Sposób stymulowania katalizatorów białkowych używanych w reakcjach biochemicznych, zwłaszcza enzymów stosowanych w reakcjach otrzymywania sacharydów

Transkrypt

1 RZECZPOSPOLITA POLSKA (12) OPIS PATENTOWY (19) PL (11) (13) B1 (21) Numer zgłoszenia: (51) Int.Cl. C12Q 1/25 ( ) G01N 21/17 ( ) Urząd Patentowy Rzeczypospolitej Polskiej (22) Data zgłoszenia: (54) Sposób stymulowania katalizatorów białkowych używanych w reakcjach biochemicznych, zwłaszcza enzymów stosowanych w reakcjach otrzymywania sacharydów (73) Uprawniony z patentu: UNIWERSYTET ROLNICZY IM. HUGONA KOŁŁĄTAJA W KRAKOWIE, Kraków, PL (43) Zgłoszenie ogłoszono: BUP 26/07 (45) O udzieleniu patentu ogłoszono: WUP 05/12 (72) Twórca(y) wynalazku: MACIEJ FIEDOROWICZ, Kraków, PL ANNA KONIECZNA-MOLENDA, Kraków, PL GOHAR KHACHATRYAN, Radziszów, PL PIOTR TOMASIK, Kraków, PL (74) Pełnomocnik: rzecz. pat. Zbigniew Korzeniowski PL B1

2 2 PL B1 Opis wynalazku Przedmiotem wynalazku jest sposób stymulowania katalizatorów białkowych używanych w reakcjach biochemicznych. Sposób jest szczególnie przydatny do stymulowania enzymów wyizolowanych z organizmów żywych i stosowanych w reakcjach otrzymywania i przetwarzania sacharydów. Enzymy to biokatalizatory białkowe, naturalnie występujące w organizmach żywych, ich działanie sprowadza się do katalizy reakcji biochemicznych poprzez obniżenia energii aktywacji. Enzymy można poddawać różnym modyfikacjom, mającym na celu zwiększenie ich aktywności, stabilności czy zmianę selektywności. Wyodrębnianie enzymów z różnych mikroorganizmów oraz modyfikacje biologiczne na poziomie genetycznym pozwalają na uzyskanie enzymów o różnej aktywności, stabilności, selektywności i specyficzności. Przykładowo enzym stosowany do otrzymywania mieszaniny α-, β- i γ-cyklodekstryn po modyfikacji genetycznej umożliwia uzyskanie w przeważającej ilości jednego z produktów γ-cyklodekstryn, co znane jest z amerykańskiego opisu patentowego US (Int. Cl 7 A61K31/724; C07H21/04; C12P19/18; C12P21/02; C12N5/06; C12N9/10). Dobór natomiast korzystnych dla enzymu warunków fizykochemicznych umożliwia uchwycenie maksimum jego aktywności, co opisano w patencie japońskim o nr zgłoszenia JP (Int.CI 6 C12N9/10; C12R1:07), który podaje zależność aktywności enzymu cyklodekstryn glukozyltransferaza od temperatury, ph i obecności kationów metali. Światło jest falą elektromagnetyczną o określonej długości fali, natężeniu itp. cechach. Polaryzacja światła to, obok barwy i natężenia, jedna z jego cech. Występują trzy rodzaje polaryzacji światła: liniowa, kołowa i eliptyczna. Badania przeprowadzone na Uniwersytecie Rolniczym w Krakowie wykazały wpływ światła spolaryzowanego na właściwości i degradację skrobi różnego pochodzenia oraz na amylopektynę. Stwierdzono, że naświetlanie skrobi przez krótki okres czasu światłem widzialnym liniowo spolaryzowanym indukuje