Dynamika zbiorowiska grzybów mykoryzowych dębu szypułkowego w warunkach szkółki leśnej

Marcin Pietras, Tomasz Leski, Maria Rudawska sylwan 159 (10): 831 838, 2015 Dynamika zbiorowiska grzybów mykoryzowych dębu szypułkowego w warunkach szkółki leśnej Temporal dynamics of ectomycorrhizal community of pedunculate oak seedlings during the first year of growth in bare root forest nursery ABSTRACT Pietras M., Leski T., Rudawska M. 2015. Dynamika zbiorowiska grzybów mykoryzowych dębu szypuł kowego w warunkach szkółki leśnej. Sylwan 159 (10): 831 838. Pedunculate oak (Quercus robur L.) is among the major managed tree species in Europe. In Poland, oak woodlands cover 6.9% of forest area. Furthermore, the significance of native oaks for Polish forestry is rising because the Polish National Forest Strategy predicts a growth of forest cover from 28.5% to 33% by year 2050 with the primary focus on the increase in contribution of deciduous tree species (from 22% to 33%). Therefore, for establishment of new stands, oak seedlings are grown for 2 3 years in forest nurseries. For optimal growth and development all European oak species are critically dependent on ectomycorrhizal fungi. The objective of this study was to describe the temporal dynamics of ectomycorrhizal community of pedunculate oak seedlings during the first year of growth in bare root forest nursery. Experiment was conducted in forest nursery Miranowo (western Poland). The species structure of an ectomycorrhizal community was assessed every 10 or 15 days from May till October. Mycorrhizal colonization of tested seedlings changed from 0 to 85% depending of the time of sampling. Based on combination of morphological and molecular techniques, nine ectomycorrhizal fungal taxa were distinguished. The first ectomycorrhizas formed by Scleroderma verrucosum were detected 50 days after acorns sowing. In the next sampling days ectomycorrhizal community was dominated consecutively by Inocybe curvipes and Hebeloma sacchariolens (with maximum of abundance 60.98 and 75.55%, respectively). The obtained results were strongly influenced by the infection with the fungal biotroph Erysiphe alphitoides and resulted in a dramatic reduction in the abundance of living ectomycorrhizas down to 7.5%. Our investigation revealed that ectomycorrhizal fungal community of pedunculate oak seedlings during the first year of growth in bare root forest nursery is rich in terms of number of species and a temporal changes are very dynamic. Thus we suggest, that in case of pedunculate oak artificial inoculation in general is not necessary for oaks seedlings in nursery practice. KEY WORDS ectomycorrhiza, Quercus robur, forest nursery, ITS rdna Addresses Marcin Pietras e mail: mpietras@man.poznan.pl Tomasz Leski e mail: tleski@man.poznan.pl Maria Rudawska e mail: mariarud@man.poznan.pl Instytut Dendrologii PAN; ul. Parkowa 5, 62 035 Kórnik

