Kontrolowany rozród i podchów larw brzany - poradnik hodowcy Autorzy: Joanna Nowosad Dariusz Kucharczyk Recenzent: Katarzyna Targońska Projekt okładki: Szymon Czarnowski Fotografie na okładce: Roman J. Kujawa ISBN: 978-83-63503-57-4 Pozycja powstała w ramach projektu Innowacje w akwakulturze ryb ze szczególnym uwzględnieniem biotechniki rozrodu ryb Program Operacyjny RYBY 2007-2013 (OR14-61724-OR1400003/09/10/11). Korekta: Agnieszka Szamreta Skład: Sławomir Karetko Druk i oprawa: Białystok, ul. Zwycięstwa 10 tel. 85 653-78-04 e-mail: biuro@partnerpoligrafia.pl
Spis treści WSTĘP...4 POZYSKIWANIE TARLAKÓW...7 Tarło na tarliskach...7 Tarlaki pozyskane w okresie rozrodczym...8 Tarlaki pozyskane i przetrzymywane w stawach...9 WARUNKI PRZETRZYMYWANIA TARLAKÓW...10 Przetrzymywanie tarlaków...10 Żywienie tarlaków...11 Warunki środowiskowe: temperatura, fotoperiod...12 Poziom tlenu...12 DOBÓR TARLAKÓW I OKREŚLANIE PRZYDATNOŚCI DO TARŁA...13 Manipulacje z tarlakami, anestezja...13 Preparaty zastępcze stosowane w anestezji ryb...14 Zabiegi lecznicze...15 DYMORFIZM PŁCIOWY...16 INIEKCJE HORMONALNE...17 Stymulacja owulacji i spermacji procedura...19 POBÓR GAMET I ZAPŁODNIENIE...21 Pobór ikry...21 Pobór nasienia...22 Zapłodnienie i pozbawianie jaj kleistości...23 Procedura pozyskiwania gamet i zapładniania...24 WARUNKI INKUBACJI IKRY...25 WYKLUWANIE LARW...26 PODCHÓW LARW...28 Parametry przetrzymywania wylęgu...28 Przydatne informacje z zakresu podchowu larw...28 TRANSPORT MATERIAŁU ZARYBIENIOWEGO BRZANY...31 NOTATKI...34 LITERATURA...36 3
WSTĘP Brzana, Barbus barbus (L.) jest karpiowatą rybą reofilną zamieszkującą górne i środkowe partie dużych i średnich rzek. Gatunek ten preferuje głównie odcinki cieków wodnych z dobrze natlenioną i czystą wodą o dnie piaszczystym, żwirowym lub kamienistym. Zgodnie z rybacką typologią rzek, wody takie nazywane są krainą rzeczną brzany. Brzana jest typowym gatunkiem litofilnym o tarle porcyjnym, które na terenie Polski trwa najczęściej od maja do lipca, a ikra składana jest porcyjnie 3-4 razy w sezonie. Płodność względna samic waha się od 36 do 85 tysięcy jaj na kilogram masy ciała (Baran 2000). Brzana jest atrakcyjnym obiektem połowów wędkarskich z uwagi na jej waleczność oraz osiągane rozmiary przekraczające nawet 7 kg (Wheeler i Jordan 1990; Taylor i in. 2004; Vilizzi i in. 2006). Od wielu lat obserwowany jest spadek populacji tego gatunku, zarówno w Polsce, jak i w Europie. Jest to spowodowane między innymi zmianą charakteru rzek na skutek zabudowy, melioracji, zanieczyszczeń oraz anomalii pogodowych (Hugla i in. 1995; Penczak i Kruk 2000; Peňáz i in. 2002; Prokes i in. 2006; Targońska i in. 2010, 2011b; Nowosad i in. 2014a). Czynniki te w bezpośredni sposób wpływają na rozród oraz sukces rekrutacyjny w środowisku naturalnym (Routledge i in. 1998; Peňáz i in. 2005). Dlatego też w wielu krajach europejskich, w tym również w Polsce, zapotrzebowanie na materiał zarybieniowy brzany, podobnie jak i innych karpiowatych ryb reofilnych, stale rośnie (Wojda 2004). Nie bez znaczenia jest fakt, iż produkcja materiału zarybieniowego tych ryb jest opłacalna ekonomicznie oraz może przynosić znaczne korzyści finansowe (Kupren i in. 2008; Turkowski i in. 2008; Hakuć-Błażowska i in. 2009). Przykładowo średnia cena brutto za jedną sztukę narybku letniego i jesiennego brzany, według cennika materiału zarybieniowego dla obszaru działania RZGW w Warszawie (rok 2012), wynosi odpowiednio 0,60 i 1,10 zł. 4
Status prawny, zagrożenie brzany 1. Prawo międzynarodowe Dyrektywa Siedliskowa (2002) Załącznik V (Gatunki Zwierząt i Roślin Wymagające Regulacji i Kontroli Użytkownika) 2. Wymiar ochronny 40 cm 3. Okres ochronny 01.I 30.VI 4. Czerwona lista IUCN LC (najniższego ryzyka) 5. Czerwona lista dla Karpat (2003) VC (gatunki narażone na wyginięcie) 6. Czerwona lista minogów i ryb (2009) VC (gatunki narażone na wyginięcie) Dotychczasowe badania dotyczące sztucznego rozrodu brzany w znacznej mierze skupiały się na zagadnieniach związanych z biologią nasienia (np. Lahnsteiner i in. 2000; Alavi 2008a, 2008b, 2009). Jednak i w tym przypadku wiele aspektów wymaga opracowania szczegółowej metodyki pozyskiwania nasienia z zastosowaniem środków hormonalnych (Cejko i in. 2012, 2014). Jeżeli chodzi o kompleksowy rozród brzany w warunkach kontrolowanych, technologia ta wymaga jeszcze dopracowania (Targońska i in. 2011a; Nowosad i in. 2014b). Pierwsze próby kontrolowanego rozrodu brzany przeprowadzono we Włoszech w 1922 roku, a w Polsce po raz pierwszy w 60. latach XX wieku (Nowak 1968). Obecnie postęp technologiczny pozwolił na znacznie lepsze poznanie tajników rozrodu tego gatunku i podchowu materiału zarybieniowego (Targońska i in. 2011a; Biłas i in. 2012; Cejko i in. 2012, 2014; Nowosad i in. 2014b), jednak nadal prowadzone są badania mające na celu udoskonalenie tego procesu: od pozyskiwania tarlaków, przez anestezję, stymulację hormonalną, inkubację ikry, proces wykluwania oraz podchowu wylęgu i narybku. Bardzo niska wydajność biologiczna rozrodu tarlaków brzany pozyskanych ze środowiska naturalnego (Targońska i in. 2011a), stały niedobór materiału zarybieniowego tego gatunku na rynku oraz jego wysoka cena są przyczyną ciągłego udoskonalania tego procesu. Sprawia to, iż każdy element biotechnologii rozrodu oraz podchowu brzany, który wpływa na zwiększenie ilości uzyskanej ikry i jej przeżywalności podczas rozwoju embrionalnego oraz larwalnego, jest szczególnie istotny. Znanych jest kilka sposobów pozyskiwania tarlaków brzany (rys. 1). Pierwszym jest odłowienie ryb ze środowiska w czasie naturalnego tarła i pobranie od nich gamet (Jakucewicz i in. 1989). Kolejna metoda polega na przetrzymywaniu tarlaków w basenach lub stawach przez cały rok 5