degradację polisacharydów skrobiowych. Dłuższe naświetlanie prowadzi do rekombinacji łańcuchów polisacharydów. Warunkiem wystąpienia zarówno degradacji jak i rekombinacji było istnienie krystalicznych domen w granuli skrobi zdolnych do absorbcji światła spolaryzowanego. Natomiast wyizolowana amylopektyna nie wykazywała pod wpływem światła spolaryzowanego żadnych zmian fizykochemicznych. Wzrost wydajności reakcji hydrolizy skrobi amylazy naświetlanej światłem niespolaryzowanym oraz spolaryzowanym liniowo, przedstawiono w publikacji M. Fiedorowicz, G. Chaczaturian; Effect of Illumination with the Visible Polarized and Nonpolarized Light on α-amylolysis of Starches of Different Botanical Origin, J. Agric. Food Chem., 2003, 51 (26), str Znane są także biologiczne efekty oddziaływania światła spolaryzowanego na organizmy żywe, co opisano w artykule T. Kubasowa, IV). Fenyo, Z. Somosy, L. Gazso, I. Kertesz; lnvestigations on Biological Effect of Polarized Light; Photochemistry and Photobiology, Vol. 48, No. 4, 1988, str W niemieckim opisie zgłoszeniowym DE (Int.Cl 5 A61N5/06; A61F7/00) ujawniono korzystne oddziaływanie światła spolaryzowanego o określonej barwie na ludzki organizm, co znalazło zastosowanie w medycynie i kosmetyce. Nieoczekiwanie okazało się, że zastosowanie w reakcji enzymatycznej enzymu naświetlanego światłem liniowo spolaryzowanym wpływa na jego aktywność, stabilność i selektywność w reakcji otrzymywania i przetwarzania węglowodanów. W niniejszym rozwiązaniu przedstawiono nowy sposób fizycznej stymulacji wyizolowanych enzymów, należących do grup. oksydoreduktaz, transferaz i hydrolaz, które wykorzystywane są w typowych reakcjach enzymatycznych wykonywanych w przemysłowych warunkach. Istota rozwiązania charakteryzuje się tym, że pojedynczy enzym (scharakteryzowany jednym numerem EC przez Komitet Nazewnictwa Międzynarodowej Unii Biochemii i Biologii Molekularnej z ang. Nomenclature Committee International Union of Biochemistry) klasyfikowany do grupy oksydoreduktaz, transferaz, hydrolaz lub kilka różnych enzymów (enzymy posiadające różne numery EC) poddaje się naświetleniu światłem liniowo spolaryzowanym przed wykonaniem reakcji enzymatycznej. Enzym lub kilka enzymów naświetla się w postaci roztworu lub dyspersji w buforze o ph (ph = 4-10), w którym enzym wykazuje najwyższą aktywność i stabilność. Temperatura roztworu lub dyspersji enzymu podczas naświetlania powinna być stała i nie może przekraczać 37 C. Korzystna stymulacja enzymu dokonywana jest poprzez naświetlanie światłem liniowo spolaryzowanym o długości fali z zakresu światła widzialnego wynoszącym od nm. Natężenie promieniowania wynosi 3-20 mw/cm 2. Optymalna ilość energii dostarczonej w wyniku naświetlenia do enzymu jest stała dla danego enzymu i zależy od natężenia źródła promieniowania, czasu naświetlania i waha się w grani-