832 Marcin Pietras, Tomasz Leski, Maria Rudawska Wstęp Dąb szypułkowy zaliczany jest do najważniejszych gatunków lasotwórczych w Polsce. Jego udział wynosi zaledwie 6,9% powierzchni leśnej Polski, ale jest to drzewo ważne zarówno pod wzglę dem ekonomicznym, jak i ekologicznym, ze względu na wyjątkowe wartości drewna oraz właści wości biologiczne i rolę, jaką pełni w przebiegu procesów ekologicznych i kształtowaniu siedlisk leśnych [Rudawska 2006]. Rozmieszczenie drzewostanów dębowych w Polsce jest bardzo nierównomierne. Wpłynęła na to gospodarka leśna poprzednich dwu stuleci, która przez zbyt częste wprowadzanie na niżu gatunków iglastych, zwłaszcza sosny, doprowadziła do postępującej degradacji żyźniejszych siedlisk. W ostatnich latach na terenach zarządzanych przez Państwowe Gospodarstwo Leśne Lasy Państwowe prowadzona jest na szeroką skalę przebudowa drzewostanów jednogatunkowych na drzewostany z większym udziałem gatunków liściastych. Działania te wynikają bezpośrednio z zapisów zawartych w Krajowym programie zwiększania lesistości, które zakładają podnie sienie lesistości Polski do roku 2050 do poziomu 30%, przy jednoczesnym zwiększeniu udziału gatunków liściastych, w tym dębów, do 33% [Uchwała 1991; Ustawa 1991; Polityka 1997]. Zwiększenie udziału gatunków liściastych niesie za sobą intensyfikację produkcji materiału sadzeniowego, która odbywa się głównie w tradycyjnych szkółkach leśnych. Oprócz posiadania odpowiednich parametrów wzrostowych, korzenie sadzonek produkowanych w systemie otwartym powinny być skolonizowane przez bogatą i zróżnicowaną grupę grzybów ektomykoryzowych, ponieważ mają one bezpośredni wpływ na stan zdrowotny oraz przeżywalność sadzonek na upra wie [Rudawska, Leski 2009]. Podobnie jak większość drzew leśnych strefy umiarkowanej dąb szypułkowy należy do drzew obligatoryjnie ektomykoryzowych [Rudawska 2006]. Badania przeprowadzone w Polsce na sadzonkach dębu szypułkowego i bezszypułkowego w szkółkach produkujących materiał z odkrytym systemem korzeniowym wykazały występowanie 23 taksonów grzybów ektomykoryzowych [Leski i in. 2010]. W oparciu o metody molekularne stwierdzono, że najobficiej występowały mykoryzy tworzone przez grzyb Peziza ostracoderma, natomiast najczęściej znajdowanym grzybem był Tuber sp. (jeden z gatunków trufli, jak dotąd nieopisany do gatunku). Bardzo liczne i częste były także mykoryzy tworzone przez grzyby z rodzaju Scleroderma (tęgoskór). Wyniki te uzyskano w oparciu o analizę przeprowadzoną późną jesienią drugiego roku wzrostu siewek w szkółce, po zakończonym okresie wegetacyjnym. Jak dotąd brak jest informacji, które z symbiontów mykoryzowych pojawiają się w systemie korzeniowym dębu jako pierwsze, i jak następnie w ujęciu jakościowym i ilościowym przebiega kolonizacja mykoryzowa. Także w literaturze światowej brak jest doniesień podejmujących pro blematykę zmian zachodzących w zbiorowisku grzybów ektomykoryzowych na wczesnym etapie wzrostu dębów, jak i innych drzew w warunkach szkółki leśnej. Dlatego też celem niniej szych badań było określenie dynamiki zbiorowiska grzybów ektomykoryzowych na wczesnym etapie wzrostu siewek dębu szypułkowego w szkółce: od momentu pojawienia się pierwszych mykoryz do końca pierwszego okresu wegetacyjnego. Uzyskane wyniki mogą się przyczynić do lepszego poznania funkcjonalnej ekologii grzybów mykoryzowych oraz ich praktycznego wyko rzystania w szkółkarstwie leśnym. Materiał i metody Badania wykonano w Szkółce Leśnej Miranowo należącej do Nadleśnictwa Piaski (RDPL Poznań). Żołędzie dębu szypułkowego zostały zebrane jesienią 2010 roku w Nadleśnictwie Jarocin. Po zbiorze

