem się kleszcza. Można też stosować preparaty przeciw kleszczom. W przypadku występowania obrzeżków, na strychach i w mieszkaniach zaleca się stosowanie oprysków skutecznymi preparatami przeciw kleszczowymi. Strychy należy co pewien czas oglądać i sprawdzać czy nie zasiedlają je gołębie, które rozprzestrzeniają obrzeżki i czy występują obrzeżki w szparach. Na strychach należy utrzymywać czystość. Literatura 1. Balashov Y. S. 1972. Bloodsucking ticks (Ixodoidea) vectors of diseases of man and animals. Misc. Publ. Entomol. Soc. Am. 8: 161-376. 2. Bartosik K., Sitarz M., Szymańska J., Buczek A. 2011. Tick bites on humans in the agricultural and recreational areas in south-eastern Poland. Ann. Agric. Environ. Med. 18(1):151-7. 3. Bartosik K. 2011. Tick paralysis. Zdr. Publ. 121 (3) : 295-298. 2. 4. Borawski K., Pancewicz S., Czupryna P., Zajkowska J., Moniuszko-Malinowska A. 2018. Tick paralysis. Przegl. Epidemiol. 72(1): 17-24. 5. Brochocka A., Kasprzak J., Barczak T., Bennewicz J., Błażejewicz-Zawadzińska M., Klimberg A. 2018. Zagrożenia związan z pasożytniczym oddziaływaniem kleszczy jako wektora patogenów. Hyg. Public Health. 53(2): 132-139. 6. Buczek A. 2000. Interakcje między kleszczami patogenami i żywicielami. W: Stawonogi pasożytnicze i alergogenne, Buczek A., Błaszak C., red. KGM, Lublin, p. 97-114. 7. Buczek A. 2002. Toksyczne i alergiczne działanie wydzieliny gruczołów ślinowych kleszczy (Acari: ixodida).(toxic and allergic action of tick saliva components). Przegl. Epidemiol. 56 (S1): 51-57. 8. Buczek A. 2010. Choroby pasożytnicze. Epidemiologia. Diagnostyka. Objawy.Wydanie IV. Akapit Lublin 9. Buczek A., Solarz K. 1993. Atakowanie ludzi przez Argas (A.) reflexus (Ixodida, Argasidae) groźne pasożyty człowieka i zwierząt. Pol. Tyg. Lek. 68: 238-239. 10. Buczek A., Magdoń T. 1999. Host location by ticks (Acari: Ixodida).Wiad. Parazytol. 45: 3-12 (in Polish). 11. Buczek A., Buczek L., Kuśmierz A., Olszewski K. 2000. Zmiany w skórze żywicieli spowodowane przez kleszcze (Acari: Ixodida). W: Stawonogi 62

pasożytnicze i alergogenne, Buczek A., Błaszak C., red. Wydawnictwo KGM. Lublin: 171-182. 12. Buczek A., Buczek L., Kuśmierz A., Olszewski K., Jasik K.2002. Ultrastructural investigations of Haller's organ in Dermacentor reticulatus (Fabr.) (Acari: Ixodida: Ixodidae). In: Acarid phylogeny and evolution: adaptation in mites and ticks. Proceedings of the IV Symposium of the European Association of Acarologists. Ed. by F. Bernini, R. Nannelli, G. Nuzzaci and E. de Lillo Dordrecht, Kluwer Acad. Publ, p. 227-231. 13. Buczek A., Kuśmierz A., Olszewski K., Buczek L., Czerny K., Łańcut M. 2002. Comparison of rabbit skin changes after feeding of Ixodes ricinus (L.) and Dermacentor reticulatus (Fabr.). In: Acarid phylogeny and evolution: adaptation in mites and ticks. Proceedings of the IV Symposium of the European Association of Acarologists. Ed. by F. Bernini, R. Nannelli, G. Nuzzaci and E. de Lillo Dordrecht, Kluwer Acad. Publ, s. 419-424. 14. Buczek A., Sodowska H., Magdoń T. 2000. Porażenie kleszczowe przyczyna, objawy i zapobieganie. W: Stawonogi pasożytnicze i alergogenne, Buczek A., Błaszak C., red. Wydawnictwo KGM, Lublin, p. 183-190. 15. Buczek A., Bartosik K., Szymańska J., Buczek S. 2011. Obrzeżek gołębi Argas reflexus (Fabr.) (Ixodida: Argasidae) w południowo-zachodniej Polsce cechy biologiczne i objawy kliniczne. Zdr. Publ. 121: 422-425. 16. Buczek A., Bartosik K., Kulina D., Raszewska-Famielec M., Borzęcki A. 2018. Skin lesions in humans bitten by European pigeon tick Argas reflexus (Fab.) (Ixodida: Argasidae) massively occurring in the Upper Silesian conurbation of south-west Poland. Ann. Agr. Environ Med. 25(2): 234-240. 17. Dróżdż J. 1958. Penetration of Ixodes ricinus under the skin of the host. Acta Parasitol. Pol. 6: 383 385. 18. Mačička O., Rosický B. 1956. O umiestneni cicajúcich klieštov na pasených domácich zvieratách. Vet. Čas. 5: 111-122. 19. Matysiak A., Wasielewski O., Wlodarek J., Ondrejkova A., Tryjanowski P. 2018. First report of ticks in the subcutaneous tissue of the raccoon dog Nyctereutes procyonides. Vet. Med. Czech. 63(12): 571-574.) 20. Nowak-Chmura M., Siuda K. 2012. Ticks of Poland. Review of contemporary issues and latest research. Ann. Parasitol. 58(3): 125-155. 21. Olszewski K., Kuśmierz A. Buczek L., Buczek A. 2002. Zmiany skórne wywołane żerowaniem kleszczy Ixodes ricinus (Linneaus, 1758) i Dermacentor reticulatus (Fabricius, 1794) w obrazie mikroskopu elektronowego w badaniach własnych. W: Stawonogi w medycynie, Buczek A., Błaszaka C. Wyd. Liber, Lublin: 197-203. 22. Piotrowski F. 1990. Zarys entomologii parazytologicznej. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa. 23. Siuda K. 1991. Kleszcze Polski (Acari: Ixodida). Część I. Zagadnienia ogólne. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa, Wrocław. 24. Siuda K. 2011. Kohorta: kleszcze - Ixodida. W: Zoologia. Stawonogi. Tom 2. Część I. (red. Błaszak C.). Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa: 157-173. 63

25. Śpiewak R., Lundber M., Gunnar O. Johansson S., Buczek A. 2006. Allergy to pigeon tick (Argas reflexus) in Upper Silesia, Poland. Ann. Agric. Environ. Med., 13: 107-112. 64

Spiroplasma spp. in Ixodes and Dermacentor ticks - overview Justyna Dunaj, Anna Moniuszko, Sławomir Pancewicz Klinika Chorób Zakaźnych i Neuroinfekcji, Uniwersytet Medyczny w Białymstoku, ul. Żurawia 14 blok D, 15-540 Białystok email: justyna.dunaj@umb.edu.pl Streszczenie Spiroplasma is a small, spiral-shape, Gram-positive bacteria without cell wall, with low GC pair content, discovered in 1972. It create fried-egg colony and is capable to a corkscrew movement and to self-living and self-replicating. Simple metabolism and typical parasitic lifestyle make them pathogens, commensals and endosymbionts of animals and event plants. About 40 species are recognized among Spiroplasma family. Some of them are well known and well cultured, but require a rich culture medium. The best studied species of spiroplasmas are Spiroplasma kunkelii the causative agent of corn stunt disease and Spiroplasma citri connected with citrus stubborn disease and in animal world - Spiroplasma poulsonii a reproductive manipulator and defensive insect symbiont Spiroplasma genus presence was proofed in several ticks species on Europe, Asia and North America, especially in Dermacentor and Ixodidae species. Genetic material of Spiroplasma was isolated from adult as well as nymph forms. Human infection were diagnosed with Spiroplasma mirum and Spiroplasma turonicum and there are some research proved presence of Spiroplasma spp. in brain tissue of patients with Creutzfeld-Jakob Disease (CJD) or Kuru disease. Meaning of Spiroplasma spp. as a potential pathogens for human might be significant in cases of microorganisms transmission into non-immune-component people what may lead to severe course of the infection, serious damages or complications, especially those degraded central nervous system, such as Creutzfeldt-Jakob Disease. Characteristic of Spiroplasma genus Spiroplasma was discovered in 1972 by Robert Davis American phytopathologist who observed new hellicaly-shaped, motile microorganisms in corn with corn stunt disease (Davis et al 1972, Davis and Worley 1973). Spiroplasma species belongs to Spiroplasmataceae family, Entomoplasmatales order, Mollicutes class, Tenericutes philum. It is a small, spiral-shape, bacteria without a cell wall. It creates fried-egg colony and it is capable to a corkscrew movement. It is a Gram-positive bacteria with very small cells, capable to self-living and self-replicating. Single Spiroplasma is about 100-200 nm in diameter and 3-5 µm in length- this tiny size with specific movement give to this bacteria possibility to pass membrane filters with about 220 nm pores, thus penetration to difficult to reach specific places and tissues. In this bacteria membrane containing mainly cholesterol is remaining cell wall. While contractile fibrils in tubular cells create internal cytoskeleton which are responsible Spiroplasma ability to characteristic twisted movement (Trachtenberg 2004, Trachtenberg 1998). 65

Simplification is also connected with genome reduction which is approximately 0.78-2.2 Mb in size, with low GC pair content (only 25-30% of whole genomic DNA) (Ku et al. 2013, Yu et al. 2009). Simple metabolism and typical parasitic lifestyle make them pathogens, commensals and endosymbionts of animals and event plants (Cisak et al. 2015, Ku et. al. 2013). About 40 species are recognized among Spiroplasma family. Some of them are wellknown and well cultured, but require a rich culture medium. Most spiroplasms grow well at 30 C, but not at 37 C, except Spiroplasma mirum which grows only at 37 C (human body temperature) and as it was proved may causes human infections (Gasparich 2010, Regassa and Gasparich 2008, Lorenz et al. 2002). The best studied species of spiroplasmas are Spiroplasma kunkelii- the causative agent of corn stunt disease and Spiroplasma citri connected with citrus stubborn disease and in animal world Spiroplasma poulsonii a reproductive manipulator and defensive insect symbiont (Bell-Sakyi et al. 2015, Cisak et al. 2015, Gasparich 2010). Spiroplasma in plants and insects Most Spiroplasma species are endosymbionts of plants present on their surfaces (Bolanos et al. 2015, Bove 1997). The first discovered and most common is Spiroplasma floricola found on tulip tree flowers surface (Davies et al. 1981). So far three Spiroplasma species are well-known plant pathogen: Spiroplasma citri, Spiroplasma kunkelii and Spiroplasma phoeniceum. Spiroplasma kunkelii causes corn stunt and it is a serious problem for many farmers, while Spiroplasma phoeniceum is responsible for periwinkle yellowing (Bell-Sakyi et al. 2015, Gasparich 2010, Bove 1997). Spiroplasma citri is an agent of many plant disorders, such as: disease in periwinkle, carrot purple leaf disease, brittle root in horseradish and others mainly citrus diseases (Regassa end Gasparich 2006, Garnier et al. 2001). Spiroplasmas are transmitted in the phloem sieve tubes of plants by leafhopper vectors. That is the reason why main source of spiroplasmas are insects needed to this bacteria transmission as well for plants and animals or even humans. Spiroplasma spp. is multiplificated in haemolymph, infected salivary gland ant trough saliva is injected to the plant when insect feeds on the plant (Bell-Sakyi et al. 2015, Regassa and Gasparich 2006). Way from one plant to another with insects transmission usually last for Spiroplasma spp. 15 to 20 days (Gasparich 2010, Regassa and Gasparich 2006). Insects commonly had spiroplasmas (Brober et al. 2018, Briones-Robleto et al. 2017, Ku et al. 2013, Hornok et al. 2010) and most of them are not pathogenic. Spiroplasma spp. presented mostly in insect gut may functionate as a commensals, mutualists or endosymbionts (Moutailler et al. 2016, Gasparich 2010, Basitan et al. 2007). Some of them may be pathogenic what is connected with their infection of salivary glands and go to saliva from where transmission to plant, animal or human take place (Moutailler et al. 2016, Cisak et al. 2015). Spiroplasma spp. presents dominates in bees, beetles, butterflies, moths, dragonflies, damselflies, deerflies, horseflies, flies, leafhoppers, psyllids, aphids, but may also be a part of tick microbiome. Influence on insect life of Spiroplasma spp. is well known (Cisak et. al. 2015), for example easier ways for surviving cold winters or giving a protection against parasitic nematodes for insects (Gasparich 2010, Haselkorn et al. 2009). Horseflies, deerflies and other blood-sucking insects accompanied to human is a rich source of Spiroplasma spp.- mosquitoe (Lo et al. 2013). It has been extracted from this insects in USA (Spiroplasma culicicola), Taiwan (Spiroplasma taiwanense and Spiroplasma diminutum) and in France (Spiroplasma sabaudiense) (Cisak et al. 2015). In two of this species cases dominate Spiroplasma pathogenic for mosquito role Spiroplasma culicicola and Spiroplasma taiwanensis. Spiroplasma in ticks Spiroplasma genus presence was proofed in several ticks species on Europe, Asia and North America, such as Haemaphysalis leporispalustris, Dermacentor reticulatus, Dermacentor 66

andersoni, Dermacentor occidentalis, Dermacentor variabilis, Dermacentor marginatus, Ornithodoros concanensis, Ornithodoros rostratum and those from Ixodidae: Ixodes pacificus, Ixodes ricinus, Ixodes scapularis, Ixodes spinipalpis or Ixodes ovatus (Bell-Sakai et al. 2015, Benson et al. 2004, Tully et al. 1995, Yunker et al. 1987). Genetic material of Spiroplasma was isolated from adult as well as nymph forms (Qiu et al. 2014, Tveten and Sjastad 2011, Taroura et al. 2005, Tully et al. 1977). As Henning et al. (Henning et al. 2006) noticed this bacteria were also found in ticks at unspecified developmental stage because of bloodmeal of this arthropod on roe deer. According to Subrammanian et al. (Subrammanian et al. 2012) it is not possible to fully understand if Spiroplasma spp. presence depends on ticks stage of life or the risk of possible transmission of this bacteria is always after tick bite, as well as for humans and animals. As it was proved in I. ricinus ticks from Slovakia (Region Poddunajskie Biskupice) where Spiroplasma spp. presence was detected in 1/52 nymphs and 1/28 adult ticks. Research were conducted by molecular PCR detection of rpob gene and classified as Spiroplasma ixodetis. Continuation of this subject were research conducted by Bell-Sakyi et al. (Bell-Sakyi et al. 2015) in which extracts of unfed adult I. ricinus ticks collected in Slovakia were cultured on cell lines from I. scapularis and I. ricinus ticks embryos in temperatures 28 C and 32 C with serial passages for over 500 days. First observation of Spiroplasma-like microorganism took place after 16-18 months of cultivation. Genetic material of Spiroplasma spp. using PCR targeting 16S rrna, ITS and rpob genes and sequencing analysis indicated S. ixodetis with 98.9-99.5% similarity. This studied proved that is not possible to identified whether spiroplasms are from specified bloodmeal or ticks endosymbionts originally. Bell-Sakyi also emphasized the low incidence of Spiroplasma DNA in ticks collected from environment, as it was in Subrammanian et al. (Subrammanian et al. 2012) studies, in comparison to high incidence after culture on tick cell lines may indicates that tick cells culture isolation is more sensitive and could detect even lower number of bacteria than PCR. Different results were obtained by Qiu et al. (Qiu et al. 2014) using 16S amplicon pyrosequencing to detect Spiroplasma spp. DNA in I. ovatus in Japan. Presence of Spiroplasma spp. in ticks eggs without doubt indicates this bacteria is a natural endosymbiont of at least I. scapularis and I. ricinus which are vectors of Spiroplasma to many vertebrate host, as well human during bloodmeal (Bell-Sakyi et al. 2015). Very high percentage of infected with Spiroplasma ticks (75.7%) was proved by Moutailler et al. (Moutailler et al. 2016) what definitely indicate role of this bacteria as endosymbiotic part of tick microbiome. Similar results of previous studies (Qiu et al. 2014) show domination of Spiroplasma spp. and Coxiella spp. in salivary glands of I. ovatus, what also suggests a symbiotic association between this bacteria and ticks and indicates on possible risk of easy transmission after tick-bite to human or animal host. Spiroplasma spp. in Dermacentor ticks D. reticulatus is commonly observed in whole central and west-north Europe and it is the second most frequently detected tick in Poland. Its distribution is remarkable wider, especially in Poland, Germany, Hungary, Slovakia, Netherlands and Belgium (Rubel et al. 2016). As it was noticed few years ago D. reticulatus was present in north-east and east part of Poland, while now its expansion is wider of central and west part of country (Rubel et al. 2016). D. reticulatus habitat assume areas with high humidity, such as swamps and meadows, wet forest, wastelands and with the same frequency in urban and suburban areas even parks (Buczek 2005, Buczek et al. 2015, Földvári 2016, Sio et al 2004). In D. reticulatus many microorganism which composed its microbiome may be found. It might create medical meaning (Narasimhan and Fikrig 2015). There was proved presence of such pathogens as: Borrelia burgdorferi sensu lato (B. burgdorferi sl) spirochetes, tick-borne encephalitis virus (TBEV), A. phagocytophilum, spotted fever rickettsia (Rickettsia conorii, Rickettsia slovaca), Bartonella species (Bartonella spp.), Francisella tularensis or Coxiella burnetti (C. burnetti), Babesia 67

species protozoa (Babesia spp.) which are transmitted into human organism during tick feeding causing single infection, as well as co-infections (Földvári et al. 2013, Obsomer et al. 2013, Rudol et al. 2009). According to Tully et al. (Tully et al. 1995, Tully et al. 1983) in Dermacentor andersoni, Dermacentor occidentalis and Dermacentor variabilis in USA there were no Spiroplasma spp. DNA detection. Similar results were obtained in lack of Dermacentor reticulatus DNA by Hornok et al (Hornok et al. 2010) in Hungary. In this research Spiroplasma spp. presence in Dermacentor marginatus was confirmed (Hornok et al. 2010). Spiroplasma spp. in Ixodes ticks I. ricinus belongs to genus Ixodes, family Ixodidae, suborder Ixodina, order Ixodida, class Arachnida and subclass Acari (Nowak-Chmura 2013). It is a hard tick dominating in whole Europe, as well as in Poland but it is also found in west-north Africa and on Middle East. This tick prefers moderate temperatures, that in hot climate is mostly present in high mountains (Zając et al. 2015). This tick has a very high numbers of feeders, so it is present in places with diverse flora areas, despite it prefers wet environment. It is a species which is often observed also in urban areas, such as: parks, gardens, squares or wastelands. In Poland I. ricinus is the most important tick-borne pathogen vector into human organism. It is dangerous not only for humans - I. ricinus is feeding also on other mammals and birds what make impact on its veterinary meaning (Zając et al. 2015, Nowak-Chmura 2013, Bartosik 2012). Season activity begins usually in April and finishes in November, but despite of microclimate and weather changes its activity is possible almost whole year in I. ricinus, as well D. reticulatus case (Zając et al. 2015, Bartosik 2012). First research and proofs of Spiroplasma spp. presence in ticks are from North America. Tully et al. (1977, 1983) isolated from Ixodes pacificus Y32 strain of spiroplasmas, which is endosymbiotic bacteria for ticks and in further research were called Spiroplasma ixodetis (Tully et al. 1995). While in the same studies there were no evidence of Spiroplasma spp. in Ixodes scapularis as in Ixodes spinipalpis (Tully et al. 1983). In Europe there are many research which proved the presence of Spiroplasma spp. in Ixodes ticks. First European report of spiroplasmas in Ixodes ricinus from Germany was published by Tenckhoff in 1994 (Tenckfoff et al. 1994). Henning et al. in 2006 from Ixodes ticks collected in Nort Rhine-Westphalia discovered new Z/16 strain quite similar to Spiroplasma ixodetis (Henning et al. 2006). Also in France, Halos et al. (Halos et al. 2006) by using broad-range PCR detected Spiroplasma spp. DNA. Similar results obtained Tveten and Sjastad (Tveten and Sjastad 2011) in Norway in 2011 on 16S r DNA analysis with denaturing gradient gel electrophoresis in I. ricinus. In south-west Slovakia 3% of I. ricinus examined by Subrammanian et al. (Subrammanian et al. 2012) by using PCR were infected with Spiroplasma ixodetis. Research on this ticks conducted by Bell-Sakyi et al. (Bell-Sakyi et l. 2015) showed that almost all ticks indicates presence of spiroplasmas. While Hornok et al. (Hornok et al. 2010) in Hungary have not found molecular evidence of Spiroplasma spp. as well in I. ricinus and other hard ticks, such as: D. reticulatus, Haemaphysalis inermis, Haemaphysalis concinna and Haemophysalis punctata. In Asia also Spiroplasma spp. was detected. In 2005 Taroura et al. (Taroura et al. 2005) in three localizations in Japan (Hokkaido, Fukushima and Yamaguchi) in unfed I. ovatus detected spiroplasmas DNA. In 2014 Qiu et al. (Qiu et al. 2014) in I. ovatus and I. persulcatus from Shizuoka Prefecture (Japan) determined by 16S rdna pyrosequencing several different microorganisms species, as well as Spiroplasma spp. In I. ovatus Spiroplasma spp. with Coxiella spp. accounted about 90% of all bacteria presented in ticks salivary glands. 68

While in I. persulcatus it was showed that Spiroplasma spp. dominated altogether with Rickettsia spp. Spiroplasma in humans Lorenz et al. (2002) described the first cases of human infection caused by Spiroplasma spp. in 29-year-old mother with suddenly appearing and progressive cataract with anterior uveitis was during pregnancy diagnosed with Mycoplasma infection just few days before child birth, after vaginal smear. Because course of diseases was similar to Spiroplasma mirum - previously observed in rodents and closely related to mosquito-borne Spiroplasma taiwanenese, child was examined for Spiroplasma spp. Presence of this bacteria was described as first endogenous Spiroplasma infection in human (Bastian et al. 2007, Lorenz et al. 2002). Systemic infection of Spiroplasma turonicum was reported in 2015 by Aquilino et al. (Aquilino et al. 2015) after preparing culture from blood. The patients was 73-year-old Caucasian woman with immunological disorders hypogammaglobulinemia. During two months before hospitalization patient suffered from headaches, fatigue, apathy, proximal myalgias and long-lasting fever up to 38 C (Aquilino et al. 2015, Cisak et al. 2015). Many research proved connection between Creutzfeld-Jakob Disease (CJD) or Kuru disease and Spiroplasma infection in humans (Bastian 2014, Bastian et al. 2012, Moyer 2004, Bastian et. al 2001, Bastian 1979). Other transmissible spongiform encephalopathies (TSEs) such as bovine spongiform encephalopathy (BSE) in cattle, transmissible mink encephalopathy (TME) in mink, chronic wasting disease (CWD) in cervids or scrapie in goats and sheeps are also a diseases which pathogenesis is associated with Spiroplasma spp. infection (Bastian et al. 2007, Bastian 2005). First detection of Spiroplasma in human brain tissue was 1979 (Bastian 1979) from patient with CJD. After several years Bastian and Foster (Bastian and Foster 2001) detected in brain samples of human with CJD and animal with scrapie and chronic wasted disease - Spiroplasma spp. DNA after amplification (PCR) and confirmed by sequences analysis. Further Bastian analysis on this bacteria performed with scanning electron microscopy forming by spiroplasmas biofilm on several important surfaces such as for example stainless steel, what might be a possibility way of transmission of Creutzfeldt-Jakob diseases during medical procedures (Bastian 2014, Bastian et al. 2007). Leach et al. (Leach et al. 1983) during his studies on brain tissue from patients with CJD do not prove by culture or serology any presence of Spiroplasma spp. Conclusions Presence in different ticks species endosymbiotic Spiroplasma spp. has no specific meaning in most cases when human is ticks feeder. Meaning of Spiroplasma spp. or other part of tick microbiome as a potential pathogens for human might be significant in cases of microorganisms transmission into immunocompromised people. In this group of patients transmission of Spiroplasma during tick feeding on human may lead to severe course of infection, serious damages or complications, especially in patients suffering from central nervous system disorders, such as Creutzfeldt-Jakob Disease. Literature 1. Aquilino A., Masia M., Lopez P., Galiana A. J., Tovar J., Andres M., Gutierrez F.: First human systemic infection caused by Spiroplasma. J. Clin. Microbiol. 2015; 53:719-721. 69

2. Bartosik K. 2012. Biologiczne i abiotyczne czynniki wpływające na pasożytniczą i pozapasożytniczą fazę cyklu życiowego kleszczy (Acari: Ixodida) w badaniach laboratoryjnych i terenowych. Wydawnictwo Koliber, Lublin. 3. Bastian F. O.: Spiroplasma-like inclusion in Creutzfeldt-Jakob disease. Arch. Pathol. Lab. Med. 1979; 103: 665-669. 4. Bastian F. O. and Foster J. W.: Spiroplasma sp. 16S rdna in Creutzfeldt-Jakob disease and scrapie as shown by PCR and DNA sequence analysis. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 2001; 60: 613-620. 5. Bastian F. O.: Spiroplasma as a candidate causal agent of transmissible spongiform encephalopathies. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 2005; 64: 833-838. 6. Bastian F. O., Sanders D.E, Forbes W.A, Hagius S.D., Walker J.V., Henk W.G., Enright F.M., Elzer P.H.: Spiroplasma spp. from transmissible spongiform encephalopathy brains or ticks induce spongiform encephalopathy in ruminants. J. Med. Microbiol. 2007; 56: 1235-1242. 7. Bastian F. O., Elzer P. H., Wu X.: Spiroplasma spp. biofilm formation is instrumental for their role in pathogenesis of plant, insect and animal diseases. Exp. Mol. Pathol. 2012; 93: 116-128. 8. Bastian F. O.: The case for involvement of Spiroplasma in the pathogenesis of transmissible spongiform encephalopathies. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 2014; 73: 104-114. 9. Bell-Sakai L., Palomar A. M., Kazimirova M.: Isolation and propagation of Spiroplasma sp. from Slovakian Ixodes ricinus ticks in Ixodes spp. cell lines. Ticks Tick-borne Dis. 2015; 6: 601-606. 10. Benson M. J., Gawronski J.D., Eveleigh D.E., Benson D.R.: Intracellular symbionts and other bacteria associated with deer ticks (Ixodes scapularis) from Nantucket and Wellfleet, Cape Cod., Massachusetts. Appl. Environ. Microbiol. 2004; 70: 616-620. 11. Bolanos M. R., Servin-Garciduenas L.E, Martinez-Romero E.: Arthropod Spiroplasma relationship in the genomic era. FEMS Microbiol. Ecol. 2015; 91: 1-8. 12. Bove J.M.: Spiroplasma: infectious agents of plants, arthropods and verebrates. Wien. Klin. Wochenschr. 1997; 109: 604-612. 13. Broberg M., Doonan J., Mundt F., Denman S., McDonald J.E.. Integrated multi-omic analysis of host-microbiota interactions in acute oak decline. BioMed Central 2018; 6:21: 1-15. 14. Briones-Roblero C. I., Hernandez-Garcia J. A., Gonalez-Escobedo R., Soto-Robles L. V., Rivera Orduna F. N. Structure and dynamics of the gut bactrial microbiota of the bark beetle, Dendroctonus rhizophagus (Curculionidae: Scolytinae) across their life stages. PLoS ONE 2017; 12(4): e0175470. 15. Buczek A. 2005. Atlas pasożytów człowieka. Fundacja na Rzecz Zwalczania Kleszczy, Lublin. 16. Buczek A., Bartosik K., Zając Z., Stanko M. 2015. Host-feeding behavior of Dermacentor reticulatus and Dermacentor marginatus in mono-specific and inter-specific infestations. Parasite and Vectors. 8:470-478. 17. Cisak E., Wójcik-Fatla A., Zając V., Sawczyn A., Sroka J.: Spiroplasma an emerging arthropod-borne pathogen? Ann. Arg. Environ. Med. 2015; 22(4): 589-593. 18. Davis R.E., Worley J.F., Whitcomb R.F., Ishijima R., Steere R.L.: Helical filaments produced by a mycoplasmalike organism associated with corn stunt disease. Science 1972; 176:521-523. 19. Davis R.E., Worley J.F.: Spiroplasma: Motile, helical microorganism associated with corn stunt disease. Phytopathology 1973; 63: 403-408. 70

20. Davis R.E., Lee J.M., Worley J.F.: Spiroplasma floricola, a new species isolated from surfaces of flowers of the tulip tree, Liriododendron tulipifera. L. Int. J. Syst. Bacteriol. 1981; 31: 456-464. 21. Földvári G., Rigó K., Lakos A. 2013. Transmission of Rickettsia slovaca and Rickettsia raoultii by male Dermacentor marginatus and Dermacentor reticulatus ticks to humans. Diagnostic Microbiological Infecrtious Diseases. 76: 387-389. 22. Földvári G., Široký P., Szekeres S., Majoros G., Sprong H. 2016. Dermacentor reticulatus: a vector on the rise. Parasite and Vectors. 9:314: 1-29. DOI: 10.1186/s13071-016-1599-x. 23. Garnier M., Foissac X., Gaurivaud P., Laigret F., Renaudin J., Saillard C. Bove J.M.: Mycoplasmas, plants, insect vectors: a matrimonian triangle. C. R. Acad. Sci III. 2001; 324: 923-928. 24. Gasparich G. E.: Spiroplasmas and phytoplasmas microbes associated with plants hosts. Biologicals 2010; 38: 193-203. 25. Halos L., Mavris M., Vourc`h G., Maillard R., Barnouin J., Boulouis H.J., Vayssier- Taussat M.: Broad-range PCR-TTGE for the first-line detection of bacterial pathogen DNA in ticks. Vet. Res. 2006; 37: 245-253. 26. Haselkorn T. S., Markow T. A., Moran N.A.: Multiple introductions of the Spiroplasma bacterial endosymbiont into Drosophila. Mol. Ecol. 2009; 18: 1294-1305. 27. Henning K., Greiner-Fisher S., Hotzel H., Ebsen M., Theegarten D.: Isolation of a Spiroplasma sp. from an Ixodes tick. Int. J. Med. Microbiol. 2006; 296 (51): 157-161. 28. Hornok S., Meli M.L., Perreten A., Farkas R., Willi B., Beugnet F., Lutz H., Hoffmann- Lehmann R.: Molecular investigation of hard ticks (Acari: Ixodidae) and fleas (Siphonaptera: Pulicidae) as potential vectors of rickettsial and mycoplasmal agents. Vet. Microbiol. 2010; 140: 98-104. 29. Ku C., Lo W.S., Chen L.L., Kuo C. H.: Complete genomes of two dipteran associated spiroplasmas provided insights into the origin, dynamics and impacts of viral invasions in spiroplasma. Genome Biol. Evol. 2013; 5:1151-1164. 30. Leach R.H., Matthews W.B., Will R.: Creutzefeld-Jakob Disease. Failure to detect spiroplasma by cultivation and serological test. J. Neuroptahol. Exp. Neurol. 2014; 73: 104-114. 31. Lo W.S., Ku C., Chen L.L., Chang T.H., Ku C.H.: Comparison of metabolic capacities and inference of gene content evolution in mosquito-associated Spiroplasma diminutum and S. taiwanense. Genome. Biol. Evol. 2013; 5: 1512-1523. 32. Lorenz B., Schroeder J., Reischl U.: First evidence of an endogenous Spiroplasma sp. infection in humans manifesting as unilateral cataract associated with anterior uveitis in a premature baby. Graefes. Arch. Clin. Exp. Ophtthalmol. 2002; 240: 348-353. 33. Moutailler S., Moro C.V., Vaoumourin E., Michelet L., Tran F.H., Devillers E., Cosson J.F., Gasqiu P., Van T.V., Mavingui P., Vourc`h G., Vayssier-Taussat M.: Co-infection of ticks: the rule rather tnah the exception. PLOS Negl. Top. Dis. 2016; 10(3): e0004539. DOI: 10.1371. 34. Moyer P.: Spiroplasma hsp70 may be the pathogen responsible for spreading CJD., Neurology Today 2004; 4: 8-11. 35. Narasimhan S., Fikrig E. 2015. Tick microbiome: the force within. Trends in Parasitology. 31(7):315-323. 36. Nowak-Chmura M. 2013. Fauna kleszczy (Ixodida) Europy Środkowej. Wydawnictwo Naukowe Uniwersytetu Pedagogicznego, Kraków. 37. Obsomer V., Wirtgen M., Linden A., Claerebout E., Heyman P., Heylen D. 2013. Spatial disaggregation of tick occurrence and ecology at local scale as a preliminary step for spatial surveillance of tick-borne diseases: general framework and health implications in Belgium. Parasite and Vectors. 6: 190-195. 71

38. Qiu Y., Nakao R., Ohnuma A., Kawamori F., Sugimoto C.: Microbial population analysis of the salivary glands of ticks; a possible strategy for the surveillance of bacterial pathogen. PLOS ONE 2014; 9(8), e103961; 39. Regassa L.B and Gasparich G.E.: Spiroplasmas: evolutionary relationship and biodiversity. Front. Biosci. 2006; 11: 2983-3002. 40. Rubel F., Brugger K., Pfeffer M., Chitimia-Dobler L., Didyk Y.M., Leverenz S. 2016. Geographical distribution of Deracentor marginatus and Dermacentor reticulatus in Europe. Tick and Tick-Borne Diseases. 7: 224-233. 41. Rudolf I., Mendel J., Sikutová S., Svec P., Masaňiková J., Nováková D. 2009. 16SrRNA gene-based identification of cultured bacterial flora from host-seeking Ixodes ricinus, Dermacentor reticulatus and Haemaphysalis concinn ticks, vectors of vertebrate pathogens. Folia Microbiologica (Praha). 54: 419-428. 42. Šimo L., Kocáková P., Sláviková M. 2004. Dermacentor reticulatus (Acari, Ixodidae) female feeding in laboratory. Biol. Bratislava. 59: 655-660. 43. Subramanian G., Sekeyova Z., Raoult D., Miediannikov O.: Multiple-tick associated bacteria in Ixodes ricinus from Slovakia. Ticks Tick-borne Dis. 2012; 3: 406-410. 44. Taroura S., Shimada Y., Sakata Y., Miyama T., Hiraoka H., Watanabe M., Itamoto K., Okuda M., Inokuma H.: Detection of DNA of `Candidatus Mycoplasma haemominutum` and Spiroplasma sp. in unfed ticks collected from vegetation in Japan. J. Vet. Med. Sci. 2005; 67: 1277-1279. 45. Tenckhoff B., Kolmel H.W., Wolf V., Lange R.: Production and characterization of polyclonal antiserum against Spiroplasma mirum (ATCC 29335). Zentralb. Bakteriol. 1994; 280: 409-415. 46. Trachtenberg S.: Shaping and moving a spiroplasma. J. Mol. Microbiol. Biotechnolog. 2004; 7: 78-87. 47. Trachtenberg S.: Mollicutes-wall- less bacteria with internal cytoskeletons. J. Struct. Biol. 1998; 124: 244-256. 48. Tveten A. K. and Sjastad K.K.: Identification of bacteria infecting Ixodes Ricinus ticks by 16S rdna amplification and denaturing gradient gel electrophoresis. Vector-borne Zoonot. Dis. 2011; 11: 1329-1334, 49. Tully J. G., Whitcomb R. F., Clark H. F., Williamson D.L.: Pathogenic mycoplasmas: cultivation and vertebrate pathogenicity of a new Spiroplasma. Science 1977; 195: 892-894. 50. Tully J.G., Whitcomb R.F., Rose D.L., Williamson D. L., Bove J. M. : Characterization and taxonomic status of ticks spiroplasmas: a review. Yale J. Biol. Med. 1983; 56(5-6): 599-603. 51. Tully J.G., Rose D.L., Yunker C. E., Carle P., Bove J. M., Williamson D. L., Whitcomb R. F.: Spiroplasma ixodetis sp. nov., a new species from Ixodes pacificus ticks collected in Oregon. Int. J. Syst. Bacteriol. 1995; 45: 23-28. 52. Yu H., Liu S., Ruan K., Chen Y., Wang Z.: Advances in classification and biodiversity of spiroplasmas a review. Wei. Sheng. Wu. Xue. Bao. 2009; 49: 567-572. 53. Yunker C.E., Tully J.G., Cory J.: Arthropod cell lines in the isolation and propagation of tickborne spiroplasmas. Curr. Microbiol. 1987; 15: 45-50. 54. Zając Z. 2015. Aktywność Dermacentor reticulatus (Fabricius, 1794) (Ixodida: Amblyommidae) na chronionych obszarach wschodniej Polski. Rozprawa doktorska, Lublin. 72

The state of research on the infestation of companion animals by ticks (Ixodida) and their epizootiological role in Poland Maciej Rudek 1, Weronika Buczek 1, Alicja M. Buczek 1, Paweł Szczepan Błaszkiewicz 1, Dorota Kulina 2, Dariusz Ciura 3, Alicja Buczek 1 1 Chair and Department of Biology and Parasitology, Medical University of Lublin, 11 Radziwillowska St., 20-080 Lublin, Poland. Tel/fax+48 81 448 60 60, e-mail: alicja.buczek@umlub.pl; 2 Department of Basic Nursing and Medical Teaching, Medical University of Lublin, Staszica St. 4-6, 20-081 Lublin, Poland 3 Chair of Pathophysiology, Department of Health Promotion and Treatment of Obesity, Medical University of Silesia, Medyków 18 St., 40-752 Katowice, Poland Abstract Companion animals such as dogs and cats present in urban and rural environments are exposed to infestations mainly by Ixodes ricinus and Dermacentor reticulatus ticks, which most often parasitize these hosts in Poland. To date, six tick species have been found on companion animals in the country, including five species that are present permanently in the national fauna, i.e. I. ricinus, D. reticulatus, I. rugicollis, I. hexagonus, and I. crenulatus, and one imported species - Rhipicephalus sanguineus. Tick-borne pathogens have been detected both in cats and dogs and in ticks collected from these hosts. In this study, we highlight the health risks associated with ticks and transmitted pathogens. Given the increase in the tick population size with the related enhancement of the risk of infection of animals by transmitted pathogens and the insufficient data on canine and feline tick-borne diseases, it is necessary to extend the research by monitoring yet these untackled issues. Ticks (Ixodida) are ectoparasites that most frequently attack wild and domestic animals, including dogs and cats, in various climate zones. The representatives of the Ixodidae family, which comprises approximately 692 species of such genera as Amblyomma, Aponomma, Dermacentor, Haemaphysalis, Hyalomma, Rhipicephalus, and Ixodes (Nava et al. 2009), are especially responsible for the undesirable effects of tick attacks. Seventeen of the 19 species identified in Poland belong to the Ixodidae family (Siuda 1993, Nowak-Chmura 2013, 2014). However, other ticks infesting hosts that migrate naturally from various regions of the world or parasitizing animals imported by humans can be found incidentally in our country as well (Siuda 1982, Nowak- Chmura 2014). Additionally, humans can unintentionally transfer specimens infesting their skin into new areas (McGarry 2011), although no such case has been reported in Poland. Investigations of the locomotor activity of D. reticulatus reported a marked specimen at a distance of 2 km from the site where it had been released. It was probably transported on the clothes of a forest worker dealing with plant care in this area (Dr Z. Zając, personal information). 73