(Labatzki i Fuhrmann 1992; Targońska i in. 2011a). Innym rozwiązaniem jest odłowienie ryb ze środowiska i przewiezienie ich do wylęgarni, a następnie przeprowadzenie tam kontrolowanego tarła (Targońska i in. 2011a). Zalecaną metodą jest wychów tarlaków brzany w warunkach kontrolowanych od wylęgu (Targońska i in. 2011a; Kamiński i in. 2012; Nowosad i in. 2014b). Z technologicznego punktu widzenia podchów materiału zarybieniowego brzany jest zdecydowanie łatwiejszy niż rozród (Kujawa 2004; Wolnicki 2005; Policar i in. 2007). Jednak i pod tym względem jest jeszcze wiele do zrobienia. Wiele różnych aspektów, począwszy od techniki żywienia, rodzaju oferowanego pokarmu czy zagęszczenia ryb podczas podchowu powinno być ustalonych doświadczalnie (Żarski i in. 2011; Biłas i in. 2012; Kamler i in. 2012; Sikorska i in. 2012; Kamiński i in. 2013), a następnie wdrożonych do praktyki. W niniejszym opracowaniu przedstawiono kompleksowe rozwiązania biotechnologii rozrodu i podchowu larw brzany, w znacznej części oparte o rozwiązania opracowane w ramach projektu InnovaFish. 6 Rys. 1. Tarlaki brzany w kaście z wodą (A) i na stole manipulacyjnym (B), u góry samiec, na dole samica
POZYSKIWANIE TARLAKÓW Pierwszym etapem produkcji materiału zarybieniowego reofilnych ryb karpiowatych jest zgromadzenie odpowiedniej liczby tarlaków. Najczęściej są to ryby odławiane ze środowiska naturalnego przy użyciu zestawu do elektrycznych połowów ryb albo pochodzące z hodowli w warunkach kontrolowanych. Ryby ze środowiska naturalnego mogą być łowione bezpośrednio na tarliskach kilka dni przed tarłem, a nawet w jego trakcie. Odłów ryb bezpośrednio w czasie tarła na tarliskach jest jak dotąd, niestety, najczęstszym sposobem pozyskiwania tarlaków. Metoda ta jest jednak nieobojętna dla złożonej już tam ikry. Ten sposób połowu trzeba prowadzić umiejętnie, po rozeznaniu się w terenie, aby podczas odłowów nie zniszczyć złożonej już tam wcześniej ikry oraz aby nie wypłoszyć tarlaków z tarliska. W przypadku brzany, podobnie jak i innych karpiowatych ryb reofilnych, na tarliska pierwsze przypływają samce, gdzie następnie przez kilka dni oczekują na samice. Ostatnio dość często stosowaną metodą jest wychów stada podstawowego od wylęgu w stawach karpiowych lub w warunkach w pełni kontrolowanych. Zaletą tej metody jest całkowite uniezależnienie od wyników połowów w środowisku naturalnym, jak również (w drugim przypadku) możliwość sterowania rozrodem przez manipulacje temperaturą i fotoperiodem oraz przeprowadzania tarła poza okresem naturalnego rozrodu czy nawet kilkukrotnego rozmnażania tych samych ryb w ciągu jednego roku. Tarło na tarliskach Z powodów wielkich trudności, jakie niesie ze sobą rozród brzany w warunkach kontrolowanych, jedną z najczęściej stosowanych metod rozrodu tego gatunku w Europie jest pozyskanie tarlaków w trakcie tarła na tarliskach. Od złowionych ryb, bezpośrednio nad wodą, pozyskuje się produkty płciowe, a tarlaki mogą wrócić do wody natychmiast po tarle. Ikra zapładniana jest z reguły wkrótce po pobraniu i jako zapłodniona (i pozbawiona kleistości) jest z reguły przewożona do wylęgarni. Metoda ta, pomimo swojej prostoty, ma wiele wad. Po pierwsze, na tarliskach poławiana jest tylko część tarlaków, a większość przerywa 7
tarło i ucieka z tarlisk. Po drugie, może dojść do zniszczenia już złożonej ikry albo naniesienia na nią osadów utrudniających wymianę gazową, a tym samym do znaczącego obniżenia przeżywalności ikry już złożonej na tarliskach. Tarlaki pozyskane w okresie rozrodczym W przypadku pozyskania tarlaków w okresie rozrodczym, ale będących przed tarłem, można spróbować je rozmnożyć w warunkach kontrolowanych. Jest to jednak bardzo trudne (Targońska i in. 2011a). W takim przypadku można zastosować stymulację przez warunki środowiskowe, głównie temperaturę, która umożliwi przeprowadzenie rozrodu w warunkach kontrolowanych (Nowosad i in. 2014b). Jednocześnie należy zastosować stymulację środkami hormonalnymi w odpowiednich dawkach, gdyż inaczej może nie dojść do owulacji. W takim przypadku samice zaczną resorbować ikrę. Określenie stopnia dojrzałości oocytów jest stosunkowo trudne ze względu na fakt, iż w przypadku brzany, podobnie jak u innych ryb porcyjnego tarła, trudno jest jednoznacznie określić jeden poziom dojrzałości oocytów, gdyż są one różnej wielkości i w różnym stopniu dojrzałości (Krejszeff i in. 2010; Targońska i in. 2012). Znacznie pewniejszą metodą jest ocena zewnętrznych oznak dojrzałości samic. Przed okresem rozrodczym powłoki brzuszne samic są wyraźnie zaokrąglone. Poza tym samica ma powiększoną brodawkę płciową (rys. 2). Rys. 2. Samica brzany gotowa do zastosowania stymulacji hormonalnej 8