Dynamika zbiorowiska grzybów mykoryzowych dębu 833 poddano je termoterapii (3 godziny w temperaturze 40 C) i zaprawiono przyjętym w praktyce leśnej środkiem VITAVAX, a następnie przechowywano w szczelnie zamkniętych beczkach w tem peraturze 3 C przy wilgotności 40%. Następnego roku żołędzie o podobnej wielkości i wadze (średnio 3 g, masa 1000 nasion»3 kg) zostały przycięte na 1 / 5 długości liścieni i wysiane na kwa terze produkcyjnej, w trzech powtórzeniach, na poletkach oddalonych od siebie o 25 m. Zgodnie z metodyką opisaną przez Giertycha i Suszkę [2011] przycięcie żołędzi miało na celu przyśpie szenie i wyrównanie wschodów siewek. Aby uniknąć potencjalnych szkód od przymrozków, eksperyment został założony względnie późno, tj. 3 V 2011 roku. Żołędzie wysiano w pojedynczych rzędach, w każdym z nich znajdowało się 11 grup żołędzi (oddalonych od siebie o 15 20 cm), które później reprezentowały 11 terminów pobrania siewek. Dla uzyskania optymalnej liczby korzeni do analiz, w każdej wysianej grupie znajdowało się 10 żo łędzi. W czerwcu i lipcu próby pobierane były w odstępach 10 dniowych, natomiast w okresie od początku sierpnia do początku października w odstępach 15 dniowych. W każdym terminie pobrania, z każdego z trzech miejsc (powtórzeń) wykopywano (wraz z glebą otaczającą system korzeniowy) po jednej grupie siewek (łącznie 30 siewek). Każda próba pakowana była oddziel nie do plastikowego worka i transportowana do laboratorium, gdzie siewki były bezzwłocznie poddawane analizom. Z prób wybierane były korzenie, które następnie wykładano na szalki Petriego wypełnione wodą destylowaną. Z każdej próby wybierano losowo od 200 do 1000 wierz chołków mykoryzowych (w zależności od stopnia rozwoju siewki). Przy użyciu mikroskopu stereoskopowego Stemi 2000 C firmy Zeiss (powiększenie od 6,5 do 50 ) zliczano korzenie drobne bez mykoryz, mykoryzy żywe oraz mykoryzy martwe. Za mykoryzy martwe uznawano wszystkie te, które cechowały się ciemną barwą połączoną z brakiem turgoru oraz uszkodzeniami mufki grzybniowej. W obrębie mykoryz żywych wydzielano i zliczano poszczególne morfotypy mykoryzowe. Ich klasyfikację prowadzono w oparciu o wcześniej opublikowane prace [Agerer 1987 2008], a także bazę danych zgromadzonych w Pracowni Badania Związków Symbiotycznych ID PAN w Kórniku, szczególnie dotyczących dębów i buka [Leski i in. 2010; Pietras i in. 2013]. Wyznaczni kami morfotypu były różnice w cechach morfologicznych mykoryz, takie jak sposób rozgałęzie nia i kształt wierzchołków mykoryzowych, faktura, barwa i grubość mufki grzybniowej, charakter i barwa grzybni ekstramatrykalnej, obecność, stopień zróżnicowania, sposób rozgałęzienia i barwa sznurów grzybniowych oraz obecność cystyd i sklerocjów. Mykoryzy zakwalifikowane do poszcze gólnych morfotypów zliczane były w ramach każdej z prób. Następnie każdy opisany morfotyp był fotografowany przy użyciu aparatu cyfrowego Canon 365 zespolonego z mikroskopem stere oskopowym. Z każdego wydzielonego morfotypu wybierano od 2 do 5 pojedynczych wierzchołków myko ryzowych do analiz molekularnych. Ekstrakcję