In Poland, several species of tick parasites infesting exotic reptiles have been identified by Nowak-Chmura (2010a, b, c) and Nowak et al. (2010). Hyalomma marginatum (Siuda and Dutkiewicz 1979, Nowak and Solarz 2010), Ixodes festai (Siuda and Szymański 1991), and Ixodes eldaricus (Nowak-Chmura 2012) were collected from seasonal migratory birds, while Rhipicephalus rossicus (Dutkiewicz and Siuda 1969), Rhipicephalus sanguineus (Szymański 1979), and Dermacentor marginatus (Siuda 1993) were was transferred by mammals. Ticks present in Poland are characterised by different host specificities. Species with greatest veterinary importance, e.g. the castor bean tick Ixodes ricinus and the marsh tick Dermacentor reticulatus, have a large spectrum of hosts, which also include livestock and companion animals, i.e. domestic dogs and cats. The large number of animals used by these ticks as a feed source facilitates circulation and maintenance of tick-borne pathogens in nature. In this study, we summarise the current knowledge of the tick fauna infesting dogs and cats in Poland and discuss their epizootiological role. Tick fauna on dogs and cats Poland ranks third in Europe after Great Britain and Germany in terms of the number of dogs kept in households. According to estimates, there are over 14 million dogs and cats in the country (approximately 7-8 million dogs and 5-6 million cats; data from GUS - Main Statistical Office). In a KANTAR Public survey conducted in 2017, as many as 42% of respondents declared having a dog, 28% had a cat, and 18% had both of these animals. Most dogs (up to 70%) are kept in rural environments. From 39% to 45% of residents of cities with a population from 20 000 to over 500 000 inhabitants declared to be owners of these pets (www.tnsglobal.pl/archiwumraportow/files/.../k.021_zwierzeta_domowe_o04a- 17.pd. ). The love of Poles for animals has enhanced the interest in ticks, which often attack dogs and cats. The risk of contact of humans and pets with ticks is increasing, as Poles' lifestyles have changed in recent years. They now prefer physical activity and frequent contact with nature in the company of their pets. The prevalence and intensity of tick infestations of dogs and cats depend on the presence and density of these ectoparasites in habitats. Hence, comprehensive studies of both tick fauna present in a given area and on animals are highly important, as they allow estimation of the threat to the health of companion animals. Besides I. ricinus and D. reticulatus, other species have been collected from dogs and cats in Poland, e.g. I. rugicollis, I. hexagonus, I. crenulatus, and I. hexagonus (Siuda 1993, Siuda et al. 2010, Kilar 2011, Nowak-Chmura 2013, Mierzejewska et al. 2015, Król et al. 2016a,b, Karbowiak et al. 2017). In 2003-2005, 64.6% of 590 ticks collected from 316 dogs in six veterinary clinics in Warsaw (central Poland) represented the D. reticulatus species (Zygner and Wędrychowicz 2006). This species also dominated in a group of ticks collected in 2012 from dogs in the Masovia and Mazury Lake regions. D. reticulatus ticks accounted for 86%, while two other species I. ricinus and I. hexagonus represented only 12.7% and 1.2% of all ticks, respectively (Mierzejewska et al. 2015) In 2009-2012, dogs in Olsztyn (Warmińsko-Mazurskie Province, northern Poland), i.e. a city located within the occurrence range of the I. ricinus and D. reticulatus 74

species, were infested by a larger number of I. ricinus (1163/67.11%) than D. reticulatus (570/32.89%) (Michalski and Sokół 2013). In turn, within two years from 2013 to 2014, 1455 ticks from 760 domestic dogs and 171 cats were collected in 18 veterinary clinics in the Wrocław Agglomeration. The animals were parasitized by three tick species: I. ricinus (n = 1272; 1160 females, 103 males, 9 nymphs), I. hexagonus (n = 137, 32 females, 98 nymphs, 7 larvae), and D. reticulatus (n = 46, 31 females, 15 males) (Król et al. 2016a). In the district of Rymanów (Podkarpackie Province, southern Poland), the prevalence of tick infestations of domestic dogs was 48.78%. Two species of ticks feeding on dogs were identified in this part of Poland. I. ricinus was found most often (in 47.56% of the examined dogs), whereas I. hexagonus was collected less frequently (in 2.43% of the animals) (Kilar 2011). In dogs, ticks usually attach to the neck, ear conches, or groin (Kilar 2011). Tick infestations can have different intensities in dogs and cats. The number of ticks feeding on these hosts depends mainly on the size of the population of these arthropods in areas where dogs and cats are present and on the behaviour of these animals. Energetic dogs frequently exploring areas covered by herbaceous plants and trees are at a risk of greater exposure to tick attacks. Ticks remain waiting for potential hosts on herbaceous plants and shrubs and drop onto the fur and skin when the animal touches the plants. In general, hunting, hound, and shepherd dogs as well as working and utility breeds and terriers are at a greater risk of contact with ticks in nature than companion dogs. In Warsaw clinics, 1-12 feeding I. ricinus specimens and 1-16 D. reticulatus ticks were found on one dog (Zygner and Wędrychowicz 2006). In Podkarpackie Province, 37 I. ricinus specimens were collected from one dog (Kilar 2011); yet, the information provided by dog owners indicates that this number may be several times higher. Epizootiological role of ticks infesting companion animals I. ricinus and D. reticulatus ticks, which most commonly parasitize dogs and cats in the northern, central, and western parts of Europe, are important vectors of Rickettsia spp., Anaplasma phagocytophilum, and Babesia spp. These ticks can also transmit many other zoonotic diseases to humans and animals. With their biological and ecological traits, ticks from the subgenus Pholeoixodes, e.g. I. rugicollis, I. hexagonus, I. crenulatus, and I. hexagonus, play a less important role in the transmission of pathogens, in comparison with I. ricinus and D. reticulatus. Probably all over Poland, dogs and cats can be infested by ticks, which is associated with the possibility of infection with tick-borne pathogens. The prevalence of pathogens in companion animals seems to be substantially higher than that shown by the results of the fragmentary research conducted in Poland so far. Tick-borne diseases vary and can either be asymptomatic or have clinical symptoms. Although considerable attention has long been paid to the threats to animal health posed by tickborne diseases (Zygner and Wiśniewski 2006, Hułas and Dobrzyński 1995 Winiarczyk et al. 2000, Siuda et al. 2002), comprehensive research on the occurrence of ticks in domestic animals and animal infections with tick-borne pathogens have been carried out in only a few regions. For many years, tick infestations of animals and the incidence of animal infections with tick-borne pathogens have been monitored by several 75

scientific centres in Lublin, Szczecin, Warsaw, and Wrocław. This type of research has also been undertaken recently in other parts of the country. Various pathogens responsible for human and animal diseases, e.g. viruses, rickettsiae and other bacteria as well as protozoa, can be detected in ticks collected from dogs and cats. As demonstrated in many studies, including those conducted by Polish researchers, dogs and cats play an important role in pathogen circulation. Noteworthy is the high prevalence of some pathogens in ticks infesting companion animals in some areas. For example, in south-western Poland (Wrocław agglomeration), DNA of Rickettsia spp. was detected in over 50% of females among 127 examined I. ricinus specimens (115 females and 12 males) and in over 60% of D. reticulatus ticks. The specimens were mainly carriers of R. helvetica and R. monacensis, while R. raoultii was the main pathogen detected in D. reticulatus (Król et al. 2016a). The prevalence of A. phagocytophilum in I. ricinus ticks collected from companion animals depends on the study area: 21.3% in Wrocław (Król et al. 2016a) and 2.9% in Warsaw (Zygner et al. 2008). The same dependence is noted for other pathogens. DNA of B. canis was identified in 11% of D. reticulatus ticks collected from dogs and cats in central Poland (Zygner et al. 2008) but was not found in specimens from the southwestern part of the country (Król et al. 2016b). In Wrocław, Babesia spp. (B. microti and B. venatorum) were present in 9.0 % of I. ricinus infesting companion animals. In central Poland, 6.2% of I. ricinus ticks parasitizing dogs were infected with B. burgdorferi s.l. spirochetes (Zygner et al. 2008). A nearly four-fold higher prevalence (22.5%) was reported from Lower Silesia (Król et al. 2015). Ticks collected from dogs and cats are usually infected by one pathogen species. In studies conducted in Wrocław, infection by one species of pathogen was detected in as many as 65.4% of I. ricinus and 11% of I. hexagonus ticks (Król et al. 2016a). Co-infections with two, three, or even four pathogens in different combinations have been reported as well. Król et al. (2016a) identified double, triple, or quadruple coinfections with pathogens mainly in I. ricinus females. Double infection with Rickettsia spp. and A. phagocytophilum was diagnosed in one male of the species. Infections by Rickettsia spp.+a. phagocytophilum, Rickettsia spp.+cand. N. mikurensis, and Rickettsia spp.+babesia spp. have been reported most frequently. Only one I. ricinus specimen exhibited co-infection with Cand. N. mikurensis + Babesia spp.+a. phagocytophilum. Four pathogens, i.e. Rickettsia spp.+cand. N. mikurensis+a. phagocytophilum+babesia spp., were detected in two I. ricinus females collected from a cat and a dog (Król et al. 2016a). In turn, co-infections with Babesia canis and tick-borne encephalitis virus (TBEV) were detected in a 6-dog racing team after a race in Estonia; yet, the authors were unable to determine whether the dogs were infected with the pathogens in Poland or Estonia (Bajer et al. 2013). I. hexagonus ticks collected from companion animals in Poland were infected with a smaller number of tick-borne pathogens. For example, only one pathogen was identified in this tick species in Wrocław. The bacterium Anaplasma phagocytophilum was identified most frequently (in 8.1% of ticks) (Król et al. 2016a). 76

Most common tick-borne diseases in dogs and cats in Poland In Poland, two tick-borne diseases, i.e. canine babesiosis and canine borreliosis, are diagnosed most often in dogs, whereas the incidence of canine ehrlichiosis is substantially lower. In line with the worldwide trend, tick-borne diseases are rarely reported in cats in Poland. As reported by Bourdoiseau (2006), several species of the genus Babesia, i.e. B. canis, B. vogeli, B. microti-like (Theileria annae), B. caballi and B. gibsoni, cause canine babesiosis in Europe. In Poland, some of these species have been identified in ticks collected from dogs. These were Babesia canis (Górski et al. 2004, Sobczyk et al. 2005, Adaszek and Winiarczyk 2008, Zygner et al. 2008, Adaszek et al. 2009, 2011, 2012, Welc-Faleciak et al. 2009, Bajer et al. 2013, 2014a, b, Dzięgiel et al. 2014), B. microti (Król et al. 2016b), B. gibsoni (Górna et al. 2018), and B. venatorum (Król et al. 2016b). The first case of babesiosis in a dog in Poland was described by Pienkiewicz and Grzebula (1966). Canine babesiosis can be either asymptomatic or symptomatic. The harmful effects of infection with the protozoan Babesia canis include anaemia, generalised inflammatory reaction, multi-organ failure, and sepsis. Babesiosis and clinical signs of this disease in dogs have been described by many authors (e.g. Gundłach et al. 1995, Abramowicz 2008, Adaszek and Winiarczyk 2008, Bajer et al. 2008., Zygner et al. 2008, 2011, 2012a, b, c, 2013, 2017, Adaszek et al. 2009, 2011, 2012, Bajer et al. 2013, 2014a, b). Canine and feline borreliosis Cases of canine borreliosis were first described in the USA in the early 1980s (Lissman et al. 1984, Kornblatt et al. 1985, Magnarelli et al. 1985). Since then, the disease has been reported in many countries around the world, including Europe. In Poland, Borrelia burgdorferi s.l. DNA and antibodies against these spirochetes have been detected in dogs' sera in endemic areas of Lyme disease, e.g. in the north-west of Poland (Skotarczak et al. 2003a, b, 2005, Wodecka et al. 2009) and in dogs from eastern Poland (Dziegiel et al. 2016). Higher seroprevalence of B. burgdorferi (11.0%) than that of two other pathogens A. phagocytophilum (8.0%) and E. canis (1.5%) was reported from four provinces in the eastern part of the country in 2011-2014 (Dzięgiel et al. 2016). Borreliosis is a multiform disease that may lead to dysfunction of various organs. Polyarthropathy, anorexia, malaise, and neurological symptoms can be observed in dogs (Skotarczak 2002). The symptoms of the renal form of the disease called Lyme nephritis or Lyme nephropathy include dehydration, vomiting, weight loss, and anorexia. There are only a few literature reports on feline borreliosis. Tests of blood from 271 cats from Germany, Sweden, and Belgium performed in 2009-2011 by Pantchev et al. (2016) showed positive results for the presence of specific antibodies against Borrelia burgdorferi s.l. in 2.2% of the animals. Cats rarely undergo diagnostics of Lyme disease, which can manifest itself in e.g. shifting leg lameness and neurological disorders. Information on the pathophysiology, diagnosis, and treatment of animal borreliosis as well as recommendations for diagnosis of the disease were presented in an interesting review by Littman et al. (2018). 77

Canine and feline ehrlichiosis Canine ehrlichiosis was first described in dogs with fever and anaemia in 1935 in Algeria (Pyle 1980). To date, this disease has been diagnosed in dogs in many European countries (Sainz et al. 2015). Several species of the Ehrlichia genus are identified most frequently, i.e. E. canis causing monocytic erlichiosis (Pusterla et al. 1998, Stockham et al. 1992) as well as A. phagocytophilum and E. ewingii, i.e. factors of granulocytic ehrlichiosis (Inokuma et al. 2005, Lester et al. 2005). Based on the analysis of 100 cases of canine ehrlichiosis, Harrus et al. (1997) suggest that German Shepherds are most susceptible to infection with these rickettsiae. Since the I. ricinus tick, which is a vector of A. phagocytophilum, is present in Poland, granulocytic ehrlichiosis is probably more often recognised than the monocytic form. There are very few reports on canine ehrlichiosis in Polish literature. Papers describing the disease were reviewed by Skotarczak (2003) and Adaszek and Winiarczyk (2007). The presence of DNA of Anaplasma phagocytophilum and/or specific antibodies against this bacterium in the sera of dogs (e.g. Skotarczak et al. 2004, Wodecka et al. 2009, Dziegiel et al. 2016) and cattle (Winiarczyk et al. 2007) suggests that attention should be paid to the appearance of symptoms of this disease in dogs and cats infected with ticks in Poland. Antibodies against Ehrlichia canis have been detected in dogs' sera in the north-west and eastern regions, which indicates possible appearance of monocytic erlichiosis symptoms (Płoneczka and Śmielewska-Łoś 2003, Dzięgiel et al. 2016). The first case of feline anaplasmosis in Poland was recorded in an animal clinic in Lublin (Górna et al. 2013). A 2.5-year-old male cat infected with A. phagocytophilum presented with such symptoms as apathy, loss of appetite, and the presence of pale yellow mucous membranes. A description of clinical symptoms and diagnostics of feline anaplasmosis based on three cases of cats from Lublin were reported by Adaszek et al. (2013). Dogs can be affected by such pathogen co-infections as B. burgdorferi s.l. with Anaplasma phagocytophilum (Skotarczak 2003a, b, Wodecka et al. 2009, Rymaszewska and Adamska 2011) and Ehrlichia (Anaplasma) phagocytophila with Babesia spp. (Skotarczak et al. 2004a, b). Regions and periods of the greatest risk of tick attacks on companion animals I. ricinus and D. reticulatus, i.e. the two most frequent ectoparasites of companion animals, are widespread in Poland. I. ricinus lives in wooded or forest areas across the country (e.g. Siuda et al. 1991, 1992, Siuda 1993, Wegner et al.1997, Buczek et al. 1999, 2014a, Skotarczak et al. 1999, Buczek and Lonc 2000, Cisak et al. 2001, Humiczewska 2001, Kosik-Bogacka et al. 2002, Michalik et al. 2003, Ciepiela et al. 2006, Hajdul et al. 2006, Strzelczyk et al. 2006, Nowak et al. 2009, Supergan and Karbowiak 2009, Solarz et al. 2010, Buczek and Bartosik 2011, Bartosik et al. 2011a, b, Kiewra and Zaleśny 2013, Karbowiak et al. 2014, Welc-Walęciak et al. 2014, Mierzejewska et al. 2015, and others). In contrast, the distribution of D. reticulatus is limited to certain areas with open habitats, e.g. meadows, forest clearings, and river valleys. The largest populations of this species inhabit eastern and north-eastern provinces (Szymański 1987, Siuda 1993, Zygner et al. 2006, Bartosik et al. 2011c, 2012, Karbowiak et al. 2014, Zając et al. 2016a, b, Kubiak et al. 2018) and parts of Mazowieckie (Karbowiak 2014, Mierzejewska et al. 2015, 2016, Stańczak et al. 2016), Dolnośląskie (Kiewra et al. 2016), 78

and Lubuskie (Karbowiak and Kiewra 2010, Nowak 2011) Provinces. In the occurrence range of both species, there is a real risk of transmission of tick-borne diseases by ticks to animals. The varying competencies of I. ricinus and D. reticulatus in relation to different tick-borne pathogens determine the incidence of tick-borne diseases caused by their etiological factors in companion animals. For example, canine borreliosis is more often diagnosed in animals living in the occurrence range of I. ricinus, which is a competent vector of Borrelia burgdorferi s.l., than in habitats inhabited by D. reticulatus ticks, which do not play an important role in transmission of the disease. In turn, a higher prevalence of Babesia spp. (canis babesiosis factor) is reported in D. reticulatus collected from companion animals, in comparison with I. ricinus. In contrast, no Babesia spp. were detected in D. reticulatus collected from companion animals in Wrocław in 2013-2014 (Król et al. 2016a). The prevalence of Babesia spp., as in the case of other tickborne pathogens, is influenced not only by the presence of competent vectors, but also by their zoonotic reservoirs. The prevalence of pathogens in ticks and their hosts varies in different periods of their activity and in different study years. The number of tick-infested hosts in a given area and the intensity of tick infestations are closely related to the dynamics of the seasonal and diurnal tick activity. It is in turn determined by various abiotic factors, mainly the photoperiod, ambient temperature, and humidity as well as biotic factors (including the presence of hosts and their activity rhythms) (Bartosik et al. 2012, Zając et al. 2016a). In Poland, domestic animals are exposed to tick attacks throughout the seasonal activity period. However, the greatest number of cases of tick infestation of dogs and cats are noted in spring and autumn (Mierzejewska et al. 2015), i.e. during periods of peak activity of I. ricinus (Siuda 1991, Bartosik et al. 2011a, b) and/or D. reticulatus (Szymański 1987, Bartosik et al. 2011c, Zając et al. 2016a). Ticks begin questing for hosts at a temperature that stimulates them to undertake locomotor activity. As shown in our previous research, I. ricinus nymphs and adults are activated at temperatures around 5 o C and 4 o C, respectively. Adult D. reticulatus ticks quest for hosts even at negative temperatures close to 0 C (personal observations). We collected ticks at a temperature of approx. 4 o C in January in eastern Poland. The highest daily activity of I. ricinus is noted in the morning and late afternoon; however, these ticks can attack at other times of the day (Siuda 1993, Buczek and Magdoń 1999). In turn, high activity of D. reticulatus adults was noted from 10:00 to 18:00 h with a peak at approx. 14:00 h (Bartosik et al. 2012). Due to climate and weather changes, ticks can be active even during their usual diapause periods in temperate zones. Active D. reticulatus ticks were noticed in winter in eastern Poland (Bartosik et al. 2011c; Buczek et al. 2014a). A similar phenomenon was observed in the western part of the country in Lubuskie Province (Kierwa et al. 2016) and near the western border with Poland in Germany, where active D. reticulatus and I. ricinus specimens were observed in winter (Dautel et al. 2008). Climate warming and hydrological changes are accompanied by changes in the tick population size, fauna, and dynamics of activity in different areas. Prolonged periods of tick seasonal activity are observed as well. Another effect of the global and local geoclimatic changes is the increasing occurrence range accompanied by a shift of the boundaries of the I. ricinus and D. reticulatus occurrence range towards cities. As in other countries, I. ricinus ticks occur 79

commonly in Polish cities (Wegner et al. 1997, Cieniuch et al. 2009, Asman et al. 2013, Wodecka et al. 2013, Welc-Falęciak et al. 2014, Buczek et al. 2015, and others). In recent years, new information about localities of D. reticulatus ticks in cities, on the outskirts of Warsaw, Wrocław, and Lublin (Zygner et al. 2009, Buczek and Bartosik 2011, Kiewra and Czułowska 2013, Karbowiak 2014, Bartosik, personal information), and in recreational areas frequently visited by humans and their animals (Zając et al. 2016a, b, Stańczak et al. 2016, 2018) has been published. Comparative studies carried out for the first time simultaneously in I. ricinus habitats located in forested, suburban, and urban areas in Upper Silesia, Poland, revealed differences in the number of ticks, population structure, i.e. the number of nymphs and adults, and dynamics of the activity of juvenile stages as well as female and male specimens between these habitats (Buczek et al. 2014). This is related to the specific climate of cities and human interference with the landscape, which determine the occurrence of animals, i.e. potential hosts of various tick developmental stages and zoonotic reservoirs of tick-borne pathogens. The prevalence of Borrelia burgdorferi s.l. in ticks was found to be higher in a city park than in a suburban or forest locality (Bartosik et al. 2008, Buczek et al. 2014a). A higher prevalence of pathogens in urban areas than in forests in Poland has also been reported by other authors (Welc-Falęciak et al. 2014). The presence of infected ticks in various environments, including cities and non-urban recreational areas, significantly increases the threat of tick infestations of dogs and cats during everyday walks and, consequently, the risk of infection of these hosts with tick-borne pathogens. Therefore, the scale of the threat with tick attacks and tick-borne diseases should be determined in various regions of Poland, and integrated measures should be taken to reduce tick populations and popularize methods for tick prevention. Tick-borne diseases in animals should be subjected to long-term monitoring. References 1. Abramowicz B. 2008. Udział hemolizy w rozwoju zaburzeń nerek i wątroby u psów z babeszjozą. Med. Wet. 64: 213-8. 2. Adaszek.Ł., Górna M., Skrzypczak M., et al. 2013. Three clinical cases of Anaplasma phagocytophilum infection in cats in Poland. J. Feline Med. Surg. 15: 333-7. 3. Adaszek L., Lyp P., Poblocki P., Skrzypczak M., Mazurek L., Winiarczyk S., et al. 2018. The first case of Babesia gibsoni infection in a dog in Poland. Vet. Med. 63: 225-8. 4. Adaszek L., Winiarczyk S. 2007. Ehlichioza u psów. Życie Weterynaryjne 82: 991-3. 5. Adaszek L., Winiarczyk S. 2008. Molecular characterization of Babesia canis canis isolates from naturally infected dogs in Poland. Vet. Parasitol. 152: 235-41. 6. Adaszek Ł., Górna M., Winiarczyk S. 2012. Electrolyte level and blood ph in dogs infected by various 18S RNA strains of Babesia canis canis on the early stage of babesiosis. Berl. Munch. Tierarztl. Wochenschr. 125: 45-51. 7. Adaszek Ł., Martinez A. C., Winiarczyk S. 2011. The factors affecting the distribution of babesiosis in dogs in Poland. Vet. Parasitol. 181: 160-5. 80

8. Adaszek Ł., Winiarczyk S., Skrzypczak M. 2009. The clinical course of babesiosis in 76 dogs infected with protozoan parasites Babesia canis canis. Pol. J. Vet. Sci. 12: 81-7. 9. Asman M., Nowak M., Cuber P., Strzelczyk J., Szilman E., Szilman P., Trapp G., Siuda K., Solarz K., Wiczkowski A. 2013. The risk of exposure to Anaplasma phagocytophilum, Borrelia burgdorferi sensu lato, Babesia sp. and co-infections in Ixodes ricinus ticks in the territory of Niepołomice Forest (southern Poland). Ann. Parasitol. 59: 13-19. 10. Asman M., Nowak-Chmura M., Solarz K., Szilman E., Semla M., Zyśk B. 2017. Anaplasma phagocytophilum, Babesia microti, Borrelia burgdorferi sensu lato, and Toxoplasma gondii in Ixodes ricinus (Acari, Ixodida) ticks collected from Slowinski National Park (Northern Poland). J. Vector. Ecol. 42: 200-2. 11. Bajer A., Mierzejewska E.J., Rodo A., Bednarska M., Kowalec M., Welc-Falęciak R. 2014a. The risk of vector-borne infections in sled dogs associated with existing and new endemic areas in Poland: Part 1: A population study on sled dogs during the racing season. Vet. Parasitol. 202: 276-86. 12. Bajer A., Mierzejewska E.J., Rodo A., Welc-Falęciak R. 2014b. The risk of vectorborne infections in sled dogs associated with existing and new endemic areas in Poland. Part 2: Occurrence and control of babesiosis in a sled dog kennel during a 13-year-long period. Vet. Parasitol. 202: 234-40. 13. Bajer A., Rodo A., Bednarska M., Mierzejewska E., Welc-Faleciak R. 2013. Babesia canis and tick-borne encephalitis virus (TBEV) co-infection in a sled dog. Ann. Agric. Environ. Med. 20: 426-30. 14. Bajer A., Rodo A., Welc-Faleciak R., Siński E. 2008. Bezobjawowa babeszjoza jako przyczyna splenomegalii i splenektomii u psa. Med. Wet. 64: 441-3. 15. Bartosik K, Lachowska-Kotowska P, Szymańska J, Pabis A, Buczek A. 2011b. Lyme borreliosis in south-eastern Poland: relationships with environmental factors and medical attention standards. Ann. Agric. Environ. Med. 18: 131-7. 16. Bartosik K, Wiśniowski Ł, Buczek A. 2012. Questing behavior of Dermacentor reticulatus adults (Acari: Amblyommidae) during diurnal activity periods in eastern Poland. J. Med. Entomol. 49: 859-64. 17. Bartosik K., Buczek A., Wójcik-Fatla A., Ciura D. 2008. The risk of borreliosis in urban and suburban recreational areas of Upper Silesia (southern Poland). Xth European Multicolloquium of Parasitology. Paris, 24-28 August 2008, p. 110. 18. Bartosik K., Sitarz M., Szymańska J., Buczek A. 2011a. Tick bites on humans in the agricultural and recreational areas in south-eastern Poland. Ann. Agric. Environ. Med. 18: 151-7. 19. Bartosik K., Wiśniowski L., Buczek A. 2011c. Abundance and seasonal activity of adult Dermacentor reticulatus (Acari: Amblyommidae) in eastern Poland in relation to meteorological conditions and the photoperiod. Ann. Agric. Environ. Med. 18: 340-4. 20. Bourdoiseau G. 2006. Canine babesiosis in France. Vet. Parasitol. 138: 118-25. 21. Buczek A., Bartosik K. 2011. Kleszcze (Ixodida: Ixodidae, Amblyommidae) w południowo-wschod niej Polsce z uwzględnieniem ich znaczenia medycznego i epidemiologicznego. Zdr. Publ. 121: 392-7 (in Polish). 81

22. Buczek A., Bartosik K., Zając Z. 2014b. Changes in the activity of adult stages of Dermacentor reticulatus (Ixodida: Amblyommidae) induced by weather factors in eastern Poland. Parasit. Vectors 7: 245. 23. Buczek A., Ciura D., Bartosik K., Zając Z., Kulisz J. 2014a. Threat of attacks of Ixodes ricinus ticks (Ixodida: Ixodidae) and Lyme borreliosis within urban heat islands in south-western Poland. Parasit. Vectors 7: 562. 24. Buczek A., Lonc E. 2000. Density and activity of Ixodes ricinus (L.) in various habitats in the Lower Silesia (Western Poland). Acta Parasitol. 45: 215. 25. Buczek A., Lonc E., Kucharczyk K. 1999. Seasonal and diurnal activity of ticks Ixodes ricinus (Linnaeus, 1758) in Masyw Ślęża (Lower Silesia). Wiad. Parazytol. 45: 539. 26. Buczek A., Magdoń T. 1999. Host location by ticks (Acari: Ixodida).Wiad. Parazytol. 45: 3-12 (in Polish). 27. Cacciò S.M., Antunovic B., Moretti A., Mangili V., Marinculic A., Baric R.R., Slemenda S.B., Pieniazek N.J. 2002. Molecular characterisation of Babesia canis canis and Babesia canis vogeli from naturally infected European dogs. Vet. Parasitol. 106: 285-92. 28. Cieniuch S., Stańczak J., Ruczaj A. 2009. The first detection of Babesia EU1 and Babesia canis canis in Ixodes ricinus ticks (Acari, Ixodidae) collected in urban and rural areas in northern Poland. Pol. J. Microbiol. 58: 231-6. 29. Ciepiela A.P., Komoń T., Sytykiewicz H. 2006. Preliminary studies on the prevalence of Borrelia burgdorferi sensu lato in Ixodes ricinus (L.) within Nadbużański Landscape Park. In: Arthropods. Epidemiological importance. Buczek A., Błaszak C., eds. Koliber, Lublin. 213-9. 30. Cisak E., Chmielewska-Badora J., Dutkiewicz J., Zwoliński J. 2001. Preliminary studies on the relationship between Ixodes ricinus activity and tick-borne infection among occupationally-exposed inhabitants of eastern Poland. Ann. Agric. Environ. Med. 8: 293-5. 31. Cisak E., Chmielewska-Badora J., Zwoliński J., Wójcik-Fatla A., Polak J., Dutkiewicz J. 2005. Risk of tick-borne bacterial diseases among workers of Roztocze National Park (south-eastern Poland). Ann. Agric. Environ. Med. 12: 127-32. 32. Dautel H., Dippel C., Kämmer D., Werkhausen A., Kahl O. 2008. Winter activity of Ixodes ricinus in a Berlin forest. Inter. J. Med. Microbiol. 294: 50-4. 33. Dutkiewicz J., Siuda K. 1969. Rhipicephalus rossicus Jakimov et Kohl Jakimova, 1911 nowy dla fauny Polski rodzaj i gatunek kleszcza (Acarina, Ixodidae). Fragm. Faun. 15: 99-105. 34. Dzięgiel B., Adaszek Ł., Carbonero A., Łyp P., Winiarczyk M., Dębiak P., Winiarczyk S. 2016. Detection of canine vector-borne diseases in eastern Poland by ELISA and PCR. Parasitol. Res. 115: 1039-44. 35. Górna M., Adaszek L., Policht K., Skrzypczak M., Winiarczyk S. 2013. Detection of Anaplasma phagocytophilum in a cat. Vet. Med. 58: 39-43. 36. Górski P., Kotomski G., Bogdanowicz M., Gajewska A. 2004. Zmiany w składzie gatunkowym pasożytów psów i kotów z Warszawy i okolic w latach 1974 2002. Część I. Pierwotniaki. Życie Weterynaryjne 79: 88-92. 82

37. Gundłach J.L., Sadzikowski A.B., Tomczuk K. 1995. Babeszjoza psów. Med. Wet. 51Z: 584-8. 38. Hajdul M., Zaręba M., Karbowiak G., Siński E. 2006. Ryzyko zakażenia krętkami Borrelia burgdorferi s.l. w biotopach leśnych okolic Warszawy. In: Stawonogi. Znaczenie epidemiologiczne. Buczek A., Błaszak C., eds. Wydawca Koliber, Lublin: 195-203. 39. Harrus S., Kass P.H., Klement E., Waner T. 1997. Canine monocytic ehrlichiosis: a retrospective study of 100 cases and an epidemiological investigation of prognostic indicators for the disease. Vet. Rec. 141: 360-3. 40. Hułas C., Dobrzyński A. 1995. Przypadki babeszjozy psów. Med. Wet. 51: 589-90. 41. Humiczewska M. 2001. Aktywność sezonowa kleszczy Ixodes ricinus w biotopach nadwodnych i leśnych Szczecina i okolic oraz ich zakażenie krętkami Borrelia burgdorferi. Wiad. Parazytol. 47: 389-93. 42. Inokuma H., Oyamada M., Kelly P.J., Jacobson L.A., Fournier P-E., Itamoto K., Okuda M., Brouqui P. 2005. Molecular detection of a new Anaplasma species closely related to Anaplasma phagocytophilum in canine blood from South Africa. J. Clin. Microbiol. 43: 2934-7. 43. Karbowiak G. 2014. The occurrence of the Dermacentor reticulatus tick - its expansion to new areas and possible causes. Ann. Parasitol. 60: 37-47. 44. Karbowiak G., Demiaszkiewicz A.W., Pyziel A.M., Wita I., Moskwa B., Werszko J., Bień J., Goździk K., Lachowicz J., Cabaj W. 2014. The parasitic fauna of the European bison (Bison bonasus) (Linnaeus, 1758) and their impact on the conservation. Part 1. The summarising list of parasites noted. Acta Parasitol. 59: 363-71. 45. Karbowiak G., Kiewra D. 2010. New locations of Dermacentor reticulatus ticks in Western Poland an example for transport of exogenous tick by migratory birds. Wiad. Parazytol. 25: 333-8. 46. Karbowiak G., Nowak-Chmura M., Szewczyk T., Werszko J. 2017. Występowanie kleszczy z podrodzaju Pholeoixodes w Polsce w pierwszej dekadzie XXI wieku [The occurrence of Pholeoixodes ticks in Poland in in the beginning of the XXI century]. In: Arthropods in urban and suburban environments. Buczek A., Błaszak C., eds. Publisher Koliber, Lublin: 69-81. 47. Kiewra D., Czułowska A. 2013. Evidence for an increased distribution range of Dermacentor reticulatus in south-west Poland. Exp. Appl. Acarol. 59: 501-6. 48. Kiewra D., Czułowska A., Lonc E. 2016. Winter activity of Dermacentor reticulatus (Fabricius, 1794) in the newly emerging population of Lower Silesia, south-west Poland. Ticks Tick Borne Dis. 7: 1124-7. 49. Kiewra D., Zaleśny G. 2013. Relationship between temporal abundance of ticks and incidence of Lyme borreliosis in Lower Silesia regions of Poland. J. Vector. Ecol. 38: 345-52. 50. Kiewra D., Zaleśny G., Czułowska A. 2014. The risk of infection with Anaplasma phagocytophilum and Babesia microti in Lower Silesia, SW Poland. In: Stawonogi: Zagrożenie zdrowia człowieka i zwierząt, Buczek A., Błaszak C., eds. Publisher Koliber, Lublin: 103-10. 83

51. Kilar P. 2011. Ticks attacking domestic dogs in the area of the Rymanów district, Subcarpathian province, Poland. Wiad. Parazytol. 57: 189-91. 52. Kornblatt A.N., Urband P.H., Steere A.C. 1985. Arthritis caused by Borrelia burgdorferi in dogs. J. Am. Vet. Med. Assoc. 186: 960-4. 53. Kosik-Bogacka D., Bukowska K., Kuźna-Grygiel W. 2002. Detection of Borrelia burgdorferi sensu lato in mosquitoes (Culicidae) in recreational areas of the city of Szczecin. Ann. Agric. Environ. Med. 9: 55-7. 54. Król N., Kiewra D., Lonc E, Janaczyk B., Chodorowska-Skubiszewska A., Dzięcioł M., Gola M., Gruszka R., Jackowska-Szlachcic E., Jagiełło M., et al. 2016b. Dermacentor reticulatus (Fabricius, 1794) and Babesia canis (Piana et Galli- Valerio, 1895) as the parasites of companion animals (dogs and cats) in the Wrocław area, south-western Poland. Ann. Parasitol. 62:125-30. 55. Król N., Kiewra D., Szymanowski M., Lonc E. 2015. The role of domestic dogs and cats in the zoonotic cycles of ticks and pathogens. Preliminary studies in the Wrocław Agglomeration (SW Poland). Vet. Parasitol. 214: 208-12. 56. Król N., Obiegala A., Pfeffer M., Lonc E., Kiewra D. 2016a. Detection of selected pathogens in ticks collected from cats and dogs in the Wrocław Agglomeration, South-West Poland. Parasit. Vectors 9: 351. 57. Kubiak K, Sielawa H, Dziekońska-Rynko J, Kubiak D, Rydzewska M, Dzika E. 2018. Dermacentor reticulatus ticks (Acari: Ixodidae) distribution in north-eastern Poland: an endemic area of tick-borne diseases. Exp. Appl. Acarol. 75: 289-98. 58. Lester S.J., Breitschwerdt E.B., Collis C.D., Hegarty B.C. 2005. Anaplasma phagocytophilum infection (granulocytic anaplasmosis) in a dog from Vancouver Island. Can. Vet. J. 46: 825-7. 59. Lissman B.A., Bosler E.M., Camany H., Omllston B.O., Benach J.L. 1984. Spirochete associated arthritis (Lyme Disease) in a dog. J. Am. Vet. Med. Assoc. 185: 219-20. 60. Littman M.P., Gerber B., Goldstein R.E., Labato M.A., Lappin M.R., Moore G.E. 2018. ACVIM consensus update on Lyme borreliosis in dogs and cats. J. Vet. Intern. Med. 32: 887-903. 61. Magnarelli L.A., Anderson J.F., Kaufmann A.F., Lieberman L.L., Whitney G.D. 1985. Borreliosis in dogs from southern Connecticut. J. Am. Vet. Med. Assoc. 186: 955-9. 62. McGarry J.W. 2011. Travel and disease vector ticks. Travel Med. Infec. Dis. 9: 49-59. 63. Michalik J., Hofman T., Buczek A., Skoracki M. 2003. Borrelia burgdorferi s.l. in Ixodes ricinus (Acari: Ixodidae) Ticks Collected from Vegetation and Small Rodents in Recreational Areas of the City of Poznań. J. Med. Entomol. 40: 690-7. 64. Michalski M., Sokół R. 2013. Ticks species (Ixodida) on dogs on Olsztyn city area. Ann. Parasitol. 59: 180. 65. Mierzejewska E.J., Estrada-Peña A., Alsarraf M., Kowalec M., Bajer A. 2016. Mapping of Dermacentor reticulatus expansion in Poland in 2012 2014. Ticks Tick Borne Dis. 7: 94-106. 66. Mierzejewska E.J., Welc-Falęciak R., Karbowiak G., Kowalec M., Behnke J.M., Bajer A. 2015. Dominance of Dermacentor reticulatus over Ixodes ricinus 84