Tarlaki pozyskane i przetrzymywane w stawach Przetrzymywanie tarlaków w stawach ziemnych lub betonowych (rys. 3), czasami adaptowanych na sztuczne koryto rzeczne, może przynosić dobre rezultaty pod względem osiągania dojrzałości tarlaków do rozrodu. Jednak proces przyuczania ryb do warunków kontrolowanych oraz do pobierania pokarmu komponowanego może być dla nich zbyt stresogenny. Zestresowane, niepobierające pokarmu ryby nie wytworzą gamet albo wytworzą gamety niskiej jakości. Rys. 3. Samica brzany w stawie betonowym (fot. D. Kucharczyk) 9
WARUNKI PRZETRZYMYWANIA TARLAKÓW Do przetrzymywania tarlaków brzany można stosować systemy akwakulturowe pracujące w zamkniętym lub częściowo otwartym obiegu wody (RAS). Każdy taki system powinien składać się z: 99 minimum dwóch basenów tarlakowych o pojemności od 1,0 m 3 do 3,0 m 3 wyposażonych w dodatkowe urządzenia do napowietrzania lub natleniania wody oraz system oświetlenia jarzeniowego podłączonego do zegara sterującego jego pracą, 99 górnego i dolnego zbiornika retencyjnego o pojemności minimum 1,0 m 3, 99 pompy, która pompuje wodę z dolnego zbiornika retencyjnego do górnego, 99 sterylizatora (lampy) UV, przez który woda podawana jest do górnego zbiornika retencyjnego, 99 górnego zbiornika retencyjnego, który powinien być wyposażony w termoregulator, urządzenie chłodnicze i grzewcze oraz urządzenie natleniające, 99 w przypadku karmienia ryb obieg powinien być dodatkowo wyposażony w filtr biologiczny. Przetrzymywanie tarlaków Tarlaki powinny być przetrzymywane w zbiornikach o pojemności od 1 do 3 m 3 ; w mniejszych zbiornikach brzany są zbyt zestresowane, natomiast w większych trudno jest je odłowić w celu przeprowadzenia zabiegów manipulacyjnych. O wielkości zbiorników decyduje również wielkość samych tarlaków. Jeśli dysponujemy dużymi tarlakami, np. o masie powyżej 1 kg, powinny być one trzymane w większych basenach. Zagęszczenie ryb w basenach nie powinno przekraczać 20-25 kg/m 3. Szczególnie ważne jest to w ciągu pierwszych 2-3 dni od odłowu ze środowiska naturalnego, gdyż w wyniku stresu brzany wydzielają duże ilości śluzu, co może doprowadzić do obniżenia poziomu tlenu w wodzie. Niezależnie od zagęszczenia, okresowo powinien być monitorowany poziom natlenienia wody. W warunkach stresowych brzany zużywają go znacznie więcej. W przypadku gdy poziom 10
tlenu rozpuszczonego w wodzie spada poniżej 60%, należy włączyć dodatkowe urządzenia napowietrzające lub natleniające wodę. Żywienie tarlaków W przypadku przetrzymywania przez dłuższy okres tarlaków brzany w warunkach kontrolowanych, powinnyśmy je żywić. Najczęściej stosowanym pokarmem dla tego gatunku ryb są pasze komponowane przygotowane dla karpia lub pstrąga oraz larwy ochotki. W temperaturze wody poniżej 10 o C pokarm podaje się ręcznie raz na tydzień, aż do nasycenia ryb, może to być żywa bądź mrożona ochotka. W przedziale temperatur 10-15 o C pokarm podaje się co 2-3 dni. Jeżeli temperatura przekracza 15 o C, ryby można karmić codziennie. Na mniej więcej 3 tygodnie przed planowanym tarłem należy wzbogacać pokarm o składniki naturalne, np. mrożone larwy ochotkowatych czy też mrożone kiełże. Żywy pokarm zawiera między innymi wielonienasycone kwasy tłuszczowe (HUFA) oraz witaminy, które pozytywnie wpływają na jakość ikry. Na trzy dni przed planowanym tarłem powinno się przestać żywić tarlaki. Rys. 4. Iniekcje hormonalne samicy brzany 11
Warunki środowiskowe: temperatura, fotoperiod Brzany można odławiać ze środowiska naturalnego, gdy temperatura wody osiągnie 15 o C. Po 3-4 dniach aklimatyzacji do warunków wylęgarniczych należy zacząć podnosić temperaturę do 18 o C. W tej temperaturze należy rozpocząć podawanie środków hormonalnych, a następnie podnieść temperaturę wody do 19 o C. Fotoperiod powinien wynosić 14:10 (dzień:noc). Po tarle temperatura wody w basenie stopniowo powinna być obniżana do poziomu 13-15 o C, a fotoperiod należy utrzymać na poziomie 12:12 (dzień:noc). Poziom tlenu Poziom tlenu rozpuszczonego w wodzie nie powinien spaść poniżej 5-6 mg/dm 3 lub 60% nasycenia. W przypadku długotrwałego obniżenia poziomu tlenu, szczególnie w okresie pięciu lub mniejszej liczby dni do planowanego rozrodu, ikra zaczyna ulegać resorpcji. 12
DOBÓR TARLAKÓW I OKREŚLANIE PRZYDATNOŚCI DO TARŁA Przy wyborze ryb do tarła należy dokonać wstępnej selekcji i odrzucić te z wyraźnymi objawami chorobowymi lub znaczącymi uszkodzeniami zewnętrznych powłok ciała. W okresie przedtarłowym samice powinny mieć wyraźnie zaokrąglone powłoki brzuszne, wyraźnie widoczną brodawkę, a samce przy delikatnym masażu powłok brzusznych powinny oddawać nasienie. Ryby, które nie spełniają powyższych kryteriów, należy odrzucić. Mogą być to ryby niedojrzałe lub sterylne. Manipulacje z tarlakami, anestezja Wszystkie manipulacje, tj. pomiary ryb, określanie płci, wykonywanie iniekcji, pobieranie gamet, lecznicze przymoczki należy przeprowadzać w stanie pełnej anestezji ryb. W świetle Ustawy z dnia 21 sierpnia 1997 r. (z późniejszymi zmianami) o ochronie zwierząt: Zabiegi powodujące ból wykonuje się w znieczuleniu ogólnym albo miejscowym, z wyjątkiem tych zabiegów, które według zasad sztuki weterynaryjnej wykonuje się bez znieczulenia (DzU 2003 Nr 106, poz. 1002). Środki znieczulające tarlakom