3 PL B1 3 cach J dla 1 ml roztworu lub dyspersji. Enzym może być stymulowany bezpośrednio przed wprowadzeniem do reakcji. Naświetlony enzym może być przechowywany bez dostępu światła w niskiej temperaturze nieprzekraczającej 8 C przez okres czasu zapewniający trwałość stymulacji, przy czym trwałość stymulacji światłem zależna jest od rodzaju enzymu. Zaletą rozwiązania jest zmiana aktywności, stabilności i selektywności enzymów naświetlonych światłem liniowo spolaryzowanym. Optymalną ilość energii dostarczanej do enzymu w celu jego stymulacji można regulować poprzez zmianę natężenia źródła promieniowania i czasu naświetlania. Stymulowany tą metodą enzym może być przechowywany przez dłuższy okres czasu bez utraty jego właściwości uzyskanych w wyniku naświetlania, a czas przechowywania może wynosić kilka miesięcy. Reakcję enzymatyczną z naświetlanymi tym sposobem enzymami wykonuje się w sposób standardowy i ze standardowych substratów, po czym wybiera się typową dla powstających produktów metodę analizy. Przedmiot wynalazku w czterech przykładach wykonania zilustrowano na rysunku obrazującym wyniki reakcji katalizowanych naświetlanymi enzymami, na którym. fig. 1 przedstawia wykres słupkowy wydajności reakcji otrzymywania α-, β- i γ-cyklodekstryn dla różnych czasów naświetlania enzymu, przy stężeniu skrobi sago wynoszącym 0,015 g/ml i stężeniu enzymu 0,004 ml/ml, fig. 2 analogiczny wykres jak na fig. 1, przy stężeniu skrobi sago wynoszącym 0,03 g/ml i stężeniu enzymu 0,008 ml/ml, fig. 3 wykres stężenia ksylozy w mieszaninie poreakcyjnej od czasu reakcji dla enzymów naświetlanych i enzymu wzorcowego, fig. 4 wykres stężenia glukozy w mieszaninie poreakcyjnej od czasu reakcji dla enzymu naświetlanego i enzymu wzorcowego, fig. 5 wykres stężenia kwasu glukonowego w mieszaninie poreakcyjnej od czasu reakcji katalizowanej enzymami naświetlanych i nienaświetlanych dla glukoamylazy i oksydazy glukozowej, a fig. 6 wykres wydajności reakcji otrzymywania α-, β- i γ-cyklodekstryn w warunkach jak na fig. 1 dla enzymów przechowywanych bez dostępu światła ponad 3 miesiące w temperaturze 4 C. P r z y k ł a d 1 - Otrzymywanie α-, β- i γ-cyklodekstryn Materiały - Skrobia sago, firma Wah Chang International Group of Companies, Singapore - Enzym, cyklodekstryn glukozyltransferaza (CGTase) należąca do grupy transferaz (EC ), produkt handlowy pod nazwą Toruzyme, firma Novozymes, Dania. Stymulacja enzymu Niewielką ilość (2,0 ml) roztworu enzymu o ph 7,0 umieszczono w szklanej kuwecie. Kuweta posiadała wymiary 1 cm x 1 cm, wysokość 2,5 cm, i zamykana była teflonową zatyczką. Enzym naświetlano w kuwecie z odległości 30 cm od źródła światła. Stosowano iluminator typu KB 502 firmy Kabid, Chorzów, Polska, zaopatrzony w lampę ksenonową XBO 150 firmy Oriel, Anglia emitującą światło widzialne o długości fali do 780 nm i liniowo polaryzujący filtr firmy Polaroid, USA, który wycinał promieniowanie o długości fali poniżej 500 nm. Natężenie promieniowania wynosiło w tej pozycji 8 mw/cm 2, a energia promieniowania przypadająca na 1,0 ml enzymu wynosiła 28,8 J na godzinę. Enzym naświetlano przez czas 30, 45, 60 minut oraz 2 i 5 godzin. Podczas naświetlania utrzymywano stałą temperaturę roztworu enzymu, która wynosiła 20 ± 1 C. Enzymy stymulowane przez 30, 45, 60 minut dodatkowo przechowywano w ciemności w temperaturze 4 C przez okres 90 dni. Reakcja enzymatyczna Stymulowane światłem enzymy używano w reakcjach otrzymywania cyklodekstryn. Jako odnośnik stosowano enzym nienaświetlany. Skrobię sago rozpuszczoną w buforze fosforanowym ogrzewano na mieszadle magnetycznym przez 15 minut w temperaturze C. Po ostudzeniu roztworów skrobi do temperatury pokojowej dodano enzymy. Stężenie skrobi sago w mieszaninach reakcyjnych, w przeliczeniu na suchą masę, wynosiło 0,015 i 0,03 g/ml natomiast zawartość enzymu 0,004 i 0,008 ml/ml. Mieszaninę reakcyjną termostatowano w łaźni wodnej w temperaturze 37 C delikatnie mieszając przez 2 godziny. Analiza produktów Zawartość α, β i γ-cyklodekstryn w mieszaninie poreakcyjnej oznaczano metodą chromatografii cieczowej. Stosowano chromatograf firmy Shimadzu z detektorem firmy Merck Hitachi i kolumną APS-Hypersil firmy Agilent Technologies, USA. Jako rozpuszczalnik używano roztwór acetonitryl/woda (75.25, v/v), natężenie objętościowe przepływu przez kolumnę wynosiło 0,7 ml/min, przy temperatu-