(Ixodidae) on livestock, companion animals and wild ruminants in eastern and central Poland. Exp. Appl. Acarol. 66: 83-101. 67. Nava S., Guglielmone A.A., Mangold A.J. 2009. An overview of systematics and evolution of ticks. Front Biosci. 14: 2857-77. 68. Nowak M. 2010a. The international trade in reptiles (Reptilia) The cause of the transfer of exotic ticks (Acari: Ixodida) to Poland. Vet. Parasitol. 169: 373-81. 69. Nowak M. 2010b. Parasitisation and localization of ticks (Acari: Ixodida) on exotic reptiles imported into Poland. Ann. Agric. Environ. Med. 17: 237-42. 70. Nowak M. 2010c. The characteristics of tick species (Acari: Ixodida) transferred on exotic reptiles to Poland. Wiad. Parazytol. 56: 29-42. 71. Nowak M. 2011. Discovery of Dermacentor reticulatus (Acari, Amblyommidae) population in the lubuskie province (Western Poland). Exp. Appl. Acarol. 54: 191-7. 72. Nowak M., Cieniuch S., Stańczak J., Siuda K. 2010. Detection of Anaplasma phagocytophilum in Amblyomma flavomaculatum ticks (Acari: Ixodidae) collected from lizard Varanus exanthematicus imported to Poland. Exp. Appl. Acarol. 51: 363-71. 73. Nowak M., Siuda K., Solarz K., Góra A., Cuber P. 2009. A risk of infection with ticks of Ixodes ricinus (Linnaeus, 1758) species (Acari: Ixodidae) in south-eastern Poland depending on the daily and seasonal rhythm. In: Arthropods. Invasions and their control, Buczek A., Błaszak C., eds. Akapit, Lublin: 31-44. 74. Nowak M., Solarz W. 2010. A new case of transfer to Poland of the tick Hyalomma (Euhyalomma) marginatum Koch, 1844 (Acari: Amblyommidae) on migratory birds. Abstracts of XXII Congress of Polish Parasitological Society, Puławy, p. 107. 75. Nowak-Chmura M. 2012. Ixodes eldaricus Djaparidze, 1950 (Ixodidae) on migrating birds Reported first time in Poland. Vet. Parasitol. 186: 399-402. 76. Nowak-Chmura M. 2013. Fauna kleszczy (Ixodida) Europy Środkowej. Kraków: WNUP. 77. Nowak-Chmura M. 2014. A biological/medical review of alien tick species (Acari: Ixodida) accidentally transferred to Poland. Ann. Parasitol. 60: 49-59. 78. Nowak-Chmura M., Siuda K. 2012. Ticks of Poland: review of contemporary issues and latest research. Ann. Parasitol. 58: 125 155. 79. Pantchev N., Vrhovec M.G., Pluta S., Straubinger R.K. 2016. Seropositivity of Borrelia burgdorferi in a cohort of symptomatic cats from Europe based on a C6- peptide assay with discussion of implications in disease aetiology. Berl. Munch Tierarztl. Wochenschr. 129: 333-9. 80. Pinkiewicz E., Grzebuła S. 1966. Przypadek babeszjozy u psa. Med. Weter. 22: 143-4. 81. Płoneczka K., Śmielewska-Łoś E. 2003. Występowanie przeciwciał swoistych dla Ehrlichia canis u psów z terenu południowo-zachodniej Polski. Med. Wet. 59: 1005-8. 82. Pusterla N., Pusterla J.B., Deplazes P., Wolfensberger C., Muller W., Horauf A., Reusch C., Lutz H. 1998. Seroprevalence of Ehrlichia canis and of canine granulocytic ehrlichia infection in dogs in Switzerland. J. Clin. Microbiol. 36: 3460-2. 85

83. Pyle R.L. 1980. Canine ehrlichiosis. J. Am. Vet. Med. Assoc. 177: 1197-9. 84. Rymaszewska A., Adamska M. 2011. Molecular evidence of vector-borne pathogens coinfecting dogs from Poland. Acta Vet. Hung. 59: 215-3. 85. Sainz Á., Roura X., Miró G., Estrada-Peña A., Kohn B., Harrus S., Solano- Gallego L. 2015. Guideline for veterinary practitioners on canine ehrlichiosis and anaplasmosis in Europe. Parasit. Vectors 8: 75. 86. Siuda K, Bliska M, Nowak M. 2002. Kleszcze (Acari: Ixodida: Ixodidae) atakujące psy domowe w okolicach Wadowic. Zoonozy: problem nadal aktualny. Conference Materials. Warszawa: p. 68. (in Polish). 87. Siuda K. 1982. Aponomma ludovici Siuda, 1972 as a junior synonym of Aponomma sphenodonti Dumbleton, 1943 (Acarina: Ixodides:Ixodidae). Wiad. Parazytol. 28: 423-5. 88. Siuda K. 1991. Ticks (Acari: Ixodida) from Poland. Part I. PWN, Warszawa, Wroclaw (in Polish). 89. Siuda K. 1993. Kleszcze Polski (Acari: Ixodida). Część II. Systematyka i rozprzestrzenienie. Polskie Towarzystwo Parazytologiczne, Warszawa. 90. Siuda K., Buczek A., Solarz K., Deryło A., Sadowski T., Kwiatkowski S., Horak B., Procyk A. 1991. Wstępne badania nad występowaniem Ixodes ricinus (Acari: Ixodida: Ixodidae) na obszarze Jury Krakowsko-Częstochowskiej w różnym stopniu zmienionych antropopresją. Wiad. Parazytol. 37: 17-20. 91. Siuda K., Dutkiewicz J. 1979. Hyalomma marginatum Koch, 1844 (Acarina: Ixodidae) in 92. Siuda K., Nowak M., Gierczak M. 2010. Confirmation of occurrence of Ixodes (Pholeoixodes) rugicollis Schulze et Schlottke, 1929 (Acari: Ixodidae) in Poland, including the morphological description and diagnostic features of this species. Wiad Parazytol. 56: 77-80. 93. Siuda K., Solarz K., Deryło A., Buczek A., Sadowski T., Kwiatkowski S. 1992. Researches on ticks (Acari: Ixodida) Krakow-Czestochowa Upland. The occurrence and abundance of Ixodes ricinus (L.) (Ixodidae) in areas varying degrees of altered anthropopressure. Prądnik Szafer Museum 5: 235-248 (in Polish). 94. Siuda K., Szymański S. 1991. Przypadek zawleczenia do Polski przez ptaki wędrowne środziemnomorskie go kleszcza Ixodes (Ixodes) festai Rondelli, 1926 (Acari: Ixodida: Ixodidae). Wiad. Parazytol. 37: 25-9. 95. Skotarczak B. 2002. Canine borreliosis--epidemiology and diagnostics. Ann. Agric. Environ. Med. 9: 137-40. 96. Skotarczak B. 2003. Canine ehrlichiosis. Ann. Agric. Environ. Med. 10: 137-41. 97. Skotarczak B. 2018. The role of companion animals in the environmental circulation of tick-borne bacterial pathogens. Ann. Agric. Environ. Med. 25: 473-80. 98. Skotarczak B., Adamska M., Rymaszewska A., Suproń M., Sawczuk M., Maciejewska A. 2004a. Anaplasma phagocytophila and protozoans of Babesia in dogs from endemic areas of Lyme disease in north-western Poland. Wiad. Parazytol. 50: 555-61 (in Polish). 86

99. Skotarczak B., Adamska M., Suproń M. 2004b. Blood DNA analysis for Ehrlichia (Anaplasma) phagocytophila and Babesia spp. of dogs from northern Poland. Acta Vet. Brno. 73: 347-51. 100. Skotarczak B., Koś W., Wodecka B., Rymaszewska A., Sawczuk M., Zajkowska J., Pancewicz S., Świerzbińska R. 2003a. Domestic dog as a reservoir of Borrelia burgdorferi sensu lato spirochetes from endemic areas of Lyme disease in north-western Poland. In: Arthropods and Hosts, Buczek A., Błaszak C., eds. Publisher Liber, Lublin: 231-240 (in Polish). 101. Skotarczak B., Soroka M., Wodecka B. 1999. The occurrence of I. ricinus in the select recreative areas in the province of Szczecin. Part 1. Wiad. Parazytol. 45: 507-17. 102. Skotarczak B., Wodecka B. 2003b. Molecular evidence of the presence of Borrelia burgdorferi sensu lato in the blood samples taken from dogs in Poland. Ann. Agric. Environ. Med. 10: 113-5. 103. Skotarczak B., Wodecka B. 2005. Identification of Borrelia burgdorferi genospecies inducing Lyme disease in dogs from Western Poland. Acta Vet. Hung. 53: 13-21. 104. Skotarczak B., Wodecka B., Rymaszewska A., Sawczuk M., Maciejewska A., Adamska M., Hermanowska-Szpakowicz T., Świerzbińska R. 2005. Prevalence of DNA and antibodies to Borrelia burgdorferi sensu lato in dogs suspected of borreliosis. Ann. Agric. Environ. Med. 12: 199-205. 105. Sobczyk A.S., Kotomski G., Górski P., Wędrychowicz H. 2005. Usefulness of touch down PCR assay for the diagnosis of atypical cases of Babesia canis canis infections in dogs. Bull. Vet. Institute in Pulawy 49: 407-10. 106. Solarz K, Asman M., Cuber P., Gomółka P., Komosińska B., Nazarkiewicz M. 2010. The abundance of Ixodes ricinus L. tick (Acari: Ixodida: Ixodidae) in the Zachwyt Valley (Ojców National Park) during the autumn peak of tick activity. Prądnik. Prace Muz. Szafera 20: 323-32 (in Polish). 107. Stańczak J., Biernat B., Matyjasek A., Racewicz M., Zalewska M., Lewandowska D. 2016. Kampinos National Park: a risk area for spotted fever group rickettsioses, central Poland? Exp. Appl. Acarol. 70, 395-410. 108. Stańczak J., Biernat B., Racewicz M., Zalewska M., Matyjasek A. 2018. Prevalence of different Rickettsia spp. in Ixodes ricinus and Dermacentor reticulatus ticks (Acari: Ixodidae) in north-eastern Poland. Ticks Tick. Born. Dis. 9: 427-34. 109. Stockham S.L., Schmidt D.A., Cuertis K.S., Schauf B.G., Tyler J.W., Simpson S.T. 1992. Evaluation of granulocytic ehrlichiosis in dogs of Missouri including serologic status to Ehrlichia canis, Ehrlichia equi and Borrelia burgdorferi. Am. J. Vet. Res. 53: 63-8. 110. Straszak G., Strzelczyk J., Kasperczyk J. 2006. Obecność krętków Borrelia burgdorferi sensu lato u kleszczy Ixodes ricinus na terenach rekreacyjnych okolic Tarnowskich Gór i Zabrza w latach 2001 2003. Przegl. Epidemiol. 60: 589-95. 111. Strzelczyk J.K., Wiczkowski A., Spausta G., Ciarkowska J., Zalewska- Ziob M., Izdebska- 112. Supergan M., Karbowiak G. 2009. The estimation scale of endangerment with tick attacks on recreational towns areas. Przeg. Epidemiol. 63: 67-71. 87

113. Sytykiewicz H., Karbowiak G., Hapunik J., Szpechciński A., Supergan- Marwicz M., Goławska S., Sprawka I., Czerniewicz P. 2012. Molecular evidence of Anaplasma phagocytophilum and Babesia microti co-infections in Ixodes ricinus ticks in central-eastern region of Poland. Ann. Agric. Environ. Med. 19: 45-9. 114. Szymański S. 1979. A case of massive development of the tick Rhipicephalus sanguineus (Latreille, 1806) in a Warsaw flat. Wiad. Parazytol. 25: 453-9. 115. Szymański S. 1987. Seasonal activity of Dermacentor reticulatus (Fabricius, 1794) (Acarina, ixodidae) in Poland. I. Adults. Acta Parasitol. Pol. 31: 247-55 (in Polish). 116. Wegner Z., Racewicz M., Kubica Biernat B., Kruminis Łozwska W., Stańczak J. 1997. Występowanie kleszczy Ixodes ricinus (Acari, Ixodidae) na zalesionych obszarach Trójmiasta i ich zakażenie krętkami Borrelia burgdorferi. Przegl. Epidemiol. 51: 11-20. 117. Welc-Falęciak R., Rodo A., Sinski E., Bajer A. 2009. Babesia canis and other tick-borne infections in dogs in Central Poland. Vet. Parasitol. 166: 191-8. 118. Welc-Falęciak R., Kowelec M., Karbowiak G., Bajer A., Behnke J.M., Siński E. 2014. Rickettsiaceae and Anaplasmataceae infections in Ixodes ricinus ticks from urban and natural forested areas of Poland. Parasit. Vectors 7: 121. 119. Winiarczyk S., Adaszek Ł., Stefancikova A., Pet ko B., Cislakova L., Puchalski A. 2007. Badania serologiczne w kierunku boreliozy i erlichiozy u krów na Lubelszczyźnie. Med. Wet. 63: 561-5. 120. Winiarczyk S., Grądzki Z., Wołoszyn S., Pejsak Z., Żmudziński J.F., Gundłach J., Sadzikowski A., Osek J. 2000. Choroby zakaźne zwierząt domowych z elementami zoonoz. Wydawnictwo AR, Lublin: 442-6. 121. Wodecka B, Rymaszewska A, Skotarczak B. 2013. Host and pathogen DNA identification in blood meals of nymphal Ixodes ricinus ticks from forest parks and rural forests of Poland. Exp. Appl. Acarol. 62: 543-55. 122. Wodecka B., Rymaszewska A., Sawczuk M., Skotarczak B. 2009. Detectability of tick-borne agents DNA in the blood of dogs, undergoing treatment for borreliosis. Ann. Agric. Environ. Med. 16(1):9-14 a-b. 123. Wójcik-Fatla A., Cisak E., Chmielewska-Badora J., Zwoliński J., Buczek A., Dutkiewicz J. 2006. Prevalence of Babesia microti in Ixodes ricinus ticks from Lublin region (eastern Poland). Ann. Agric. Environ. Med. 13: 319 22. 124. www.tnsglobal.pl/archiwumraportow/files/.../k.021_zwierzeta_dom owe_o04a-17.pd. 125. Zając Z., Bartosik K., Buczek A. 2016a. Factors influencing the distribution and activity of Dermacentor reticulatus (F.) ticks in an anthropopressure-unaffected area in central-eastern Poland. Ann. Agric. Environ. Med. 23: 270-5. 126. Zając Z., Maślanko W., Bartosik K., Kolasa S., Buczek A.M., Buczek A. 2016b. Żywiciele i siedliska kleszczy Dermacentor reticulatus (Fabricius)(Ixodida, Amblyommidae) na obszarze Poleskiego Parku Narodowego (wschodnia Polska). In: Stawonogi. Zależność w układzie żywiciele-ektopasożyt-patogen, Buczek A., Błaszak C., eds. Koliber, Lublin: 23-8. 88

127. Zygner W, Jaros S, Wędrychowicz H. 2008. Prevalence of Babesia canis, Borrelia afzelii and Anaplasma phagocytophilum infection in hard ticks removed from dogs in Warsaw (central Poland). Vet. Parasitol. 153: 139-42. 128. Zygner W, Wędrychowicz H. 2006. Occurrence of hard ticks in dogs from Warsaw area. Ann. Agric. Environ. Med. 13: 355-9. 129. Zygner W, Wiśniewski M. 2006. [Tick-transmitted diseases which may threaten health of dogs in Poland]. Wiad. Parazytol. 52: 85-92. 130. Zygner W., Gójska-Zygner O., Górski P., Bartosik J. 2017. Ponad 20 lat badań nad babeszjozą psów na Wydziale Medycyny Weterynaryjnej SGGW w Warszawie. Med. Wet. 73: 606-12. 131. Zygner W., Gójska-Zygner O., Wesołowska A., Wędrychowicz H. 2013. Urinary creatinine to serum creatinine ratio and renal failure index in dogs infected with Babesia canis. Acta Parasitol. 58: 297-303. 132. Zygner W., Gójska-Zygner O., Wędrychowicz H. 2011. Abnormalities in serum proteins in the course of babesiosis in dogs. Bull. Vet. Inst. Pulawy 55: 59-65. 133. Zygner W., Gójska-Zygner O., Wędrychowicz H. 2012a. Changes in the SUSPPUP ratio and fractional excretion of strong monovalent electrolytes in hospitalized dogs with canine babesiosis. Pol. J. Vet. Sci. 15: 791-2. 134. Zygner W., Gójska-Zygner O., Wędrychowicz H. 2012b. Euthyroid sick syndrome in canine babesiosis caused by Babesia canis. Bull. Vet. Inst. Pulawy 56: 525-7. 135. Zygner W., Gójska-Zygner O., Wędrychowicz H. 2012c. Strong monovalent electrolyte imbalances in serum of dogs infected with Babesia canis. Ticks Tick-borne Dis. 3: 107-13. 136. Zygner W., Górski P., Wędrychowicz H. 2009. New localities of Dermacentor reticulatus tick (vector of Babesia canis canis) in central and easte rn Poland. Pol. J. Vet. Sci. 12: 549-55. 137. Zygner W., Jaros S., Wędrychowicz H. 2008. Prevalence of Babesia canis, Borrelia afzelii, and Anaplasma phagocytophilum infection in hard ticks removed from dogs in Warsaw (central Poland). Vet. Parasitol. 153: 139-42. 89

Demodex species in human and animal skin diseases Aleksandra Sędzikowska 1, Monika Dybicz 1, Joanna Twarowska Małczyńska 1, Łukasz Garbacewicz 2 1 Chair and Department of General Biology and Parasitology, Medical University of Warsaw, 5 Chałubińskiego Street, 02-004 Warsaw, email: sedzikowska@wum.edu.pl 2 Department of Orofacial Surgery, Medical University of Gdansk, 3a Skłodowskiej-Curie Street, 80-210 Gdansk Introduction Demodex sp. is a small sized mite that can be found in many species of mammals. It inhabits the sebaceous glands and hair follicles. A large diversity of the Demodecidae family indicates the specificity of these mites. There is a specific Demodex species for each species of animal. For example, two species of these mites: Demodex folliculorum and Demodex brevis have been identified in humans, whereas the most species in number of seven have been described so far in the house mouse (Mus musculus) (Izdebska 2018). Demodex mites species and their role in the host are not completely defined. Human demodicosis In the human population, their prevalence can range from several to several dozen percent, depending on the age or diseases of the individuals (Kosik-Bogacka et al. 2013, Tilki et al. 2017, Kubanov et al. 2019, Zeytun and Karakurt 2019). The presence of Demodex mites may be asymptomatic, and if any symptoms occur, itching, redness, tearing, pain and pus are most commonly observed in patients (Sędzikowska et al. 2016). A harmful effect influencing the condition of the skin can be caused by not only demodicosis itself, but the bacteria associated with the mites. Till now Bacillus oleronius (Lacey et al. 2007), Bacillus simplex (Tatu et al. 2016a) and Bacillus cereus (Tatu et al. 2016b) have been found inside of these small arthropods. It has been shown that in patients with eyelid inflammation, the presence of Demodex sp. and B. oleronius may determine a more severe course of the disease (Szkaradkiewicz et al. 2012). In humans, demodicosis is identified particularly frequent among patients with rosacea or eyelid inflammation (Abokwidir et al. 2016, Biernat et al. 2018, Gonzalez-Hinojosa et al. 2018, Sędzikowska et al. 2018). If the number of mites increases to a critical level, then they probably have a pathogenic effect. Some authors (e.g. Lacey et al. 2011) suggest that the factor stimulating demodicosis is the change in the microenvironment of our skin. After examination conducted on patients with rosacea, the authors diagnosed increasing skin ph and decreasing skin hydration. The composition of fatty acids on the surface of the skin may also change. It has been proved that the patients with rosacea had a reduced level of long-chain saturated fatty acids (Ni Raghallaigh et al. 2012). 90

Fig. 1. Demodex folliculorum in a preparation taken from the patient's eyelashes Cat demodicosis Demodex cati and Demodex gatoi are species of Demodex mites that occur in cats. Third species, not named yet, indicated by the results of molecular studies in gene sequences identity, may be a separate species (Ferreira 2015). One animal may be invaded by two Demodex species simultaneously (Neel et al. 2007). Cat demodicosis is a rare skin disease with a frequency of four cases per 10000 (Bizikova 2014). In general, demodicosis may be manifested by alopecia, bilateral brown aural exudate (White et al. 1987), erythema, scaling, and hyperpigmentation in the facial region (Ackerman 1984). In cats with acquired immunodeficiency virus (feline immunodeficiency virus- FIV) and demodicosis also diagnosed, morphological variability of D. cati was observed. Probably, the FIV infection leads to a variable immune response and induces polymorphism among these mites (Taffin et al. 2016). The size of adult individuals ranged from 92.68 μm to 245.94 μm, which suggested the presence of different Demodex species. However, the molecular analysis of 16S rrna showed 100% identity to the sequence of D. cati. In clinical cases it was found that generalized cat demodicosis may also be induced by prolonged glucocorticoid administration (Matricoti et al. 2017). Reports on the occurrence of D. gatoi are much rarer, although recently more publications describing clinical cases of cat demodicosis associated with this species has been released. In Europe, D. gatoi has been described, inter alia, in Finland (Saari et al. 2009) and Austria (Silbermayr et al. 2013). D. gatoi does not inhabit hair follicles like D. cati, it can be found on the surface of the epidermis (Desch and Steward 1999). Dog demodicosis Dog demodicosis is a disease that veterinarians encounter in their practice. In the United States alone, the cost of these mites controlling in domestic animals (dogs and cats) consumes around USD 282 million annually (Boczek and Błaszak 2005). 91

Demodex canis is the species most commonly described in dogs affcted by skin problems (Lebon et al. 2018). Another species found in dogs is Demodex injai described in domestic dogs by Desch and Hillier (2002). Studying deep scrapings taken from dogs with generalized demodicosis, they found that male mites are 100% larger than D. canis, and females by 50%. In addition to these two species, there is an report about another, "short form" of Demodex (Chesney 1999). In the collected scrapings, the author noted mites, which were definitely shorter than D. canis. Clinical symptoms noted for the first time in dogs were diagnosed in puppies of about seven months of age suggesting, that identically to D. canis, a short mite form is acquired at birth or soon after. This third, mentioned species was described as Demodex cornei (Izdebska and Rolbiecki 2018). The authors state that the location of individual species is different; D. cornei was detected mainly on the neck, forelegs and back, while D. canis was collected from the head and front limbs, and Demodex injai was found only on the abdomen and back. According to Izdebska and Rolbiecki, in the course of dog demodicosis mites multiply excessively, which leads to the destruction of their microhabitats, followed by the movement of mites or mechanical transmission by rubbing or scratching by the host. Proper identification of the Demodex species is of great importance since different species of Demodex may be responsible for the development of various symptoms and different course of demodicosis in dogs (Izdebska 2010). Demodicosis can be divided into local and generalized, while the local form is usually recognized in young dogs, below the first year of life (Mueller 2004). Typical symptoms of demodicosis in dogs include alopecia, erythema, comedones, dermatitis or secondary bacterial infection of the hair follicles (Ghubash 2006). Demodicosis is more common in shorthaired dogs, although some long-haired breeds such as Afghan Greyhound or German Shepherd can be predisposed too (Wall and Shearer 1997). Interestingly, the molecular analysis of the cox1 mitochondrial gene fragment of several Demodex species showed that the sequence similarity of D. folliculorum is greater with D. canis than D. brevis (Zhao et al. 2014). Subsequent molecular studies investigating the relationship between different species of Demodex mites have shown that D. canis is not so specific as other mites. Its presence was noticed not only in dogs, but also in domestic ferrets (Sastre et al. 2016). Goat demodicosis In goats with demodicosis, papules and nodules on the face, neck, arms and sides were observed (Chanie et al. 2010). In microscopic preparations, the authors observed skin changes including epidermal hyperplasia, hyperkeratosis, degeneration and necrosis of basal cell follicles or inflammation of sebaceous glands. In the Czech Republic, goat demodicosis was described in 1996 for the first time (Fleischer 1996). In examined animal, numerous nodules were found and after squeezing the larval and adult forms belonging to the Demodex caprae species were detected. In the publication the authors described another case of demodicosis, which was found in an animal from the same breeding. There were cases in which a single goat had more than 100 nodules and the total population was about 5 million mites (Label and Nutting 1973). With the exception of such extreme cases, the presence of Demodex mites in goats may remain unnoticed for a long time because the nodules may be hidden under the hair of the animal. 92

Cattle demodicosis Demodex bovis is regarded as a natural fauna inhabiting the skin of cattle, which is transmitted through the mother's direct contact with offspring, during feeding. The infected mother can pass the mites to calves during one day (Fisher et al. 1980). Sometimes, however, nodules of various sizes (pinheads or eggs) may appear, which, similarly to goats, are filled with a secretion containing numerous mites (Bowman 2009). These nodules are located mainly in the frontal parts of the body, which may be associated with the activity of the sebaceous glands in these areas (Matthes 1994). In the secretion from nodules, in addition to Demodex sp, Sarcoptes scabiei or Aspergillus sp. fungi were noticed. The presence of these pathogens is probably the result of a secondary infection and may affect the deterioration of the animal's condition (Hamid et al. 2006). Differences in the course of demodicosis in cattle may be related to climatic conditions in which the animal is raised. It was observed that in the case of cattle from Mongolia, which was bred in the pasture for a long time exposed to high sun radiation, the intensity of Demodex mites infestation was lower than in cattle from Germany (Matthes and Bukva 1993). D. bovis occurs mainly in cattle, although its presence has also been noted in bison from Białowieża, Poland (Izdebska 2001). Additionally, except Demodex bovis, other species in cattle: D. ghanensis and D. tauri were described (Bukva 1986). D. bovis body is slightly narrowed, cigar-shaped and much shorter than D. ghanensis, which is slender and gradually narrows to the sharp end (Abu-Samra and Shuaib 2017). The local demodicosis in cows is self-limiting when the animal's immune system fights the infection. However, the onset of generalized demodicosis may be triggered by immune system diseases or medication (eg long-term use of corticosteroids) (Reddy and Sivajothi 2016). In cattle, multiplying opportunistic and pathogenic bacteria create favourable conditions for Demodex mites population increase, which results in severe and progressive demodicosis (Abu-Samra and Shuaib 2014). Summary Demodex mites occur in human and animal species, e.g. dogs, cats, cattle and goats. Previous studies show that the course of demodicosis in various animals is different. The course of the disease also depends on the species of Demodex, which develops in the host. Demodicosis in human could be symptomatic or asymptomatic. The development of the disease may be influenced by age, reduced immunity, and other comorbidities. Further studies show how interesting these tiny mites are, so it is worth to devote attention and do more research. References 1. Abokwidir M., Feldman S.R. 2016. Rosacea Management. Skin Appendage Disord. 2(1-2): 26-34. 2. Abu-Samra M.T., Shuaib Y.A. 2014. A Study on the Nature of Association between Demodex Mites and Bacteria Involved in Skin and Meibomian Gland Lesions of Demodectic Mange in Cattle. Vet Med Int. Article ID 413719. 3. Abu-Samra M.T., Shuaib Y.A. 2017. Morphometric and morphologic characteristics of Demodex bovis and Demodex ghanensis (Acarina: 93

Trombidiformes: Demodicidae) isolated from cattle in the Sudan. ARC Journal of Animal and Veterinary Sciences. 3,(4): 25-33. 4. Ackerman L. 1984. Demodicosis in cats. Mod Vet Pract. 65(10): 751-752. 5. Biernat M.M., Rusiecka-Ziółkowska J., Piątkowska E., Helemejko I., Biernat P., Gościniak G. 2018. Occurrence of Demodex species in patients with blepharitis and in healthy individuals: a 10-year observational study. Jpn J Ophthalmol. 62(6): 628-633. 6. Bizikova P. 2014. Localized demodicosis due to Demodex cati on the muzzle of two cats treated with inhalant glucocorticoids. Vet Dermatol.25(3):222-e58. 7. Boczek i Błaszak, 2005. Roztocze (Acari). Znaczenie w życiu i gospodarce człowieka. Wydawnictwo SGGW, Warszawa, 189-190. 8. Bowman Dwight D. 2009. Georgis' Parasitology for Veterinarians. Ninth Edition. Elsevier. Chapter 2, Arthropods: 72-73. 9. Bukva V. 1986. Demodex tauri sp. n. (Acari: Demodicidae), a new parasite of cattle. Folia Parasitol (Praha). 33(4): 363-369. 10. Chanie M., Negash T., Sirak A. 2010. Ectoparasites are the major causes of various types of skin lesions in small ruminants in Ethiopia. Trop Anim Health Prod. 42(6): 1103-1109. 11. Chesney C.J. 1999. Short form of Demodex species mite in the dog: occurrence and measurements. J Small Anim Pract. 40(2): 58-61. 12. Desch C.E., Hillier A. 2002. Large-bodied Demodex mite infestation in 4 dogs. J Am Vet Med Assoc. 220(5): 623-627. 13. Desch C.E. Jr, Stewart T.B. 1999. Demodex gatoi: new species of hair follicle mite (Acari: Demodecidae) from the domestic cat (Carnivora: Felidae). J Med Entomol. 36(2): 167-170. 14. Ferreira D., Sastre N., Ravera I., Altet L., Francino O., Bardagi M., Ferrer L. 2015. Identification of a third feline Demodex species through partial sequencing of the 16S rdna and frequency of Demodex species in 74 cats using a PCR assay. Vet Dermatol. 26(4): 239-e53. 15. Fisher W.F., Miller R.W., Everett A.L. 1980. Natural transmission of Demodex bovis Stiles to dairy calves. Vet. Parasitol. 7(3) 233-241. 16. Fleischer P., Lukesová D., Skrivánek M., Hofírek B., Stursa I. 1996. First report of demodicosis in goats in the Czech Republic. Vet Med (Praha). 41(9): 289-293. 17. Ghubash R. 2006. Parasitic miticidal therapy. Clin Tech Small Anim Pract. 21(3): 135-144. 18. Gonzalez-Hinojosa D., Jaime-Villalonga A., Aguilar-Montes G., Lammoglia- Ordiales L. 2018. Demodex and rosacea: Is there a relationship? Indian J Ophthalmol. 66(1): 36-38. 19. Hamid M.E., Alla K.M., Ahmed S.S., El Shiekh A.E., Ibrahim K.E. 2006. Unusual manifestation of a concurrent demodectic and sarcoptic mange in a Zebu- Friesian cross-bred heifer. J S Afr Vet Assoc. 77(2): 90-91. 20. Izdebska J.N. 2001. European bison arthropod parasites from Polish breeding facilities. Acta Parasitol. 46: 135 137. 21. Izdebska J. 2010. Demodex sp. (Acari, Demodecidae) and demodecosis in dogs: characteristics, symptoms, occurrence. Bull Vet Inst Pulawy 54: 335-338. 94

22. Izdebska J.N., Rolbiecki L. 2018. The status of Demodex cornei: description of the species and developmental stages, and data on demodecid mites in the domestic dog Canis lupus familiaris. Med Vet Entomol. (3): 346-357. 23. Kosik-Bogacka D.I., Łanocha N., Łanocha A., Czepita D., Grobelny A., Zdziarska B., Kalisińska E. 2013. Demodex folliculorum and Demodex brevis in healthy and immunocompromised patients. Ophthalmic Epidemiol. 20(3): 159-163. 24. Kubanov A., Gallyamova Y., Kravchenko A. 2019. Clinical picture, diagnosis and treatment of rosacea, complicated by Demodex mites. Dermatol Reports. 11(1): 7675. 25. Lacey N., Ni Raghallaigh S., Powell F.C. 2011. Demodex mites - commensals, parasites or mutualistic organisms? Dermatology. 222(2): 128-130. 26. Lacey N., Delaney S., Kavanagh K., Powell F.C. 2007. Mite-related bacterial antigens stimulate inflammatory cells in rosacea. Br J Dermatol. 157(3): 474-481. 27. Lebel R.R., Nutting W.B. 1973 Population Dynamics of a Parasitic Mite Demodex caprae (Trombidiformes: Demodicidae). In: Daniel M., Rosický B. (eds) Proceedings of the 3rd International Congress of Acarology. Springer, Dordrecht, 517-521. 28. Lebon W., Beccati M., Bourdeau P., Brement T., Bruet V., Cekiera A., Crosaz O., Darmon C., Guillot J., Mosca M., Pin D., Popiel J., Pomorska Handwerker D., Larsen D., Tielemans E., Beugnet F., Halos L. 2018. Efficacy of two formulations of afoxolaner (NexGard and NexGard Spectra ) for the treatment of generalised demodicosis in dogs, in veterinary dermatology referral centers in Europe. Parasit Vectors. 11(1): 506. 29. Matthes H.F. 1994. Investigations of pathogenesis of cattle demodicosis: sites of predilection, habitat and dynamics of demodectic nodules. Vet Parasitol. 53(3-4): 283-291. 30. Matthes H.F., Bukva V. 1993. Features of bovine demodecosis (Demodex bovis Stiles, 1892) in Mongolia: preliminary observations. Folia Parasitol (Praha). 40(2): 154-155. 31. Matricoti I., Maina E. 2017. The use of oral fluralaner for the treatment of feline generalised demodicosis: a case report. J Small Anim Pract. 58(8): 476-479. 32. Mueller R.S. 2004. Treatment protocols for demodicosis: an evidence-based review. Vet Dermatol. 15(2): 75-89. 33. Neel J.A., Tarigo J., Tater K.C., Grindem C.B. 2007. Deep and superficial skin scrapings from a feline immunodeficiency virus-positive cat. Vet Clin Pathol. 36(1):101-104. 34. Ni Raghallaigh S., Bender K., Lacey N., Brennan L., Powell F.C. 2012. The fatty acid profile of the skin surface lipid layer in papulopustular rosacea. Br J Dermatol. 166(2): 279-287. 35. Reddy B.S., Sivajothi S. 2016. Clinical management of demodicosis in Ongole cattle. J Parasit Dis. 40(4): 1311-1312. 36. Saari S.A., Juuti K.H., Palojärvi J.H., Väisänen K.M., Rajaniemi R.L., Saijonmaa- Koulumies L.E. 2009. Demodex gatoi - associated contagious pruritic dermatosis in cats - a report from six households in Finland. Acta Vet Scand. 51:40. 95

37. Sastre N., Francino O., Curti J.N., Armenta T.C., Fraser D.L., Kelly R.M., Hunt E., Silbermayr K., Zewe C., Sánchez A., Ferrer L. 2016. Detection, Prevalence and Phylogenetic Relationships of Demodex spp and further Skin Prostigmata Mites (Acari, Arachnida) in Wild and Domestic Mammals. PLoS One. 11(11): e0165765. 38. Sędzikowska A., Osęka M., Grytner-Zięcina B. 2016. Ocular symptoms reported by patients infested with Demodex mites. Acta Parasitol. 61(4): 808-814. 39. Sędzikowska A., Osęka M., Skopiński P. 2018. The impact of age, sex, blepharitis, rosacea and rheumatoid arthritis on Demodex mite infection. Arch Med Sci. 14(2): 353-356. 40. Silbermayr K., Joachim A., Litschauer B., Panakova L., Sastre N., Ferrer L., Horvath-Ungerboeck C. 2013. The first case of Demodex gatoi in Austria, detected with fecal flotation. Parasitol Res. 112(8): 2805-2810. 41. Szkaradkiewicz A., Chudzicka-Strugała I., Karpiński T.M., Goślińska- Pawłowska O., Tułecka T., Chudzicki W., Szkaradkiewicz A.K., Zaba R. 2012. Bacillus oleronius and Demodex mite infestation in patients with chronic blepharitis. Clin Microbiol Infect. 18(10):1020-1025. 42. Taffin E.R., Casaert S., Claerebout E., Vandekerkhof T.J., Vandenabeele S. 2016. Morphological variability of Demodex cati in a feline immunodeficiency viruspositive cat. J Am Vet Med Assoc. December 1, Vol. 249: 1308-1312. 43. Tatu A.L., Clatici V., Cristea V. 2016a. Isolation of Bacillus simplex strain from Demodex folliculorum and observations about Demodicosis spinulosa. Clin Exp Dermatol. 41(7): 818-820. 44. Tatu A.L., Ionescu M.A., Clatici V.G., Cristea V.C. 2016b. Bacillus cereus strain isolated from Demodex folliculorum in patients with topical steroid-induced rosaceiform facial dermatitis. An Bras Dermatol. 91(5): 676-678. 45. Tilki E., Zeytun E., Doğan S. 2017. Prevalence and Density of Demodex folliculorum and Demodex brevis (Acari: Demodicidae) in Erzincan Province. Turkiye Parazitol Derg. 41(2): 80-86. 46. Wall R., Shearer D. 1997. Veterinary Entomology: Arthropod Ectoparasites of Veterinary Importance. Chapman & Hall. London. 369. 47. White S.D., Carpenter J.L., Moore F.M., Ogilvie G. 1987. Generalized demodicosis associated with diabetes mellitus in two cats. J Am Vet Med Assoc. 191(4): 448-450. 48. Zeytun E., Karakurt Y. 2019. Prevalence and Load of Demodex folliculorum and Demodex brevis (Acari: Demodicidae) in Patients With Chronic Blepharitis in the Province of Erzincan, Turkey. J Med Entomol. 56(1): 2-9. 49. Zhao Y.E., Cheng J., Hu L., Ma J.X. 2014. Molecular identification and phylogenetic study of Demodex caprae. Parasitol Res. 113(10): 3601-3608. 96