całkowitego DNA z wierzchołków mykoryzowych przeprowadzono przy użyciu specjalistycznego zestawu do izolacji DNA grzybowego (Plant and Fungal DNA Isolation and Purification KIT, Qiagen) zgodnie z instrukcją producenta. Amplifi kację regionu ITS rdna prowadzono w łańcuchowej reakcji polimerazy (PCR), z wykorzysta niem starterów ITS1 oraz ITS4. Reakcje wykonywano przy użyciu 1,5 2,5 u Taq DNA polimerazy, 1,5 mm MgCl 2, 200 µm dntp i 0,5 µm każdego ze starterów w zmiennej objętości, od 10 µl do 25 µl (wszystkie odczynniki Qiagen), zgodnie z procedurą przedstawiona przez Pietrasa i in. [2013]. Uzyskane sekwencje były edytowane, a następnie ręcznie korygowane przez poprawie nie pojedynczo występujących niezidentyfikowanych zasad (BioEdit version 7.0.0 [Hall 1999]). W końcowym etapie sekwencje porównywano z sekwencjami referencyjnymi z baz danych UNITE (www.unite.ut.ee) oraz GenBank (www.ncbi.nlm.nih.gov) przy zastosowaniu algorytmu

834 Marcin Pietras, Tomasz Leski, Maria Rudawska BLASTn [Altschul i in. 1990]. Za poziom podobieństwa gatunkowego przyjęto ³97% podo bieństwa do sekwencji gatunków referencyjnych na długości powyżej 450 nukleotydów (przy e value o wartości 0,0). Dla opisania zbiorowisk grzybów ektomykoryzowych określone zostały następujące para metry: a) procentowy udział korzeni bez mykoryz, mykoryz żywych oraz martwych w całkowitej puli korzeni drobnych, b) całkowite bogactwo gatunkowe grzybów ektomykoryzowych w poszczególnych termi nach pobrania, c) względna obfitość występowania poszczególnych taksonów grzybów ektomykoryzowych w ramach frakcji mykoryz żywych. Wyniki W pierwszym i drugim terminie pobrania siewek do analiz (tj. po około 30 i 40 dniach od wysiewu) nie stwierdzono mykoryz na korzeniach badanych dębów. Pierwsze mykoryzy zaobserwowano w trzecim terminie pobrania, czyli 50 dni od wysiewu żołędzi. Udział mykoryz żywych zmieniał się: od 1,1% w trzecim terminie pobrania do 9,0% po 60 dniach i 50,0% po 70 dniach, osiągając 75,71% po 80 dniach od wysadzenia żołędzi. Pomiędzy 20 VII a 5 VIII na siewkach zaobserwo wano silne objawy mączniaka prawdziwego dębu wywołane przez grzyb Erysiphe alphitoides. Wraz z rozwojem mączniaka wykazano dziesięciokrotną redukcję udziału mykoryz żywych (z 75,7 do 7,5%) oraz gwałtowny wzrost udziału frakcji mykoryz martwych, sięgający 89,17%. W trakcie następnego miesiąca odnotowano ponowny wzrost liczby żywych mykoryz do poziomu 85,0%. W ostatnim terminie pobrania (10 X) udział żywych mykoryz na badanych dębach wyniósł około 50,0%. Zmiany stwierdzone w relacjach pomiędzy korzeniami bez mykoryz oraz żywymi i martwymi mykoryzami przedstawia rycina 1. Łącznie na analizowanych siewkach zidentyfikowano 9 taksonów grzybów ektomykoryzo wych (tab., ryc. 2). Jako pierwsze zaobserwowano mykoryzy tworzone przez grzyb Scleroderma verrucosum. Miało to miejsce w trzecim terminie pobrania, po około 50 dniach od wysadzenia żołędzi (20 VI). Kolejne mykoryzy odnotowane zostały po raz pierwszy po 60 dniach od wysiewu (30 VI) i były tworzone przez grzyby Inocybe curvipes i Hebeloma sacchariolens. Dziesięć dni później (10 VII, 70 dni od założenia doświadczenia) stwierdzono mykoryzy tworzone przez grzyby Tommentella ellisii i Cenococcum geophilum. Po infekcji sadzonek patogenicznym grzybem E. alphitoides (5 VIII) i gwałtownym zamar ciu większości mykoryz powtórny rozwój nowych wierzchołków mykoryzowych wraz ze stop korzenie bez mykoryz non mycorrhizal roots żywe mykoryzy mycorrhizal root martwe mykoryzy death roots Ryc. 1. Udział [%] korzeni bez mykoryz, zmykoryzowa nych i martwych Abundance [%] of non mycorrhizal roots, mycor rhizal root tips and death roots