4 4 PL B1 rze 45 C. Wszystkie próbki były przed analizą przefiltrowane przez sączek celulozowy firmy Whatman o średnicy porów 5,0 µm. Na podstawie pola powierzchni pików obliczono zawartość α-, β-, γ-cyklodekstryn, korzystając z uprzednio wykonanej krzywej wzorcowej dla α-, β-, γ-cyklodekstryn pochodzących z firmy Sigma-Aldrich, USA. Wyniki W reakcjach o niskich stężeniach skrobi i enzymu, stymulacja enzymu światłem powodowała powstawanie największej ilości β-cyktodekstryny, podczas kiedy zastosowanie enzymu nienaświetlanego dawało najwięcej α-cyklodekstryny. Optymalnym czasem naświetlania było 60 minut (fig. 1). W przypadku wyższych stężeń skrobi i enzymu, naświetlanie enzymu powodowało zwiększenie wydajności całkowitej reakcji. Jednak najbardziej wzrosła ilość otrzymywanych β- i γ-cyklodekstryny, a optymalny czas naświetlania wynosił 2 godziny (fig. 2). Stymulacja enzymu światłem liniowo spolaryzowanym powodowała wzrost aktywności i zmianę selektywności enzymu. Enzym stymulowany światłem i przechowywany przez 90 dni w temperaturze 4 C, bez dostępu światła dawał w reakcji enzymatycznej (fig. 6) podobne rezultaty jak enzym naświetlony bezpośrednio przed wykonaniem reakcji (fig. 1). P r z y k ł a d 2 - Otrzymywanie ksylozy Materiały - Ksylan z drewna bukowego firmy Sigma-Aldrich, USA - Enzym endo-1,4-β-ksylanaza z Thermomyces lanuginosus z grupy enzymów hydrolizujących (EC ) o aktywności 2500 U/g firmy Sigma-Aldrich, USA. Stymulacja enzymu Mieszaninę enzymu 1 ml, zawierającą 0,02 g ksylanazy zawieszonej w buforze fosforanowym 22 mmol/dm 3 ph 4.7 umieszczono w szklanej kuwecie o wymiarach 1 cm x 1 cm, wysokość 1,5 cm, zamykanej teflonową zatyczką. Enzym umieszczony w kuwecie naświetlano światłem liniowo spolaryzowanym z odległości 22 cm od źródła światła. Stosowano iluminator typu KB 502 firmy Kabid, Chorzów, Polska, zaopatrzony w lampę ksenonową XBO 150 firmy Oriel, Anglia emitującą światło widzialne o długości fali do 780 nm i liniowo polaryzujący filtr firmy Polaroid, USA, który wycinał promieniowanie o długości fali poniżej 500 nm. Natężenie promieniowania wynosiło w tej pozycji 16 mw/cm 2, a energia promieniowania przypadająca na 1,0 ml mieszaniny enzymu wynosiła 57,6 J na godzinę. Naświetlanie prowadzono przez 1-2 godzin. W podobnych warunkach naświetlano enzym światłem nie spolaryzowanym uzyskanym poprzez zastosowanie filtra HN 22 Polaroid, USA nie polaryzacyjnego, który wycinał promieniowanie o długości fali poniżej 500 nm. W tych warunkach natężenie promieniowania wynosiło 18 mw/cm 2, a energia promieniowania nie spolaryzowanego przypadająca na 1,0 ml mieszaniny enzymu wynosiła 64,8 J na godzinę. Podczas naświetlania utrzymywano stałą temperaturę mieszaniny enzymu, która wynosiła 15 ± 1 C. Reakcja enzymatyczna Ksylan rozpuszczony w buforze fosforanowym 22 mmol/dm 3 ph 4.7 ogrzewano na mieszadle magnetycznym przez 15 minut w temperaturze 90 C. Po ostudzeniu do temperatury pokojowej dodano mieszaninę enzymu - ksylanazy w buforze fosforanowym. Stężenie ksylanu w mieszaninie reakcyjnej wynosiło w przeliczeniu na suchą masę 2 mg/ml natomiast zawartość ksylanazy 250 U/g ksylanu. Mieszaninę reakcyjną termostatowano w łaźni wodnej w temperaturze 37 C. Po odpowiednim czasie reakcji oznaczono zawartość ksylozy w mieszaninach poreakcyjnych. W analogiczny sposób wykonano reakcję ze stosowanym jako wzorzec enzymem nienaświetlanym. Analiza produktów Zawartość ksylozy oznaczano za pomocą roztworu kwasu 3,5-dinitrosalicylowego (DNS) z dodatkiem winianu sodowo-potasowego w środowisku alkalicznym, następnie mierzono absorbancję uzyskanych roztworów przy długości fali 540 nm. Zawartość ksylozy obliczono na podstawie wartości uzyskanej absorbancji korzystając z uprzednio wykonanej krzywej wzorcowej wykonanej dla DL-ksylozy pochodzącej z firmy Fluka, Szwajcaria. Wyniki Stymulacja ksylozy zarówno światłem nie spolaryzowanym jak i liniowo spolaryzowanym powoduje wzrost aktywności enzymu uwidaczniający się większą wydajnością reakcji. Wydajność reakcji otrzymywania ksylozy jest jednak większa w przypadku użycia enzymów naświetlanych światłem spolaryzowanym i rośnie wraz z czasem ich naświetlania (fig. 3).