Epidemiologia zakażeń wywołanych przez roztocze z rodzaju Demodex Piotr Łukasik 1, Aleksandra Sędzikowska 2, Katarzyna Bartosik 3, Weronika Buczek 3, Katarzyna Nowomiejska 4, Robert Rejdak 4 1Oddział Okulistyczny Samodzielnego Publicznego Szpitala Wojewódzkiego im. Papieża Jana Pawła II w Zamościu, ul. Aleje Jana Pawła II 10, 22-400 Zamość, email: piotrlukasik.med@gmail.com 2Katedra Biologii Ogólnej i Parazytologii Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego 3Katedra i Zakład Biologii i Parazytologii Uniwersytetu Medycznego w Lublinie 4Klinika Okulistyki Ogólnej Uniwersytetu Medycznego w Lublinie Streszczenie Roztocze z rodzaju Demodex są stałymi ektopasożytami jednostek łojowo-włosowych człowieka i innych ssaków. U ludzi stwierdzone zostały dwa gatunki Demodex folliculorum (Simon, 1842) i Demodex brevis Akbulatova, 1963. Demodekoza lub inaczej nużyca jest stanem chorobowym spowodowanym obecnością nużeńców. Roztocze ludzkie są kosmopolityczne i występują u wszystkich ras. Prewalencja zarażenia u zdrowych osób waha się od kilku do kilkudziesięciu procent, osiągając wartość 100% u osób powyżej 96 roku życia. Nie wykazano jednoznacznego związku między obecnością roztoczy Demodex i płcią osób badanych. Dane literaturowe dowodzą, że zwiększenie liczebności tych roztoczy może być związane z wieloma czynnikami m.in. wiekiem pacjenta, występującą u niego immunosupresją i niedostateczną higieną osobistą. Wstęp Roztocze z rodzaju Demodex (nużeńce) to stałe ektopasożyty jednostek łojowowłosowych człowieka i innych ssaków wykazujące wysoką specyficzność hostalną i topiczną. Zostały one po raz pierwszy zidentyfikowane w 1841 r., ale stosunkowo niedawno stały się obiektem zainteresowania szerszego grona lekarzy m.in. okulistów i dermatologów oraz lekarzy innych specjalizacji. Nużeńce należą do królestwa Animalia, typ Arthropoda, gromady Arachnida, rząd Acari, rodzina Demodecidae. Zidentyfikowano ponad 120 gatunków z rodzaju Demodex, m. in.: Demodex bovis, D. brevis, D. canis, D. caparae, D. cati, D. cervi, D. cornei, D. conicus n. sp., D. cuniculi, D. equii, D. flagellurus, D. folliculorum, D. melesinus, D. nanus, D. ovis (Izdebska i Rolbiecki 2015, Izdebska i wsp. 2018a, 2018b, Doğan i Doğan 2019). U większości ludzi występuje Demodex folliculorum, ale wykrywa się także Demodex brevis u tego samego gospodarza (Madeira i Sogayar 1993, Hu i Wang 2001, Isa i wsp. 2011, Zeytun i wsp. 2017). Różnica w liczbie dwóch gatunków roztoczy jest najbardziej widoczna w mieszkach włosowych rzęs, gdzie rzadko wykrywa się D. brevis (Humiczewska i wsp. 1994). Filogenetyczny związek dwóch gatunków Demodex wykrytych u ludzi badano na podstawie ich częściowych sekwencji 97

mitochondrialnego 16S rdna (De Rojas i wsp. 2012, Zhao i wsp. 2012, Zhao i wsp. 2013). Niektórzy autorzy proponują inną systematykę i nużeńce ludzkie klasyfikują jako Demodex hominis, następnie dzielą na dwa podgatunki: D. folliculorum i D. brevis lub Demodex longus i D. brevis (Murube 2015). Cykl rozwojowy nużeńca obejmuje stadia życiowe takie jak: jajo larwa protonimfa deuteronimfa osobnik dorosły (Fig. 1), a czas trwania cyklu szacuje się na 14 21 dni (Spickett 1961, Rufli i Mumcuoglu 1981). Demodekoza (nużyca) jest stanem chorobowym spowodowanym obecnością nużeńców, ze względu na lokalizację zmian chorobowych dzielimy ją na demodekozę oczną i skórną. Demodekoza skórna przejawia się głównie pod postacią trądziku różowatego oraz łojotokowego zapalenia skóry. Demodekoza oczna związana jest z przewlekłym, opornym na leczenie zapaleniem brzegów powiek, nawracającymi jęczmieniami, gradówką oraz zespołem suchego oka. Fig. 1. Osobniki dorosłe Demodex folliculorum w rzęsach pobranych od pacjenta (fot. A. Sędzikowska) Demodex sp. jako potencjalny czynnik chorobotwórczy Roztocze z rodzaju Demodex sp. występują powszechnie na ludzkiej skórze, gdzie zamieszkują mieszki włosowo-łojowe. D. folliculorum jest gatunkiem o większych rozmiarach, występującym głównie na skórze twarzy, zwykle w grupach składających się z 10-15 organizmów, w przewodach i gruczołach łojowych. D. brevis, krótszy gatunek, występuje zwykle pojedynczo w gruczołach i przewodach łojowych. Może występować na różnych częściach ciała, ale zwykle zamieszkuje skórę tułowia 98

(Lacey i wsp. 2009). Rola roztoczy Demodex jako czynnika powodującego choroby u ludzi pozostaje kontrowersyjna. Dzieje się tak dlatego, że organizmom komensalnym trudno jest spełnić postulaty Kocha. Roztocze Demodex, jako część normalnej fauny skóry, nie mogą spełnić pierwszego postulatu Kocha (czynnik chorobotwórczy musi występować w dużej ilości we wszystkich organizmach chorujących na chorobę, ale nie powinien występować w zdrowych organizmach). Nie wyhodowano jeszcze ludzkich roztoczy Demodex ex vivo (drugi postulat Kocha: czynnik chorobotwórczy musi być wyizolowany z chorego organizmu i wyhodowany w czystej kulturze) (Zhao i wsp. 2011) co oznacza, że obecnie nie można udowodnić następnych postulatów Kocha in vivo (wyhodowany czynnik chorobotwórczy powinien wywołać chorobę po wprowadzeniu go do ludzkiego organizmu a następnie mikroorganizm musi być ponownie wyizolowany z zaszczepionego, chorego gospodarza eksperymentalnego i musi być uznany za identycznego z pierwotnym konkretnym czynnikiem przyczynowym) (Bloom i wsp. 2011). Obecność Demodex jest wyraźnie związana ze zmianami zapalnymi na twarzy i innymi wykwitami, jednakże trudno jest przedstawić niezbity dowód związku przyczynowego. W celu zbadania przyczynowości choroby, przy braku wyhodowanego lub oczyszczonego mikroorganizmu, zaproponowano oparty na sekwencji sposób identyfikacji, jako uzupełnienie klasycznych kryteriów Henle-Kocha (Falkow i wsp. 1988, Fredricks i wsp. 1996). Chociaż przeprowadzono kilka badań molekularnych w zakresie patogenicznej roli ludzkich roztoczy Demodex (Casas i wsp. 2012), z teoretycznego punktu widzenia jest oczywiste, że cztery z siedmiu zaproponowanych kryteriów mogą być spełnione, tzn. wykrycie kwasów nukleinowych czynnika etiologicznego, specyficznego dla danej choroby, w stanie aktywnym w zaatakowanych miejscach anatomicznych (kryteria 1-3) oraz związek między sekwencją czasową i sekwencją nasilenia choroby (kryterium 4), podczas gdy nie ma dowodów na pozostałe trzy kryteria. W procesie ustalania poziomu przyczynowości, pewność etiologiczna nie powinna być uznawana za większą od pewności opartej na przypuszczeniu (zgodność z cechami kliniczno-patologicznymi i epidemiologicznymi), potencjalnej (zgodność reakcji biologicznej na kontakt z ewentualnym czynnikiem chorobotwórczym), kandydatowej (progresywny lub narastający dysonans na każdym znanym poziomie organizacji biologicznej) i potwierdzonej (ograniczenie procesu chorobotwórczego kontrolowanym zastosowaniem interwencji biomedycznej) o wzrastającym porządku pewności (Inglis i wsp. 2007). Zatem najmocniejszym dowodem, przemawiającym za rolą Demodex sp. jako czynnika etiologicznego jest szybka reakcja zmian chorobowych na leczenie ukierunkowane na nużeńca. Choroby skóry związane z roztoczami z rodzaju Demodex Nużeńce stanowią przyczynę chronicznych wykwitów zapalnych na skórze, przypominających bakteryjne zapalenie mieszków włosowych, trądzik różowaty, okołoustne zapalenie skóry i zewnętrzne zapalenie ucha (Crawford i wsp. 2004, Allen i wsp. 2007, Lee i Hsu 2007). Stwierdzono występowanie u ludzi łysienia nużycowego, podobnego do świerzbu zwierzęcego, reagującego na leczenie przeciwnużycowe (Elston i wsp. 2001, Garcia-Vargas i wsp. 2007). Oznaki i objawy grudkowokrostkowego trądziku są związane z inwazją Demodex sp. (Forton i wsp. 2005). W 99

badaniu oceniającym biopsje skóry u 49 pacjentów z trądzikiem średnia zagęszczenie roztoczy wynosiło 10,8/cm 2 w porównaniu z 0,7/cm 2 u zdrowych osób z grupy kontrolnej (p<0,001) (Forton i Seys 1993). W innym badaniu oceniającym 48 pacjentów z trądzikiem różowatym (acne rosacea) stwierdzono występowanie D. folliculorum w większej liczbie próbek w porównaniu z osobami z grupy kontrolnej (96% wobec 74%, p<0,01). Podobną prawidłowość opisali Casas i współpracownicy (2012), zagęszczenie roztoczy w badanym przez nich materiale pobranym od pacjentów z różnymi typami trądziku (rosacea) było 5,7 razy większe niż w grupie kontrolnej. Pozytywna korelację pomiędzy intensywnością inwazji nużeńców, a nasileniem objawów skórnych opisali także inni autorzy (Zhao i wsp. 2011, Demirdag i wsp. 2016). Obecność mieszkowych grzbietów spowodowanych wystawaniem roztoczy i keratyny z mieszków określa się jako łupież mieszkowy (pityriasis folliculorum). O obecności dużej liczby roztoczy mogą świadczyć kolczaste grudki mieszkowe związane ze świądem z oznakami widocznych zmian zapalnych lub bez (Karincaoglu i wsp. 2004). Gatunek roztoczy występujących w skórze może mieć wpływ na obraz kliniczny. D. folliculorum powoduje pierwotną demodekozę związaną zwykle z łuskami i rumieniem na czole i nosie. Z kolei D. brevis prawdopodobnie odpowiada za demodekozę wtórną i powoduje grudkowo-krostkowe wykwity na policzkach w obrębie skóry już wcześniej zmienionej chorobowo (Akilov i wsp. 2005). W leczeniu wykwitów skórnych wywołanych roztoczami z rodzaju Demodex najczęściej stosuje się miejscowo kwas salicylowy, produkty siarkowe, permetrynę i iwermektynę oraz doustnie metronidazol, iwermektynę wraz z miejscową permetryną jak również doustne lub miejscowe retinoidy (Baima i wsp. 2002, Ebbelaar i wsp. 2018, Sarac 2019). Chociaż każdy z tych środków może być skuteczny, doświadczenie zdecydowanie wskazuje na siarkę, jako najbardziej skuteczny środek na wykwity na twarzy. Zarażenie twarzy roztoczami Demodex leczono także miejscowo rozcieńczonym olejkiem kamforowym i doustnym metronizadolem (El-Shazly i wsp. 2004). W przypadku pacjenta z ropniami twarzy nie reagującymi na leczenie iwermektyną, lindanem, permetryną i benzoesanem benzylu i pozytywnym badaniem w kierunku D. folliculorum uzyskano efekt terapeutyczny stosując doustny metronizadol (Schaller i wsp. 2003). Zapalenie brzegów powiek i zapalenie ucha Zarażanie roztoczami Demodex jest związane z przewlekłym zapaleniem brzegów powiek (blepharitis), chociaż dane dotyczące tego, czy natężenie objawów zależy od zagęszczenia roztoczy, są rozbieżne. Wzrost zachorowań na zapalenie brzegów powiek wraz z wiekiem zbiega się ze wzrostem liczebności populacji roztoczy, ale pomimo tego, że prawie wszystkie osoby wykazują zarażenie roztoczami przed ukończeniem 71 lat, tylko 58% z nich cierpi na kliniczne zapalenie brzegów powiek (Gao i wsp. 2005, Kemal i wsp. 2005, Czepita i wsp. 2007, Liu i wsp. 2010). Podobnie jak w przypadku trądziku różowatego, obecność Demodex sp. determinuje obraz kliniczny zapalenia brzegów powiek. U pacjentów z dodatnim wynikiem badania na obecność tych roztoczy obserwowano nasilone przekrwienie brzegów powiek, teleangiektazję oraz gorszą czynność gruczołów Meiboma, co wskazuje, że Demodex może być związany z nasileniem objawów blepharokeratoconjunctivitis. Powyższe obserwacje dotyczyły zarówno pacjentów pediatrycznych jak i ludzi dorosłych (Wu i wsp. 2019). Przednie zapalenie brzegów 100

powiek dotykające rzęs jest częściej związane z D. folliculorum, podczas gdy tylne zapalenie brzegów powiek z zaburzeniem czynności gruczołów tarczkowych i zapaleniem rogówki i spojówki jest częściej związane z zarażeniem D. brevis. Leczenie miejscowe za pomocą olejku z drzewa herbacianego może złagodzić objawy u pacjentów, skutecznie redukuje liczbę roztoczy przyczyniając się do zmniejszenia zapalenie powierzchni oka, jednak nie potwierdzono bezpieczeństwa takiej interwencji (Gao i wsp. 2007). W przypadku opornego zapalenia brzegów powiek doustna iwermektyna może mieć działanie lecznicze (Holzchuh i wsp. 2011). Ding i Huang (2005) zaobserwowali, że leczenie iwermektyną skutecznie zmniejszyło liczbę roztoczy D. folliculorum występujących na rzęsach i wywarło korzystny wpływ na czas przerwania filmu łzowego po leczeniu. Roztocze Demodex mogą być także związane z przewlekłym zapaleniem ucha i zewnętrznym zapaleniem ucha. Badanie populacji studentów chińskich mających objawy chronicznego świądu wykazało występowanie Demodex sp. w zewnętrznym kanale słuchowym u 11,6% (Ding i Huang 2005). Bilal z zespołem (2017) odnotowali wzrost natężeniem świądu, u pacjentów u których zagęszczenie roztoczy wynosiło 8,54±10,38 roztoczy/cm 2 (odpowiednio 3,69±3,27 roztoczy/cm 2 w grupie kontrolnej). Według Cevika i współpracowników (2014), świąd w obrębie zewnętrznego przewodu słuchowego powodowany obecnością Demodex sp. nasila się po miejscowym stosowaniu sterydów. Może to być związane ze zwiększeniem liczebności roztoczy na skutek lokalnej immunosupresji. Czynniki sprzyjające inwazji Demodex sp. Według niektórych autorów nużeniec pojawia się na skórze człowieka wkrótce po urodzeniu (Bonnar i wsp. 1991, Soria i Carrascosa 2007). Ponieważ D. folliculorum wykrywany jest na brodawkach sutkowych (Yokoyama i wsp. 2014), prawdopodobnie pierwsze przekazanie roztoczy niemowlakowi przez matkę może odbywać się podczas karmienia piersią. Liczebność populacji Demodex sp. związana jest z aktywnością gruczołów łojowych. Wraz ze zwiększoną produkcją sebum w okresie dojrzewania, wzrasta liczba roztoczy w skórze. Zatem intensywność inwazji nużeńca wzrasta z wiekiem proporcjonalnie do intensyfikacji funkcji wydzielniczej i zwiększania się rozmiarów gruczołów łojowych. Istnieje również wyraźna korelacja pomiędzy ekstensywnością zarażenia Demodex sp., a wiekiem osób badanych (Zhao i wsp. 2011, Zeytun i wsp. 2017). Badania Czepity i zespołu (2005) wykazały występowanie Demodex sp. u 13% osób w wieku od 3 do 15 lat, 34% osób w wieku od 19 do 25 lat, 69% osób w wieku od 31 do 50 lat, 87% osób w wieku od 51 do 70 lat i u 95% osób w wieku od 71 do 96 lat. Podobne wyniki otrzymali liczni badacze m.in. Sędzikowska i współpracownicy (2018), którzy stwierdzili prewalencję Demodex sp. na poziomie 8%, 36%, 50%, 67% i 77% odpowiednio w grupach wiekowych 1-25 lat, 26-40 lat, 41-55 lat, 56-70 lat i powyżej 70 lat. U pacjentów pediatrycznych poniżej piątego roku życia, demodekoza występuje stosunkowo rzadko. Przypadki demodekozy w tej grupie wiekowej opisane przez Patriziego i wsp. dotyczyły dzieci z obniżoną odpornością (białaczka lub zarażenie wirusem HIV) (1997). Należy brać pod uwagę, że wzrost ekstensywności i intensywności inwazji Demodex u osób w wieku senium (po 65 roku życia) może być związany z pogarszającymi się warunkami sanitarnymi starzejących się pacjentów. Dodatkowym argumentem na poparcie takiego rozumowania może być fakt, że starsi pacjenci wykazujący właściwą higienę powiek mieli mniej roztoczy Demodex w 101

stosunku do pozostałych rówieśników, a młodsi pacjenci, którzy nie wykazywali właściwej higieny powiek mieli większą liczbę roztoczy w odniesieniu do swojej grupy wiekowej (obserwacje własne). Nie wykazano jednoznacznego związku między obecnością roztoczy Demodex i płcią osób badanych. Niektóre badania pokazują, że wykrywalność nużeńców jest większa u mężczyzn (m.in. Turk i wsp. 2007), podczas gdy wyniki innych analiz wskazują, na ich większą prewalencję u kobiet (np. Forton i in. 2005). Natomiast Kemal i in. (2005) wyrażają powszechny wśród badaczy nużeńców pogląd, że nie ma istotnej różnicy w wykrywalności roztoczy Demodex między obu płciami, zaś o drobnych różnicach zazwyczaj nieistotnych statystycznie może decydować specyfika grupy badanej. Typ skóry Zarówno prewalencja nużycy jak i intensywność inwazji są silnie skorelowane z typem skóry. Demodekozę obserwowano prawie dwa razy częściej u pacjentów ze skórą tłustą w porównaniu z pacjentami o skórze suchej. W materiale pobranym od pacjentów ze zwiększoną produkcją sebum znajdowano większą liczbę roztoczy, niż u osób z suchą skórą (Fuss 1933, Zhao i wsp. 2011, Lee i Hsu 2007). Demirdag i współautorzy (2016) stwierdzili, że wartości ph skóry policzków u osób z nużycą było znacznie wyższe niż w grupie kontrolnej. Według innego opracowania pacjenci z trądzikiem grudkowo-krostkowym mieli zwiększone wartości ph skóry i mniejszą wilgotność powierzchni skóry. Pacjenci ci często skarżyli się na suchą i wrażliwą skórę (Ni Raghallaigh i wsp. 2012). Ponadto, badania ex vivo wykazały, że na pożywce zasadowej liczba roztoczy Demodex jest wyższa niż na kwasowej (Chen 1985). Zarówno D. folliculorum jak i D. brevis w zakresie wilgotnisci 10-50% R.H. przeżywają ok. 4 godzin, zaś wraz ze wzrostem wilgotności względnej środowiska przeżywalność nużeńców wydłuża się nawet do 55 godzin (Wu i Meng 1990). Temperatura również może mieć wpływ na długość przeżycia tych niewielkich roztoczy. Badania Zhao i współautorów (2009) wykazały, że czas przeżycia nużeńców był znacznie dłuższy w temperaturze 16 20 C niż w 25 26 C i 29 30 C. Natomiast temperatura 37 o C i wyższa niekorzystnie wpływa na rozwój i przeżywalność tych roztoczy. Odporność Badania dowodzą, że większa liczba roztoczy Demodex występuje u osób o obniżonej odporności; końcowym etapie przewlekłej niewydolności nerek, cukrzycy, chorobie Behceta, nowotworach nerek i raku podstawnokomórkowym powiek (Erbagci i wsp. 2003, Karincaoglu i wsp. 2005, Emre i wsp. 2009, Yamashita i wsp. 2011, Inci i wsp. 2012). Spośród nowotworów naskórka twarzy, najwyższy stopień zarażenia roztoczami D. folliculorum wystąpił w przypadku nowotworu naskórka nosa w porównaniu z innymi lokalizacjami (Sun i wsp. 2005). Wyższą częstość występowania roztoczy Demodex zanotowano także u dzieci z niedożywieniem (25%) w porównaniu z grupami kontrolnymi (1,6%) (Kaya i wsp. 2013). Jednak częstość występowania roztoczy ludzkich u pacjentów z przewlekłą niewydolnością nerek i reumatoidalnym zapaleniem stawów była podobna, jak u osób z grup kontrolnych (Ozcelik i wsp. 2007, Garbacewicz i wsp. 2012). Forton i współautorzy (2005) wykazali, że 96% przypadków nużycy występuje u pacjentów immunokompetentnych. Ozcelik i inni (2007) badali pacjentów z 102

przewlekłą niewydolnością nerek. Stwierdzili oni, że nie było żadnej statystycznie znaczącej różnicy między pacjentami z niewydolnością nerek a zdrową grupą kontrolną pod względem występowania Demodex folliculorum na powiekach i rzęsach. Yagdiran Duzgun i in. (2007) nie zauważyli żadnych znaczących różnic pod względem częstotliwości występowania roztoczy w swoim badaniu u pacjentów poddanych hemodializie. Jednak Kulac i współautorzy (2008) wykazali, że częstotliwość występowania nużycy była znacznie podwyższona u pacjentów poddanych fototerapii. Zanotowano związek między ludzką nużycą i pewnymi typami haplotypów HLA (Human Leukocyte Antigen) klasy I, który bierze udział w reakcjach odpornościowych. Stwierdzono, że HLA A2 jest markerem odporności dla rozwoju nużycy (Akilov i Mumcuoglu 2003). Należy jeszcze ustalić, który rodzaj odporności komórkowej może pobudzać rozmnażanie roztoczy. Higiena Demodex sp. częściej występuje u osób o niższym poziomie wykształcenia, które myły twarz tylko raz dziennie i nie używały osobistego ręcznika. Wnioski te zgadzają się z innymi badaniami, w których stwierdzono, że niższy poziom wykształcenia, rzadsze codzienne mycie twarzy i dzielenie się ręcznikiem było czynnikiem ryzyka zarażenia roztoczami Demodex (Zhao i wsp. 2011, Durmaz i wsp. 2015, Ozdemir i wsp. 2015, Zeytun i wsp. 2017). Ayres (1986) sugerował, że niemycie twarzy i nadużywanie tłustych lub kremowych preparatów dostarcza nużeńcom dodatkowego pożywienia lipidowego. Ponadto, sprzyja to reprodukcji roztoczy, co zwiększa liczebność populacji roztoczy, prowadząc do trądziko-podobnych wykwitów na twarzy. Forton z zespołem (2005) stwierdzili, że większość pacjentów z nużycą (62%) nie używała mydła do mycia twarzy. Regularne mycie twarzy wodą z mydłem prawdopodobnie pomaga zmniejszyć ilość sebum, którego nadmiar sprzyja rozwojowi Demodex sp. Literatura 1. Akilov O.E., Butov Y.S., Mumcuoglu K.Y. 2005. A clinico-pathological approach to the classification of human demodicosis. J Dtsch Dermatol Ges. 3(8):607-614. 2. Akilov O.E., Mumcuoglu K.Y. 2003. Association between human demodicosis and HLA class I. Clin Exp Dermatol. 28(1): 70-73. 3. Allen K.J., Davis C.L., Billings S.D., Mousdicas N. 2007. Recalcitrant papulopustular rosacea in an immunocompetent patient responding to combination therapy with oral ivermectin and topical permethrin. Cutis. 80(2): 149-151. 4. Ayres S. Jr. 1986. Demodex folliculorum as a pathogen. Cutis. 37(6): 441. 5. Baima B., Sticherling M. 2002. Demodicidosis revisited. Act Derm Venereol. 82: 3-6. 6. Bloom S.M., Bijanki V.N., Nava G.M., Sun L., Malvin N.P., Donermeyer D.L., Dunne W.M. Jr., Allen P.M., Stappenbeck T.S. 2011. Commensal Bacteroides species induce colitis in host-genotype-specific fashion in a mouse model of inflammatory bowel disease. Cell Host Microbe. 19;9(5): 390-403. 7. Bonnar E, Eustace P, Powell FC. 1991. Demodex mite in normal skin. Lancet. 337(8750):1168. 8. Casas C., Paul C., Lahfa M., Livideanu B., Lejeune O., Alvarez-Georges S., Saint- Martory C., Degouy A., Mengeaud V., Ginisty H., Durbise E., Schmitt A.M., 103

Redoulès D. 2012. Quantification of Demodex folliculorum by PCR in rosacea and its relationship to skin innate immune activation. Exp Dermatol. 21(12): 906-910. 9. Cevik C., Kaya O.A., Akbay E., Yula E., Yengil E., Gulmez M.I., Akoglu E. 2014. Investigation of Demodex species frequency in patients with a persistent itchy ear canal treated with a local steroid. J Laryngol Otol. 128(8):698-701. 10. Chen G.D. 1985. Influence of some environmental factors on the survival of two human follicular mites. Acta Entomol Sin. 28: 75 78. 11. Crawford G.H., Pelle M.T., James W.D. 2004. Rosacea: I. Etiology, pathogenesis, and subtype classification. J Am Acad Dermatol. 51(3):327-341. 12. Czepita D., Kuźna-Grygiel W., Kosik-Bogacka D. 2005. Investigations on the occurrence as well as the role of Demodex follicuforum and Demodex brevis in the pathogensis of blepharitis. Klin Oczna. 107(1-3): 80-82. 13. Czepita D., Kuźna-Grygiel W., Czepita M., Grobelny A. 2007. Demodex folliculorum and Demodex brevis as a cause of chronic marginal blepharitis. Ann Acad Med Stetin. 53(1):63-67. 14. Ding Y., Huang X. 2005. Investigation of external auditory meatus secretion Demodex folliculorum and Demodex brevis infection in college students. Lin Chuang Er Bi Yan Hou Ke Za Zhi. 19(4):176-177. 15. Demirdag H.G., Ozcan H., Gürsoy S., Beker Akbulut G. 2016. The effects of sebum configuration on Demodex spp. density. Turk J Med Sci. 246(5): 1415-1421. 16. Durmaz S, Yula E. Aycan Kaya O.M. et al. 2015. Sociodemographic characteristics of patients with Demodex brevis and Demodex folliculorum infestation and its association with rosacea and Behçet s disease. Biomed Res. 26(3): 549-555 17. De Rojas M., Riazzo C., Callejón R., Guevara D, Cutillas C. 2012. Morphobiometrical and molecular study of two populations of Demodex folliculorum from humans. Parasitol Res 110(1): 227-233. 18. Doğan S., Doğan S. 2019. An accidental finding of a demodectic mite on a slide: Demodex folliculorum (Simon) (Acari: Demodecidae). Sys Appl Acarol. 24(5): 962 964. 19. Ebbelaar C.C.F., Venema A.W., Van Dijk M.R. 2018. Topical Ivermectin in the Treatment of Papulopustular Rosacea: A Systematic Review of Evidence and Clinical Guideline Recommendations. Dermatol Ther (Heidelb). 8(3): 379-387. 20. El-Shazly A.M., Hassan A.A., Soliman M., Morsy G.H., Morsy T.A. 2004. Treatment of human Demodex folliculorum by camphor oil and metronidazole. J Egypt Soc Parasitol. 34(1): 107-116. 21. Elston D.M., Lawler K.B., Iddins B.O. 2001. What's eating you? Demodex folliculorum. Cutis. 68(2):93-94. 22. Emre S., Aycan O.M., Atambay M., Bilak S., Daldal N., Karincaoglu Y. 2009. What is the importance of Demodex folliculorum in Behcet's disease? Turkiye Parazitol Derg. 33(2):158-161. 23. Erbagci Z., Erbagci I., Erkilic S. 2003. High incidence of demodicidosis in eyelid basal cell carcinomas. Int J Dermatol. 42(7): 567-571. 24. Falkow S. 1988. Molecular Koch's postulates applied to microbial pathogenicity. Rev Infect Dis. 10 (2): 274-276. 104

25. Forton F., Germaux M.A., Brasseur T., De Liever A., Laporte M., Mathys C., Sass U., Stene J.J., Thibaut S., Tytgat M., Seys B. 2005. Demodicosis and rosacea: epidemiology and significance in daily dermatologic practice. J Am Acad Dermatol. 52(1): 74-87. 26. Forton F., Seys B. 1993. Density of Demodex folliculorum in rosacea: a case-control study using standardized skin-surface biopsy. Br J Dermatol. 128(6): 650-659. 27. Fredricks D.N., Relman D.A. 1996. Sequence-based identification of microbial pathogens: a reconsideration of Koch's postulates. Clin Microbiol Rev. 9(1): 18-33. 28. Gao Y.Y., Di Pascuale M.A., Li W., Liu D.T., Baradaran-Rafii A., Elizondo A., Kawakita T., Raju V.K., Tseng S.C. 2005. High prevalence of Demodex in eyelashes with cylindrical dandruff. Invest Ophthalmol Vis Sci. 46(9): 3089-3094. 29. Gao Y.Y., Di Pascuale M.A., Elizondo A., Tseng S.C. 2007. Clinical treatment of ocular demodecosis by lid scrub with tea tree oil. Cornea. 26(2): 136-143. 30. Garbacewicz A., Jaworski J., Grytner-Zięcina B. 2012. Demodex mite infestation in patients with and without rheumatoid arthritis. Acta Parasitol. 57(1): 99-100. 31. García-Vargas A., Mayorga-Rodríguez J.A., Sandoval-Tress C. 2007. Scalp demodicidosis mimicking favus in a 6-year-old boy. J Am Acad Dermatol. 57(2 Suppl): 19-21. 32. Holzchuh F.G., Hida R.Y., Moscovici B.K., Villa Albers M.B., Santo R.M., Kara- José N., Holzchuh R. 2011. Clinical treatment of ocular Demodex folliculorum by systemic ivermectin. Am J Ophthalmol. 151(6): 1030-1034. 33. Hu Q., Wang Y. 2001. Investigation on the prevalence of human Demodex among 2,248 medical students in inner Mongolia. Zhongguo Ji Sheng Chong Xue Yu Ji Sheng Chong Bing Za Zhi. 19(4): 239-240. 34. Humiczewska M., Kuźna W., Hermach U. 1994. Frequency of occurrence of symptomatic and asymptomatic eyelid mite infestations among inhabitants of Szczecin. Wiad Parazytol. 40(1): 69-71. 35. Inci M., Kaya O.A., Inci M., Yula E., Gökce H., Rifaioglu M.M., Demirtas O., Yengil E. 2012. Investigating Demodex folliculorum in patients with urological cancer. Turkiye Parazitol Derg. 36(4): 208-210. 36. Inglis T.J. 2007. Principia aetiologica: taking causality beyond Koch's postulates. J Med Microbiol. 56(Pt 11): 1419-1422. 37. Isa N.H., Loong L.W., Fang G.H., Mohamad A.M., Razali N., Rani N.I., Manap S.N., Abdullah S.R. 2011. Demodicosis among university medical students in Malaysia and the effects of facial cleanser and moisturizer usage. Southeast Asian J Trop Med Public Health. 42(6): 1375-1380. 38. Izdebska J.N., Rolbiecki L., Mierzyński Ł., Bidziński K. 2018a. Demodecid mites (Acariformes, Demodecidae) in brown longeared bat Plecotus auritus (Chiroptera, Vespertilionidae) second record in the world and systematic status of Demodex chiropteralis Hirst, 1921. Ann Parasitol. 64(2): 109-113. 39. Izdebska J.N., Cierocka K., Rolbiecki L., Kozina P., Kołodziej-Sobocińska M. 2018b. Demodex melesinus (Acariformes: Demodecidae) - the forgotten European badger parasite, rediscovered after 100 years. Acta Parasitol. 63(4): 665-668. 105

40. Izdebska J.N., Rolbiecki L. 2015. A new species of the genus Demodex Owen, 1843 (Acari: Demodecidae) from the ear canals of the house mouse Mus musculus L. (Rodentia: Muridae). Syst Parasitol. 91(2): 167-73. 41. Karincaoglu Y., Bayram N., Aycan O., Esrefoglu M. 2004. The clinical importance of Demodex folliculorum presenting with nonspecific facial signs and symptoms. J Dermatol. 2004 Aug;31(8): 618-626. 42. Karincaoglu Y., Esrefoglu Seyhan M., Bayram N., Aycan O., Taskapan H. 2005. Incidence of Demodex folliculorum in patients with end stage chronic renal failure. Ren Fail. 27(5): 495-499. 43. Kaya S., Selimoglu M.A., Kaya O.A., Ozgen U. 2013. Prevalence of Demodex folliculorum and Demodex brevis in childhood malnutrition and malignancy. Pediatr Int. 55(1): 85-89. 44. Kemal M., Sümer Z., Toker M.I., Erdoğan H., Topalkara A., Akbulut M. 2005. The Prevalence of Demodex folliculorum in blepharitis patients and the normal population. Ophthalmic Epidemiol. 12(4): 287-290. 45. Kulac M., Ciftci I.H., Karaca S., Cetinkaya Z. 2008. Clinical importance of Demodex folliculorum in patients receiving phototherapy. Int J Dermatol. 47(1):72-77. 46. Kuźna-Grygiel W., Kosik-Bogacka D., Czepita D., Sambor I. 2004. Objawowe i bezobjawowe inwazje Demodex spp. powiek u osób w różnych grupach wiekowych. Wiadomości Parazytologiczne. 50(1): 55-61. 47. Lacey N., Kavanagh K., Scheffer C.G. 2009. Tseng. Under the lash. Demodex mites in human diseases Biochem (Lond). 31(4): 2 6. 48. Lee J.Y., Hsu C.K. 2007. Granulomatous rosacea-like demodicidosis. Dermatol Online J. 13(4):9. 49. Liu J., Sheha H., Tseng S.C. 2010. Pathogenic role of Demodex mites in blepharitis. Curr Opin Allergy Clin Immunol. 10(5): 505-510. 50. Madeira N.G., Sogayar M.I. 1993. The prevalence of Demodex folliculorum and Demodex brevis in a population sample from Botucatu, São Paulo, Brazil. Rev Soc Bras Med Trop. 26(4): 221-224. 51. Murube J. 2015. Demodex hominis. Ocul Surf. 13(3): 181-186. 52. Ni Raghallaigh S., Bender K., Lacey N., Brennan L., Powell F.C. 2012. The fatty acid profile of the skin surface lipid layer in papulopustular rosacea. Br J Dermatol. 166(2): 279-287. 53. Ozcelik S., Sümer Z., Değerli S., Ozyazici G., Hayta S.B., Akyol M., Candan F. 2007. The incidence of Demodex folliculorum in patients with chronic kidney deficiency. Turkiye Parazitol Derg. 31(1): 66-68. 54. Ozdemir H, Ozer E, Ozdemir S, Alkanat H. 2015. The prevalance of Demodex species in faculty of health science students. Arch Turk Dermatol Venereol 49(2): 139 141. 55. Patrizi A., Neri I., Chieregato C., Misciali M. 1997. Demodicidosis in immunocompetent young children: report of eight cases. Dermatology. 195(3): 239-242. 56. Rufli T., Mumcuoglu Y.1981. The hair follicle mites Demodex folliculorum and Demodex brevis: biology and medical importance. A review. Dermatologica. 162(1): 1-11. 106

57. Sarac G. 2019. A comparison of the efficacy and tolerability of topical agents used in facial Demodex treatment. J Cosmet Dermatol. May 8. 58. Schaller M., Sander C.A., Plewig G. 2003. Demodex abscesses: clinical and therapeutic challenges. J Am Acad Dermatol. 49(5): 272-274. 59. Sędzikowska A., Osęka M., Skopiński P. 2018. The impact of age, sex, blepharitis, rosacea and rheumatoid arthritis on Demodex mite infection. Arch Med Sci. 14(2):353-356. 60. Soria X., Carrascosa J.M. 2007. Normal cutaneous flora and secondary bacterial infection. Actas Dermosifiliogr. 98(1): 15-21. 61. Spickett S.G. 1961. Preliminary note on Demodex folliculorum Simon (1842), as a possible vector of leprosy. Lepr Rev. 32:263-268. 62. Sun J., Gui X., He J., Liu H.M., Yu H.Y., Xia C.Y., Xu Y. 2005. The relationship between infestation of Demodex folliculorum and epidermal neoplasm on face. Zhongguo Ji Sheng Chong Xue Yu Ji Sheng Chong Bing Za Zhi. 23(6): 428-431. 63. Türk M., Oztürk I., Sener A.G., Kücükbay S., Afsar I., Maden A. 2007. Comparison of incidence of Demodex folliculorum on the eyelash follicule in normal people and blepharitis patients. Turkiye Parazitol Derg. 31(4): 296-297. 64. Vargas-Arzola J., Reyes-Velasco L., Segura-Salvador A., Márquez-Navarro A., Díaz-Chiguer D.L., Nogueda-Torres B. 2012. Prevalence of Demodex mites in eyelashes among people of Oaxaca, Mexico. Acta Microbiol Immunol Hung. 59(2): 257-262. 65. Wu J.W., Meng Y.C. 1990. Laboratory studies on mobility and lifespan of demodectic mites. Acta Acad Med Suzhou. 10: 94 97. 66. Wu M., Wang X., Han J., Shao T., Wang Y. Evaluation of the ocular surface characteristics and Demodex infestation in paediatric and adult blepharokeratoconjunctivitis. BMC Ophthalmol. 2019 Mar 7;19(1):67. doi: 10.1186/s12886-019-1074-5. 67. Yagdiran Düzgün O., Aytekin S. 2007. Comparison of Demodex folliculorum density in haemodialysis patients with a control group. J Eur Acad Dermatol Venereol. 21(4): 480-483. 68. Yamashita L.S., Cariello A.J., Geha N.M., Yu M.C., Hofling-Lima A.L. 2011. Demodex folliculorum on the eyelash follicle of diabetic patients. Arq Bras Oftalmol. 74(6): 422-424. 69. Yokoyama T., Yamaguchi R., Itoh T., Toh U., Nakagawa S., Kage M. 2014. Detection of Demodex folliculorum from nipple discharge. Diagn Cytopathol. 42(3): 236-237. 70. Zeytun E., Tilki E., Doğan S., Mumcuoğlu K.Y. 2017. The effect of skin moisture, ph, and temperature on the density of Demodex folliculorum and Demodex brevis (Acari: Demodicidae) in students and staff of the Erzincan University, Turkey. Int J Dermatol. 56(7):762-766. 71. Zhao Y.E., Guo N., Wu L.P. 2011. Influence of temperature and medium on viability of Demodex folliculorum and Demodex brevis (Acari: Demodicidae). Exp Appl Acarol. 54(4): 421-425. 72. Zhao Y.E., Guo N., Wu L.P. 2009. The effect of temperature on the viability of Demodex folliculorum and Demodex brevis. Parasitol Res. 105(6): 1623-1628. 107