brzany podaje się przez imersję. W tym celu tarlaki umieszcza się w wodzie z rozpuszczonym w odpowiednim stężeniu anestetykiem. Ryby przetrzymuje się w roztworze anestetyku do momentu osiągnięcia stanu znieczulenia ogólnego. Stan ten powinien zostać osiągnięty do 3 minut od czasu umieszczenia ryb w roztworze środka znieczulającego. Przy zastosowaniu odpowiedniego stężenia anestetyku tarlaki brzany mogą być poddane 5-minutowej ekspozycji na anestetyk i powinny się wybudzić w czasie nie dłuższym niż 10 minut po umieszczeniu ich w odpijalniku (w kastrze z wodą wylęgarniczą). Dobór anestetyka, jego dawki oraz ewentualnego okresu karencji powinien być dokonany pod nadzorem lekarza weterynarii. Zgodnie z artykułem 3 Ustawy z dnia 6 września 2001 roku Prawo farmaceutyczne dopuszczone do obrotu są produkty lecznicze, ( ) które uzyskały pozwolenie wydane przez Radę Unii Europejskiej lub Komisję Europejską. Organem uprawnionym do wydania pozwolenia jest Prezes Urzędu Produktów Leczniczych, Wyrobów Medycznych i Produktów Biobójczych (...) (DzU 2001 Nr 126, poz. 1381). 13
Do znieczulania i sedacji brzany w badaniach naukowych najczęściej stosowano 2-fenoksyetanol (0,5 cm 3 /dm 3 ) i eugenol (40 mg/dm 3 ) (Hajek i in. 2006; Mousavi i in. 2012). Obecnie w Norwegii (kraju EFTA stowarzyszonym z Unią) zarejestrowano anestetyk MS-222, co pozwala na jego stosowanie na terenie Unii Europejskiej pod nadzorem lekarza weterynarii. Odpowiednie stężenie tego anestetyku dla brzany powinno wynosić 100-150 mg/dm 3 (100 ppm). Preparaty zastępcze stosowane w anestezji ryb W Rozporządzeniu Ministra Zdrowia z dnia 31 marca 2003 roku w sprawie sposobu postępowania przy stosowaniu produktów leczniczych w sytuacji, gdy brak jest odpowiedniego weterynaryjnego produktu leczniczego dopuszczonego do obrotu dla danego gatunku zwierząt (DzU Nr 67, poz. 632) zapisano: w przypadku, gdy brak jest na terytorium Rzeczypospolitej Polskiej odpowiedniego produktu leczniczego weterynaryjnego dopuszczonego do obrotu dla danego wskazania i dla danego gatunku zwierząt, którego tkanki lub pozyskiwane produkty są przeznaczone do spożycia przez ludzi, w drodze wyjątku właściwy lekarz weterynarii, na własną odpowiedzialność, może w konkretnym gospodarstwie, szczególnie w celu uniknięcia niemożliwego do zaakceptowania cierpienia zwierząt, stosować następujące produkty lecznicze: 1) produkty lecznicze weterynaryjne dopuszczone do obrotu na terytorium Rzeczypospolitej Polskiej do stosowania u innego gatunku zwierząt lub dla tego samego gatunku z innym wskazaniem do stosowania; 2) w przypadku braku produktów leczniczych weterynaryjnych, o których mowa w pkt 1: a) produkty lecznicze dopuszczone do obrotu na terytorium Rzeczypospolitej Polskiej do stosowania u ludzi, albo b) produkty lecznicze weterynaryjne dopuszczone do obrotu w innym państwie członkowskim Unii Europejskiej lub państwie członkowskim Europejskiego Porozumienia o Wolnym Handlu (EFTA) strony umowy o Europejskim Obszarze Gospodarczym, do stosowania u tego samego gatunku zwierząt lub innego gatunku zwierząt, którego tkanki lub pozyskiwane produkty są przeznaczone do spożycia przez ludzi z tym samym wskazaniem lub innym wskazaniem do stosowania; c) w przypadku braku produktów leczniczych, o których mowa w pkt 2, produkt leczniczy weterynaryjny, który jest lekiem recepturowym. Powyższe rozporządzenie daje lekarzowi weterynarii możliwość stosowania środków znieczulających u ryb, gdy są one dozwolone do stosowania 14
u ludzi bądź u zwierząt gospodarczych przeznaczonych do spożywania przez ludzi. Jednakże w takim przypadku lekarz weterynarii musi wyznaczyć okres karencji dla ryb poddawanych anestezji. Okres karencji oblicza się według niżej przedstawionego wzoru: gdzie: OK okres karencji [dni], Tw temperatura wody, w której są przetrzymywane ryby [ C]. W przypadku zmieniającej się temperatury wody w czasie hodowli należy przyjąć średnią jej temperaturę w 30-dniowym okresie poprzedzającym wykonanie zabiegu. Tabela 1. Przykładowe czasy karencji w zależności od temperatury wody Temperatura wody [ C] Czas karencji [dni] Temperatura wody [ C] Czas karencji [dni] 9 56 15 33 10 50 16 31 11 45 17 29 12 42 18 28 13 38 19 26 14 36 20 25 Zabiegi lecznicze W przypadku stwierdzenia uszkodzeń zewnętrznych powłok ciała tarlaków należy przemyć rany przy użyciu wodnego roztworu gencjany lub roztworu nadmanganianu potasu (rys. 5). Oba preparaty są dostępne w aptekach bez recepty. Po przemyciu ran, tarlaki umieszczamy w kastrze z czystą wodą i napowietrzaniem, a po wybudzeniu przenosimy je do właściwego basenu. Rys. 5. Uszkodzenie ciała przed (A) i po (B) zastosowaniu leczniczej przymoczki 15
DYMORFIZM PŁCIOWY U brzany występuje dymorfizm płciowy. Samce rosną znacznie wolniej i osiągają znacznie mniejsze rozmiary ciała (rys. 7). Ich długość wynosi zaledwie ⅔ rozmiaru ciała samic będących w tym samym wieku (Krupka 1986). Ponadto samice mają dłuższą płetwę odbytową sięgającą nawet do nasady płetwy ogonowej. Wynosi ona u nich średnio 18%, a u samców 14-15% całkowitej długości ciała (Kopiejewska 1991). Przed okresem rozrodczym powłoki brzuszne samic ulegają wyraźnemu zaokrągleniu. Jednocześnie odcinek brzucha pomiędzy płetwą brzuszną a płetwą odbytową ulega wklęśnięciu, a brodawka płciowa jest zaróżowiona i wyraźnie powiększona (rys. 6). Rys. 6. Brodawka płciowa w okresie rozrodczym u samicy brzany Rys. 7. Tarlaki brzany w tym samym wieku rozrodczym: samica (większa) i samiec (mniejszy) 16