Dynamika zbiorowiska grzybów mykoryzowych dębu 835 Tabela. Obfitość [%] występowania grzybów mykoryzowych kolonizujących korzenie drobne dębu szypułkowego w pierwszym roku wzrostu w szkółce leśnej Relative abundance [%] of ectomycorrhizal taxa assembled with pedunculate oak during thefirst year of growth in bare root forest nursery Gatunki EM 20 VI 30 VI 10 VII 20 VII 5 VIII 21 VIII 6 IX 21 IX 10 X S. verrucosum 100,00 38,89 2,44 10,74 11,11 10,70 4,78 3,13 20,01 I. curvipes 33,33 60,98 6,85 H. sacchariolens 27,27 30,49 74,07 75,55 44,23 55,22 54,79 41,99 T. ellisii 3,66 8,33 13,22 2,82 11,04 38,00 C. geophilum 2,44 L. tortilis 42,25 33,58 25,83 Tuber sp. 5,97 1,04 Tomentella sp. 0,30 NM 1 4,17 Bogactwo gatunkowe 1 Species richness 3 5 4 3 4 5 6 3 A B C D E F G H I Ryc. 2. Morfotypy tworzone przez grzyby mykoryzowe kolonizujące korzenie drobne dębu szypułkowego w pierw szym roku wzrostu w szkółce leśnej Habit of mycorrhizas observed on pedunculate oak seedlings during first year of growth in bare root forest nurseries A S. verrucosum; B I. curvipes; C H. sacchariolens; D T. ellisii; E C. geophilum; F L. tortilis; G Tuber sp.; H Tomentella sp.; I NM 1 niowym pojawianiem się ww. gatunków (z wyjątkiem I. curvipes) odnotowano już w kolejnym pobraniu prób, tj. 21 VIII (po około 3 tygodniach od pojawienia się infekcji). Dodatkowo pojawiły się nowe taksony grzybów ektomykoryzowych: Laccaria tortilis (21 VIII), Tuber sp., Tomentella sp. (6 IX) oraz nierozpoznany morfotyp NM 1 (21 IX). Względna obfitość występowania poszczególnych grzybów ektomykoryzowych zmieniała się w trakcie całego sezonu wegetacyjnego. W trzecim terminie pobrania siewek (20 VI) 100%

836 Marcin Pietras, Tomasz Leski, Maria Rudawska ektomykoryz tworzonych było przez grzyb S. verrucosum. Gatunek ten dominował również w kolejnym terminie (30 VI), tworząc 38,89% żywych mykoryz. W następnym terminie pobrania, tj. 10 VII, zaznaczyła się wyraźna dominacja mykoryz tworzonych przez grzyb I. curvipes. Stanowiły one ponad 60% obserwowanych mykoryz. Od 20 VII aż do zakończenia doświadczenia gatun kiem dominującym wśród żywych mykoryz był grzyb H. sacchariolens. Obfitość występowania mykoryz tego gatunku wahała się od 27,78% (30 VI) do 75,55% (5 VII). Szczegółowe wartości względnej obfitości występowania wszystkich wyróżnionych taksonów grzybów ektomykory zowych w poszczególnych terminach przedstawia tabela. Dyskusja Dotychczasowe badania zbiorowisk grzybów mykoryzowych siewek/sadzonek różnych gatunków drzew produkowanych w szkółkach leśnych skupiały się na opisaniu różnorodności gatunkowej symbiontów grzybowych po zakończeniu pierwszego lub drugiego roku wzrostu roślin w szkółce [Iwański i in. 2006; Rudawska i in. 2006; Leski i in. 2008, 2010; Menkis, Vasaitis 