73. Zhao Y.E., Guo N., Xun M., Xu J.R., Wang M., Wang D.L. 2011. Sociodemographic characteristics and risk factor analysis of Demodex infestation (Acari: Demodicidae). J Zhejiang Univ Sci B. 12(12): 998-1007. 74. Zhao Y.E., Xu J.R., Hu L., Wu L.P., Wang Z.H. 2012. Complete sequence analysis of 18S rdna based on genomic DNA extraction from individual Demodex mites (Acari: Demodicidae). Exp Parasitol. 131(1): 45-51. 75. Zhao Y.E., Ma J-X., Hu L., Wu L.P., De Rojas M. 2013. Discrimination between Demodex folliculorum (Acari: Demodicidae) isolates from China and Spain based on mitochondrial cox1 sequences. J Zhejiang Univ Sci B 14(9): 829-836. 108

Czy jesteśmy bezpieczni w naszych mieszkaniach? Anna Kocoń 1, Magdalena Nowak-Chmura 1, Małgorzata Kłyś 2, Natalia Malejky- Kłusek 2 1 Zakład Zoologii Bezkręgowców i Parazytologii, Instytut Biologii, Uniwersytet Pedagogiczny im. Komisji Edukacji Narodowej w Krakowie, Podbrzezie 3, 31-405 Kraków, e-mail: a_kocon@wp.pl 2 Zakład Ekologii i Ochrony Środowiska, Uniwersytet Pedagogiczny im. Komisji Edukacji Narodowej w Krakowie ul. Podbrzezie 3, 31-405 Kraków Streszczenie W całym królestwie zwierząt, stawonogi (Arthropoda) są najliczniejszym w gatunki typem bezkręgowców i występują w każdym środowisku od mórz po lądy. Wiele gatunków wśród stawonogów pasożytuje na zwierzętach i człowieku, przenosząc wiele patogenów. Mogą one również występować w bliskim otoczeniu człowieka, co często wiąże się ze stresem, reakcjami alergicznymi, dyskomfortem u ludzi w swoich własnych domach. W pracy zwrócono uwagę na niektóre stawonogi żerujące na produktach spożywczych w naszych mieszkaniach, oraz na stawonogi atakujące ludzi w mieszkaniach, głównie w nocy podczas snu, takie jak: obrzeżek gołębi (Argas reflexus), pluskwa domowa (Cimex lectularius), komar kłujący (Culex pipiens), komar widliszek (Anopheles maculipennis), karaczan niemiecki (Blattella germanica), karaczan wschodni (Blatta orientalis), mącznik młynarek (Tenebrio molitor) i mól włosienniczek (Tineola bisselliella). Sen jest podstawową biologiczną potrzebą organizmu, jest okresem odpoczynku, regeneracji organizmu. Każdy człowiek bez snu nie może prawidłowo funkcjonować. Sen składa się z dwóch rodzajów snu: - fazy NREM sen bez szybkich ruchów gałek ocznych, w tej fazie następuje głęboki wypoczynek, - fazy REM sen z szybkimi ruchami gałek ocznych, podczas tej fazy występuje wysoka aktywność mózgu. Obydwie fazy snu następują w trakcie nocy cyklicznie (Kawalec i wsp. 2013). Niektóre organizmy wykorzystują to, że człowiek w trakcie snu nie skupia się na otaczającym go środowisku i mogą wtedy swobodnie wykorzystywać przestrzeń człowieka i jego organizm w celu pozyskiwania pokarmu. Na skutek kontaktu ludzi z tymi stawonogami dochodzi do przenoszenia wielu patogenów, reakcji stresowych, oraz reakcji alergicznych często ujawniającymi się dopiero następnego dnia. Wiele gatunków stawonogów żerujących w nocy, podczas dnia pozostaje w ukryciu, tj. w szparach murów budynków, w podłogach, w futrynach okiennych, pod meblami, obrazami, tj. w miejscach, w których nie są narażone na działanie promieni słonecznych. Do najbardziej niebezpiecznych stawonogów zagrażających zdrowiu człowieka należą: obrzeżek gołębi (Argas reflexus), pluskwa domowa (Cimex 109

lectularius), komar kłujący (Culex pipiens), komar widliszek (Anopheles maculipennis), mające bezpośredni wpływ na człowieka. W nocy przemieszczają się także inne stawonogi, które żerują na produktach spożywczych lub odzieży. Niektóre z nich uszkadzają lub zanieczyszczają artykuły spożywcze, inne uszkadzają odzież. W tej grupie stawonogów największe znaczenie mają: karaczan niemiecki (Blattella germanica), karaczan wschodni (Blatta orientalis), mącznik młynarek (Tenebrio molitor) i mól włosienniczek (Tineola bisselliella). Obrzeżek gołębi (Argas reflexus) Argas reflexus (Fabricius, 1794) należy do rzędu kleszczy (Ixodida), rodziny obrzeżkowatych (Argasidae) nazywanych też kleszczami miękkmi. W Polsce stwierdzono występowanie oprócz obrzeżka gołębiego, drugiego gatunku - obrzeżka polskiego (Argas polonicus) (Siuda, Hoogstraal, Clifford et Wassef, 1979). Obrzeżki są zaliczane do największych roztoczy. Osiągają one długość do 9 mm. Budowę morfologiczną tych kleszczy przedstawia w swojej monografii Siuda (1993). A. reflexus jest pasożytem czasowym, gniazdowo-norowym, aktywnym w czasie, gdy jego żywiciel śpi. Zasiedla on środowiska synantropijne: strychy, poddasza, wieże kościołów, gołębniki, w których występują gołębie miejskie (Columba livia f. domestica). Ze względu na to, że gołębie najliczniej występują w dużych miastach, obrzeżki również spotykane są w dużych aglomeracjach miejskich, takich jak: Warszawa, Poznań, Wrocław, Łódź i Katowice (Buczek i wsp. 2011). A. reflexus w czasie zimy znajduje się w stanie diapauzy, a okres jego aktywności przypada na wiosnę i trwa do końca lata. Obrzeżki należą do najdłużej żyjących stawonogów oraz są bardzo wytrzymałe na brak pokarmu, larwy żerują do 6 dni, zaś nimfy i dorosłe osobniki od 0,5 godziny do ok. 2 godzin (Buczek 1991). Żerowanie obrzeżków na gołębiach powoduje ich niepokój, niedokrwistość, porzucanie gniazd z jajami, piskląt przez osobniki dorosłe, a nawet śmierć tych żywicieli. Obrzeżka gołębiego można spotkać również w naszych mieszkaniach, gdzie z powodu braku właściwego żywiciela może atakować człowieka. Często ataki obrzeżków na ludzi wywołują reakcje stresowe i alergiczne. Pacjenci zgłaszają takie objawy jak: ból, świąd, zaczerwienienia w miejscu wkłucia, obrzęki skóry, gorączkę, ogólne osłabienie i objawy zatrucia. Objawy te mogą mieć różny stopień nasilenia i powodować zagrożenia dla zdrowia i życia człowieka (Buczek i Solarz 1993). Gatunek ten jest rezerwuarem i przenosicielem: wirusów: Grand Arbaud i Ponteres, kleszczowego zapalenia mózgu, riketsji Coxiella burnetti czy pałeczek Salmonella enteritidis, ale jego rola w krążeniu tych drobnoustrojów w przyrodzie nie jest jeszcze w pełni poznana. Zlikwidowanie siedlisk występowania obrzeżków jest bardzo trudne, stosowanie oprysków pomieszczeń, lub ściółki powinny być stosowane kilkukrotnie. Powinno się również zabezpieczać budynki przed wilgocią, likwidować uszkodzenia w ścianach, podłogach czy ograniczać kolonie lęgowe gołębi (Buczek i wsp. 2011). Pluskwa domowa (Cimex lectularius) 110

Cimex lectularis (Linnaeus, 1758) jest owadem należącym do rzędu pluskwiaków różnoskrzydłych (Heteroptera), rodziny pluskwowatych (Cimicidae) (Ryc. 1). Osiąga długość do 6 mm i jest barwy czerwonobrunatnej. Ryc. 1. Cimex lectularius (źrodło: www.kleszcze.pl) Pluskwa domowa należy do pasożytów czasowych, a jego głównym żywicielem jest człowiek. Pasożyt ten występuje w pomieszczeniach, gdzie ukrywa się w meblach, szparach podłóg, futrynach okiennych, pod boazerią, tapetami, za obrazami, lub w miejscach połączeń przewodów elektrycznych. Ukłucia C. lectularis są bolesne, często z odczynami alergicznymi, charakterystyczne jest również swędzenie, pieczenie skóry, obrzęki. Rola pluskwy domowej w przenoszeniu patogenów chorobotwórczych, nie jest w pełni udowodniona. W warunkach laboratoryjnych stwierdzono, że pluskwy mogą być mechanicznymi przenosicielami chorób bakteryjnych i wirusowych, m.in. gronkowca, tularemii i ospy. W ciele tego pasożyta stwierdzono także m. in.: pałeczki wąglika (Bacillus anthracis), dżumy (Yersinia pestis), prątki gruźlicy (Mycobacterium tuberculosis), trądu (Mycobacterium leprae). C. lectularis zwalcza się poprzez zabiegi dezynsekcyjne, które powinny być powtarzane kilkakrotnie. Gdy mamy do czynienia z inwazją pluskiew nawet dezynsekcja nie wyeliminuje ich z mieszkań. Są one bowiem bardzo odporne na działanie środków chemicznych. Najczęściej do ataków pluskiew dochodzi w hotelach, schroniskach i szpitalach, skąd mogą zostać także przeniesione do mieszkań. Pluskwy rozprzestrzeniają się również wraz z zakupionymi meblami, starymi książkami i innymi przedmiotami przenoszonymi do pomieszczeń mieszkalnych. Można je spotkać w pociągach, autobusach, oraz w starych pomieszczeniach kinowych i w teatrze (Żółtowski 1976). 111

Komar kłujący (Culex pipiens) Culex pipiens (Linnaeus, 1758) należy do rzędu muchówek (Diptera), rodziny komarowatych (Culicidae). Jest jednym z najbardziej rozpowszechnionych komarów na terenie Polski (Ryc. 2). Ryc. 2. Culex pipiens (źródło: Buczek 2005. Atlas pasożytów człowieka) Ten komar osiąga długość do 6 mm i jest barwy żółto-brązowej. Przebywa on w pobliżu miejsca zamieszkania człowieka. Niektórzy badacze wyróżnili dwa podgatunki: Culex pipiens pipiens zamieszkujący środowiska naturalne, rolnicze i C. pipiens molestus który uzależnił swój byt od środowiska ludzkiego, wiejskiego lub podmiejskiego. Samice komarów atakują nie tylko człowieka, ale także inne ssaki i ptaki. Do ataku przez te owady dochodzi zazwyczaj o zmierzchu i w nocy w porze wiosennej i letniej. Czasem również w zimie można zauważyć obecność komarów w pomieszczeniach. Ślina C. pipiens może wywoływać u osób wrażliwych świąd, stany zapalne skóry. Gatunek ten może być wektorem i rezerwuarem wirusa Zachodniego Nilu, wirusa zachodniego i wschodniego końskiego zapalenia mózgu, gorączki Chikungunya, dengi, zapalenia opon mózgowych, mogą również utrzymywać krętki Borrelia burgdorferi jednak ich rola w transmisji tych bakterii nie jest wyjaśniona. Komary te przenoszą także mikrofilarie Wuchereria bancrofti i Brugia malayi (Nowosad 2000). Zabiegi profilaktyczne polegają na stosowaniu moskitier, ochrony odkrytych części ciała przez repelenty czy siatki o drobnych oczkach. W zwalczaniu komarów metodą ograniczającą ich występowanie jest osuszanie bagien, podmokłych łąk, pastwisk, oczyszczanie ekosystemów wodnych i kanałów ściekowych z roślinności wodnej, glonów. W mieszkaniach stosuje się opryski. Komar widliszek (Anopheles maculipennis) Anopheles maculipennis (Meigen, 1818) zaliczany do rzędu muchówek (Diptera), rodziny komarowatych (Culicidae). Widliszki osiągają długość do 8 mm, są barwy brązowoszarej. Rozprzestrzeniają się czynnie lub są przenoszone przez prądy powietrza, środki transportu lub na żywicielach. Żywiciele są atakowani przez te komary o zmierzchu, w nocy i o świcie. W ciągu swojego życia A. maculipennis pobiera krew 112

różnych zwierząt (borsuków, lisów, jeży, łasic), atakując potem człowieka, mogą przekazywać czynniki chorobotwórcze. U ludzi ślina komarów może wywoływać odczyny alergiczne, świąd skóry. Rola epidemiologiczna tych owadów jest bardzo duża. Są one przenosicielami zarodźców, głównie zarodźca ruchliwego (Plasmodium vivax) wywołującego malarię. Na terenie Polski do zarażenia pierwotniakami Plasmodium może dojść tylko w przypadku przetransportowania żywych komarów zarażonych tym pasożytem, a następnie ukłucia człowieka przez tego komara (Deryło 2002). Stosowanie moskitier, przykrywanie głowy, osłanianie otworów w drzwiach, oknach przez siatki z oczkami 1x1 mm stanowią główną ochronę przed tymi owadami. Istotną rolę odgrywa również oprysk ciała repelentami czy impregnacja repelentami odzieży. W przypadku ochrony zwierząt stosuje się różne rodzaje insektycydów. Naturalnymi wrogami komarów są ważki, żaby, ryby. Karaczan niemiecki (Blattella germanica) Blattella germanica (Linnaeus, 1767) należy do rzędu karaczanów (Blattodea), do rodziny karaczanowatych (Blattidae), zwany prusakiem. Osiąga długość do 13 mm, barwa ciała brudnożółta z czerwonawym odcieniem (Ryc. 3). Prusaki występują w ciepłych, wilgotnych pomieszczeniach np.: w łaźniach, stołówkach, łazienkach, kuchniach, magazynach, piekarniach, często jest spotykany również w szpitalach. Dzień spędzają ukryte w szparach, w okolicach urządzeń grzewczych, do ataku na człowieka dochodzi w czasie snu. Przy masowej inwazji B. germanica w pomieszczeniach można poczuć charakterystyczny zapach wytwarzany przez wydzielinę gruczołów wonnych zlokalizowanych na odwłoku. Ryc. 3. Blattella germanica (źrodło: https://commons.wikimedia.org/wiki/file:blatella_germanica_p1160206.jpg; Author David Monniaux) Karaczan żerując w spiżarniach i magazynach ma dostęp do wielu artykułów spożywczych, które zanieczyszcza odchodami, pleśniami, bakteriami powodującymi gnicie produktów. Prusaki mogą powodować alergie oraz wnikać do uszu człowieka, uszkadzając błonę bębenkową, nadgryzać paznokcie, przegryzać skórę na twarzy, rękach i innych częściach ciała. Mogą one brać udział w przenoszeniu wielu bakterii, jaj robaków jelitowych, cyst pierwotniaków, prątków gruźlicy, trądu, cholery. Czynniki chorobotwórcze są przenoszone na powierzchni ciała owada, na odnóżach, 113

narządach gębowych oraz poprzez odchody. Prusaki można łatwo wykryć w nocy. Po zapaleniu światła uciekają szybko do kryjówek. Produkty spożywcze powinniśmy chronić przechowując je w szczelnych naczyniach i opakowaniach. W zwalczaniu karaczanów możemy trafić na trudności związane z tym, że niestety prusaki mogą być niewrażliwe lub uodpornione na niektóre insektycydy. Powinniśmy dbać o czystość pomieszczeń, szczelność sufitów, ścian, podłóg, drzwi aby owady te nie miały łatwego dostępu do naszych pomieszczeń (Jarmuł-Pietraszczyk i wsp. 2010). Karaczan wschodni (Blatta orientalis) Blatta orientalis (Linnaeus, 1758) zaliczany do rzędu karaczanów (Blattodea), rodziny karaczanowatych (Blattidae). Jest większy od prusaka, długość ciała do 30 mm i posiada ciemnokasztanowe, błyszczące ciało. Bytuje nie tylko we wnętrzach pomieszczeń, ale również na zewnątrz budynków mieszkalnych. Żerują w podłogowej części pomieszczeń, głównie lubią ciepłe siedliska, obok pieców, rur z ciepłą wodą, za kaloryferami, w piekarniach, cukierniach. W poszukiwaniu pokarmu mogą się przedostawać do innych pomieszczeń. Produkty na których żeruje karaluch są zanieczyszczane kałem oraz mają nieprzyjemny zapach. Szkodliwość tego owada i profilaktyka jest taka sama jak u karaczana prusaka (Sramova i wsp. 1992). Mącznik młynarek (Tenebrio molitor) Tenebrio molitor (Linnaeus, 1758), chrząszcz (Coleoptera) z rodziny czarnuchowatych (Tenebrionidae). Długość ciała do 15 mm o czarnobrunatnej barwie ciała (Ryc. 4). Występuje w produktach zbożowych, w gniazdach ptaków, pod korą drzew liściastych. Jest jednym z najpospolitszych szkodników produktów spożywczych. Żywi się ziarnami zbóż, żeruje w mące, otrębach, suszonych owocach. Ryc. 4. Tenebrio molitor (źrodło: https://commons.wikimedia.org/wiki/file:t%c3%a9n%c3%a9brion_meunier_(1).jpg) Ma zastosowanie jako pokarm na potrzeby terrarystyki, jest dobrą paszą da ptaków i ssaków owadożernych. Występuje przede wszystkim w młynach, składach mąki, piekarniach, magazynach, w przechowalniach pasz. Zanieczyszczają one produkty odchodami, wylinkami i powodują nieprzyjemny zapach. W wyniku zawilgocenia i zagrzewania produktów, warunki składowania ulegają pogorszeniu. W produktach zaatakowanych przez T. molitor w wyniku rozwoju bakterii czy 114

grzybów pleśniowych obserwuje się zmianę barwy produktu, kwaśnienie i gorzknienie, co ma wpływ na utratę jakości towaru. Obecnie jest stosowanych wiele metod zwalczania chrząszcza, począwszy od stosowania wysokich i niskich temperatur, kwarantanny, odymiania, opryskiwania pomieszczeń kończąc do stosowaniu mieszanin fosforowodoru z CO 2 i N 2 (Cotton 1927). Mól włosienniczek (Tineola bisselliella) Tineola bisselliella (Hummel, 1823), należący do rzędu motyli (Lepidoptera), rodziny molowatych (Tineidae). Osiąga długość ciała do 11 mm. Ciało o barwie kremowoszarej (Ryc. 5). Mole unikają światła, przebywają w ciemnych, cichych miejscach. Są szkodnikami występującymi w mieszkaniach, sklepach, magazynach z tekstyliami, wyrobami skórzanymi, futrzarskimi, na strychach domów. Dodatkowo, mole lubią przebywać w workach odkurzaczy, gdzie mają idealne warunki do rozwoju. Wyrządzają szkody gospodarcze, ponieważ larwy mola odżywiają się wełną, jedwabiem, puchem, sierścią i piórami, lnem, bawełną, poza tym niszczą obicia mebli, futra, skóry. Dorosły osobnik nie pobiera pokarmu. Poszukując pokarmu larwy T. bisselliella wybierają takie miejsca w wyrobach wełnianych i skórzanych, które są zabrudzone ludzkim potem, moczem, gdyż do wzrostu potrzebują związków azotowych. Odzież zniszczona przez mole jest posklejana jedwabistymi rurkami oraz zanieczyszczona drobnymi, twardymi odchodami, często przedziurawiona. Mole uszkadzają również tapicerki, dywany (Cox i Pinniger 2007). Ryc. 5. Tineola bisselliella (źródło: https://commons.wikimedia.org/wiki/file:tineola.bisselliella.7218.jpg; Author Olaf Leillinger) Częste sprzątanie w szafach i półkach, ich wietrzenie, pranie i układanie ubrań, oraz czyszczenie dywanów, tapicerek, może zniechęcić mole do dalszego rozwoju tego motyla. Innym sposobem jest stosowanie zawieszek z suszonymi ziołami czy krzewami, które mają na celu odstraszenie moli. Podsumowanie 115

Człowiek w trakcie snu jest narażony na niepożądane skutki pasożytowania lub obecności niektórych stawonogów w mieszkaniach. Często objawy takie jak: ból, świąd, zaczerwienie skóry lub inne reakcje alergiczne, nie łączy się z występowaniem stawonogów. Podobnie, zanieczyszczenie produktów spożywczych przez szkodniki, może nie być kojarzone z obecnością stawonogów żerujących w żywności. Produkty spożywcze zanieczyszczone odchodami szkodników i fragmentami ich ciała mogą wywolać objawy jelitowe i alergie u ludzi. Literatura 1. Buczek A. 1991. Charakterystyka Argas (A.) reflexus (Fabricius, 1794) (Acari: Ixodida:Argasidae) pospolitego pasożyta na Górnym Śląsku. Wiad. Parazytol. 37: 375 380. 2. Buczek A. 2005. Atlas pasożytów człowieka. Wyd. Koliber, Lublin. 3. Buczek A., Solarz K. 1993. Atakowanie ludzi przez Argas (A.) reflexus (Ixodida, Argasidae) groźne pasożyty człowieka i zwierząt. Polski Tygodnik Lekarski 48: 238-239. 4. Buczek A., Bartosik K., Kulina D., Raszewska-Famielec M., Borzęcki A. 2018. Skin lesions in humans bitten by European pigeon tick Argas reflexus (Fab.) (Ixodida: Argasidae) massively occurring in the Upper Silesian conurbation of south-west Poland. Ann. Agric. Environ. Med. 25(2): 234-240 5. Buczek A., Bartosik K., Szymańska J., Buczek S. 2011. Obrzeżek gołębi Argas reflexus (Fabr.) (Ixodida: Argasidae) w południowo-zachodniej Polsce cechy biologiczne i objawy kliniczne. Zdr. Publ. 121: 422 425. 6. Cotton R.T. 1927. Notes on the biology of the meal worms, Tenebrio molitor Linne and T. obscurus Fab. Ann. Entomol. Soc. Am. 20: 81 86. 7. Cox, P.D., Pinniger D.B. 2007. Biology, behaviour and environmentally sustainable control of Tineola bisselliella (Hummel) (Lepidoptera: Tineidae). J. Stored Prod. Res. 43: 2 32. 8. Deryło A. 2002. Classis: Insecta Linnaeus, 1758 Gromada: Owady. W: Parazytologia i akaroentomologia medyczna (red. Deryło A.). Wydawnictwo Naukowe PWN. Warszawa, p. 391-393. 9. Jarmuł-Pietraszczyk J., Wrzesień R., Budzińska-Wrzesień E., Kamionek M. 2012. Methods of control of synanthropic german cockroach (Blatella germanica L) in various urban ecosystems. Ecol. Chem. Eng. A. 19(10): 1271-1278. 10. Kawalec A., Pawlas K. 2013.Environmental factors affecting sleep and respecting sleep hygiene. Probl. Hig. Epidemiol. 94(1): 1-5. 11. Nowak-Chmura M., Siuda K. 2012. Ticks of Poland. Review of contemporary issues and latest research. Ann. Parasitol. 58(3): 125-155. 12. Nowosad P. (2000). Stawonogi. W: A. C. Majewska (red.), Przewodnik do ćwiczeń. Parazytologia lekarska dla studentów farmacji. Poznań: Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu, Katedra Biologii i Parazytologii Lekarskiej. 105-120. 13. Siuda K. 1993. Kleszcze Polski (Acari: Ixodida). Część II. Systematyka i rozmieszczenie. Polskie Towarzystwo Parazytologiczne, Warszawa. 116

14. Sramova H., Daniel M., Absolonova V., Dedicova D., Jedlickova Z., Lhoova H., Petras P., Subertova V. 1992. Epidemiological role of arthropods detectable in health facilities. J. Hosp. Infect. 20:281-92. 15. Żółtowski Z. 1976. Arachno-entomologia lekarska. Warszawa: Wydawnictwo Lekarskie PZWL. 117

The role of millipedes (Diplopoda) in nature Grzegorz Kania Chair and Department of Biology and Parasitology, Medical University of Lublin, Radziwiłłowska 11 St., 20-080 Lublin, Poland, e-mail: grzegorz.kania@umlub.pl Abstract Millipedes proved to be the important part of the detritus in the leaf litter ecosystem. Millipedes as a group are predominantly saprophagous and when abundant they can consume significant amounts of decaying leaves and wood. Many millipede species are strongly associated with dead wood. They are known to contribute mainly to the breakdown of leaf litter by fragmentation. Leaf litter decomposition is an important process in the nutrient cycle of forests, in which the feeding activity of the saprophagous millipedes plays an essential role. They are responsible for mechanical decomposition of organic matter, mixing it with microbes. Most millipedes are saprophagous detritivores and mull formers in soils, converting vegetable debris into humus and playing a vital role in the cycling of matter, energy, and nutrients. Millipedes are directly responsible for 10% to 30% of chemical decomposition. Smaller millipedes have higher assimilation rates than the larger ones. Millipedes ingest plant detritus and transform into mineral-rich faecal pellets. The majority of millipede food is partially digested plant residues and is excreted as faecal pellets. Their feeding activities considerably increase nitrogen mineralization, i.e. the conversion of organic nitrogen present in leaf litter and microbes into ammonium-n and/or nitrate-n. Diplopoda are referred to as litter transformers and soil ecosystem engineers. Introduction Millipedes (Diplopoda) occur on all continents, except Antarctica. Millipedes are a component of terrestrial ecosystems in the temperate, subtropical, and tropical areas of the world. They are well represented in any kind of terrestrial ecosystem, as well as in subterranean habitats. They are detritus feeders that spend their lives burrowing through soil and litter, consuming plant remains and converting organic matter into humus. They are major consumers of organic debris in temperate and tropical hardwood forests, where they feed on dead vegetable matter (Stojałowska 1961, Crawford 1992, Gromysz-Kałkowska et al. 1994, Loranger et al. 2003, Loranger- Merciris et al. 2008, Golovatch and Kime 2009, David 2014). A few species can be qualified as carnivores, e.g. Apfelbeckia insculpta (L. Koch, 1867), which inhabits caves in southern Europe, in contrast to most Diplopoda, feeds on earthworms, flies, spiders, and centipedes (Stoev & Enghoff 2008, Vrankovic et al. 2017). Some of millipedes are true soil forms, others restricted to leaf litter or to cryptozoan habitats. Millipedes are an important group of arthropods associated with dead organic matter on the soil in the litter layer and in dead wood. Population density of soil arthropods e.g. Coleoptera, Isopoda, Chilopoda, and Diplopoda, depend on dead wood and coarse woody debris (CWD) in the forest. CWD plays a significant role in both the functioning and the biodiversity of forest ecosystems, and is a habitat for saprophagous species. Coarse woody debris is not only associated with many 118

xylophageous species, but it also affects biota of the adjacent forest floor. Decomposition is one of the main loss pathways of woody debris. The presence of detritivorous fauna has been shown to accelerate the decomposition rate of plant leaf litter. The litter dwelling fauna shows a strong reaction to coarse woody debris in European temperate deciduous forests. Many millipede species are strongly associated with dead wood (Gessner et al. 2010, Jabin et al. 2004, Kappes et al. 2009, Skłodowski and Tracz 2018). The most abundant macro-detritivores millipede species are Cylindroiulus punctatus, Julus scandinavius, and Brachydesmus superus in temperate forest (Zuo et al. 2014). In temperate zone in Europe, millipedes are associated with mixed, coniferous, and deciduous forests (Brüggl 1992, Wytwer and Tracz 2003, Kosjanenko and Chumak 2008, Bogyo et al. 2012, Stasiov 2009, Kula and Lazorik 2015). Some species occur in the plants as epiphytobionts or under the tree bark. The bark protects against excessive changes in temperatue. Some moisture is always stored in the mycelial layer under the bark. The most common millipede species is Proteroiulus fuscus (Am Stein, 1857) in bark and tree stumps of Scots pine (Pinus sylvestris) and Norway spruce (Picea abies) (Peitsalmi 1981, Tracz 1984, 1996, Jędryczkowski 1994, Kania 2011, Persson et al. 2013). There is less evidence of millipede arboricoles (=dendrobionts) as a separate life-form. Epinannolene exilio (Spirostreptida), from the upland forests in Brazil, is a true canopy-dweller. In tropical areas such as arboreal vegetation in Southeast Asia live several brightly coloured, aposematic millipede species e.g. Desmoxytes purpurosea sp. n. Enghoff, Sutcharit & Panha 2007, found in Thailand, is the shocking pink dragon millipede (Enghoff et al. 2015). Millipedes are adapted to extreme habitats, such as tundra, e.g. Proteroiulus fuscus (Julida: Blaniulidae), and Polyxenus lagurus (Polyxenida: Polyxenidae); P. fuscus up to latitude 63 0 30 N and crosses the Arctic Polar Circle (Peitsalmi 1981, Persson et al. 2013), high mountains e.g. Ommatoiulus sabulosus and Leptoiulus alemannicus (Julida: Julidae) occurred up to 2800 m a. s. l. were found in the subalpine meadow in the Central High Alps (Meyer 1985), Mestosoma alticolum (Polydesmida: Paradoxosomatidae) in the Andes, Nepalmatoiulus ivanloebli (Julida: Julidae) from the Himalayas representing the highest dwelling millipede occurs to 4800 m a. s. l. (Golovatch and Kime 2009), in desert areas, millipedes are active following rains, especially in desert shrub communities e.g. Orthoporus ornatus (Spirostreptida: Spirostreptidae), a species living from Arizona to Mexico (Crawford 1972), caves e.g. Acipes machadoi and Acipes bifilum (Julida: Blaniulidae), both species are troglobionts (Reboleira, Enghoff 2016), Trachysphaera costata troglophile that enter caves seasonally (Gruber, 2009, Kania et al. 2005). Mecogonopodium carpathicum (Chordeumatida: Attemsiidae) is an endemic troglophilic species from the Černa hora Mts. (Mock, Tajovsky 2008), Hungarosoma bokori (Chordeumatida: Hungarosomidae) is an obligate cave inhabitant (troglobiont) (Mock et al. 2016). Freshwater habitats e.g. Myrmecodesmus hastatus and M. adisi restricted to a blackwater inundation forest patch (both Polydesmida: Pyrgodesmidae) from Amazonia, which survive under the bark of submerged tree trunks (Adis 1986, Bergholz et al. 2004). Marine littoral e.g. Dolichoiulus tongiorgii (Julida: Julidae), Thalassisobates litoralis (Julida: Nemasomatidae) (Golovatch, Kime 2009, Enghoff, 2015). Some species of millipedes live in deeper soil as geobionts. Geoglomeris subterranea (Glomerida) occurs in the uppermost soil, and ranges from 10 119

to 20 cm deep. This species is soil-dwelling and also often lives in caves (Gruber 1985, Kime and Enghoff 2011, Tajovsky and Tuf 2016). Millipedes exhibit large diversity of size like Archispirostreptus gigas (Peters) (Spirostreptida) may reach the length of 26 cm, whereas small males of Nemasoma varicorne (C. L. Koch) (Julida) are 4 mm long. Most of millipede species belong to macrofauna. Among millipedes, Penicillata e.g. Polyxenus lagurus are all very small (< 4mm in length), have only 13 segments, and inhabit under the bark of trees (Enghoff 1992, Hopkin, Read 1992, Kania 1995). The striped millipede Ommatoiulus sabulosus reach the a lenght less than 5 cm (Kania, Tracz 2005, Voigtländer, 2005). Tropical millipede species possess larger body size than the ones inhabiting temperate zones (Lawrence and Samways 2003, Loranger-Mercilis et al. 2008). Some tropical species e.g. Poratia salvator Golovatch and Sierwald 2000 is very small individuals, 3.5 mm long and 0.5 mm wide and yellow-brownish coloration, originally described from El Salvador and Brasilia (Golovatch and Sierwald 2000). Table 1. Population density of millipedes from different part of the world Millipede species Glomeris marginata Proteroiulus fuscus Glomeris balcanica Parafontaria laminata Parafontaria laminata Parafontaria tonominea Chamberlinius hualienensis Jonespeltis splendidus Seychelleptus seychellarum Geographic distribution Europe, temperate Europe, temperate Europe, Mediterranean Japan, temperate Japan, temperate Japan, temperate Japan, temperate tropical tropical Density (individuals/m 2 ) 60-210 1300-2000 114 100-1000 11-311 ca. 25.6-72.0 ca. a few thousands 800-2400 ca. 4.4 References Bertrand and Lumaret 1992 Tracz 1980, 1984 Iatrou and Stamou 1989 Niijma 1998 Hashimoto et al. 2004 Kaneko 1999 Meyer- Rochov 2015 Bano 1992 Lawrence & Samways 2003 Millipedes as leaf litter decomposers Leaf litter decomposition is an important process in the nutrient cycle of forests, in which the feeding activity of the saprophagous soil invertebrates plays an essential role. Millipedes are considered to be the soil macroarthropods with high sensitivity to habitat conditions such as temperature and humidity. Millipedes species mostly are susceptible to desiccation, which often limits to humid environments e.g. deciduous and deciduous mixed forest. The survival of every forest depends on Lumbricidae, Oribatida, Collembola, Isopoda, and Diplopoda as primary decomposers (Gessner et al. 2010, Scheu 2002, David 2014). Diplopoda are considered to be important organisms involved in decomposition, for their direct feeding on detritus as well as their indirect effects on microbial activity. Their ability to facilitate nutrient dynamics is attributed 120

to litter comminution through their ingestive activity, which promotes nutrient release and utilization of litter by microbes. Millipedes are selective of leaves they eat (Carcamo et al. 2000). The presence of millipedes has been shown to increase the decomposition of litter as well as increae growth of seedlings. Some diplopods eat seedlings, roots of living plants and moss. Most millipedes are detritus feeders, and they especially ingest leaf litter in the decomposition. Millipedes feed on decaying litter material at different stages of decomposition. Litter feeders increase the surface area of organic matter by fragmentation of litter and dead plant remains, whereas soil feeders interfere organic matter with mineral particles of soil. Leaf litter feeding by millipedes affects decomposer soil microorganisms, which enhances the activity of the latter and increases biomass after leaf litter passage through the millipede gut (Anderson and Bignell 1980, Kheirallah 1990, Tracz 1993, Maraum and Scheu 1996). Litter and substratum are mixed together in the millipede gut, enhancing the activity of microorganisms in the release of biogenic elements. Dominant species Glomeris marginata for leaf consumption and restitution into small pieces, multiplies the surface of litter many-fold (Bertrand and Lumaret 1992). Most of fungivores (Collembola, Oribatida, and Nematodes) are highly abundant and usually dominate soil communities. Fungal hyphae and fruit bodies of mushrooms are source of food of Diplopoda (Grzywacz, Tracz 1983, Tracz 1984, Bultman and Mathews 1996). In the gut of millipede Orthoporus ornatus Taylor (1982b) isolated the following fungi: Bisporis spicifera, Cunnighamella bertolothea, C. echinulata and Aspergillus fumigatus. The fruit bodies of the fungus Epichloe typhina were damaged by the millipede Aniulus bollmani (Bultman and Mathews 1996). Byzov et al. (1998) indicated that the millipede Pachyiulus flavipes selectively digested fungi e.g. Cladosporium sp., Alternaria sp., Acremonium sp., and sterile dark mycelia, but not Mucor sp., Trichoderma sp., and Penicilium sp. Fungi have been assumed to form a substantial part of the diet of bark dweller millipede e.g. Proteroiulus fuscus. Millipedes preferred Trichoderma viride, Rhozoctonia solani, Alternaria alternata, Penicillium brevi-compactum, and Cylindrocarpon didymum (Grzywacz and Tracz 1983, Tracz 1984). Breakdown of cellulose and hemicelluloses takes place in millipede midgut with the presence and activity of aerobic microbes, whereas the hindgut was an important site for pectin degradation for the millipede Orthoporus ornatus (Taylor 1982a, Taylor and Crawford 1982). The gut microflora is considered as a main source of enzymatic activity. The enzymatic activity was found in the gut wall, above all midgut (Nunez & Crawford 1976). The presence of active enzymes xylanase, alfaamylase and cellulase was also indicated in the gut walls of Glomeris hexasticha (Urbasek & Tajovsky 1991). In another study, the cellulose and hemicelluloses were digested by Glomeris marginata fed on holm oak (Quercus ilex) leaves (Gillon and David 2001). Their mixed feeding on litter and soil increases carbon sequestration in mineral soils through promoting the interactions of organic matter and mineral particles (Toyota et al. 2006). The juveniles of the millipede Parafontaria laminata (Polydesmida: Xystodesmidae) as geophagous, feed on mineral soil and associated old organic matter, whereas adults feed on a mixture of mineral soil and fresh leaf litter. High densities of adult stage millipedes can reduce the accumulation of organic matter in surface soils (Hashimoto et al. 2004). The juveniles of P. laminata significantly increased aggregation in soils. N-mineralization, nitrification, and N 2 O-N emissions were 121