INIEKCJE HORMONALNE Środki hormonalne stosowane w rozrodzie ryb nie są do nabycia na terenie Unii Europejskiej jako preparaty zarejestrowane. Niemniej jednak zgodnie z Rozporządzeniem Komisji (UE) Nr 37/2010 z dnia 22 grudnia 2009 r. (DzU UE L 10.15.1) w sprawie substancji farmakologicznie czynnych i ich klasyfikacji w odniesieniu do maksymalnych limitów pozostałości w środkach spożywczych pochodzenia zwierzęcego (tab. 2) można ich używać pod kontrolą lekarza weterynarii. Brzana jest rybą o tarle porcyjnym, dlatego tak jak w przypadku lina czy karasia pospolitego do stymulacji rozrodu można używać różnych środków hormonalnych. W przypadku ryb dzikich najczęściej używano homogenatu z przysadki mózgowej karpia (CPH). Badania naukowe prowadzone w Polsce, Czechach i na Węgrzech pokazują, że jako minimalną dawkę tego środka należy uznać 6 mg/kg masy ciała. W przypadku ryb hodowlanych oprócz homogenatu z przysadki mózgowej karpia można używać z powodzeniem hcg oraz preparatów zawierających analogi GnRH i inhibitory dopaminy, takich jak na przykład Ovopel i Ovaprim. Przed zastosowaniem przysadki mózgowej lub Ovopelu należy homogenizować je w 0,9% roztworze płynu fizjologicznego (NaCl). Przykładowe dawki środków hormonalnych dla ryb hodowlanych podano w tabeli 3 (za: Mamcarzem i Targońską 2008; Targońską i in. 2011a i T. Szabo - informacja ustna). 17
Tabela 2. Dozwolone substancje farmakologicznie czynne i ich klasyfikacja w odniesieniu do maksymalnych limitów pozostałości (MLP) (DzU UE L 10.15.1) Substancja farmakologicznie czynna Gonadotropina ludzka kosmówkowa (naturalny hcg i jego syntetyczne odpowiedniki) Hormon folikulostymulina (naturalny FSH pozyskiwany ze wszystkich gatunków i jego syntetyczne odpowiedniki) Hormon luteinizujący (naturalny LH pozyskiwany ze wszystkich gatunków i jego syntetyczne odpowiedniki) Hormon uwalniający gonadotropinę Przykładowe preparaty, które je zawierają hcg, Pregnyl Przysadka mózgowa karpia, amura, jesiotra, łososia, leszcza itd. Przysadka mózgowa karpia, amura, jesiotra, łososia, leszcza itd. Ovoplant, Ova-RH, Ovopel*, Ovaprim* Gatunki zwierząt, u których można je stosować Wszystkie gatunki zwierząt, od których lub z których pozyskuje się żywność Wszystkie gatunki zwierząt, od których lub z których pozyskuje się żywność Wszystkie gatunki zwierząt, od których lub z których pozyskuje się żywność Wszystkie gatunki zwierząt, od których lub z których pozyskuje się żywność Maksymalne limity pozostałości (MLP) Nie jest wymagany Nie jest wymagany Nie jest wymagany Nie jest wymagany * Preparaty zawierają także inhibitory dopaminy stosowane w medycynie ludzkiej lub weterynaryjnej Tabela 3. Przykładowe środki hormonalne i ich dawki (w przeliczeniu na kg masy ciała) stosowane przy rozrodzie brzany w badaniach naukowych* ŚRODEK HORMONALNY SKŁAD PREPARATU HORMONALNEGO (substancja farmakologicznie czynna) Samce Samice Dawka I iniekcja II iniekcja Ovaprim [ml] łososiowy GnRHa + domperidon 0,25-0,50 0,1-0,2 0,5 Ovopel [granule] ssaczy GnRHa + metoklopramid 0,5-2,0 0,1-0,2 1-2 hcg [IU] oczyszczona hcg 100-1000 100-500 1000-2000 CPH [mg] homogenat z przysadki mózgowej karpia 1,2-4,0 0,4-0,6 1,2-6,0 * UWAGA! W warunkach kontrolowanych stymulację hormonalną należy prowadzić wyłącznie pod nadzorem lekarza weterynarii. Pierwszą iniekcję hormonalną (stymulującą) należy podać samicom, gdy temperatura wody osiągnie 18 o C, a od samców można pozyskać niewielką ilość nasienia. Po upływie 6-12 godzin należy podać drugą iniekcję 18
(wyzwalającą) i podnieść temperaturę wody do 19 C. Po 16-18 godzinach od drugiej iniekcji powinna rozpocząć się u samic owulacja. W przypadku brzany najlepiej jest podać środki hormonalne w postaci iniekcji dootrzewnowej pod nasadę płetwy brzusznej (rys. 8). Rys. 8. Podawanie środków hormonalnych Stymulacja owulacji i spermacji procedura Co jest potrzebne: waga laboratoryjna igły o wymiarach 0,7 x 40 mm strzykawki o pojemności 1-2 ml sól fizjologiczna preparat hormonalny homogenizator Ważne Zarówno samicom, jak i samcom zaleca się podawanie takich samych dawek środków hormonalnych. W warunkach kontrolowanych w rozrodzie zarówno ryb dzikich, jak i hodowlanych powinno się stosować różne procedury. Rybom dzikim pozyskanym w trakcie sezonu rozrodczego należy podać środki hormonalne najpóźniej trzeciego dnia po odłowie. Iniekcje należy przeprowadzać w stanie pełnej anestezji ryb. 19