2011; Pietras i in. 2013]. Nową problematyką podjętą w niniejszej pracy było zbadanie, na przykładzie siewek dębu, zmian zachodzących w zbiorowisku grzybów ektomykoryzowych w szkółce leśnej wraz z upływem czasu od momentu pojawienia się pierwszych korzeni drobnych do końca pierw szego sezonu wegetacyjnego. Zmiany zbiorowiska grzybów ektomykoryzowych siewek dębu w pierwszym sezonie wzrostu w warunkach szkółki leśnej zachodziły bardzo dynamicznie. Najwcześniej obserwowanym sym biontem mykoryzowym kolonizującym korzenie drobne siewek dębów był grzyb S. verrucosum, którego pierwsze mykoryzy pojawiły się po 50 dniach od wysiewu żołędzi. Grzyby z rodzaju Scleroderma nawiązują symbiozę mykoryzową zarówno z drzewami liściastymi, jak i iglastymi [Jeffris 1999]. Jednak badania przeprowadzone w kilkudziesięciu szkółkach leśnych na siew kach różnych gatunków drzew pokazują zdecydowanie większe preferencje Scleroderma spp. do kolonizacji gatunków liściastych [Iwański i in. 2006; Rudawska i in. 2006; Leski i in. 2008, 2010; Pietras i in. 2013]. Z niniejszych badań wynika intrygująca kwestia: dlaczego właśnie grzyb S. verrucosum był pierwszym symbiontem na badanych siewkach dębu? Grzyby z rodzaju Scleroderma uważa się za symbionty o charakterze pionierskim, występujące szczególnie często na terenach zdegradowanych [Duñabeitia i in. 2004]. Nie można więc wykluczyć, że przekształcone inten sywnymi zabiegami agrotechnicznymi środowisko glebowe szkółki leśnej sprzyja w większym stopniu rozwojowi mykoryz grzyba Scleroderma niż innych gatunków grzybów, współwystę pujących w szkółce leśnej. Pojawienie się mykoryz S. verrucosum na korzeniach dębów na tak wczesnym etapie wzrostu siewek może być także związane z większą konkurencyjnością tego grzyba względem innych symbiontów ektomykoryzowych, wynikającą z pewnych saprobiotycz nych właściwości tego gatunku [Jeffris 1999]. W badaniach in situ, opisujących zbiorowiska grzybów mykoryzowych półrocznych siewek dębu szypułkowego rosnącego w odnowionym lesie liściastym, spośród zidentyfikowanych 41 taksonów najczęstszym był inny grzyb z rodzaju Scleroderma S. citrinum [Newton 1991; Newton, Pigott 1991], którego obfitość występowania sięgała 61% całkowitej puli mykoryz. Inną przy czyną pierwszej kolonizacji badanych siewek dębu przez S. verrucosum może być duża obfitość inokulum tego grzyba w podłożu szkółkowym, wynikająca z ogromnej liczby zarodników pro dukowanych jesienią przez kuliste lub bulwiaste owocniki tego grzyba. Zarodniki te przelegują zapewne w podłożu szkółkowym i wiosną, po wykiełkowaniu, stanowią pierwotne inokulum grzybowe dla rozwijających się siewek [Jeffris 1999]. Przypuszczenie to potwierdzają badania prowadzone na sadzonkach daglezji zielonej, które wskazują, że główną drogą inokulacji sadzo