promoted by P. laminata (Fujimaki et al. 2010). The chemical transformations of ingested litter are mainly due to microbial symbionts. Bacterial and fungal species differ between leaf litter and faeces (Ineson and Anderson 1985, Byzov 2006). The Seychelles giant millipede fed mostly on leaf litter and fallen fruit. There are quantitative differences in the feeding of both sexes and immature of Seychelleptus seychellarum (Lawrence and Samways 2003). Tropical millipede abundance and species richness were described in the field under two tree species, e.g. Bursera simaruba and Pisonia subcordata. It was related to the chemical characteristics of their foliage. In tropical forest, millipede species e.g. Anadenobolus monilicornis, Orthomorpha coarctata, Siphonophora filiformis, S. naresi, Epinannolene pittieri guadeloupensis, Pseudospirobolellus avernus, and Trigoniulus corallinus, fed preferentially on N-rich leaves (Loranger- Mercilis et al. 2008). Some millipede species e.g. Proteroiulus fuscus, Ommatoiulus sabulosus, and Oxidus gracilis play a significant role in circulation of elements (Tracz 1987, Tracz, Gromysz-Kałkowska 1987, Nakamura, Taira 2005). Diplopoda are usually tolerant of various elements in soil, including heavy metals. This fact could be useful for bioindications and ecotoxicological tests (Kania 2010, Kania, Lechowski 2014, Souza et al. 2014, Vrankovic et al. 2017, Buch et al. 2018). Assimilation efficiencies in millipedes The net assimilation rate is the difference between ingestion rate and egestion rate, expressed in terms of dry mass or energy. Assimilation efficiency is the ratio of assimilation rate to ingestion rate (%). An assimilation efficiency is a direct effect, through the digestive tract, for food assimilation. Millipedes usually vary greatly in assimilation efficiencies and expel the ingested food as faeces (David 2014). Millipedes ingest leaf litter along with soil and elevate soil respiration by increased microbial activity in forest soils (Kaneko 1999). Fungi and bacteria in partially decomposed litter play significant role in millipede nutrition. Microorganisms colonizing leaf litter are a valuable nutritional resource to detritivorous macrofauna such as millipedes Glomeris marginata and Glomeris hexasticha and are assimilated with high efficiency (Bignell 1989, Tajovsky et al. 1991, 1992). In temperate areas millipedes are responsible for ingesting 5-10 percent of the annual leaf litter fall (Van der Drift 1975). G. marginata feed on leaf litter, and is a widespread eurytopic diplopod with a wide range of tolerance for humidity and temperature (Haacker 1968). The annual consumption and assimilation rates of Quercus ilex leaf litter by the millipede Glomeris marginata were estimated under Mediterranean conditions. The assimilation efficiency of G. marginata averaged 6% a year, with maximum in spring (9%) and minimum in winter (1%). G. marginata preferred more decomposed leaves than freshly fallen leaves (David and Gillon 2002). Tropical pill millipede Arthrosphaera magna (Attems) also preferred conditioned leaf litter over fresh leaf litter. Millipedes are directly responsible for 10% to 30% of chemical decomposition. Smaller millipedes have high assimilation rates than the larger ones. Although large tropical species e.g. Archispirostreptus gigas have high ingestion rates, they possess low assimilation efficiency (Ashwini and Sridhar 2005). Assimilation is greater in millipedes with mouthparts, which grind food into smallest particles. Each mandible of the Diplopoda is divided into three parts, but only the distal part, gnathal 122

lobe, takes part in crushing the food into small pieces. The smallest species of millipedes e.g. Cylindroiulus silvarum, Polydesmus angustus indicated the highest assimilation rates between 17 and 31%. The julid species Tachypodoiulus niger, Julus scandinavius showed the lowest assimilation efficiencies reaching 11% (Köhler et al. 1991). According to Brüggl (1992) the mean assimilation rates in three species of millipedes: Ommatoiulus sabulosus (36.6%), Allaiulus fulviceps (33.7%), and Ophyiulus pilosus (30%), respectively. The decomposition of needle litter of Pinus nigra, Pinus silvestris, P. strobes and Picea abies by millipede species Megaphyllum projectum, Unciger foetidus, Strongylosoma stigmatosum, Leptoiulus proximus, Polydesmus complanatus, Cylindroiulus boleti, C. luridus, and Glomeris hexasticha indicated an assimilation efficiencies by those eight millipede species in excess of 10-30% (Pobozsny 1992). The rate of consumption of conifer litter by millipede Harpaphe haydeniana ranged between 10 and 20%, averaged 36% of annual leaf litter in a British Columbian Cedar-Hemlock forest (Carcamo et al. 2000). The abundant populations of millipedes cause much greater direct effects on decomposition. When millipedes eat soil, they can influence the soil ecosystem (Niijma 1998, Hashimoto et al. 2004). Table 2. Assimilation efficiencies of millipedes Species Assimilation efficiency (%) References Ommatoiulus sabulosus (Linnaeus) Ophyiulus pilosus (Newport) Allaiulus fulviceps (Latzel) Glomeris marginata (Villers) Glomeris marginata (Villers) Glomeris marginata (Villers) Glomeris hexasticha (Brandt) Harpaphe haydeniana (Wood) Narceus americanus (Beauvois) Seychelleptus seychellarum (Desjardins) 33-38 30 11-43 36 14 6 4 36 15 4.55 17.19 Brüggl 1992 Anderson and Bignell 1982 Kayed 1978 David and Gillon 2002 Gere 1956 Carcamo et al. 2000 O Neill 1968 Lawrence and Samways 2003 Decomposition through faecal pellet production Millipedes ingest plant detritus and transform into mineral-rich faecal pellets. The majority of millipede food is partially digested plant residues and is excreted as faecal pellets. More than 60 to 90 % of litter is returned to soil, and organic material is transferred from soil surface into deeper layers of the soil profile (Gere 1956). The excrements of soil macrofauna are contained in undigested dead plant tissues, fine organic material, mineral particles and soil microorganisms. Millipede feeding activities stimulate soil microorganisms, which carry out 90% of chemical breakdown and modify microbial communities by eliminating some and enabling the growth of others (Anderson and Bignell 1980). In comparison with litter, faecal pellets form a more suitable environment for microbes. The numbers of bacteria may be greater in 123

fresh faeces of millipedes than in leaf litter. There are 100 times more bacteria in the feces of millipedes than in non-ingested leaf litter. The species composition of bacterial and fungal communities differs between leaf litter and faeces (Ineson, Anderson 1985, Byzov et al. 1998). Specific gut symbionts can t proliferate outside the body (Byzov 2006). Millipede faecal pellets are a rich source of organic materials, which accelerates humus formation in litter horizons (Loranger et al. 2003). Glomeris hexasticha consumed mostly oak leaves (Quercus robur), fewer maple leaves (Acer pseudoplatanus), and fewer beech leaves (Fagus silvatica). The values of consumed food were different for oak and beech leaf litter. At the same time millipedes released an average of 70.6% oak, 85% maple and 84.3% beech material to their faecal pellets (Tajovsky 1992). Millipedes disintegrated leaf litter into minute fragments and partly digested, and influenced microbial communities of the ingested food. The decomposing faecal pellets were jointed by fungi and roots (Tajovsky et al. 1991). Saprophagous Glomeris marginata produce considerable amounts of faecal pellets in Mediterranean oak forests (David, Gillon, 2002). Faecal pellets of soil saprophagous animals differ from the initial consumed food and they form a suitable environment for colonization with bacteria. Faecal pellets of millipedes have greater numbers of bacteria and a smaller number of fungi. Faecal pellets formation results in an increase in availability of nutrients to microorganisms. The uptake of these nutrients is dependent on the availability of labile organic matter in the fragmented litter. G. marginata is one of the most important macroarthropods of the beech wood sites on a basalt lime stone (Maraun and Scheu 1996, Byzov et al. 1996). Bacterial and fungal colonies inside pellets cause a rapid decrease in activity. Faecal pellet accumulation modifies the soil structure and its stability (David 2014). In semievergreen woodlands, millipede fecal pellets consist of plant fragments, pollen, bacteria, fungal hyphae, and mineral particles (Loranger et al. 2003). The quantity and quality of fecal pellets differed between millipedes (Arthrosphaera dalyi, A. davisoni, A. fumosa and A. magna) and their habitats (forest and plantation). Organic carbon content in manure was lower in plantations than in forest, while nitrogen content was elevated in plantations. The carbon to nitrogen C/N ratio of manure was lower in plantations compared to forest (Sridhar et al. 2013). Millipedes may play a more significant role as regulators of nutrient cycling than in enhancing litter decomposition. Their feeding activities considerably increase nitrogen mineralization, i.e. the conversion of organic nitrogen present in leaf litter and microbes into ammonium-n and/or nitrate-n. Fragmentation of litter by millipedes significantly affected release of mineral nitrogen, particularly ammonium (Kaneko 1999, Carcamo et al. 2000). Activity of microfauna stimulate nitrogen mineralization processes. The enhancement of nitrification by animal feeding activities is also an indicator of indirect effects on nitrogen mineralization, but Diplopoda don t excrete nitrates (Hopkin, Read 1992). The increase in nitrogen content and decrease in C/N ratio between diplopod food and feces was indicated by Anderson et al. 1983). The content of nitrogen in the litter is the most important factor affecting the species richness of the millipede in mixed oak-hornbeam forest in the Male Karpaty Mts. ( Stasiov 2009). The effects of the millipede Parafontaria laminata, which is endemic to central Japan, on N mineralization, N 2 O N emissions, and aggregation in soils are well recognized. This soil aggregation was attributed to fecal pellets and molting 124

chamber walls of millipede juveniles. N mineralization, nitrification, and N 2 O N emissions were promoted by P. laminata (Fujimaki et al. 2010). References 1. Adis J. 1986. An aquatic millipede from a Central Amazonian inundation forest. Oecologia (Berlin) 68: 347-349. 2. Anderson J. M., Bignell D. E. 1980. Bacteria in the food, gut contents and faeces of the litter feeding millipede Glomeris marginata. Soil Biology Biochemistry 12 : 251-254. 3. Anderson J. M., Bignell D. E. 1982. Assimilation of 14 C-labelled leaf fibre in the millipede Glomeris marginata (Diplopoda, Glomeridae). Pedobiologia 23: 120-125. 4. Anderson J. M., Ineson P., Huish S. A. 1983. Nitrogen and cation mobilization by soil fauna feeding on leaf litter and soil matter from deciduous woodlands. Soil Biology and Biochemistry 15: 463-467. 5. Anderson J. M., Ineson P. 1984. Interactions between microorganisms and soil invertebrates in nutrient flux pathways of forest ecosystems. In: Anderson J.M., Rayner A. D. M., Walton D. W. H. (eds.) Invertebrate-microbial interactions. Cambridge University Press: 59-88. 6. Ashwini K. M., Sridhar K. R. 2005. Leaf litter preference and conversion by a saprophagous tropical pill millipede, Arthrosphaera magna Attems. Pedobiologia 49: 307-316. 7. Bertrand M., Lumaret J. P. 1992. The role of Diplopoda litter grazing activity on recycling processes in a Mediterranean climate. Vegetatio 99-100: 289-297. 8. Bergholz N. G. R., Adis J., Golovatch S. I. 2004. New records of the millipede Myrmecodesmus hastatus (Schubart, 1945) in Amazonia of Brazil (Diplopoda: Polydesmida: Pyrgodesmidae). Amazoniana 18(1/2): 157-161. 9. Bignell D. E. 1989. Relative assimilation of 14 C-labelled microbial tissue and 14 C-plant fibers ingested with leaf litter by the millipede Glomeris marginata under experimental conditions. Soil Biology Biochemistry 21: 819-827. 10. Bogyo D., Korsos Z., Lazanyi E., Hegyessy G. 2012. Millipedes (Diplopoda) from the Zemplen Mountains, Northeast Hungary, with two julid species new to the Hungarian fauna. Opuscula Zoologica 43: 131-145. 11. Brüggl G. 1992. Gut passage, respiratory rate and assimilation efficiency of three millipedes from a deciduous wood in the Alps. Berichte nat.-med. Vereins Innsbruck Suppl. 10: 319-326. 12. Buch A. C., Silveira-Sisinno C. L., Fernandes-Correira M. E., Silva-Filho E. V. 2018. Food preference and ecotoxicological tests with millipedes in litter contaminated with mercury. Science of the Total Environment 633, 1173-1182. 13. Bultman T. L., Mathews P. L. 1996. Mycophagy by a millipede and its possible impact on insect-fungus mutualism. Oikos 75: 67-74. 14. Byzov B. A. 2006. Intestinal microbiota of millipedes. In: König H., Varma A. (eds.) Intestinal Microorganisms of Soil Invertebrates. Springer-Verlag, Berlin Heidelberg: 89-114. 15. Byzov B. A., Chernjakovskaya T. F., Zenova G. M., Dobrovolskaya T. G. 1996. Bacterial communities associated with soil diplopods. Pedobiologia 40: 67-79. 125

16. Carcamo H. A. Abe T. A., Prescot C. E., Holl F. B., Chanway C. P. 2000. Influence of millipede on litter decomposition, N mineralization, and microbial communities in a coastal forest in British Columbia, Canada. Canadian Journal Forest Research 30: 817-826. 17. Crawford C. S. 1972. Water relations in a desert millipede Orthoporus ornatus (Girard) (Spirostreptidae). Comparative Biochemistry and Physiology A 42: 521-535. 18. Crawford C. S. 1992. Millipedes as model detritivores. Berichte nat.-med. Vereins Innsbruck Suppl. 10: 277-288. 19. David J-F., Gillon D. 2002. Annual feeding rate of the millipede Glomeris marginata on holm oak (Quercus ilex) leaf litter under Mediterranean conditions. Pedobiologia 46: 42-52. 20. David J-F. 2014. The role of litter-feeding macroarthropods in decomposition processes: A reappraisal of common views. Soil Biology and Biochemistry 76: 109-118. 21. Enghoff H. 1992. The size of a millipede. Berichte nat.-med. Vereins Innsbruck Suppl. 10: 47-56. 22. Enghoff H. 2015. Diplopoda - geographical distribution. In: The Myriapoda. Treatise on Zoology-Anatomy, Taxonomy, Biology. Minelli A. (ed.). Brill, Leiden-Boston Vol. 2: 329-336. 23. Enghoff H. Chirasak Sutcharit and Panha S. 2007. The shocking pink dragon millipede, Desmoxytes purpurosea, a colourful new species from Thailand (Diplopoda: Polydesmida: Paradoxosomatidae). Zootaxa 1563: 31 36. 24. Enghoff H., Golovatch S. I., Short M., Stoev P., Wesener T. 2015. Diplopodataxonomic overview. In: The Myriapoda. Treatise on Zoology- Anatomy, Taxonomy, Biology. Minelli, A. (ed.) Brill, Leiden-Boston Vol. 2: 363-453. 25. Fujimaki R., Sato Y., Okai N., Kaneko N. 2010. The train millipede (Parafontaria laminata) mediates soil aggregation and N dynamics in a Japanese larch forest. Geoderma 159: 216-220. 26. Gere G. 1956. The examination of the feeding biology and the humificative function of Diplopoda and Isopoda. Acta biol. Acad. Sci. Hung. 6: 257-271. 27. Gessner M. O., Swan Ch. M., Dang Ch. K., Mckie B. G., Bardgett R. D., Wall D. H., Hattenschwiler S. 2010. Diversity meets decomposition. Trends in Ecology and Evolution 1230: 1-9. 28. Gillon D., David J. F. 2001. The use of near infrared reflectance spectroscopy to study chemical changes in the leaf litter consumed by saprophagous invertebrates. Soil Biology and Biochemistry 33: 2159-2161. 29. Golovatch S. I., Sierwald P. 2000. Review of the millipede genus Poratia Cook& Cook, 1894 (Diplopoda: Polydesmida: Pyrgodesmidae). Arthropoda Selecta 9(3): 181-192. 30. Golovatch, S. I., Kime R. D. 2009. Millipede (Diplopoda) distributions: A review. Soil Organisms 81(3): 565 597. 31. Gromysz-Kałkowska K., Szubartowska E., Bieńko M. 1994. Rola krocionogów w przyrodzie i gospodarce człowieka. Przegląd Zoologiczny 37: 25-33. 126

32. Gruber J. 1985. Geoglomeris subterranea Verhoeff, 1908, neue für Österreichs Fauna (Diplopoda, Glomerida). Anzeiger der Österreichischen Akademie der Wissenschaften, mathematisch-naturwissenschaftliche Klasse 121 (7): 111-116. 33. Gruber J. 2009. Zür Verbreitung von Trachysphaera costata (Waga, 1857) in Niederosterreich - eine für Osterreichs Fauna neue Diplopoden art (Diplopoda: Glomerida: Doderiidae). Contributions to Natural History 12: 565-583. 34. Grzywacz A., Tracz H. 1983. Some aspects of mycotrophy of Proteroiulus fuscus (Am Stein) (Diplopoda, Blaniulidae). Annals Warsaw Agriculture University SGGW-AR Forest and Wood Technology 30: 47-52. 35. Ineson P., Anderson J. M. 1985. Aerobically isolated bacteria associated with the gut and faeces of the litter feeding macroarthropods Oniscus assellus and Glomeris marginata.. Soil Biology Biochemistry 17 : 843-849. 36. Jabin M., Mohr D., Kappes H., Topp W. 2004. Influence of deadwood on density of soil macro-arthropods in a managed oak-beech forest. Forest Ecology and Management 194: 61-69. 37. Jędryczkowski W. B. 1994. Krocionogi (Diplopoda) wybranych środowisk Roztocza. Fragmenta Faunistica 37: 109-114. 38. Hashimoto M., Kaneko N., Ito M. T., Toyota A. 2004. Exploitation of litter and soil by the train millipede Parafontaria laminata (Diplopoda: Xystodesmidae) in larch plantation forests in Japan. Pedobiologia 48: 71-81. 39. Hopkin S. P., Read H. 1992. The biology of millipedes. Oxford University Press : 233. 40. Kaneko N. 1999. Effect of millipede Parafontaria tonominea Attems (Diplopoda: Xystodesmidae) adults on soil biological activities: A microcosm experiment. Ecological Research 14: 271-279. 41. Kania G. 1995. Obserwacje nad morfologią Polyxenus lagurus (Diplopoda: Polyxenidae). Przegląd Zoologiczny 39: 101-103. 42. Kania G. 2010. Elements content in the millipede Ommatoiulus sabulosus (Linnaeus 1758); Arthropoda: Diplopoda. Ochrona środowiska i zasobów naturalnych 43: 17-25. 43. Kania G. 2011. Millipedes (Diplopoda) recorded in the town of Lublin (Poland). Urban Fauna Studies of animal biology, ecology and conservation in European cities. Indykiewicz P., Jerzak L., Kavanagh B. (eds.) UTP Bydgoszcz : 91-99. 44. Kania G., Lechowski J. 2014. Bioaccumulation of some elements in the millipede Glomeris hexasticha (Brandt, 1833) (Diplopda: Glomerida). Journal of Elementology 19, 155-164. 45. Kappes H., Jabin M., Kulfan J., Zach P., Topp W. 2009. Spatial patterns of litterdwelling taxa in relation to the amounts of coarse woody debris in European temperate deciduous forests. Forest Ecology and Management 257: 1255-1260. 46. Kayed A. 1978. Consumption and assimilation of food by Ophyiulus pilosus (Newport). Abh. Verh. Naturwiss. Ver. Hamburg 21/22: 115-120. 47. Kheirallah A. M. 1990. Fragmentation of leaf litter by a natural population of the millipede Julus scandinavius (Latzel 1884). Biology Fertility Soils 10: 202-206. 48. Kime R. D., Enghoff H. 2011. Atlas of European Millipedes (Class Diplopoda): volume 1. Orders Polyxenida, Glomerida, Platydesmida, Siphonocryptida, Polyzoniida, Callipodida, Polydesmida Sofia-Moscow: Pensoft. s. 282. 127

49. Koch M. 2015. Diplopoda general morphology. In: The Myriapoda. Treatise on Zoology-Anatomy, Taxonomy, Biology. Minelli A. (ed.). Brill, Leiden-Boston Vol. 2: 7-67. 50. Kocourek P. 2013. Mnohonozky (Myriapoda: Diplopoda) Prahy. Natura Pragensis 21: 3-146. 51. Kosjanenko O. B., Chumak V. 2008. Millipedes (Diplopoda) of primeval beech forest in the Carpathian Biosphere Reserve. Scientific News of Uzhgorod University23: 182-193. (in Ukrainian, with English abstract). 52. Köhler H. R., Alberti G., Storch V. 1991. The influence of the mandibles of Diplopoda on the food a dependence of fine structure and assimilation efficiency. Pedobiologia 35: 108-116. 53. Kula E., Lazorik M. 2015. Comparison of Myriapoda in beech and spruce forests. Journal of Forest Science 61: 306-314. 54. Loranger G., Ponge J. F., Lavelle P. 2003. Humus forms in two secondary semievergreen tropical forests. European Journal Soil Sci. 54: 17-24. 55. Loranger-Mercilis G., Imbert D., Bernhard-Reversat F., Lavelle P., Ponge J-F. 2008. Litter N-content influences soil millipede abundance, species richness and feeding preferences in a semi-evergreen dry forest of Guadeloupe (Lesser Antilles). Biology Fertility Soils 45: 93-98. 56. Lawrence J. M., Samways M. J. 2003. Litter breakdown by the Seychelles giant millipede and the conservation of soil processes on Cousine Island, Seychelles. Biological Conservation 113: 125-132. 57. Maraun M., Scheu S. 1996. Changes in microbial biomass, respiration and nutrient status of beech (Fagus sylvatica) leaf litter processed by millipedes (Glomeris marginata). Oecologia 107: 131-140. 58. Meyer E. 1985. Distribution, activity, life-history and standing crop of Julidae (Diplopoda, Myriapoda) in the Central High Alps (Tyrol, Austria). Holarctic Ecology 8: 141-150. 59. Meyer-Rochow V. B. 2015. New observations- with older ones reviewed- on mass migrations in millipedes based on a recent outbreak on Hachijojima (Izu Islands) of the polydesmid diplopod (Chamberlinius hualienensis), Wang 1956): nothing appears to make much sense. Zoological Research 36: 119-132. 60. Mock A., Tajovsky K. 2008. Mecogonopodium carpathicum n. sp. (Diplopoda: Chordeumatida: Attemsiidae), a New troglophilic millipede from Slovakia. Zootaxa 1778: 26-36. 61. Mock A., Tajovský K., Žurovcova M., Jarosova A., Kocourek P., Gruber J., Angyal D., Spelda J. 2016. Hungarosoma bokori Verhoeff, 1928 (Diplopoda: Chordeumatida): new insights into its taxonomy, systematics, molecular genetics, biogeography and ecology. Zootaxa 4178: 234-256. 62. Nakamura K., Taira J. 2005. Distribution of elements in the millipede, Oxidus gracilis C. L. Koch (Polydesmida: Paradoxosomatidae) and the relation to environmental habitats. Biometals 18: 651-658. 63. Niijma K. 1998. Effects of outbreak of the train millipede Parafontaria laminata armigera Verheff (Diplopoda: Xystodesmidae) on litter decomposition in a natural beech forest in Central Japan. 1. Density and biomass of soil invertebrates. Ecological Research 13: 41-53. 128

64. Nunez F. S., Crawford C. S. 1976. Digestive enzymes of the desert millipede Orthoporus ornatu (Girard) (Diplopoda: Spirostreptidae). Comparative Biochemistry and Physiology 55A: 141-145. 65. O Neill R. V. 1968. Population energetic of the millipede Narceus americanus (Beauvois). Ecology 49: 803-809. 66. Persson T., Lenoir L., Vegerfors B. 2013. Which macroarthropods prefer tree stumps over soil and litter substrates? Forest Ecology and Management 290: 30-39. 67. Pobozsny M. 1992. Futterungsversuche zum Abbau von Nadelstreu durch Diplopoden. Ber. nat.-med. Verein Innsbruck Suppl. 10 : 313-317. 68. Scheu S. 2002. The soil food Web: structure and perspectives. European Journal of Soil Biology 38: 147-156. 69. Skłodowski J., Tracz H. 2018. Consequences for millipedes (Myriapod, Diplopoda) of transforming a primeval forest into a managed forest a case study from Białowieża (Poland). Forest Ecology and Management 409: 593-600. 70. Souza T.S., Aparecida Christofoletti C., Bozzatto V., Fontanetti C. S. The use of diplopods in soil ecotoxicology A review. Ecotoxicology and Environmental Safety, 2014, 103, 68-73. 71. Sridhar K. R., Kadamannaya B. S., Karamchand K. S. 2013. Nutrient composition of pill millipede manure of the Western Ghats, India. Journal of Forestry Research 24: 539-545. 72. Stasiov S. 2009. Millipedes (Diplopoda) communities in Mied oak-hornbeam forest stands effect of selected site factors. Polish Journal Ecology 57: 785-792. 73. Stasiov, S., Stasiova A., Svitok M., Michalkova E., Slobodnik B., Lukacik I. 2012. Millipede (Diplopoda) communities in an arboretum: Influence of tree species and soil properties. Biologia 67/5: 945-952. DOI: 10.2478/s11756-012-0097-7 74. Stoev P., Enghoff H. 2008. A revision of the millipede tribe Apfelbeckiini Verhoeff, 1900 (Diplopoda: Callipodida: Schizopetalidae). Steenstrupia 29: 47-66. 75. Stojałowska, W. 1961. Krocionogi (Diplopoda) Polski. PWN, Warszawa, 216 pp. 76. Tajovsky K. 1992. Feeding biology of the millipede Glomeris hexasticha (Glomeridae, Diplopoda). Berichte des nat.-med. Vereins Innsbruck Suppl. 10: 305-311. 77. Tajovsky K., Santruckova H., Hanel L., Balik V., Lukesova A. 1992. Decomposition of faecal pellets of the millipede Glomeris hexasticha (Diplopoda) in forest soil. Pedobiologia 36: 146-158. 78. Tajovsky K., Villemin G., Toutain F. 1991. Microstructural and ultrastructural chan ges of the oak leaf litter consumed by millipede Glomeris hexasticha (Diplopoda). Revue d Ecologie et de Biologie du Sol 28: 287-302. 79. Tajovsky K., Tuf I. H. 2016. An annotated checklist of the millipedes (Diplopoda) recorded in the Czech Republic. Acta Societatis Zoologicae Bohemicae 80: 33-37. 80. Taylor E. C. 1982a. Role of aerobic microbial populations in cellulose digestion by desert millipedes. Applied Environmental Microbiology 44: 281-291. 81. Taylor E. C. 1982b. Fungal feeding preferences by a desert millipede Orthoporus ornatus (Spirostreptidae). Pedobiologia 23: 331-336. 129

82. Taylor E. C., Crawford C. S. 1982. Microbial gut symbionts and desert detritivores. Science Revue Arid Zone Research 1: 37-52. 83. Toyota A., Kaneko N., Ito M. 2006. Soil ekosystem engineering by the train millipede Parafontaria laminata in a Japanese larch forest. Soil Biology & Biochemistry 38: 1840-1850. 84. Tracz H. 1980. Znaczenie krocionogów (Diplopoda) w procesie rozkładu szczątków organicznych w środowisku leśnym. Sylwan 2: 49-57. 85. Tracz H. 1984. Studies on the ecology of Proteroiulus fuscus (Am Stein, 1857) (Diplopoda, Blaniulidae). Acta Zoologica Cracoviensa 21: 519-576. 86. Tracz H. 1987. The role of Proteroiulus fuscus (Am Stein, 1857) (Diplopoda) in the circulation of some elements in the fresh pine forest. Annals Warsaw Agriculture University SGGW-AR Forest and Wood Technology 36: 101-107. 87. Tracz H. 1993. Problemy udziału Diplopoda w dekompozycji materii organicznej borów świeżych. Wyd. SGGW, Warszawa : 86. 88. Tracz H. 1996. Spectrum of Diplopoda species in fresh pine stands of Poland. Annals Warsaw University Life Sciences Seria Forest and Wood Technology 47: 39-46. 89. Tracz H., Gromysz-Kałkowska K. 1987. The role of Ommatoiulus sabulosus L. (Diplopoda) in the circulation of some macro- and microelements in the fresh pine forests. Annals Warsaw Agriculture University SGGW-AR Forest and Wood Technology 35: 15-20. 90. Urbasek F., Tajovsky K. 1991. The influence of food and temperature on enzymatic activities of the millipede Glomeris hexasticha (Diplopoda). Rev. Ecol. Biol. Sol. 28(2): 155-163. 91. Van der Drift J. 1975. The significance of the millipede Glomeris marginata (Villers) for oak-litter decomposition and an approach of its part in energy flow. In: Vanek J. (ed.) Progress in soil zoology. Academia, Prague 293-298. 92. Voigtländer K. 2005. Mass occurrences and swarming behaviour of millipedes (Diplopoda: Julidae) in Eastern Germany. Peckiana 4: 181-187. 93. Wytwer J., Tracz H. 2003. Diplopoda communities in different forest habitats of Białowieża Primeval Forest, Poland. African Invertebrates 44: 293-311. 94. Zuo J., Fonck M., van Hal J., Cornelissen J. H., Berg M. P. 2014. Diversity of macro-detritivores in dead wood is influence by tree species, decay stage and environment. Soil Biology & Biochemistry 78: 288-297. 130

Selected aspects of millipede s biology (Diplopoda). Part II Monika Jung, Grzegorz Kania Chair and Department of Biology and Parasitology, Medical university of Lublin, Radziwiłłowska 11 St., 20-080 Lublin, Poland, e-mail: monika.jung@umlub.pl Abstract Hemocyanins (Hc) are one of the respiratory pigments present in Arthropoda and Mollusca. Heterogenic proteins that form multimeric aggregates emerge through distinct evolutionary processes. Their appearance in Arthropods was correlated with formation of exoskeleton-hard cuticle and increase of weight and length of the animal s body as adaptations to the terrestrial life. Ground dwellers of meso and macro fauna suffer from lack of oxygen especially during rainfall or flood period. To maintain aerobic metabolism atmospheric oxygen discontinuously diffuse through spiracles and is distributed via tracheal system but also through hemocyanin to the tissues. One oxygen molecule (0 2 ) is being bound with two copper in the active center. Polypeptide chain form subunit (mer) that in turn combine into hexamer. The structure and multimerization extent is characteristic for species but independent from ecological niche or taxa of the organism. Existence of hemocyanin was confirmed in Polydesmidae: Polydesmus angustus Latzel, 1884 and Spirostreptidae: Telodeinopus aoutii Demange, 1971, Archispirostreptus gigas (Peters, 1855), Spirostreptus sp. Physiologically and structurally hemocyanin resemble respiratory pigments found in Crustacea and Chelicerata however conservative region are different. That imply the diversification of Myriapod hemocyanin over 600-500 M.Y.A. Hemocyanins and related proteins molecular analyses had proved the wider range of hemocyanin existence than previously thought. Data suggest the novelty for phylogenetic science and taxonomy. Introduction Evolution of circulatory and respiratory system among metazoan animals was key factor to evolve complexity and growth in size of the organism. Prominent body size is characteristic for tropical millipedes e.g. A. gigas maximum length is 26 cm and width 1.9 cm (Mwabvu et al. 2010, Sustr et al. 2013). Appropriate rate of metabolism is achieved by aerobic processes and oxygen supply is sustained by elaboration of specific anatomical and molecular features. Many animals evolved respiratory pigments such as: hemocyanin (Hc), hemoerythrin and hemoglobin (Hb) in order to rise oxygen transport capacity of the body fluid (Burmester 2004, Burmester and Hankeln 2007, Damsgaard et al. 2013). Although hemoglobin can be found in almost all phyla hemocyanin appearance is variable frequent within some Mollusca and Arthropoda (Damsgaard et al. 2013). Apart from other respiratory proteins isolated from invertebrates hemolymph and tissues hemocyanins remain dissolved in bodily fluids. 131

Hemocyanis function Hemocyanins in arthropod phylum are similar structurally, sequentionally but thoroughly different functionally. They are originated as different oxygen consuming enzymes as a result from convergent evolution (Burmester 2001, 2004). Their ancestor were Phenoloxidases (E.C. 1.14.18.1), enzymes that contain copper. Besides being oxygen carries the function of tyrosineses was to control of immunological processes (humoral defense) and cuticle regeneration (sclerotization process and abrasion healing). Superfamily of arthropod-type hemocyanins also incorporate copper less proteins (Burmester 2001). Hexamerins of insects are nutritional and storage proteins involved in molting cycles. Exclusive dipterans hexamerin function as ligand bound receptors. Cryptocyanin (pseudohemocyanin) found in decapod crustacean are nonrespiratory but storage supply proteins (Jaenicke et al. 1999, Burmester 2001, Kusche and Burmester 2001, Pick et al. 2014). The evolutionary analysis supports commonly accepted phylogeny (Chelicerata, Crustacea, Insecta) (Burmester 2001). Although this proteins play different functions they share molecular similarities (Burmester 2001, 2002). Hemocyanins characteristic The length of hemocyanins polypeptide chains is 625 and 660 amino acids in Chelicerata and Crustacea respectively. Sequences found in binding, cooper equipped active sites are almost identical (e.g. histydyl residues). Hydrophilic and hydrophobic deposit quantity and quality is similar (Adamska 1990). The chilopod and diplopod hemocyanin contribute to about 50% of amino acid resemblance (Burmester 2002). Arthropod hemocyanins are extracellular proteins build of six identical or similar, bean shaped subunits. Each mer is of 75-80 kda molecular weight and 620-680 amino acid residues (Kusche and Burmester 2001, Damsgaard et al. 2013, Pick et al. 2014). Subunit is a polypeptide chain folded in to three domain fashion. First domain is composed of 5-6 α helix, third of 7 stranded β-barrel. Carrier of the active site is the second domain bundle of 4 α-helices (Decker et al. 2007). Within Arthropoda in vivo subunits can be found as single hexamers: 1 6, or multiplied 2 6, 4 6, up to 8 6 meric pattern. The extent of multimerization is characteristic for a given species (Adamska 1990). Aggregation of mers rises the capacity of oxygen transport without increase of body fluid s osmotic pressure (Damsgaard et al. 2013). One dioxygen molecule is reversibly bound between two copper ions, in the active center. Binuclear copper active site is complexed by six highly conserved histidines residues, in two distinct binding sites CuA and CuB, in second domain. In the oxygenated form of the protein, copper ions occurs at the +2 oxidation state. After deoxygenation process the valence changes, both copper ions are at the +1 oxidation state (Burmester 2002). As allosteric protein hemocyanin switches between tense (T) and relaxed (R) state that differs it s affinity to oxygen molecule (association equilibrium) (Damsgaard et al. 2013). The character of the oxygen binding process differs among centipedes and millipedes. Scutigera coleoptrata hemocyanin shows low O 2 affinity and high cooperativity while Archispirostreptus gigas and Spirostreptus sp. hemocyanin affinity is high and cooperativity low (Jaenicke et al. 1999, Pick et al. 2014). Subterrestial life style during a day hours and low concentration of oxygen was a suspected trigger of such phenomenon. 132

Western blotting had confirmed existence of hemocyanin like protein in the body fluids obtained from Telodeinopus aouti (Jeanicke et al. 1999). Spirostreptus sp. hemocyanin consists of two immunologically different subunits, which cross react with antibodies against other arthropod hemocyanins (Jeanicke et al. 1999, Kusche and Burmester 2001). P. angustus hemocyanin exists in three distinct subunits in about eqiumolar proportion (Pick et al. 2014). Tissues of soil macro and fauna may be intermittently hypotoxic, thus they hide deep into the ground (Damsgaard 2013). The reason for such behavior is susceptibility of millipedes to desiccation, they remain dependant to the abiotic factors such as humidity and temperature (Hopkin and Read 1992, Wongthamwanich et al. 2012 after Perttunen 1953). Although myriapods exhibits constant gas exchange via spiracles, existence of respiratory pigment was disputed as not necessary. In contrary to insect, development of a tracheal system in the myriapods was not related to depletion of respiratory pigments in the hemolymph (Kusche and Burmester 2001). Therefore function of respiratory pigments had long been underestimated and existence was a mystery among Myriapoda. Although there are no data over Symphyla and Pauropoda various evidence for existence in chilopoda and diplopoda was published (Kusche and Burmester 2001, Pick et al. 2014). First record was Scutigera coleoptrata (Chilopoda) 36mer (6x6) as supportive for tracheal system to sustain high motility of the carnivore organism (Kusche and Burmester 2001, Kusche et al. 2003). However large in size and less vigorous detritivore diplopod Archispirostreptus gigas also poses 36 multimeric hemocyanin (Damsgaard 2013). Polydesmus angustus exhibits the same (6x6) mer conformation. Spirostreptus sp. (6x6) and (3x6) mer structures (Gebauer and Markl 1999, Pick et al. 2014). This 6x6 quaternary structures has evolved 400 M.Y.A. and is highly conservative for Myriapoda (Jeanicke et al. 1999). Unique and not universal fashion proves monophyly of hemocyanin origin and offers fresh insight on arthropod phylogeny. Development of molecular phylogenetic methods offers additional information on diplopod origin and further systematic status (Burmester 2001, 2002). Data of hemocyanins and related proteins, denied the integrity of the Myriapoda and Insecta as Tracheata (Kusche and Burnester 2001.) and suggests diversification of three arthropod clades (as well as hemocyanins) in the early Cambrian or late Pre-Cambrian period (Kusche and Burmester 2001). It is an argument that covers the monophyly of Myriapoda and supports relation with Crustacea (Sierwald and Bond 2007, Shear and Edgecombe 2010). References 1. Adamska M. 1990. Physico-chemical properties of the hemolymph and hemocyanin of Asellus aquaticus L. Fol. Bioch. et Bioph. 7: 73-98. 2. Burmester T. 2001. Molecular Evolution of the Arthropod Hemocyanin Superfamily. Mol. Biol. Evol. 18: 184 195. 3. Burmester T. 2002. Origin and evolution of arthropod hemocyanins and related proteins. J. Comp. Physiol. B. 172: 95 107. 4. Burmester T. 2004. Evolutionary history and diversity of arthropod Hemocyanin. Micron. 35: 121 122. 5. Burmester T., Hankeln T. 2007. The respiratory proteins of insects. J. Insect. Physiol. 53: 285 294. 133