Każdorazowo przed podaniem środków hormonalnych należy zważyć indywidulanie każdego tarlaka w celu obliczenia dozowanej dawki środka hormonalnego. Iniekcje powinny być wykonane pod nasadę płetwy brzusznej dootrzewnowo; igłę należy wbić na około 0,5 cm w głąb jamy ciała. Samcom i samicom zaleca się podawanie w iniekcji tych samych środków hormonalnych. Pierwsza iniekcja (przy wykonywaniu dwóch iniekcji), zarówno u ryb dzikich, jak i hodowlanych, powinna zawierać 10-20% dawki całkowitej środka hormonalnego, np. w przypadku Ovopelu 0,1-0,2 granuli/kg masy ciała samicy. Samce mogą być stymulowane dokładnie tak samo jak samice, jednak gdy samce wcześniej oddają nasienie, można zastosować tylko jedną iniekcję podczas drugiej iniekcji samic. W przypadku ryb dzikich druga iniekcja musi być wykonana z homogenatu przysadki mózgowej karpia, a w przypadku ryb hodowlanych przy użyciu dowolnego środka hormonalnego stosowanego przy rozrodzie ryb. Podczas rozrodu ryb hodowlanych należy bezwzględnie sprawdzić, czy samice oddają ikrę już po pierwszej iniekcji hormonalnej. Czas pomiędzy iniekcjami powinien wynosić od 6-12 godzin, a w przypadku rozrodu pozasezonowego 24 godziny. Samce i samice mogą być przetrzymywane razem w jednym basenie. Sprawdzanie dojrzałości samic należy rozpocząć 16-18 godzin od drugiej iniekcji. 20
POBÓR GAMET I ZAPŁODNIENIE Pobór ikry Przed rozpoczęciem pobierania oocytów od samicy należy sprawdzić, czy jest to możliwe i czy ikra jest dobrej jakości. Po osuszeniu brzucha oraz okolic odbytu ryby uciska się powłoki brzuszne samicy pomiędzy płetwami piersiowymi a odbytem (rys. 9). Jeśli ikra wypływa, należy określić jej morfologiczne cechy w celu wstępnego ocenienia jakości jaj. Jeśli ikra jest biała lub niekształtna, to oznacza, że jest złej jakości i nie nadaje się do zapłodnienia. Wówczas należy ją odrzucić. Jeśli ma kulisty kształt i żółtą barwę, a ziarna są połyskujące, to nadaje się do przeprowadzenia zaplemnienia (rys. 11). Ikrę od każdej samicy pozyskuje się do osobnego (suchego) naczynia. Z reguły pod koniec pozyskiwania ikry wypływa sporo płynu owaryjnego, który zabezpiecza ikrę przed wyschnięciem. Rys. 9. Tarło brzany Rys. 10. Ikra brzany (fot. D. Żarski) 21
Rys. 11. Ikra dobrej jakości (po lewej stronie) i złej jakości (po prawej stronie) Pobór nasienia Pozyskanie nasienia nie sprawia trudności. Nasienie brzany jest bardzo gęste. Pozyskuje się je do strzykawek o pojemności 1 ml (rys. 12A) lub większych, ewentualnie bezpośrednio na ikrę (rys. 12B). Nasienie brzany powinno być pobierane od każdego samca osobno i niełączone przed zapłodnieniem. Nasienie zanieczyszczone krwią lub moczem, przy braku możliwości sprawdzenia ruchliwości plemników, powinno zostać odrzucone. Rys. 12. Pobór nasienia przy pomocy strzykawki (A) (fot. K. Targońska) i bezpośrednio na ikrę (B) 22
Zapłodnienie i pozbawianie jaj kleistości Przed połączeniem gamet należy zlać nadmiar płynu owaryjnego z ikry, gdyż utrudnia on zapłodnienie. Płyn owaryjny po kontakcie z wodą może przybrać konsystencję kisielu. Po delikatnym wymieszaniu gamet zalewa się je wodą wylęgarniczą, początkowo w ilości równej objętości ikry, po czym ponownie się miesza. Po upływie 40 sekund należy dolać podobną ilość wody jak za pierwszym razem. Woda powinna pochodzić z wylęgarni, w której będzie inkubowana ikra. Następnie ikrę należy delikatnie mieszać i raz na kilka minut zmieniać wodę (rys. 13A). Czynność należy powtórzyć minimum 3 razy. Ikra brzany jest lekko kleista, ale kilkukrotne przemycie wodą pozbawia ją tej cechy. Kiedy ikra przestanie się kleić, przed obsadzeniem na aparat inkubacyjny (rys. 13B) należy odstawić ją na kilka-kilkanaście minut w celu zakończenia procesu pęcznienia. Rys. 13. Pozbawianie ikry kleistości (A) i obsadzanie jej na aparat Weissa (B) 23
Procedura pozyskiwania gamet i zapładniania 24 Co jest potrzebne: kastry do usypania i odpijania ryb anestetyk ręczniki tetrowe lub papierowe suche miski o różnej pojemności plastikowe łyżki strzykawki o pojemności od 1 do 5 ml Ważne Przed rozpoczęciem procesu zaplemniania gamety należy bardzo dokładnie ze sobą wymieszać. Wprowadzić samice w stan anestezji w niewielkich grupach (do 5 sztuk). Przed pobraniem ikry należy osuszyć powłoki brzuszne oraz płetwę odbytową. Pojedynczo sprawdzać, czy samica oddaje ikrę jeśli tak, to pozyskać ją do niewielkiej, suchej miski. Po pozyskaniu gamet samicę umieścić w kastrze z napowietrzaną wodą, a po wybudzeniu z anestezji przenieść do basenu tarlakowego. Ocenić makroskopowo jakość ikry i zakwalifikować ją jaką dobrą lub złą. Ikrę przełożyć do zbiorczej miski z ikrą o zbliżonej jakości. Czynności powtórzyć z pozostałymi samicami. Po pozyskaniu około 1 litra ikry należy pobrać nasienie. Samce wprowadzić w stan anestezji w niewielkich liczbowo grupach (do 10 sztuk). Po osuszeniu powłok brzusznych samców należy pozyskać nasienie do strzykawek. W przypadku gdy pobór nasienia do strzykawek jest utrudniony ze względu na jego dużą gęstość, można je pozyskać bezpośrednio na ikrę. Samca umieścić w kastrze z napowietrzaną wodą, a po wybudzeniu z anestezji przenieść do basenu tarlakowego. Po pozyskaniu 5-10 ml nasienia należy wymieszać je dokładnie z ikrą. Należy pamiętać o wcześniejszym zlaniu nadmiaru płynu owaryjnego znad ikry. W celu zaplemnienia do mieszaniny ikry i nasienia dodawać wodę wylęgarniczą (w której później będzie inkubowana ikra), początkowo w ilości około 0,5 litra, i intensywnie mieszać przy użyciu plastikowej łyżki. Po upływie około 40 sekund dodać kolejne 0,5 litra wody i wymieszać. Po upływie minuty zlać wodę, dolać od 2 do 3 litrów czystej wody i wymieszać. Wodę wymieniać jeszcze 3- lub 4-krotnie co mniej więcej 5 minut. Pozbawioną kleistości ikrę obsadzić w ilości 2-3 litrów ikry na aparat inkubacyjny typu Weissa o objętości 7 litrów.