5 PL B1 5 P r z y k ł a d 3 - Otrzymywanie glukozy Materiały - Skrobia sago firmy Wah Chang International Group of Companies, Singapore, - Enzym 1,4-α-D-glukan glukohydrolaza z grupy hydrolaz (EC ) powszechnie nazywany glukoamylazą lub amyloglukozydazą o aktywności 365 U/g, dostępny pod nazwą handlową OPTIDEX L-400 firmy Genencor International, USA Stymulacja enzymu Niewielką ilość (1,0 ml) roztworu enzymu oraz 1 ml buforu octanowego o ph 6,0 umieszczono w szklanej kuwecie. Kuweta posiadała wymiary 1 cm x 1 cm, wysokość 2,5 cm, i zamykana była teflonową zatyczką. Enzym naświetlano w kuwecie z odległości 35 cm od źródła światła. Do naświetlania stosowano iluminator typu KB 502 firmy Kabid, Chorzów, Polska, zaopatrzony w lampę ksenonową XBO 150 firmy Oriel, Anglia emitującą światło widzialne o długości fali do 780 nm i liniowo polaryzujący filtr firmy Polaroid, USA, który wycinał promieniowanie o długości fali poniżej 500 nm. Natężenie promieniowania wynosiło w tej pozycji 4 mw/cm 2, a energia promieniowania przypadająca na 1,0 ml enzymu wynosiła 14,4 J na godzinę. Enzym naświetlano przez 60 minut. Podczas naświetlania utrzymywano stałą temperaturę roztworu enzymu, która wynosiła 18 ± 1 C. Reakcja enzymatyczna Skrobię sago rozpuszczoną w buforze fosforanowym ph 7 ogrzewano na mieszadle magnetycznym przez 15 minut w temperaturze C. Po ostudzeniu do temperatury pokojowej dodano enzym. Stężenie sago w mieszaninie reakcyjnej, w przeliczeniu na suchą masę wynosiło 2 mg/ml natomiast zawartość glukoamylazy 7,3 U/1 mg sago. Mieszaninę reakcyjną termostatowano w łaźni wodnej w temperaturze 37 C. Po odpowiednim czasie reakcji oznaczono w mieszaninie poreakcyjnej zawartość glukozy. W analogiczny sposób wykonano reakcję ze stosowanym jako wzorzec enzymem nienaświetlanym. Analiza produktów Zawartość glukozy oznaczano za pomocą roztworu kwasu 3,5-dinitrosalicylowego (DNS) z dodatkiem winianu sodowo-potasowego w środowisku alkalicznym, następnie mierzono absorbancję uzyskanych roztworów przy długości fali 540 nm. Zawartość glukozy obliczono na podstawie wartości uzyskanej absorbancji korzystając z uprzednio wykonanej krzywej wzorcowej wykonanej dla D-(+)- glukozy pochodzącej z firmy Sigma-Aldrich. Wyniki Stymulacja glukoamylazy światłem liniowo spolaryzowanym spowodowała wzrost aktywności enzymu. Zastosowanie w enzymatycznej reakcji otrzymywania glukozy, enzymu naświetlanego światłem spolaryzowanym liniowo powodowało wzrost wydajności tylko w początkowym czasie reakcji tzn. po 15 i 30 minutach (fig. 4). P r z y k ł a d 4 - Otrzymywanie i utlenianie glukozy Materiały - Skrobia sago firmy Wah Chang International Group of Companies, Singapore, - Enzym 1,4-α-D-glukan glukohydrolaza z grupy hydrolaz (EC ) powszechnie nazywany glukoamylazą lub amyloglukozydazą o aktywności 120 U/mg Sigma-Aldrich, Polska. - oksydaza glukozowa (GOD) typ ll-s, z grupy oksydoreduktaz (EC ) z Aspergillus Niger Koch-Light Laboratory Ltd., Colnbrook, Anglia. Stymulacja enzymów Sporządzono mieszaninę enzymów: glukoamylazy 0,03 g i oksydazy glukozowej 0,06 g w 2,0 ml roztworu buforowego fosforanowego 0.1M o ph 6.5 sporządzonego z NaH 2 PO 4 i Na 2 HPO 4. Mieszaninę enzymów umieszczono w szklanej kuwecie o wymiarach 1 cm x 1 cm i wysokości 2,5 cm, zamykanej teflonową zatyczką. Mieszaninę enzymów naświetlano stosując iluminator typu KB 502 firmy Kabid, Chorzów, Polska, zaopatrzony w lampę ksenonową XBO 150 firmy Oriel, Anglia emitującą światło widzialne do długości fali 780 nm oraz liniowo polaryzujący filtr firmy Polaroid, USA, który wycinał promieniowanie o długości fali poniżej 500 nm. Grupę enzymów naświetlano w kuwecie z odległości 30 cm od źródła promieniowania. Natężenie promieniowania wynosiło w tej pozycji 8 mw/cm 2, a energia promieniowania przypadająca na 2,0 ml mieszaniny enzymów wynosiła 57,6 J na godzinę. Enzymy naświetlano przez 60 minut. Podczas naświetlania utrzymywano stałą temperaturę mieszaniny enzymów, która wynosiła 18 ± 1 C.