6. Damsgaard C., Fago A., Hagner-Holler S., Malte H., Burmester T., Weber R.E. 2013. Molecular and functional characterization of hemocyanin of the giant African millipede, Archispirostreptus gigas. J. Exp. Biol. 216: 1616 1623. 7. Decker H., Hellman N., Jeanicke E., Lieb B., Meissner U., Markl U. 2007. Minireview: Recent progress in Hemocyanin research. Integr. Comp. Biol. 42: 631-644. 8. Gebauer W., Markl J. 1999. Identification of four distinct subunit types in the unique 6 x 6 hemocyanin of the centipede Scutigera coleoptrata. Naturwissenschaften. 86: 445 447. 9. Hopkin S.P., Read H.J. 1992. The biology of millipedes. New York: Oxford Univ. Press. s. 233. 10. Jaenicke E., Decker H., Gebauer W., Markl J., Burmester T. 1999. Identification, Structure, and Properties of Hemocyanins from Diplopod Myriapoda. J. Biol. Chem. 274: 29071 29074. 11. Kusche K., Burmester T. 2001. Diplopod Hemocyanin sequence and the phylogenetic position of the Myriapoda. Mol. Biol. Evol. 18: 1566 1573. 12. Kusche K., Hembach A., Hagner-Holler S., Gebauer W., Burmester T. 2003. Complete subunit sequences, structure and evolution of the 6 x 6-mer hemocyanin from the common house centipede, Scutigera coleoptrata. Eur. J. Biochem. 270: 2860 2868. 13. Mwabvu T., M. Hamer M., Slotow R., Barraclough D. 2010. A revision of the taxonomy and distribution of Archispirostreptus Silvestri 1895 (Diplopoda, Spirostreptida, Spirostreptidae), and description of a new spirostreptid genus with three new species. Zootaxa. 2567: 1 49. 14. Perttunen V. 1953. Reactions of diplopods to the relative humidity of the air. Ann. Zool. Soc. Vanamo 16: 1-69. 15. Pick C., Scherbaum S., Hegedus E., Meyer A., Saur M., Neumann R., Markl J., Burmester T. 2014. Structure, diversity and evolution of myriapod hemocyanins. FEBS J. 281: 1818 1833. 16. Shear W.A., Edgecombe G.D. 2010. The geological record and phylogeny of the Myriapoda. Arthropod Struct. Dev. 39: 174 190. 17. Sierwald P., Bond J.E. 2007. Current status of the Myriapod class Diplopoda (millipedes): taxonomic diversity and phylogeny. Annu. Rev. Entomol. 52: 401 420. 18. Sustr V., Tajovsky K., Semanova S., Chronakova A, Simek M. 2013. The giant African millipede, Archispirostreptus gigas (Diplopoda: Spirostreptida), a model species for ecophysiological studies. Acta Soc. Zool. Bohemic. 77: 145 158. 19. Wongthamwanich N., Panha S., Sitthicharoenchai D., Pradatsundarasar A., Seelanan T., Enghoff H., Thirakhupt K. 2012. Daily Activities of the Giant Pill- Millipede Zephronia cf. viridescens Attems, 1936 (Diplopoda: Sphaerotheriida: Zephroniidae) in a Deciduous Forest in Northern Thailand. Zool. Stud. 51: 913-926. 134

Repelentne działanie anetolu na kapturnika zbożowca Rhyzopertha dominica F. (Coleoptera: Bostrichidae) Aleksandra Izdebska 1, Małgorzata Kłyś 1, Natalia Malejky-Kłusek 1, Lidia Chomicz 2 1 Uniwersytet Pedagogiczny im. Komisji Edukacji Narodowej w Krakowie, Zakład Ekologii i Ochrony Środowiska, ul. Podbrzezie 3, 31-405 Kraków, e-mail: olaleksandra7@gmail.com, email: malgorzata.klys@up.krakow.pl, natalia.malejky@tlen.pl 2 Warszawski Uniwersytet Medyczny, Wydział Nauk o Zdrowiu, Zakład Biologii Medycznej, ul. Nowogrodzka 73, 02-018 Warszawa Streszczenie Szkodniki magazynowe to grupa owadów, która przystosowała się do życia w zamkniętych pomieszczeniach. Powodują ogromne straty, niszcząc zbiory. Mogą być wektorami wirusów, grzybów, pierwotniaków i bakterii. Wylinki larw, odłamane włoski z ciał owadów są silnymi alergenami. Ciągła obecność tej grupy owadów w miejscach pracy może prowadzić do wielu problemów zdrowotnych, m.in. alergii wśród młynarzy, rolników, piekarzy czy operatorów przemysłu spożywczego (Nawrot 2001, Forghani i Marouf 2015, Jakubas-Zawalska i wsp. 2016a,b). Celem pracy było ocenienie replentnego działania anetolu na kapturnika zbożowca Rhyzopertha dominica F. groźnego szkodnika magazynowanego ziarna zbóż i produktów spożywczych. W badaniach zastosowano różne stężenia wagowe anetolu (0,05%, 0,1%, 0,5% i 1%). Oceniono, czy działa on na kapturnika jako repelent, w jakim stężeniu i po jakim czasie. Badania mają charakter aplikacyjny i wpisują się w prowadzone w wielu krajach świata poszukiwania naturalnych substancji, które można by było użyć do walki ze szkodnikami magazynowymi. Zastosowany w eksperymentach anetol po 4, 5, 24 i 48 godzinach badań wykazał repelentne działanie na kapturnika, ponieważ przy jego użyciu odnotowano wyższy wskaźnik emigracji niż w hodowli kontrolnej. Najskuteczniejsze działanie odstraszające uzyskano stosując anetol nie w najwyższym zaaplikowanym stężeniu, lecz w niższym stężeniu 0,05%. Anetol w stężeniu 1% nie wykazał właściwości repelentnych. Słowa kluczowe: anetol, Rhyzopertha dominica F., repelenty, szkodniki magazynowe Wstęp Wpływ szkodników na zdrowie człowieka można podzielić na bezpośredni i pośredni. Żywność zanieczyszczona alergennymi białkami, m.in. odchodami, martwymi ciałami owadów to typowy przykład bezpośredniego negatywnego wpływu szkodników magazynowych. Zwalczanie tej grupy owadów środkami chemicznymi może spowodować pozostanie w żywności tych substancji. Przypadkowe zatrucie pestycydami to przykład pośredniego wpływu szkodników na zdrowie człowieka (Lockwood 2012, Stejskal i wsp. 2018). Liczne gatunki stawonogów, w tym szkodników magazynowych, są źródłem alergenów wywołujących alergie (Jakubas-Zawalska i wsp. 2016a,b) W mechanizmie reakcji 135

alergicznej biorą udział przeciwciała immunoglobuliny E (IgE). Wiążą się one z alergenami, a następnie z receptorami w komórkach tucznych lub bazofilach, powodując wydzielanie się substancji zapalnych takich jak histamina (Yazdanbakhsh i wsp. 2002). Większość spośród alergenów stawonogów to białka, których mechanizm reakcji alergicznej jest taki sam jak np. pyłków roślin, saprotroficznych grzybów pleśniowych czy żywności (Arlian 2002). Owady zaliczane do grupy szkodników magazynowych powodują nie tylko straty ilościowe i jakościowe przechowywanych produktów. Ich ciągła obecność w miejscach pracy może prowadzić do wielu problemów zdrowotnych, m.in. alergii wśród młynarzy, rolników, piekarzy czy operatorów przemysłu spożywczego (Forghani i Marouf 2015). Ze względu na liczne negatywne skutki wynikające z obecności szkodników poszukiwane są na całym świecie substancje o właściwościach repelentnych. Repelentami nazywamy związki chemiczne odstraszające organizmy, których występowanie w danym miejscu jest niepożądane (Boczek i Lewandowski 2016). Poszukiwane są naturalne substancje niewpływające negatywnie na zdrowie ludzi i środowisko. Badano liczne produkty roślinne i ekstrakty, takie jak: olejki eteryczne, proszki roślinne, ekstrakty etanolowe, ekstrakty octanu etylu, olejki, eugenol i wiele innych (Mumtaz i wsp. 2013, Shah i wsp. 2015, Kłyś i wsp. 2017, Nascimento i wsp. 2018, Karan i wsp. 2018). Jedną z roślin wykazujących właściwości repelentne jest koper włoski (Foeniculum vulgare Mill.) - szeroko uprawiana i wykorzystywana przyprawa kulinarna. Olejek eteryczny otrzymuje się poprzez hydrodestylację nasion tej rośliny. Określono jego skład chemiczny metodą chromatografii gazowej sprzężonej ze spektrometrią mas (GC-MS). Wykazano, że głównym składnikiem kopru włoskiego jest anetol (68,53%). Stwierdzono także obecność estragolu (10,42%), limonenu (6,24%) i fenchonu (5,45%) (Diao i wsp. 2014). Celem niniejszej pracy było ocenienie repelentnego działania anetolu substancji wyizolowanej z olejku eterycznego kopru włoskiego, która występuje w nim w najwyższej procentowej zawartości - na kapturnika zbożowca Rhyzopertha dominica F. W badaniach zastosowano anetol w stężeniach wagowych: 0,05%, 0,1%, 0,5% i 1%. Oceniono, czy działa on na kapturnika jako repelent, w jakim stężeniu i po jakim czasie. Obiekt badań - kapturnik zbożowiec (Rhyzopertha dominica F.) Kapturnik zbożowiec (Ryc. 1 A) jest brunatnoczerwonym chrząszczem osiągającym długość od 2,5 do 3 mm. Posiada okrągłą głowę schowaną pod kapturowate przedplecze, stąd nazwa rodziny, do której należy - kapturnikowate. Jego 10-członowe czułki zakończone są 3-członową buławką. Przedplecze kapturnika jest zaokrąglone z przodu i pokryte wyraźnymi wzgórkami. Składane przez R. dominica jaja są matowe, białe, kształtu gruszkowatego, osiągają długość do 0,6 mm. Po wyjściu z jaja larwa I stadium jest już owłosiona i biała. Posiada brązową głowę, a także kolec wylęgowy na końcu odwłoka. Rozwijając się przybiera charakterystyczny dla larwy chrząszczy kształt. Jej tułów jest mocno rozszerzony, a głowa schowana pod przedplecze (Ryc. 1B) (Kłyś 1997, Nawrot 2001). 136

A B C Ryc. 1. Kapturnik zbożowiec Rhyzopertha dominica F. A postać dorosła, B larwa, C poczwarka (Fot. M. Kłyś) Poczwarkę kapturnika przedstawiono na Ryc. 1 C. Jest typu wolnego, choć rozwija się wewnątrz ziarniaka pszenicy i przypomina owada dorosłego. Chrząszcze żyją ponad sto dni. Borują ziarno, wytwarzając przy tym duże ilości pyłu. Porażone przez kapturnika ziarno ma miodowy zapach pochodzący od wydzielanych przez szkodniki feromonów. Samica składa łącznie ok. 400 jaj po 2-5 w złożu, w pył lub bezpośrednio na ziarno. Rozwój zarodkowy w temperaturze optymalnej (30 32 C) trwa od 5 do 6 dni. W niższej temperaturze (26 C) od 12 do 18 dni, a w temperaturze pokojowej nawet 28 dni. Po A wyjściu z jaja larwa żeruje w pyle, który wytworzyły owady. Następnie wgryza się do środka ziarna, aby zjeść jego wnętrze. W warunkach optymalnych dla tego chrząszcza, czyli ok. 30 C przepoczwarczenie larwy następuje po 25 dniach. W temperaturze pokojowej proces ten może trwać nawet 200 dni. Czynnikami mającymi wpływ na długość rozwoju larwalnego są m.in. zwartość wody w pokarmie i względna wilgotność powietrza. Do przepoczwarczenia larwy dochodzi w pyle lub wewnątrz ziarna. Najkrótszy czas rozwoju jednego pokolenia trwa ok. 30 dni, a w niekorzystnych warunkach nawet 250 dni. Temperatura minimalna niezbędna do rozwoju tych owadów wynosi 17 C (Kłyś 1997, Nawrot 2001). Materiał i metody Badania przeprowadzono w warunkach laboratoryjnych w 29 ±1 C przy wilgotności względnej powietrza 60±5% (RH). Pierwszym ich etapem było założenie masowych hodowli kapturnika zbożowca. Do pojemnika wsypano 80 g pszenicy i umieszczono w nim 80 dorosłych osobników R. dominica. Po upływie miesiąca pęsetą wybrano wszystkie osobniki dorosłe. Na kolejny miesiąc wraz z pokarmem postawiono złożone jaja, larwy i poczwarki. Prowadzenie w ten sposób hodowli miało na celu uzyskanie jednowiekowych osobników, które następnie użyto do eksperymentów. Prowadzone testy pozwoliły ocenić aktywność emigracyjną chrząszczy. W tym celu użyto odpowiedniego zestawu naczyń eksperymentalnych. Przygotowano dwa plastikowe pojemniki: wewnętrzny o powierzchni 28 cm 2 i zewnętrzny o powierzchni 50 cm 2. Zamknięto je perforowanymi przykrywkami. 137

Pojemnik wewnętrzny posiadał 30 otworów o średnicy 1,5 mm. Znajdowały się one co 1,5 cm na jego dnie i po bokach (do wysokości ziarna). Do dna naczynia wewnętrznego wmontowano 4 wkręty o wysokości 4 cm. Uniemożliwiły one owadom powrót do populacji macierzystej. Schemat konstrukcji naczyń wykorzystany w eksperymencie został zaprojektowany przez Kłyś (1997, 2007). Ryc. 2. Schemat konstrukcji naczyń zaprojektowany przez Kłyś (1997, 2007) Zarówno do wewnętrznych, jak i zewnętrznych pojemników odważono po 40 g pszenicy. Chrząszcze umieszczono w naczyniach wewnętrznych wraz z nasączoną anetolem bibułą filtracyjną w stężeniach masowych odpowiednio: 0,05%, 0,1%, 0,5% i 1%. Anetol zakupiono w firmie Sigma-Aldrich Company. Emigrację monitorowano po 1, 2, 3, 4, 5, 24 i 48 godzinach. Dla każdego wariantu eksperymentu przeprowadzono trzy powtórzenia. Założono także hodowle kontrolne. Do określenia repelentnego działania anetolu obliczono wskaźnik emigracji, czyli stosunek emigrantów do całkowitej liczby osobników w populacji (Kłyś 1997, Ciesielska i Kłyś 2002). Obliczono go ze wzoru: X eż + X em 100% X ż + X m Gdzie: X eż średnia liczba żywych emigrantów, X em średnia liczba martwych emigrantów, X ż średnia liczba żywych osobników w obydwu naczyniach, X m - średnia liczba martwych osobników w obydwu naczyniach Wyniki Po pierwszej godzinie badań nie stwierdzono repelentnego działania anetolu na kapturnika zbożowca we wszystkich użytych stężeniach, ponieważ wskaźnik emigracji w tych hodowlach był niższy niż w hodowli kontrolnej (Ryc. 3 i 4). Po 2 godzinach testów, choć wartości wskaźnika w hodowlach z anetolem wzrosły i wahały się od 5,8% do 14,2%, anetol także nie spowodował wzrostu aktywności emigracyjnej wyższej niż odnotowany w hodowli kontrolnej. Tę samą prawidłowość 138

Wskaźnik emigracji [%] zaobserwowano po 3 godzinach badań. Natomiast po 4 godzinach anetol w stężeniu 0,05%, 0,1% i 0,5% spowodował wyższą emigrację kapturnika niż w hodowli kontrolnej i w hodowli z zastosowaniem anetolu w stężeniu 1%. W hodowli z anetolem (0,05%) wyższy tylko o 1%, w hodowli z anetolem (0,1%) wyższy o 7% i w hodowli z anetolem (0,5%) wyższy o 12%. Po 5 godzinach testów tylko w hodowli z użyciem anetolu w stężeniu 1% wskaźnik emigracji był niższy niż w hodowli kontrolnej. W pozostałych trzech stężeniach anetol działał odstraszająco na kapturnika, w najwyższym stopniu w stężeniu 0,5%, powodując 53% emigrację chrząszczy. Najwyższe (najskuteczniejsze) oddziaływanie anetolu w stężeniach 0,05%, 0,1% i 0,5% na wzrost emigracji kapturnika odnotowano po 24 i 48 godzinach. Wartości wskaźnika emigracji wahały się od 79% do 88%. W tych przedziałach czasowych nie stwierdzono wzrostu emigracji chrząszczy pod wpływem anetolu w stężeniu 1%. Stąd nasuwa się wniosek, że anetol (1%) nie działa repelentnie na kapturnika zbożowca, a od 24 godzin nie obserwujemy wzrostu aktywności emigracyjnej chrząszczy (Ryc. 3 i 4). 100 80 60 40 20 0 1 2 3 4 5 24 48 Czas kontroli [h] Hodowla kontrolna Hodowla z użyciem anetolu (0,05%) Hodowla z użyciem anetolu (0,1%) Ryc. 3. Wskaźnik emigracji w hodowli kontrolnej i w hodowlach z zastosowaniem anetolu w stężeniach 0,05% i 0,1% 139

Wskaźnik emigracji [%] 100 80 60 40 20 0 1 2 3 4 5 24 48 Czas kontroli [h] Hodowla kontrolna Hodowla z użyciem anetolu (0,5%) Hodowla z użyciem anetolu (1%) Ryc. 4. Wskaźnik emigracji w hodowli kontrolnej i w hodowlach z zastosowaniem anetolu w stężeniach 0,5% i 1% Dyskusja Rhyzopertha dominica F. jest jednym z groźnych szkodników zbóż i magazynowanych produktów spożywczych na świecie. Stosowanie pestycydów do zwalczania tych owadów spowodowało wiele skutków ubocznych, takich jak zanieczyszczenie środowiska, toksyczność dla organizmów niebędących przedmiotem zwalczania i zagrożenia dla zdrowia ludzkiego (Stejskal i wsp. 2018). Z tego względu poszukiwane są substancje będące odpowiednikiem tych środków chemicznych, lecz niewpływające negatywnie na zdrowie ludzkie i środowisko. W ostatnim czasie obserwujemy wykorzystywanie olejków eterycznych jako środków do zwalczania szkodników ze względu na ich właściwości repelentne, owadobójcze i działanie przeciwpasożytnicze (Mahdi i Behnam 2018). Zbadano skład chemiczny olejku eterycznego z nasion selera (Apium graveolens L.) i jego owadobójcze i odstraszające właściwości na R. dominica. Stężenie letalne do zabicia 50% populacji owadów (LC 50 ) wynosiło 53,506 μl/l po 24-godzinnym czasie ekspozycji. Z kolei najwyższy procent repelentności (70±3,54) osiągnięto przy stężeniu 47,764 μl/l po 6 godzinach (Ebadollahi 2018). Oceniono również replentne i toksyczne oddziaływanie olejku eterycznego z liści pomarańczy (Citrus sinensis L.) na Rhyzopertha dominica F. i Lasioderma serricorne F. Efekt odstraszania czterech stężeń olejku eterycznego 0,1; 0,2; 0,41 i 0,83 μl/cm 2 oceniano poprzez porównanie liczby osobników w hodowlach z dodatkiem olejku do hodowli kontrolnych. LC 50 dla R. dominica i L. serricorne wynosiła odpowiednio 90,15 i 235/75 μl/l powietrza po 24 godzinach od aplikacji. Średnia repelencja wynosiła odpowiednio 49,99 i 58,33% po trzech godzinach badań (Mahdi i Behnam 2018). Natomiast w prezentowanych badaniach oceniono repelentne właściwości anetolu w stężeniach wagowych 0,05%, 0,1%, 0,5% i 1%. Wykazano, że anetol w stężeniach 0,05%, 0,1% i 0,5% odstrasza kapturnika zbożowca po 4, 5, 24 i 48 godzinach badań. Najskuteczniejsze działanie repelentne na R. dominica uzyskano stosując anetol 140

nie w najwyższym zaaplikowanym stężeniu, lecz w niższym stężeniu 0,05%. Anetol 1% nie działa repelentnie na kapturnika zbożowca. Z kolei Shah i wsp. 2015 przebadali wyciągi roślinne z: mięty długolistnej (Mentha longifolia L.), przepękli ogórkowatej (Momordica charantia L.), trukwy egipskiej (Luffa aegyptiaca Mill.), chropawca wonnego (Carum copticum L.) i ostryżu długiego (Curcuma longa L.) Eksperymenty trwały 10 dni. Zastosowali stężenia 75%, 50% i 25%. C. copticum wykazał repelentność 67%, L. aegyptiaca 80% i M. charantia 90% w 75 procentowym stężeniu. Spośród przebadanych wyciągów roślinnych najskuteczniejsze działanie odstraszające na kapturnika zbożowca wykazała przepękla ogórkowata. Aref i Valizadegan (2015) dowiedli, że olejki eteryczne z Eucalyptus floribunda, Eucalyptus dundasii i Eucalyptus kruseana po 24 h działają repelentnie na R. dominica w każdym zastosowanym stężeniu 280, 140 i 70 µl/l. Najlepsze właściwości repelentne wykazał E. kruseana. W stężeniu 280 i 140 µl/l wskaźnik emigracji wynosił odpowiednio 93% i 83%. Także Kłyś (2007) wykazała, że sproszkowana szałwia (Salvia officinalis L.) i piołun (Artemisia absinthium L.) posiadają właściwości odstraszające kapturnika zbożowca. Aktywność migracyjna owadów wzrosła po dodaniu szałwii do pokarmu. Po upływie 40 dni wskaźnik emigracji w hodowli z szałwią wynosił 90%. Po dodaniu piołunu nie zaobserwowano wzrostu emigracji chrząszczy w porównaniu z hodowlą kontrolną. Wynika z tego, że szałwia jest silnym repelentem, natomiast piołun nie posiada takich właściwości. Prowadzone były również badania, w których wszczepiono eugenol do celulozy. Strategia ta ma na celu opracowanie czynnej, biodegradowalnej substancji w materiałach opakowaniowych. Zmodyfikowany papier wykazał właściwości odstraszające, antyoksydacyjne i owadobójcze przeciwko Tribolium castaneum i Rhyzopertha dominica (Muratore i wsp. 2018). Kłyś (2011) oceniła także wpływ proszków roślinnych z Lavandula officinalis L. i Carum carvi L. na emigrację R. dominica. W odpowiednich warunkach, które sprzyjały emigracji dorosłych osobników, dodanie lawendy i kminku do pokarmu spowodowało wzrost emigracji szkodników. Eksperyment trwał 100 dni. Zastosowanie L. officinalis w stężeniu 1,2% spowodowało 90-100% emigrację chrząszczy. Dodając C. carvi w tym samym stężeniu przez pierwsze 70 dni badań obserwowano emigrację kapturnika na poziomie 80-95%. Przebadano także olejek eteryczny z Origanum syriacum L. pod kątem aktywności owadobójczej przeciwko Rhyzopertha dominica F. i Sitophilus oryzae L. Lebiodka syryjska należąca do rodziny Lamiaceae to roślina mająca szerokie zastosowanie w przemyśle farmaceutycznym. Związki zawarte w olejku eterycznym zostały zidentyfikowane za pomocą analizy GC-MS. Stwierdzono obecność γ- terpinenu (26,7%), tymolu (26,6%) i karwakrolu (22,9%). Stężenie letalne R. dominica powodujące śmierć 50% osobników populacji (LC 50 ) wyniosło 0,124 μl/l i 0,107 μl/l odpowiednio po 48 godzinach i 72 godzinach. Z kolei LC 50 dla S. oryzae 0,173 μl /l i 0,135 μl /l odpowiednio przez 48 i 72 godziny (Karan i wsp. 2018). 141

Wnioski Przeprowadzone badania pozwalają sformułować następujące wnioski: 1. Anetol w stężeniach 0,05%, 0,1% i 0,5% wykazał repelentne działanie na kapturnika zbożowca, ponieważ przy jego użyciu odnotowano wyższy wskaźnik emigracji niż w hodowli kontrolnej po 4, 5, 24 i 48 godzinach badań. 2. Najskuteczniejsze działanie odstraszające R. dominica uzyskano stosując anetol nie w najwyższym zaaplikowanym stężeniu, lecz w stężeniu niższym - 0,05%. 3. Anetol w stężeniu 1% nie działa repelentnie na kapturnika zbożowca. Literatura 1. Aref S.P, Valizadegan O, Farashiani M.E. 2015. Eucalyptus dundasii Maiden essential oil, chemical composition and insecticidal values against Rhyzopertha dominica (F.) and Oryzaephilus surinamensis (L.). J. Plant. Prot. Res. 55: 35-41. 2. Arlian L.G. 2002. Arthropod allergens and human health. Annu. Rev. Entomol. 47: 395 433 3. Boczek J, Lewandowski M. 2016. Nauka o szkodnikach roślin uprawnych. Wydawnictwo SGGW. Warszawa. s. 80-81 4. Ciesielska Z, Kłyś M. 2002. Aktywność migracyjna populacji kapturnika zbożowca Rhizopertha dominica F. (Coleoptera, Bostrychidae). Ann. Univ. Paedag. Crac. 7: 25 37. 5. Diao W.R, Hu Q.P, Zhang H, Xu J.G. 2014. Chemical composition, antibacterial activity and mechanism of action of essential oil from seeds of fennel (Foeniculum vulgare Mill.). Food Control. 35: 109-116. 6. Ebadollahi A. 2018. Fumigant Toxicity and Repellent Effect of Seed Essential Oil of Celery Against Lesser Grain Borer, Rhyzopertha dominica F. J. Essent. Oil Bear. Pl. 21: 146-154. 7. Forghani S.H, Marouf A. 2015. An introductory study of storage insect pests in Iran. Biharean Biol. 9: 59-62. 8. Jakubas-Zawalska J, Asman M, Kłyś M, Solarz K. 2016a. Sensitization to Sitophilus granarius in selected suburban population of South Poland. J. Stored Prod. Res. 69: 1-6. 9. Jakubas-Zawalska J, Asman M, Kłyś M, Solarz K. 2016b. Prevalence of sensitization to extracts from particular life stages of the saw-toothed grain beetle (Oryzaephilus surinamensis) in citizens of selected suburban areas of Southern Poland. J. Stored Prod. Res. 69: 252-256 10. Karan T, Simsek S, Yildiz I, Erenler R. 2018. Chemical composition and insecticidal activity of Origanum syriacum L. essential oil against Sitophilus oryzae and Rhyzopertha dominica. International Journal of Secondary Metabolite. 5: 87-93. 11. Kłyś M. 1997. Morfologiczne i ekologiczne uwarunkowania dynamiki liczebności 12. i migracji populacji Rhizopertha dominica F. (Coleoptera, Bostrychidae). Praca doktorska. WSP Kraków. 13. Kłyś M. 2007. The influence of the herbs sage and wormwood on the migration 142

14. of Rhyzopertha dominica (F.) (Coleoptera: Bostrichidae) populations. J. Stored Prod. Res. 43: 558 563. 15. Kłyś M. 2011. Repellent effect of the plants lavender and caraway on the migration of Rhyzopertha dominica F. populations (Coleoptera: Bostrichidae). Entomol. Gen. 33: 71 78. 16. Kłyś M, Malejky N, Nowak-Chmura M. 2017. The repellent effect of plants and their active substances against the beetle storage pests. J. Stored Prod. Res. 74: 66-77. 17. Lockwood J.A. 2012. Insects as weapons of war, terror, and torture. Annu. Rev. Entomol. 18. 57: 205 227 19. Mahdi K.R, Behnam A.B. 2018. Fumigant Toxicity and Repellency Effect of Orange Leaves Citrus sinensis (L.) Essential Oil on Rhyzopertha dominica and Lasioderma serricorne. J. Essent. Oil Bear. Pl. 21: 577-582. 20. Mumtaz A, Arshad M, Raza A.B.M, Iqbal Ch, Iram N, Akhtar N, Mahmood T. 2013. Repellent effects of certain plant extracts against rice weevil, Sitophilus oryzae L. (Coleoptera: Curculionidae). Int. J. Agric. Appl. Sci. 5: 69-73. 21. Muratore F, Martini R.E, Barbosa S.E. 2018. Bioactive paper by eugenol grafting onto cellulose. Effect of reaction variables. Food Packaging and Shelf Life. 15: 159-168. 22. Nascimento A.F.D, da Camara C.A, Moraes M.M.D. 2018. Fumigant activity of Schinus terebinthifolius essential oil and its selected constituents against Rhyzopertha dominica. Rev. Fac. Nac. Agron. Medellin. 71: 8359-8366. 23. Nawrot J. 2001. Owady szkodniki magazynowe. Wydawnictwo Themar. Warszawa. s. 3-20 24. Shah T.B, Khan I, Saeed M, Khan A, Khan G.Z, Farid A, Khan S.M. 2015. Repellency evaluation of selected indigenous medicinal plant materials against Rhyzopertha dominica (Herbst) (Coleoptera: Tenebrionidae). J. Entomol. Zool. Stud. 3: 65-68. 25. Stejskal V, Hubert J, Li Z. 2018. Human Health Problems and Accidents Associated with Occurrence and Control of Storage Arthropods and Rodents. In Recent Advances in Stored Product Protection. Springer, Berlin, Heidelberg. s. 19-43. 26. Yazdanbakhsh M, Kremsner P.G, Van Ree R. 2002. Allergy, parasites, and the hygiene hypothesis. Science, 296: 490-494. 143

Czynniki biologiczne wykorzystywane do zwalczania motyli - szkodliwych stawonogów magazynowych Natalia Malejky-Kłusek 1, Małgorzata Kłyś 1, Aleksandra Izdebska 1, Anna Kocoń 2, Lidia Chomicz 3 1Zakład Ekologii i Ochrony Środowiska, Instytut Biologii, Uniwersytet Pedagogiczny w Krakowie, Podbrzezie 3, 31-405 Kraków, e-mail: natalia.malejky@up.krakow.pl, malgorzata.klys@up.krakow.pl, alekandra.izdebska@up.krakow.pl, 2Zakład Zoologii bezkręgowców i Parazytologii, Instytut Biologii, Uniwersytet Pedagogiczny w Krakowie, Podbrzezie 3, 31-405 Kraków e-mail: anna.kocon@up.krakow.pl 3Zakład Biologii Medycznej, Wydział Nauk o Zdrowiu, Warszawski Uniwersytet Medyczny, Nowogrodzka 73, 02-018 Warszawa Streszczenie W pracy przedstawiono przegląd czynników biologicznych - naturalnych wrogów motyli szkodników magazynowych, które można wykorzystać do redukcji ich liczebności. Należą do nich: wirusy, bakterie, grzyby, pierwotniaki, pasożyty i drapieżcy. Przedstawicielami tych grup są między innymi: bakteria Bacillus thuringiensis, wirus granulozy mklika daktylowca Cadra cautella, grzyb Beauveria bassiana, drapieżna błonkówka Anisopteromalus calandrae. Za wykorzystaniem naturalnych wrogów przemawiają głównie takie aspekty jak: produkty spożywcze wolne od pestycydów, możliwość dostosowania warunków panujących w magazynie do wymagań wprowadzonych organizmów oraz znacznie wolniej rozwijająca się odporność szkodników na ich wrogów naturalnych niż na insektycydy. Do wad w zastosowaniu tej metody należą: trudności w opracowaniu metod masowej produkcji tych czynników biologicznych, ich większa wrażliwość na działanie insektycydów od szkodników, konieczność zastosowania dodatkowych kosztownych i czasochłonnych zabiegów. Ponadto podstawowym problemem w wykorzystaniu wrogów naturalnych w walce ze szkodnikami magazynowymi jest wprowadzenie innych organizmów do produktu spożywczego, powodujących jego zanieczyszczenie i obniżenie jakości handlowej. Wiedza dotycząca wykorzystania metody biologicznej w magazynach nie jest wystarczająca. Należy prowadzić badania nad przydatnością niektórych gatunków wrogów naturalnych przeciw określonym motylom - szkodnikom magazynowym, np. w celu opracowania syntetycznych środków ich zwalczania. Wstęp Ustawa o środkach ochrony roślin z dnia 8 marca 2013 r. oraz rozporządzenie 2009/1107/WE/ regulują definicję organizmów szkodliwych jako wszelkie gatunki, szczepy lub biotypy należące do królestwa zwierząt lub królestwa roślin lub czynniki patogeniczne szkodliwe dla roślin lub produktów roślinnych. W definicji tej zawierają się organizmy określane mianem szkodników magazynowych, występujących na/w magazynowanych produktach spożywczych, które w procesie 144

ewolucyjnym przystosowały się do życia w pomieszczeniach zamkniętych (Nawrot 2001). Duża grupa szkodników magazynowych należy do rzędu motyli (Lepidoptera). Rozpiętość skrzydeł motyli występujących w magazynach mieści się w zakresie od 8 do 30 mm. Większość z nich jest typowymi polifagami rozwijającymi się na różnej materii organicznej. Do produktów atakowanych przez motyle w magazynach należą głównie produkty pochodzenia roślinnego, takie jak: ziarno zbóż i produkty jego przemiału, nasiona, suszone owoce, niektóre produkty pochodzenia zwierzęcego, m.in.: mleko w proszku, sucha karma dla zwierząt. Charakterystycznymi objawami żerowania gąsienic motyli w magazynach jest występowanie ich odchodów, wylinek, sprzędzionych fragmentów produktów spożywczych. Do najczęściej spotykanych gatunków motyli w magazynach zbożowych należą: mól ziarniak Nemapogon granella (L.), skośnik zbożowiaczek Sitotroga cerealella (Ol.), mól nasienniczek Hofmannophila pseudospretella (Staint), zadarlica spiżarnianka Pyralis farinalis (L.), mklik próchniczek Ephestia elutella (Hübner), mklik mączny Ephestia kuehniella Zell., mklik daktylowiec Cadra cautella (Wlk.), omacnica spichrzanka Plodia interpunctella (Hüb.) (Klejdysz i Mrówczyński 2017). Szkodniki magazynowe, w tym również motyle, odpowiedzialne są za wyrządzanie wielu szkód w postaci strat: bezpośrednich - ilościowych, pośrednich - jakościowych i ekonomicznych. Owady w wyniku żerowania na/w produkcie doprowadzają do ubytku jego masy i obniżenia jakości. Zaatakowany produkt zmienia smak i zapach, ulega zawilgoceniu, zagrzewaniu i zanieczyszczeniu: ekskrementami, wylinkami, fragmentami ciał owadów (Nawrot 2001, Olejarski i Ignatowicz 2010, Kłyś 2013). Ponadto szkodniki magazynowe mogą wywoływać różnego rodzaju dolegliwości zdrowotne, zwłaszcza u ludzi zawodowo związanych z pomieszczeniami składowania ziarna zbóż, piekarniami i młynami. Mikro i makroorganizmy, a także wytwarzane przez nie substancje, wywierające negatywny wpływ na człowieka w związku z wykonywaną przez niego pracą określane są mianem biologicznych czynników zagrożenia zawodowego. Do tych czynników można też zaliczyć motyle magazynowe: mklika próchniczka E. elutella i zadarlicę spiżarniankę P. farinalis. Nieżyt nosa, zapalenie spojówek oraz zaburzenia oddechowe wraz z astmą oskrzelową to najczęstsze objawy alergii u ludzi narażonych na kontakt z wymienionymi owadami (Baldo i Panzaani 1988, Roodt i wsp. 2000, Dudkiewicz i Górny 2002, Pabis 2013). Co więcej, zanieczyszczenia pochodzące od szkodników magazynowych nierzadko dostają się do żywności powodując także u konsumentów różne dolegliwości zdrowotne, najczęściej w postaci reakcji alergicznych (Phillips i Burkholder 1984, Olejarski i wsp. 2013, Pabis 2013, Jakubas-Zawalska i wsp. 2016a,b). Niektóre gatunki motyli mogą być żywicielami pośrednimi pasożytów. Przykładem jest mól ziarniak N. granella, który może przenosić tasiemca szczurzego Hymenolepis diminuta (Pabis 2013). Destrukcyjna działalność szkodliwych motyli magazynowych oraz stwarzane przez nie zagrożenia dla zdrowia człowieka, zmusza producentów żywności do podejmowania walki z tą grupą organizmów, a naukowców do poszukiwania nowych i skutecznych metod ich zwalczania. Obecnie najlepszą i najskuteczniejszą metodą bezpiecznej redukcji liczebności szkodników jest zwalczanie integrowane (IPM), które 145

obejmujące przede wszystkim metody niechemiczne ograniczania liczebności szkodników. (Olejarski i Ignatowicz 2011). Coraz więcej badań naukowych związanych jest z poszukiwaniem skutecznych, niechemicznych metod zwalczania szkodników, głównie ze względu na brak ich negatywnego działania na ludzi, zwierzęta i środowisko. Wykorzystanie naturalnych wrogów szkodników magazynowych jako biologicznej metody redukcji ich liczebności wpisuje się w zasady integrowanej ochrony roślin, choć należy zwrócić uwagę, że wprowadzenie do produktu spożywczego innych organizmów w postaci pasożytów lub drapieżców może prowadzić do jego zanieczyszczenia i obniżenia jakości handlowej (Nawrot 2001). W niniejszej pracy przedstawiono organizmy wykorzystywane w biologicznej metodzie zwalczania motyli szkodników magazynowych. Czynniki biologiczne stosowane przeciw motylom szkodnikom magazynowym Biologiczna metoda redukcji liczebności szkodników magazynowych polega między innymi na wykorzystaniu naturalnych wrogów szkodników, do których należą: czynniki chorobotwórcze (wirusy, bakterie, grzyby, pierwotniaki), pasożyty i drapieżcy (Boczek i Lewandowski 2016). Można je wykorzystać stosując jedną z trzech metod: - introdukcji pasożytów/drapieżców namnożonych wcześniej w laboratoriach, następnie wprowadzonych do środowiska, z którego chcemy wyeliminować szkodnika, - okresowej kolonizacji naturalnych wrogów (w tej metodzie wprowadzone czynniki biologiczne nie rozmnażają się w nowych warunkach), - protekcji, czyli ochrony wrogów naturalnych (obejmuje różne zabiegi polegające na stworzeniu optymalnych warunków do życia i rozmnażania się organizmów wrogów naturalnych) (Bakuła 2014, Boczek i Lewandowski 2016). Przeciw motylom szkodnikom magazynowym stosuje się czynniki biologiczne tj.: wirusy, bakterie, grzyby, pierwotniaki, pasożyty i drapieżcy. Bakterie W 1911 roku w gąsienicach mklika mącznego E. kuehniella odkryto owadobójczy gatunek bakterii Bacillus thuringiensis (Ryc. 1). Bakteria ta najszersze zastosowanie znalazła jako metoda biologiczna w zwalczaniu wielu szkodników - zakaża ponad 150 gatunków owadów, głównie gąsienice motyli. Jest bezpieczna dla człowieka i zwierząt wyższych. U owadów wywołuje: odwodnienie ciała, rozluźnienie lub pękanie komórek nabłonka jelita, zmiany teratologiczne poczwarek i owadów dorosłych, wzrost ph hemolimfy, paraliż. Owad zaatakowany przez bakterię przestaje żerować, traci ruchliwość i ostatecznie ginie po kliku dniach. W wielu krajach B. thuringiensis uzyskiwana jest na skalę przemysłową jako składnik biopreparatów, najczęściej w formie proszku do zawiesin (Nawrot 2001, Boczek i Lewandowski 2016, Klejdysz i Mrówczyński 2017). Kryształy białka produkowane przez B. thuringiensis stanowią substancję aktywną w preparacie DiPel WG stosowanym przeciw szkodliwym motylom magazynowym: mklikowi mącznemu, mklikowi daktylowcowi, omacnicy spichrzance, mlikowi próchniaczkowi (Siara 2012). 146