WARUNKI INKUBACJI IKRY Zapłodnione jaja należy inkubować w aparatach Weissa (rys. 14B). Ilość zapłodnionej ikry w siedmiolitrowym słoju nie powinna być większa niż 2-3 dm 3 po napęcznieniu. Przepływ powinno się ustawić na takim poziomie, aby ikra była cały czas mieszana (minimum 1,5 dm 3 /min). Trzeba wziąć pod uwagę, że ikra brzany jest ciężka, więc przepływ musi być większy niż ustalony dla innych ryb karpiowatych. W przypadku uzyskania bardzo niewielkiej ilości ikry można ją inkubować w aparatach kalifornijskich lub na drewnianych ramkach o dnie wykonanym z drobnej siatki (rys. 14A). Optymalna temperatura inkubacji wynosi 18-20 C. Inkubacja zapłodnionych jaj w zbyt wysokich lub w zbyt niskich temperaturach wpływa na obniżenie przeżywalności embrionów oraz na zwiększanie odsetka zdeformowanych osobników. Czas inkubacji ikry w słojach trwa od 5 do 8 dni w zależności od temperatury. Rozwój embrionalny, od momentu zapłodnienia do wyklucia, w wodzie o temperaturze 20,5 C wynosi 91 godzin, w temperaturze 18,0 C około 132 godzin, a w 16 o C 194 godziny (Penaz 1973). Rys. 14. Inkubacja ikry brzany na ramce inkubacyjnej (fot. D. Żarski) (A) i w słoju Weissa (B) 25
WYKLUWANIE LARW Jeżeli w słoju pojawią się pierwsze larwy, oznacza to rozpoczęcie procesu wykluwania. Larwy brzany nie wypływają ze słoja. Są dwie metody ich klucia. Pierwsza metoda polega na umieszczeniu klującej się ikry na pływających ramkach o oku dobranym w ten sposób, że ikra i puste osłonki pozostają na siatce, a larwy opadają na dno podchowalnika. Druga metoda polega na okresowym zatrzymaniu przepływu wody w słoju Weissa na 5-10 minut. Dodatkowo podniesienie temperatury wody o 2 stopnie w stosunku do temperatury inkubacji wpływa na przyspieszenie tego procesu. Po mniej więcej godzinie powinno rozpocząć się masowe klucie larw. Wtedy ikrę przenosi się do misek (najlepiej w ilości od 0,5 do 1 litra ikry na miskę o pojemności około 10 litrów). Wyklute larwy należy przenieść do podchowalników. Larwy brzany po wykluciu mają około 9 mm długości i ważą około 7 mg, poza tym nie mają pigmentu w oczach (rys. 16, 17). Należy mieć na uwadze, że jeżeli podchowalnik oświetlimy zbyt mocno, larwy będą gromadzić się w miejscach zacienionych, np. w jego rogach. Może to prowadzić do zbyt dużej koncentracji larw w jednym miejscu i wystąpienia śnięć w wyniku ich uduszenia (rys. 15B). W zaciemnionym podchowalniku larwy są znacznie spokojniejsze, mniej intensywnie przemieszczają się i spokojnie mogą resorbować woreczek żółtkowy. Wpływa to na zmniejszenie liczby uszkodzeń woreczka żółtkowego larw, a tym samym na zwiększenie przeżywalności. 26
Rys. 15. Dwudniowe larwy brzany podczas resorpcji woreczka żółtkowego: w zacienionym (A) i nadmiernie oświetlonym podchowalniku (B) Rys. 16. Larwa brzany prawidłowo rozwinięta tuż przed wykluciem i po wykluciu (A) oraz nieprawidłowo rozwinięte larwy tuż po wykluciu (B) Rys. 17. Prawidłowo rozwinięte larwy brzany tuż po wykluciu. Pigment w oczach jeszcze nie jest wykształcony 27
PODCHÓW LARW Parametry przetrzymywania wylęgu Wyklute larwy należy przenieść do łaźni wodnej (podchowalnika) w zamkniętym obiegu recyrkulacyjnym o następujących cechach/parametrach: zaopatrzonym w biologiczną filtrację, zapewniającym dopływ świeżej wody oraz napowietrzanie, temperatura wody w zbiorniku powinna wynosić 22,5 ± 2,5 o C, nasycenie wody tlenem powinno wynosić minimum 60%, stężenie azotu amonowego (amoniaku) powinno być poniżej 0,01 mg/dm 3, zagęszczenie larw w zbiorniku nie powinno przekraczać 200 osobników na dm -3, wysokość poziomu wody w zbiornikach nie powinna być niższa niż 15 cm, fotoperiod powinien być ustalony na minimum 14:10 (dzień:noc). Przydatne informacje z zakresu podchowu larw Po wykluciu wylęg brzany chowa się w miejsca zacienione (np. w rogi podchowalnika, pod rurki, sitka) i pozostaje tam jeszcze do momentu zresorbowania większej części woreczka żółtkowego. Jak u większości gatunków, larwy brzany w pierwszych dniach życia mają duży woreczek żółtkowy i niezróżnicowany fałd embrionalny. Po zresorbowaniu większej części woreczka żółtkowego (przy długości ciała około 11-12 mm) larwy brzany napełniają pęcherz pławny i zaczynają pływać w poszukiwaniu pokarmu. Okres takiej aktywności trwa od 6 do 8 dni po wykluciu (6-8 DPW), w wodzie o temperaturze odpowiednio 25 C i 20 C. Po rozpoczęciu aktywności ruchowej przez larwy należy podawać im pokarm egzogenny (np. świeżo wyklute naupliusy solowca, solowiec dekapsulowany, startery paszowe o odpowiedniej granulacji). Okres przetrzymywania larw od wyklucia do podania pokarmu egzogennego (PNR, punkt bez powrotu) bez wpływu na przeżywalność 28
larw zależy od temperatury. Dla brzany wynosi on 14 dni w temperaturze 15 C, 11 dni przy 20 C i 8 dni przy 25 C. Optymalna temperatura dla wzrostu larw wynosi 24-28 o C, jednak ze względów ekonomicznych podchów larw brzany prowadzić można w temperaturach 20-25 o C. W temperaturze wody poniżej 14 o C wzrost larw ulega zahamowaniu. Larwy brzany są wrażliwe na niską zawartość tlenu rozpuszczonego w wodzie. Spadek zawartości natlenienia wody zmniejsza odporność larw na inwazje przywr i pierwotniaków (szczególnie podatne są na: kulorzęska Ichthyophthirius miltifilis, Chilodonella oraz Trichodina i Costia, które mogą doprowadzić do utraty całej obsady). Larwy brzany od samego początku odżywiania egzogennego mogą być karmione paszą komponowaną, jednakże dla zachowania najlepszych parametrów wzrostu proponuje się żywienie larw świeżo wykutymi naupliusami solowca Artemia sp. (1 dm 3 wody, 32 g soli kuchennej, 4 g cyst Artemii, temperatura inkubacji: 28 ± 0,5 o C). Larwy brzany należy karmić (ad libitum do syta) minimum trzy razy w ciągu dnia w taki sposób, aby zachować minimum 4-godzinne odstępy czasu pomiędzy podawaniem pokarmu. Od momentu rozpoczęcia karmienia zbiorniki należy codziennie czyścić, usuwając z nich resztki pokarmu, fekalia i śnięte ryby. Czynność tę należy wykonywać przed każdym karmieniem. Jeżeli hodowla larw brzany jest prowadzona w celu zarybień wód otwartych, wówczas intensywny podchów w warunkach kontrolowanych nie powinien trwać dłużej niż trzy tygodnie. Manipulacje z larwami brzany (tj. ważenie, mierzenie larw) należy wykonywać w stanie pełnej anestezji, w tym celu można wykorzystać np. MS-222 w dawce 90-100 ppm. 29