6 6 PL B1 Reakcja enzymatyczna Skrobię sago rozpuszczoną w buforze fosforanowym ph 7 ogrzewano na mieszadle magnetycznym przez 15 minut w temperaturze C. Po ostudzeniu do temperatury pokojowej dodano naświetlane enzymy. Stężenie skrobi w mieszaninie reakcyjnej, w przeliczeniu na suchą masę wynosiło 2 mg/ml natomiast zawartość enzymów: glukoamylazy 7,3 U/1 mg skrobi, oksydazy glukozowej 15,0 U/1 mg. Mieszaninę reakcyjną termostatowano w łaźni wodnej w temperaturze 37 C. Po odpowiednim czasie reakcji oznaczono w mieszaninie poreakcyjnej zawartość kwasu glukonowego. W analogiczny sposób wykonano reakcje z nienaświetlanymi enzymami, z naświetlaną glukoamylazą i nienaświetlaną oksydazą glukozową oraz z nienaświetlaną glukoamylazą i naświetlaną oksydazą glukozową. Analiza produktów Postęp reakcji utleniania glukozy do kwasu glukonowego badano określając zawartość powstałego H 2 O 2. Nadtlenek wodoru użyto jako utleniacz w reakcji utleniania o-dianisidine (Sigma-Aldrich, Poland) (0.05 mg/ml) (1.0 ml) z zastosowaniem peroksydazy (POD) typ II (EC: ), (Sigma- Aldrich, Poland) (170 PU/mL) (1.0 ml). Mieszanina reakcyjna (ph 6.5) była inkubowana w temperaturze 25 C. Reakcję kończono poprzez dodanie do mieszaniny reakcyjnej 5 ml kwasu sulfonowego o stężeniu 0.2 g/ml. Postęp reakcji monitorowano spektrofotometrycznie (UV/VIS Shimadzu Spectrophotometr) przy długości fali 525 nm. Wyniki reakcji odczytywano z krzywej kalibracyjnej utleniania 1 mg/ml β-d-glukozy do kwasu D-glukonowego i H 2 O 2 przy ph 6.5 i w temperaturze 25 C. Wyniki Stymulacja mieszaniny enzymów światłem liniowo spolaryzowanym powodowała wzrost ich aktywności katalitycznej. Zastosowanie w enzymatycznej reakcji otrzymywania i utleniania glukozy, enzymów naświetlanych światłem spolaryzowanym liniowo powodowało wzrost wydajności reakcji (fig. 5). Zastrzeżenia patentowe 1. Sposób stymulowania katalizatorów białkowych używanych w reakcjach biochemicznych, zwłaszcza enzymów stosowanych w reakcjach otrzymywania sacharydów, polegający na naświetlaniu enzymu światłem spolaryzowanym przed wprowadzeniem do reakcji, znamienny tym, że wodny roztwór lub dyspersje biokatalizatora składającego się z pojedynczego enzymu należącego do grupy oksydoreduktaz, transferaz, hydrotaz lub kilku enzymów z powyższych grup w środowisku roztworu buforowego o ph zawierającym się w zakresie 4-10 i stałej temperaturze nie wyższej niż 37 C, naświetla się światłem liniowo spolaryzowanym o długości fali od nm i natężeniu 3-20 mw/cm 2, przy czym optymalna ilość energii dostarczona w wyniku naświetlenia jest stała dla biokatalizatora i zawiera się w granicach J na godzinę dla 1 ml roztworu lub dyspersji. 2. Sposób według zastrz. 1, znamienny tym, że naświetlony biokatalizator przechowuje się przez dłuższy okres czasu bez dostępu światła w niskiej temperaturze poniżej 8 C.

7 PL B1 7 Rysunki

8 8 PL B1

9 PL B1 9

10 10 PL B1 Departament Wydawnictw UP RP Cena 2,46 zł (w tym 23% VAT)