Ryc. 1. Kryształy toksyny Bacillus thuringiensis (źródło: https://pl.wikipedia.org/wiki/bacillus_thuringiensis; Author Jim Buckman) Wirusy Wyróżnić można ponad 300 gatunków wirusów atakujących i wywołujących choroby u owadów - głównie gąsienic motyli, a także muchówek, błonkówek i chrząszczy, zwłaszcza ich larw. Znaczna część chorób wirusowych wywoływana jest przez rodzinę bakulowirusów (Baculoviridae), stosowanych w ochronie roślin, jako biologiczne insektycydy. Rodzina bakulowirusów została podzielona na dwa rodzaje: nukleopoliedrowirusy (NPV) i granulowirusy (GV), które tworzą białkowe ciała wtrętowe, składające się z białek poliedryny i granuliny, chroniące wirusy przed niekorzystnymi zmianami w środowisku. Bakulowirusy charakteryzują się specyficznością, przez co nie stanowią zagrożenia dla parazytoidów czy drapieżców. Ograniczony jest również ich negatywny wpływ na środowisko. Natomiast przy większej liczbie gatunków szkodników należy stosować kilka preparatów jednocześnie. Zakażenie wirusem- głównie stadiów larwalnych, następuje z pokarmem lub za pośrednictwem pasożyta. Zarażona gąsienica przestaje żerować i po kilku dniach do dwóch tygodni od infekcji ginie. Jednym z przykładów wykorzystania wirusów w walce z motylami w formie preparatu (stosowanego m.in. w USA) jest wirus granulozy mklika daktylowca C. cautella (Skrzecz 2000, Boczek i Lewandowski 2016, Klejdysz i Mrówczyński 2017). Grzyby Biologiczna kontrola szkodników owadzich za pomocą grzybów entomopatogennych jest alternatywą dla chemicznych środków ochrony roślin. Są one bezpieczne dla roślin, ludzi oraz zwierząt. Blisko 1000 entomopatogennych gatunków grzybów zabija owady, natomiast na całym świecie jest zarejestrowanych około 100 mykoinsektycydów. Wśród tych patogennych grzybów Beauveria bassiana (Ryc. 2), należący do klasy strzępczaków (Hyphomycetales) jest jednym z najbardziej rozpowszechnionych i obiecujących środków do zwalczania biologicznego. Mykopestycydy oparte na B. bassiana wpływają na 700 gatunków owadów i są 147

wykorzystywane do zwalczania szkodników rolniczych, weterynaryjnych i medycznych na całym świecie. Grzyb ten wywołuje chorobę zwaną białą muskardyną. Mykopestycyd zabija owady w wyniku ich kontaktu z zarodnikami, które przyczepią się do oskórka owada, a następnie przenikają do jego ciała niszcząc organy. Owady umierają po kilku dniach. Grzyb wytwarza na ciele martwego owada grzybnię i zarodniki, pokryte grubym nalotem. Zwłoki owadów stanowią źródło zarodników dla wtórnego rozprzestrzeniania się grzyba. B. bassiana znalazł zastosowanie w biologicznym zwalczaniu szkodników roślin w formie preparatu Boverin m.in. przeciw omacnicy spichrzance P. interpunctella (Khetan 2001, Laengle i wsp. 2005, Zimmermann 2007, Bałazy 2008, Mascarin i Jaronski 2016, Boczek i Lewandowski 2016, Bugti i wsp. 2018). Ryc. 2. Beauveria bassiana na larwie motyla (źródło: https://ceb.wikipedia.org/wiki/beauveria_bassiana) Pierwotniaki Około 1200 gatunków pierwotniaków związanych jest z owadami i innymi stawonogami na zasadzie symbiozy, komensalizmu czy pasożytnictwa, przy czym owadobójcze gatunki zaobserwowano w gromadach: wiciowców (Zoomastigina), korzenionóżek (Rhizopoda), gregaryn i schizogregaryn (Apicomplexa), kokcydiów (Coccodia), haplosporydiów (Haplosporidia) i orzęsków (Ciliophora). Pierwotniaki wykazują dużą specyficzność atakując pojedyncze gatunki lub spokrewnione grupy. Spory lub cysty stanowią stadium infekcyjne, z których po połknięciu (w jelicie) wychodzą sporozoity przenikające do tkanek żywiciela. W wyniku infekcji owady zmieniają swoje zachowanie, obniżona zostaje ich płodność oraz długość życia. Ponadto owady zaatakowane przez pierwotniaki są bardziej wrażliwe na biopreparaty i insektycydy. Przykładem pierwotniaków atakujących motyle charakterystyczne dla magazynów zbożowych są gregaryny właściwe (Eugregarinaria), obserwowane między innymi w jelicie mklika mącznego. Efektem ich stosowania jest osłabienie i redukcja liczebności szkodników, nie doprowadzają jednak do likwidacji ich populacji (Lipa 2008, Boczek i Lewandowski 2016, Klejdysz i Mrówczyński 2017). 148

Pasożyty i drapieżcy Naturalni wrogowie - pasożyty i drapieżcy najczęściej spotykanych gatunków motyli występujących w magazynach zbożowych, należą do trzech rzędów: muchówek (Diptera), pluskwiaków (Hemiptera) i błonkoskrzydłych (Hymenoptera). Muchówki i błonkówki stanowią grupę owadów pasożytniczych, natomiast pluskwiaki należą do owadów drapieżnych w stosunku do motyli - szkodników magazynowych. Pasożytniczym stadium muchówek są larwy, które żerują w ciele ofiary wyjadając jej mięśnie i ciało tłuszczowe. Samice muchówek składają jaja do wnętrza organizmu ofiary, na powierzchnię jej ciała lub na rośliny/glebę blisko miejsca jej żerowania. Rozwój larw w ciele żywiciela trwa kilka tygodni. Po tym okresie dorosłe larwy opuszczają ciało gospodarza. Żywiciel w wyniku utraty hemolimfy i uszkodzenia tkanek ginie (Tomalak 2008, Boczek i Lewandowski 2016). Pasożytniczym stadium błonkówek również jest larwa, przy czym samica składa jaja do wnętrza jaj innego owada w przypadku rodziny kruszynkowatych (Trichogrammatidae) lub larw, w przypadku rodzin: męczelkowatych (Braconidae), gąsienicznikowatych (Ichneumonidae), bleskotkowatych (Chalicidiidae). Z jaj błonkówek złożonych do jaj innych owadów rozwijają się larwy, natomiast dorosłe osobniki opuszczają jaja żywiciela po 5-10 dniach. Do biologicznego zwalczania szkodników wykorzystywane są zarażone pasożytami jaja żywicieli. Inaczej proces zwalczania szkodników wygląda w przypadku gatunków błonkówek, których larwy rozwijają się z jaj składanych do ciał gąsienic ofiar. Pasożyt rozprowadzany jest w plastikowych pojemnikach, zawierających dorosłe osobniki. Ich larwy nie doprowadzają do szybkiej śmierci gąsienicy - żywiciela. Ofiara ginie dopiero na krótko przed procesem przeobrażenia (Fiedler 2008, Boczek i Lewandowski 2016). Do drapieżnych pluskwiaków atakujących motyle szkodliwe w magazynach zbożowych należą gatunki z dwóch rodzin: dziubałkowatych Anthocoridae i zajadkowatych Reduviidae. Posiadają one aparat gębowy kłująco-ssący. Za jego pomocą wbijają się w ciało ofiary, wypuszczając jednocześnie substancje paraliżujące zawarte w ślinie. Ofiara ulega unieruchomieniu i zostaje wyssana przez pluskwiaka. Na chwilę obecną możliwość rozmnażania, a następnie kolonizowania pluskwiaków jest problematyczna (Zakrzewska-Korcz 2008, Boczek i Lewandowski 2016). W tabeli 1 dokonano zestawienia wrogów naturalnych - pasożytów i drapieżców najczęściej spotykanych gatunków motyli występujących w magazynach zbożowych. Wady i zalety wykorzystania organizmów w zwalczaniu motyli szkodników magazynowych Wykorzystanie organizmów jako biologicznej metody zwalczania szkodników magazynowych w tym motyli, posiada niewiele pozytywnych aspektów przemawiających za ich stosowaniem. Głównym z nich jest fakt znacznie wolniej rozwijającej się odporności szkodników na ich wrogów naturalnych niż na insektycydy. Ponadto istnieje możliwość dostosowania warunków panujących w magazynie (związanych z możliwością regulacji temperatury i wilgotności) do wymagań wprowadzonych organizmów. Pomieszczenia zamknięte umożliwiają stworzenie naturalnym wrogom bardziej optymalnych warunków dla ich rozwoju należy też zwrócić uwagę na to, że konsumenci oczekują produktów spożywczych 149

najwyższej jakości, pozbawionych pozostałości chemicznych środków ochrony roślin. Stosowanie metod biologicznych ogranicza ryzyko występowania takich pozostałości do minimum. Jednak metody biologiczne znajdują zastosowanie głównie w rolnictwie ekologicznym (Boczek i Lewandowski 2016, Klejdysz i Mrówczyński 2017). Niestety zastosowanie metody biologicznej w postaci naturalnych wrogów szkodników magazynowych przyczynia się do wprowadzenia do produktu spożywczego innych organizmów, powodujących jego zanieczyszczenie i obniżenie jakości handlowej. Ponadto wykorzystanie wrogów naturalnych w praktyce jest ograniczone ze względu na konieczność zastosowania dodatkowych kosztownych i czasochłonnych zabiegów dla producentów żywności, takich jak: - poświęcenie większej ilości czasu na kontrolę (monitoring) występowania szkodników, - dostosowanie warunków wykorzystania preparatów biologicznych pod ich duże wymagania, - zwiększenie liczby przeprowadzonych zabiegów z uwagi na selektywne działanie preparatów biologicznych (na jeden rodzaj patogenu), - lepsze przygotowanie zawodowe osób prowadzących magazyny (znajomość występujących szkodników, ich liczebności, występujących stadiów rozwojowych, warunków panujących w magazynie), - doczyszczanie produktów spożywczych w celu usunięcia zanieczyszczeń pochodzących od organizmów wprowadzonych w postaci fragmentów ich ciał, wylinek, kału. Ponadto należy nadmienić, że dużą trudnością w praktycznym zastosowaniu organizmów pożytecznych jest opracowanie metod ich masowej produkcji. Często nie jest możliwe wprowadzenie odpowiednio dużej liczby pasożytów/drapieżców ze względu na brak możliwości ich rozwoju na sztucznych pożywkach. Po za tym często osobniki hodowane w warunkach laboratoryjnych wykazują mniejszą aktywność w stosunku do tych, które rozwijają się w warunkach naturalnych. Należy również podkreślić, że organizmy pożyteczne są bardziej wrażliwe na działanie insektycydów od szkodników (Nawrot 2001, Zydlik 2008, Martyniuk 2012, Boczek i Lewandowski 2016, Klejdysz i Mrówczyński 2017). Choć za wykorzystaniem naturalnych wrogów przemawiają niektóre aspekty to jednak podstawową wadą tej metody jest wprowadzenie nowych czynników biologicznych zanieczyszczających produkty spożywcze. Wiedza dotycząca wykorzystania metody biologicznej w magazynach nie jest wystarczająca. Biorąc pod uwagę fakt, że wpisuję się ona w zasady integrowanej ochrony roślin, należy prowadzić badania nad przydatnością poszczególnych gatunków wrogów naturalnych szkodników magazynowych, np. w celu opracowania syntetycznych środków ich zwalczania. 150

Tab. 1. Wrogowie naturalni najczęściej spotykanych gatunków motyli w magazynach zbożowych (Klejdysz i Mrówczyński 2017) Rząd Rodzina Wróg naturalny Gatunek zwalczanego motyla Muscidae Helina uliginosa Fll. mól nasienniczek Rhinophoridae Melanophora roralis (L.) zadarlica spiżarnianka Tachinidae Clausicella floridensis (Town.) omacnica spichrzanka Clausicella neomexicana omacnica spichrzanka (Town.) Phytomyptera tarsali (Coq.) zadarlica spiżarnianka Anthocoridae Cardiasthetus nazarenus Reut. mklik mączny Nidicola marginata H. & D. mklik mączny, omacnica spichrzanka, skośnik zbożowiaczek Orius insidiosus (Say) mklik próchniczek Xylocoris cursitans (Fall.) mklik próchniczek, omacnica spichrzanka Xylocoris flavipes (Reut.) mklik daktylowiec, mklik mączny, mklik próchniczek, omacnica spichrzanka, skośnik zbożowiaczek Xylocoris sordidus (Reut.) mklik mączny Reduviidae Amphibolus venator Klug mklik daktylowiec Peregrinator biannulipes M. & S. mklik daktylowiec, mklik mączny, omacnica spichrzanka, pleśniakowiec lśniący, zadarlica spiżarnianka Bethylidae Goniozus columbianus Ash. mól ziarniak, zadarlica spiżarnianka Goniozus emigratus mklik próchniczek (Roh.) Goniozus gallicola mklik próchniczek (Kieff.) Holepyris glabratus mklik daktylowiec, (Fabr.) mklik mączny, mklik próchniczek, omacnica spichrzanka Plastanoxus monroi mklik daktylowiec, Rich. omacnica spichrzanka Braconidae Apanteles carpatus (Say) zadarlica spiżarnianka Apanteles nephoptericis mklik mączny, (Pack.) omacnica spichrzanka Bracon mellitor Say mklik mączny Bracon pectoralis (Wes.) skośnik zbożowiaczek Chelonus blackburni Cam. mklik mączny, skośnik zbożowiaczek Chremylus elaphus Hali. mklik mączny, Diptera Hemiptera Hymenoptera 151

mól ziarniak Habrobracon brevicornris mklik daktylowiec, mklik mączny, omacnica spichrzanka Habrobracon hebetor (Wes.) mklik daktylowiec, mklik mączny, mklik próchniczek, omacnica spichrzanka, skośnik zbożowiaczek Macrocentrus ancylivorus Roh. omacnica spichrzanka Phanerotoma flavitestacea Fisch. mklik mączny Phanerotoma hapaliae de Saeg. mklik mączny Phanerotoma ocularis Kohl mklik mączny Chalcididae Psilochalcis brevialata Gr. & John. mklik daktylowiec, mklik próchniczek, omacnica spichrzanka Eupelmidae Eupelmus cushmani omacnica spichrzanka (Craw.) Ichneumonidae Angitia incipiens Wall. mklik mączny Angitia kiehtani Vier. omacnica spichrzanka Diadegma chrysostictos (Gmel.) mklik mączny, mklik próchniczek, omacnica spichrzanka Hemiteles bipunctator (Thun.) mól ziarniak Hemiteles tineae Rond. mól ziarniak Hypsicera curvator (Fabr.) mól nasienniczek, zadarlica spiżarnianka Liotryphon punctulatus (Ratz.) mklik mączny Mesostenus gracilis Cress. mklik mączny, mklik próchniczek, omacnica spichrzanka Mesostenus longicaudis Cress. mklik mączny Nemeritis caudatula Thoms. mól ziarniak Syzeuctus zairensis Ben. mklik daktylowiec Venturia canescens (Grav.) mklik daktylowiec, mklik mączny, mklik próchniczek, mól nasienniczek, mól ziarniak, omacnica spichrzanka, zadarlica spiżarnianka Xenolytus bitinctus (Gmel.) mól nasienniczek, mól ziarniak Pteromalidae Anisopteromalus calandrae mklik daktylowiec, (How.) (Ryc. 3) mklik mączny, mklik próchniczek, skośnik zbożowiaczek Dibrachys boarmiae (Walk.) mól nasienniczek, skośnik zbożowiaczek Dibrachys cavus (Walk.) mklik daktylowiec, 152

Trichogrammati dae Dibrachys clisiocampae (Fitch) Pteromalus cerealellae (Ash.) Pteromalus pyrophilus Koll. Theocolax elegans (West.) Trichogramma brassicae Bezd. Trichogramma carverae Oa. & Pi. Trichogramma evanescens West. Trichogramma minutum Ril. Trichogramma parkeri Nag. Trichogramma pretiosum Ril. Trichogramma turkestanica Mey. mól nasienniczek, mól ziarniak, omacnica spichrzanka, skośnik zbożowiaczek skośnik zbożowiaczek skośnik zbożowiaczek skośnik zbożowiaczek mklik daktylowiec, mklik mączny mklik daktylowiec, mklik mączny mklik daktylowiec, mklik mączny, mklik próchniczek, omacnica spichrzanka, skośnik zbożowiaczek mklik daktylowiec, mklik mączny, omacnica spichrzanka, skośnik zbożowiaczek mklik daktylowiec mklik daktylowiec, omacnica spichrzanka mklik mączny, mklik próchniczek Ryc. 3. Anisopteromalus calandrae (źródło: https://pt.wikipedia.org/wiki/anisopteromalus_calandrae) 153

Literatura 1. Bakuła T. 2014. Bioasekuracja w hodowli zwierząt, w przemyśle paszowym i spożywczym. Wydawnictwo Uniwersytetu Warmińsko-Mazurskiego w Olsztynie. Olsztyn: 7-10, 29-38, 91-93. 2. Baldo B.A., R.C. Panzaani. 1988. Detection of IgE antibodies to a wide range of insect species in subjects with suspected inhalant allergies to insects. Int. Arch. Allergy. Appl. Immunol. 85: 278 287. 3. Bałazy S. 2008. Grzyby owadobójcze Workowce i strzępczaki. W: M. Tomalak, D. Sosnowska. (red.) Organizmy pożyteczne w środowisku rolniczym. Instytut Ochrony Roślin - Państwowy Instytut Badawczy. Poznań: 20-21. 4. Boczek J., M. Lewandowski. 2016. Nauka o szkodnikach roślin uprawnych. Wydawnictwo SGGW. Warszawa: 62-80. 5. Bugti G.A., W. Bin, C. Na, L.H. Feng. 2018. Pathogenicity of Beauveria bassiana strain 202 against sapsucking insect pests. Plant Protect. Sci., 54: 111 117. 6. Dudkiewicz J., R.L. Górny. 2002. Biologiczne czynniki szkodliwe dla zdrowia klasyfikacja i kryteria oceny narażenia. Medycyna Pracy. 53: 29-39. 7. Fiedler Ż. 2008. Błonkówki (Hymenoptera). W: M. Tomalak, D. Sosnowska. (red.) Organizmy pożyteczne w środowisku rolniczym. Instytut Ochrony Roślin - Państwowy Instytut Badawczy. Poznań: 34-43. 8. Jakubas-Zawalska J., Asman, M., Kłyś, M., Solarz, K. 2016a. Sensitization to Sitophilus granarius in selected suburban population of Shouth Poland. J. Stored Prod. Res. 69, 1-6. 9. Jakubas-Zawalska J., Asman, M., Kłyś, M., Solarz, K. 2016b. Prevalence of sensitization to extracts from particular life stages of the saw-toothed grain beetle (Oryzaephilus surinamensis) in citizens of selected suburban areas of Southern Poland. J. Stored Prod. Res. 69, 252-256. 10. Khetan S.K. 2001. Microbial pest control. Journal of Phytopathology, 149: 491 492. 11. Klejdysz T., M. Mrówczyński (red.) 2017. Metodyka integrowanej ochrony magazynów zbożowych. Instytut Ochrony Roślin Państwowy Instytut Badawczy. Poznań: 68-85, 165-178. 12. Kłyś M. 2013. Wpływ ziół na niektóre gatunki chrząszczy szkodliwe w magazynach i przechowalniach. Wydawnictwo Naukowe Uniwersytetu Pedagogicznego. Kraków: 7-9. 13. Laengle T., B. Pernfuss, C. Seger, H. Strasser. 2005. Field efficacy evaluation of Beauveria brongniartii against Melolontha melolontha L. in potato cultures. Sydowia, 57(1): 54-93. 14. Lipa J.J. 2008. Pierwotniaki Mikrosporydia, greagryny, kokcydia. W: M. Tomalak, D. Sosnowska. (red.) Organizmy pożyteczne w środowisku rolniczym. Instytut Ochrony Roślin - Państwowy Instytut Badawczy. Poznań: 12-13. 15. Martyniuk S. 2012. Czynniki wpływające na wykorzystanie biopestycydów mikrobiologicznych w ochronie roślin. Postępy w Ochronie Roślin 52(4): 957-962. 16. Mascarin G.A., S.T. Jaronski. 2016. The production and uses of Beauveria bassiana as a microbial insecticide. World J Microbiol Biotechnol 32: 177. 17. Nawrot J., 2001. Owady szkodniki magazynowe. Wyd. Themar. Warszawa: 3-4 154

18. Olejarski P., S. Ignatowicz. 2010. Szkodniki magazynowe w produktach spożywczych. Postępy w Ochronie Roślin 50(2): 600-604. 19. Olejarski P., S. Ignatowicz. 2011. Integrowana metoda zwalczania szkodników magazynowych podstawą zapewnienia wysokiej jakości przechowywanego ziarna zbóż. Postępy w Ochronie Roślin 51(4): 1879-1885. 20. Olejarski P., P. Węgorek, J. Zamojska. 2013. Monitoring i zwalczanie szkodników w obiektach magazynowych w Polsce. Postępy w Ochronie Roślin 53(3): 455-461. 21. Pabis K. 2013. Motyle szkodliwe dla zdrowia człowieka. Kosmos. Problemy nauk biologicznych. Polskie Towarzystwo Przyrodników im. Kopernika. Tom 62, Nr 1 (298): 47-60. 22. Phillips J.K., W.E. Burkholder. 1984. Health hazards of insects and mites in food. p. 280 292. In: Insect Management for Food Storage and Processing (F.J. Baur, ed.). American Association of Cereal Chemists, St. Paul, Minnesota, 384 pp. 23. Roodt A.R., O.D. Salomon, T.A. Orduna. 2000. Accidentes por lepidopteros con especial referencia a Lonomia sp. Medicina 60: 964 972. 24. Siara J. 2012. Biologiczna ochrona roślin. Małopolski Ośrodek Doradztwa Rolniczego w Karniowicach. Karniowice: 9-10. 25. Skrzecz I. 2000. Bakulowirusy jako czynniki biologicznej kontroli szkodliwych owadów leśnych. Prac. Inst. Bad. Leś., A, 4(904): 5-27. 26. Tomalak M. 2008. Muchówki (Diptera). W: M. Tomalak, D. Sosnowska. (red.) Organizmy pożyteczne w środowisku rolniczym. Instytut Ochrony Roślin - Państwowy Instytut Badawczy. Poznań: 64-69. 27. Zakrzewska-Korcz A. 2008. Pluskwiaki (Heteroptera). W: M. Tomalak, D. Sosnowska. (red.) Organizmy pożyteczne w środowisku rolniczym. Instytut Ochrony Roślin - Państwowy Instytut Badawczy. Poznań: 64-69. 28. Zimmermann G. 2007. Review on safety of the entomopatho-genic fungi Beauveria bassiana and Beauveria brongniartii. Biocontrol Science and Technology, 17: 553 596. 29. Zydlik P. 2008. Wykorzystanie preparatów pochodzenia naturalnego w zwalczaniu niektórych chorób roślin sadowniczych. Nauka Przyr. Technol. Tom 2 (1):1-6. 30. Rozporządzenie Parlamentu Europejskiego i Rady (WE) NR 1107/2009 z dnia 21 października 2009 r. dotyczące wprowadzania do obrotu środków ochrony roślin i uchylające dyrektywy Rady 79/117/EWG i 91/414/EWG 31. Ustawa o środkach ochrony roślin z dnia 8 marca 2013 r. (Dz. U. 2013 poz. 455) 32. https://pl.wikipedia.org/wiki/bacillus_thuringiensis 33. https://ceb.wikipedia.org/wiki/beauveria_bassiana 34. https://pt.wikipedia.org/wiki/anisopteromalus_calandrae 155

Ocena wpływu ekstraktów roślinnych na krętki Borellia burgdorferi w warunkach in vitro Sławomir Dudek, Weronika Wojnar, Ilona Kaczmarczyk-Sedlak Katedra i Zakład Farmakognozji i Fitochemii, Wydział Farmaceutyczny z Oddziałem Medycyny Laboratoryjnej w Sosnowcu, Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach, Polska, e-mail: sdudek@sum.edu.pl Abstract Lyme disease is a multisystem disease which is caused by various strains of the spirochete Borrelia burgdorferi. Pharmacognostic methods seem to be attractive alternative supplementary approaches for treating of Borrelia infection. Standard antibiotic treatment is often supplemented by patients with plants with bactericidal and strengthening effects on the body properties. Among many medicinal plants Dipsacus fullonum, Reynoutria japonica and Scutellaria baicalensis are very popular among patients with Lyme disease. Therefore, the aim of this study was the evaluation of the effect of plant extracts on Borrelia burgdorferi spirochetes in vitro. The bacterial culture was carried out in BSK-H medium (Barbour'a, Stoenner'a, Kelly'ego; Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) at 37 C in microaerophilic conditions. For the analysis of MIC and MBC of Borrelia burgdorferi spirochetes a series of plant extract dilutions (16-0.032 mg/ml) were prepared. In the plant material the content of phenols, phenolic acids, flavonoids, tannins and the antioxidant potential was measured. The active compound content in Dipsacus fullonum, Reynoutria japonica and Scutellaria baicalensis were as follows: phenols: 1.789 mg/ml, 0.835 mg/ml and 1.874 mg/ml; phenolic acids: 3.430 mg/ml, 0.720 mg/ml and 1.089 mg/ml; flavonoids: 1.489 mg/ml, 0.777 mg/ml and 2.075 mg/ml; tannins: 0.444 mg/ml, 0.080 mg/ml and 0.073 mg/ml. The antioxidant potential was respectively: 2013 μm Trolox/100 ml, 1986 μm Trolox/100 ml and 2008 μm Trolox/100 ml. For Reynoutria japonica the MIC was 2 mg/ml and MBC 8 mg/ml, for Dipsacus fullonum 1 mg/ml and 8 mg/ml and for Scutellaria baicalensis 0.25 mg/ml and 2 mg/ml. Plant extract from Scutellaria baicalensis is characterized by the greatest potential to inhibit of Borrelia burgdorferi development in vitro. Keywords: Borrelia burgdorferi, Dipsacus fullonum, Reynoutria japonica, Scutellaria baicalensis, MIC, MIB Wstęp 156

Borelioza (choroba z Lyme) wywołana przez krętki Borrelia burgdorferi jest wieloukładową choroba atakującą liczne tkanki i narządy ludzkiego ciała. W 1975 r. w miasteczku Lyme zostało zdiagnozowane młodzieńcze idiopatyczne zapalenie stawów, które wystąpiło równocześnie u kilkunastu dzieci (Nordberg 2012). Wysypka skórna spowodowana infekcją krętkami Borrelia burgdorferi została opisana już w 1909 r. przez Arvida Afzeliusa w Szwecji. Afzelius przedstawił wyniki swoich badań, w których sugerował, że obecność rumienia obrączkowatego odśrodkowego (Erythema annulare centrifugum) może być spowodowana ukąszeniem kleszcza (Afzelius 1921). Od jego nazwiska wywodzi się nazwa krętka wywołująca typ skórny boreliozy Borrelia afzelii. W 1922 r. Ch. Garinoraz i A. Bujadoux opisali, niezależnie od siebie, nerwową postać boreliozy (wywoływaną przez Borrelia garinii). Tezę postawioną przez Afzeliusa potwierdzono dopiero w 1981 r., kiedy to z kleszczy pochodzących z Old Lyme wyizolowano krętka odpowiedzialnego za rozwój boreliozy. Odkrycia tego dokonał Burgdorfer, stąd pochodzi obecna nazwa krętka Borrelia burgdorferi (Garfield 1989, Nordberg 2012). Krętki Borrelia burgdorferi przenoszone są przez kleszcze rodzaju Ixodes sp. W zależności od lokalizacji występuje swoistość gatunkowa wektora. W Europie jest nim Ixodes ricinus, w Azji Ixodes persulcatus, zaś w Ameryce Północnej Ixodes scapularis. Dotychczas poznano 15 genogatunków krętków Borrelia burgorferi, z czego 7 jest chorobotwórczych dla człowieka: Borrelia burgdorferi sensu stricto, Borrelia afzelii, Borrelia garinii, Borrelia bissetti, Borrelia spielmanii, Borrelia lusitaniae, Borrelia valaisiana (Biesiada i wsp. 2012, Mączka i Tylewska-Wierzbanowska 2010, Stanek i Reiter 2011). Kleszcze z rodzaju Ixodes występują przede wszystkim w obrębie lasów liściastych i mieszanych z bogatym podłożem. Aktywność kleszczy trwa od kwietnia do początku listopada, z czego największa, szczytowa aktywność przypada na miesiąc maj, a nieco mniejsza jest we wrześniu (Wójcik-Fatla 2009). Za rozwój postaci skórnej boreliozy odpowiedzialne są krętki Borrelia afzelii, postać stawową wywołują krętki Borrelia burgdorferi sensu stricto, zaś za postać nerwową krętki Borrelia garinii. Objawy tej choroby mogą pojawić się nawet po kilku latach od ukłucia kleszcza zainfekowanego krętkiem. Jest to spowodowane m.in. zmiennością morfologiczną krętków możliwością występowania formy L oraz neurotropizmem szczepu, szybkością ich namnażania jak również odmiennością immunologiczną ośrodkowego układu nerwowego. Forma L jest pozbawiona ściany komórkowej wraz z antygenami powierzchniowymi, co powoduje utajenie obecności krętka w tej postaci przed układem immunologicznym. Infekcja układu nerwowego przeważnie odbywa się poprzez naczynia krwionośne (Bernardino i wsp. 2008, Hildenbrand i wsp. 2009). Objawy neuroboreliozy są niejednoznaczne, co utrudnia jej diagnostykę. Odpowiedzialnych jest za to wiele czynników. Sama interakcja krętka z komórką nerwową prowadzi do jej uszkodzenia, co w rezultacie prowadzi do jej martwicy i wywołania stanu zapalnego (Zajkowska i wsp. 2006). Produkty degradacji komórek, toksyczne produkty komórek żernych, enzymy proteolityczne i uwolnione wolne rodniki (m.in. tlenek azotu) są czynnikami odpowiedzialnymi za rozwój ostrej oraz przewlekłej neuroborelizy (Miklossy i wsp. 2008). Zmiany w obwodowym i ośrodkowym układzie nerwowym mogą występować niezależnie na każdym etapie zaawansowania choroby (Donta 2012, Zajkowksa i wsp. 2006). Prawie wszystkie osoby chore na boreliozę skarżą się na zmęczenie towarzyszące im niezależnie od 157

długości odpoczynku. Poza tym występują również przemijające zapalenia stawów, bóle mięśni, bóle głowy, zaburzenia czucia, objawy ze strony narządu wzroku (m.in. podwójne widzenie). Opisane objawy mają zazwyczaj charakter napadowy pojawiający się niekiedy w dosyć regularnych odstępach czasu. Świadczy to o wczesnym stadium boreliozy, którą można całkowicie wyleczyć stosując odpowiednią terapię (Henningsson i wsp. 2011, Zajkowksa i wsp. 2006). Im dłuższy okres choroby, tym objawy bardziej się nasilają oraz uzyskują swoistą specyfikację w zależności od typu krętka, jakim osoba chora została zainfekowana (Henningsson i wsp. 2011, Hildenbrand i wsp. 2009, Zajkowksa i wsp. 2006). Wytyczne dotyczące farmakologicznego leczenia boreliozy opracowane przez EUCALAB (European Concerted Action on Lyme Borreliosis) dla Europy w 2007 roku obejmują podawanie doustne lub dożylne antybiotyków: amoksycyliny, azytromycyny, doksycykliny, penicyliny, cefuroksymu, ceftriaksonu (Zajkowska i wsp. 2007). Przyjmuje się, że skuteczność antybiotykoterapii jest bardzo wysoka, lecz tyczy się to przypadków, gdzie choroba została szybko zdiagnozowana, wprowadzono prawidłowe leczenie i pacjent przestrzegał zaleceń lekarza. Standardowo stosowana antybiotykoterapia często jest uzupełniana przez pacjentów roślinami o działaniu bakteriobójczym oraz wzmacniającym na organizm (Godek 2014). Oczywiście zaznaczyć należy, że wszelkie dodatkowo przyjmowane substancje powinny być konsultowane z lekarzem. Pomocniczo w leczeniu infekcji krętkami Borrelia burgdorferi mogą okazać się skuteczne metody farmakognostyczne (Godek 2014, Liebold i wsp. 2011, Goc and Rath 2016). Szczeć pospolita (Dipsacus fullonum L.) to roślina zielna z rodziny szczeciowatych (Dipsacaceae). Jest to duża roślina zielna o sztywnej, kolczastej łodydze dorastająca do dwóch metrów wysokości o tęgich, wzniesionych pędach (Ryc. 1). Roślina kwitnie od lipca do sierpnia w drugim roku życia. Rośnie w rowach, w zaroślach, na przydroża i na pastwiskach, na skrajach lasów i brzegach rzek. Jest to roślina dwuletnia, mrozoodporna, inwazyjna lubiąca miejsca bardzo słoneczne, przeciętnie ciepłe. Surowcem pozyskiwanym ze szczeci o znaczeniu farmakognostycznym są korzenie i liście. Korzenie wykopuje się wiosną lub jesienią, liście zbiera przed i w czasie kwitnienia (Kukuła i Witkowska-Banaszczak 2014). O zastosowaniu niektórych gatunków roślin z rodziny Dipsacaceae w medycynie ludowej na terenie Europy dowiadujemy się z XVI-wiecznych zielników. Bogate opisy wskazują na wykorzystywanie szczeci pospolitej (Dipsacus silvestris) jako środka przeciwbólowego w leczeniu reumatyzmu oraz dny moczanowej. Tradycyjnie wykorzystywana była w medycynie chińskiej (Traditional Chinese Medicine) i wykorzystywana była przy złamaniach, uszkodzonych ścięgnach oraz ranach skóry (Hung i wsp. 2006). Ponadto przypisuje się jej m.in.: wzmocnienie systemu odpornościowego, łagodzenie skurczów macicy, łagodzenie niedoboru witaminy E, działanie antybakteryjne, wspomaganie procesów zdrowienia uszkodzonych kości, zapobieganie zanikowi kości i cofaniu jego skutków (osteoporoza), działanie przeciw wiciowcom atakującym narządy rozrodcze (Jing-Nuan 2005). Nadal jest stosowana m.in. przy leczeniu boreliozy, reumatyzmu, chorób płuc, wrzodów żołądka, dny moczanowej, nawracających bóli, stanów zapalnych skóry, wyprysków i zmian skórnych (Hung i wsp. 2006). Do tej pory udało się zidentyfikować w składzie chemicznym rośliny m.in.: flawonoidy: apigeninę, kwercetynę, kemferol, 158

fenolokwasy: kwas chlorogenowy, chinowy, protokatechowy, kawowy, p-kumarowy i p-hydroksybenzoesowy, irydoidy: cefelarozyd, dipsakotynę i dipsakan, saponozydy triterpenowe występują w formie wolnego kwasu oleanowego i ursolowego, irydoidy: loganina, kwas loganinowy oraz swerozyd, kantlejozyd, lacinatozyd, sylwesterozyd, dipsanozyd A, B i alkaloidy (De i wsp. 2012, Zhao i wsp. 2011). Ryc. 1. Szczeć pospolita (Dipsacus fullonum L.) Rdestowiec ostrokończysty (Reynoutria japonica) należący do rodziny rdestowantych (Polygonaceae) to dwupienna bylina dorastająca do 5 metrów wysokości, z łodygami wzniesionymi, pustymi wewnątrz, liśćmi o długości ok. 15 cm, szerokoeliptycznym kształcie (Ryc. 2). Uważany jest za gatunek niepożądany w środowisku naturalnym, gdyż wypiera rodzime gatunki. Pochodzi ze wschodniej Azji, gdzie zazwyczaj porasta doliny rzek, tereny przydrożne i skraje lasów. Surowcem zielarskim jest kłącze rdestowca. Szybkie suszenie zapobiega rozkładowi związków czynnych zawartych w surowcu. Jednocześnie jednak zbyt wysoka temperatura i słońce powodują rozpad cennych składników leczniczych (Kowalczyk 2009). W kłączach występują duże ilości resweratrolu, ponadto: kwercetyna, luteolina, apigenina, kemferol, emodyna, rezorcyna, kwas protokatechinowy, kwas galusowy, kwas kumarowy, metylokumaryna, kwas katechinowy i protokatechinowy (Bralley i wsp. 2008, Huang i wsp. 2008). W medycynie chińskiej jest od dawna wykorzystywany w leczeniu wielu chorób włącznie z nowotworami. Właściwości rdestowca były przedmiotem badań niektórych naukowców. Działa antybakteryjne, antywirusowo, przeciwgrzybiczo, stymuluje i moduluje układ immunologiczny, wykazuje działanie przeciwzapalne, jest modulatorem angiogenezy. Działa również osłaniająco na tkankę nerwową oraz jest przeciwutleniaczem (Pavičić i wsp. 2009). Istnieją doniesienia, że rdestowiec ma działanie przeciwbakteryjne oraz przeciwzapalne (Su i wsp. 2015). 159

Ryc. 2. Rdestowiec ostrokończysty (Reynoutria japonica) Tarczyca bajkalska (Scutellaria baicalensis Georgi) należącą do rodziny Lamiaceae jest niewysoką, dorastającą do ok. 60 cm wysokości wieloletnią byliną. Charakterystyczną cechą są niebiesko-fioletowe kwiaty układające się w kształt lwiej paszczy (Ryc. 3). Jest to roślina pochodząca ze wschodnich regionów Rosji, Mongolii oraz Chin gdzie już od czasów starożytnych jest wykorzystywana w tradycyjnej medycynie. We współczesnym ziołolecznictwie wykorzystywany jest korzeń tarczycy, w którym zidentyfikowano niemal 300 związków, spośród których największą rolę pełnią związki fenolowe, głównie flawonoidy m.in.: bajkaleina, bajkalina, wogonina, skutellareina. Z uwagi na bogaty skład chemiczny właściwości tarczycy bajkalskiej zostały przeanalizowane przez wielu badaczy, którzy stwierdzili, że charakteryzuje się ona zróżnicowanym działaniem. Ponadto roślina ta charakteryzuje się działaniem.in.: przeciwzapalnym, przeciwartretycznym, antyhepatotoksycznym, antyoksydacyjnym (Zhao i wsp. 2016). Ryc. 3. Tarczyca bajkalska (Scutellaria baicalensis Georgi) 160