Dynamika zbiorowiska grzybów mykoryzowych dębu 837 nek są zarodniki rozprzestrzeniane przez wiatr. Zarodniki takie stanowią element glebowego banku odpornych zarodników (ang. resistant soil propagule bank), zachowujących żywotność nieraz przez wiele sezonów wegetacyjnych [Nguyen i in. 2012]. W szkółce leśnej Miranowo, w kolejnych terminach pobrania od pojawienia się na siew kach pierwszych mykoryz tworzonych przez S. verrucosum, odnotowano występowanie 3 kolej nych symbiontów grzybowych o charakterze pionierskim (H. sacchariolens, L. tortilis, I. curvipes), których zarodniki podobnie jak zarodniki S. verrucosum mogły łatwo się rozprzestrzeniać na otwartych przestrzeniach kwater szkółek leśnych. Na danym etapie wiedzy trudno wyjaśnić, dlaczego mykoryzy tych grzybów pojawiły się po mykoryzach S. verrucosum. Prawdopodobnie w podłożu szkółkowym znajduje się znacznie mniejsza liczba potencjalnych propagul tych sym biontów, gdyż grzyby z rodzaju Hebeloma, Laccaria i Inocybe charakteryzują się niewielkimi roz miarami owocników, a tym samym wytwarzają znacznie mniej zarodników niż duże, bulwiaste owocniki Scleroderma [Cairney, Chambers 1999]. Zmiany zbiorowiska grzybów ektomykoryzowych siewek dębu w pierwszym sezonie wzrostu w warunkach szkółki leśnej dotyczyły również obfitości występowania poszczególnych takso nów. Przyczyn tych zmian należy poszukiwać we wzajemnych relacjach pomiędzy partnerem roślinnym i symbiontem grzybowym, a w szczególności w zróżnicowanych wymaganiach wzglę dem węglowodanów dostarczanych grzybom przez roślinę. Wraz z rozwojem aparatu asymilacyj nego siewki są w stanie translokować do systemu korzeniowego zwiększającą się pulę cukrów niestrukturalnych, a tym samym zapewnić warunki do rozwoju grzybów bardziej wymagających pod względem energetycznym [Smith, Read 2008]. W prezentowanych badaniach na proces wzajemnych zależności pomiędzy partnerami układu mykoryzowego wpłynęło zapewne pora żenie siewek dębów przez grzyb E. alphidoides. Proces chorobowy siewek dębu oddziaływał na masowe zamieranie mykoryz (udział mykoryz martwych wzrósł z poziomu zerowego do 89,17%; ryc. 1). Mechanizmy masowego zamierania mykoryz pod wpływem infekcji ze strony patoge nów nie są jak dotąd poznane i wymagają dodatkowych badań prowadzonych w kontrolowanym układzie doświadczalnym. Otwarte pozostaje zagadnienie, czy opisana dynamika zbiorowisk grzybów ektomykoryzo wych charakterystyczna jest tylko dla szkółki leśnej Miranowo, czy może być rozpatrywana jako ogólny wzorzec kolonizacji siewek dębu w warunkach szkółki leśnej. Badania dotyczące dynamiki zbiorowisk grzybów mykoryzowych w szkółkach leśnych powinny być więc kontynuowane w kontekście fizjologii nawiązywania symbiozy mykoryzowej, ekologii grzybów mykoryzowych oraz praktycznego wykorzystania uzyskanych wyników w szkółkarstwie leśnym. Podsumowanie Prezentowane wyniki jednoznacznie pokazują, wbrew powszechnie panującej opinii, że na skutek intensywnej hodowli siewek w szkółkach leśnych może następować znaczne zubożenie kompo zycji gatunkowej grzybów ektomykoryzowych sadzonki produkowane w szkółkach leśnych charakteryzują się stosunkowo wysokim zróżnicowaniem i bogactwem gatunkowym zbiorowisk grzybów ektomykoryzowych. Dlatego też można stwierdzić, że w przypadku dębów sztuczna inokulacja sadzonek w szkółkach leśnych produkujących materiał sadzeniowy z odkrytym syste mem korzeniowym jest zbędna. Podziękowania Autorzy składają serdeczne podziękowania Panu mgr. inż. Andrzejowi Wawrzyniakowi, Nadleśni czemu Nadleśnictwa Piaski, za możliwość przeprowadzenia badań oraz Panu Romanowi Weberowi za pomoc w ich realizacji.

838 Marcin Pietras, Tomasz Leski, Maria Rudawska Literatura Agerer R. 1987 2008. Colour Atlas of Ectomycorrhizae. Einhorn Verlag Eduard Dietenberger, Munich. Altschul S. F., Gish W., Miller W., Myers E. W., Lipman D. J. 1990. Basic local alignment search tool. Journal of Molecular Biology 215: 403 410. Cairney J. W. G., Chambers S. M. [red.]. 1999. Ectomycorrhizal fungi: key genera in profile. Springer Verlag Berlin Heidelberg. Duñabeitia M. K., Hormilla S., Garcia Plazaola J. I., Txarterina K., Arteche U., Becerril J. M. 2004. Differential responses of three fungal species to environmental factors and their role in the mycorrhization of Pinus radiate D. Don. Mycorrhiza 14: 11 18. Giertych M. J., Suszka J. 2011. Consequences of cutting off distal ends of cotyledons of Quercus robur acorns before sowing. Annals of Forest Sciences 68: 433 442. Hall T. A. 1999. BioEdit: a user friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT. Nucleic Acids Symposium Series 41: 95 98. Iwański M., Rudawska M., Leski T. 2006. Mycorrhizal associations of nursery grown Scots pine (Pinus sylvestris L.) seedlings in Poland. Annals of Forest Sciences 63: 715 723. Jeffris P. 1999. Scleroderma. W: Cairney J. W. G., Chambers S. M. [red.]. Ectomycorrhizal fungi: key genera in pro file. Springer Verlag Berlin Heidelberg. 187 197. Leski T., Aučina A., Rudawska M. 2008. The ectomycorrhizal status of European larch (Larix decidua Mill.) seedlings from bare root forest nurseries. Forest Ecology Management 256: 2136 2144. Leski T., Pietras M., Rudawska M. 2010. Ectomycorrhizal fungal communities of pedunculate and sessile oak seedlings from bare root forest nurseries. Mycorrhiza 20: 179 190. Menkis A., Vasaitis R. 2011. Fungal in roots of nursery grown Pinus sylvestris ectomycorrhizal colonization, genetic and spatial distribution. Microbiol Ecology 61: 52 63. Newton A. C. 1991. Mineral nutrition and mycorrhizal infection of seedlings oaks and birch. III. Epidemiological aspect of ectomycorrhizal infection and the relationship to seedling growth. New Phytologist 117: 53 60. Newton A. C., Pigott C. D. 1991. Mineral nutrition and mycorrhizal infection of seedlings oaks and birch. II. The effect of fertilization on growth, nutrient uptake and ectomycorrhizal infection. New Phytologist 117: 45 52. Nguyen N. H., Hynso N. A., Bruns T. D. 2012. Stayin alive: survival of mycorrhizal fungal propagules from 6 yr old forest soil. Fungal Ecology 5: 741 746. Pietras M. 2013. Struktura zbiorowisk grzybów mykoryzowych dębu szypułkowego i bezszypułkowego na obszarze Płyty Krotoszyńskiej. Instytut Dendrologii PAN. Rozprawa doktorska. Pietras M., Rudawska M., Leski T., Karliński L. 2013. Diversity of ectomycorrhizal fungus assemblages on nurs ery grown European beech seedlings. Annals of Forests Sciences 70: 115 121. Polityka Leśna Państwa. 1997. Ministerstwo Ochrony Środowiska Zasobów Naturalnych i Leśnictwa, Warszawa. Rudawska M. 2006. Mikoryza. W: Bugała W. [red.]. Dęby (Quercus robur L., Q. petraea (Matt.) Liebl.) Nasze drzewa leśne. Bogucki Wyd. Naukowe, Poznań. 264 303. Rudawska M., Leski T. 2009. Znaczenie wiedzy o zbiorowiskach grzybów mikoryzowych w szkółkach leśnych dla rozwoju mikoryzacji sterowanej. Sylwan 153 (1): 16 26. Rudawska M., Leski T., Trocha L. K., Gornowicz R. 2006. Ectomycorrhizal status of Norway spruce seedlings from bare root forest nurseries. Forest Ecology Management 236: 375 384. Smith S. E., Read D. J. 2008. Mycorrhizal symbiosis. Academic Press, CA, USA. Uchwała Sejmu Rzeczypospolitej Polskiej z dnia 10 maja 1991 r. w sprawie polityki ekologicznej. 1991. M. P. Nr 18, poz. 118. Ustawa z dnia 28 września 1991 r. o lasach. 1991. Dz. U. Nr 101, poz. 444.