Tabela 4. Najważniejsze etapy (kalendarium) podchowu larw brzany Wiek Charakterystyczne cechy Uwagi 1 dzień Zapłodnienie 1-4 dni Inkubacja jaj 5 dzień Pierwsze wyklute larwy 6 dzień Masowe wykluwanie larw 1. DPW* 6 DPW* 7-8 DPW* 8-30 DPW* Larwy leżą na dnie zbiornika. Brak pigmentu w oczach. Larwy zaczynają się podnosić. Wszystkie larwy aktywnie pływają. Podawanie pokarmu minimum 3 razy dziennie. *DPW dni po wykluciu Optymalna temperatura wody dla inkubacji zapłodnionej ikry brzany wynosi 18-20 C. Obsadzanie wylęgu na podchowalnik (zalecana temperatura wody: 18-20 C). Zaleca się podniesienie temperatury wody do 21 o C. Larwy leżą na dnie zbiornika i w spokoju resorbują woreczek żółtkowy. Należy podać pierwszy pokarm egzogenny (zalecany pokarm: świeżo wyklute naupliusy solowca). W momencie podawania pierwszego pokarmu temperaturę wody zaleca się stopniowo podnieść (1 C na dobę) temperaturę wody do 25 C. Mimo iż larwy brzany od rozpoczęcia odżywiania egzogennego mogą pobierać pasze komponowane (startery), zaleca się przez pierwszych 12-16 dni podawać pokarm naturalny (np. solowca), a dopiero potem startery (Kujawa 2004; Vorlícková i in. 2006). Rys. 18. Podchowany wylęg brzany (8 DPW), u góry larwa z wodniakiem niepobierająca pokarmu 30
TRANSPORT MATERIAŁU ZARYBIENIOWEGO BRZANY Tarlaki z miejsca odłowów do wylęgarni transportuje się w workach polietylenowych (rękawach foliowych) z tlenem. W celu złagodzenia stresu podczas transportu można dodać do wody niewielką ilość anestetyku (około 10% dawki używanej standardowo do usypiania brzany). Przewóz powinien nastąpić bezpośrednio po załadunku. Po przywiezieniu ryb należy stopniowo wyrównać temperaturę wody w basenie i użytą do transportu (rys. 20), w tempie nie większym niż jeden stopień na godzinę. Po wpuszczeniu ryb do basenu w bardzo krótkim czasie wybudzają się one z działania anestetyku. Rys. 19. Przygotowywanie podchowanych larw brzany do transportu w workach polietylenowych z tlenem Według normy BNP-82/9147-30 przy przewozie materiału zarybieniowego w zbiornikach z napowietrzaniem i workach polietylenowych z tlenem ilość materiału zarybieniowego można zwiększyć dwukrotnie w porównaniu do wartości podanych w tabeli 5, przy tej samie ilości wody. 31
Rys. 20. Wyrównywanie temperatury wody użytej do transportu i wody w basenie Tabela 5. Zapotrzebowanie wody w litrach przy przewozie materiału zarybieniowego brzany w zbiornikach bez napowietrzania (wg BN-82/9147-30) Rodzaj materiału Ilość materiału Temperatura Czas trwania przewozu [h] zarybieniowego zarybieniowego wody [ C] do 6 6-10 Wylęg 1000 sztuk 12-20 3,0 5,0 Wylęg podchowany 1000 sztuk do 20 25,0-30,0 35,0-40,0 Narybek letni 1 kg do 20 25,0-30,0 35,0-40,0 Tarlaki 1 kg do 10 15,0 20,0 1 kg do 20 25,0-30,0 35,0-40,0 Jednak dane podane według normy branżowej, szczególnie dotyczące transportu w workach foliowych z tlenem, nie obejmują danych empirycznych. Zgodnie z opracowanymi wzorami dotyczącymi transportu ryb trwajcego nawet 48 godzin w temperaturze wody w zakresie 20-25 C maksymalne zagęszczenie ryb w transporcie wylicza się wg wzoru: gdzie: M L maksymalne zagęszczenie ryb w [g/dm 3 ], W masa 1 ryby w [g]. Oznacza to, że przy masie jednej ryby wynoszącej 10 mg (wylęg żerujący brzany) w 1 litrze wody można maksymalnie transportować 500 sztuk, przy 32
masie wynoszącej 100 mg (lekki narybek letni) około 160 sztuk na 1 litr, a przy masie wynoszącej 1 g maksymalnie 50 sztuk na 1 litr. Należy przy tym pamiętać, że maksymalna ilość wody w workach po ich zawiązaniu to ½ objętości worka. Przy dłuższych transportach lub przy wysokiej temperaturze (powyżej 22 o C) objętość wody w worku powinna stanowić od ¼ do 1 /3 wielkości worka. Rys. 21. Przygotowywanie tarlaków brzany do transportu, pakowanie do worka (A), wpuszczanie tlenu (B), wiązanie worka (C), gotowy worek z tarlakami przeznaczonymi do transportu (D) 33
NOTATKI 34
35
LITERATURA Alavi S.M.H., Psenicka M., Policar T., Linhart O. 2008a. Morphology and fine structure of Barbus barbus (Teleostei: Cyprinidae) spermatozoa. J. Appl. Ichthyol. 24: 378 381. Alavi S.M.H., Psenicka M., Policar T., Rodina M., Kozak P., Linhart O. 2008b. Sperm characteristics in Barbus barbus as a function of nutrition throughout the reproductive season. Cybium 32: 200 201. Alavi S.M.H., Rodina M., Policar T., Linhart O. 2009. Relationship between semen characteristics and body size in Barbus barbus L. (Teleostei: Cyprinidae) and effects of ions and osmolality on sperm motility. Comp. Biochem. Physiol. Part. A. 153: 430 437. Biłas M., Żarski D., Palińska K., Wiszniewska K., Kupren K., Targońska K., Krejszeff S., Furgała-Selezniow G., Kucharczyk D. 2012. Effect of stocking density in relationship to bottom areas on the growth and survival of common barbel Barbus barbus (L.) larvae. Pol. J. Nat. Sci. 27: 315 325. Baran A. 2000. Brzana Barbus barbus (Linnaeus, 1758). W: M. Brylińska (Ed.), Ryby słodkowodne Polski, 186 191. Wydawnictwo PWN, Olsztyn. Cejko B.I., Żarski D., Judycka S., Kucharczyk D., Sarosiek B., Kowalski R.K. 2014. Effect of two commercial preparations containing different GnRH analogues with dopamine antagonists on barbell Barbus barbus (L.) sperm quantity and quality. Aquacul. Int. 22: 97 109. Cejko B.I., Targońska K., Kowalski R.K., Żarski D., Sarosiek B., Kucharczyk D., Glogowski J. 2012. The effectiveness of hormonal preparations (Ovopel, Ovaprim, LHRHa, hcg and CPE) in stimulating spermiation in dace Leuciscus leuciscus (L.). J. Appl. Icht. 28: 873 877. Hajek G.J, Klyszejko B., Dziaman R. 2006. The anaeshetic effect of clove oil on common carp, Cyprinus carpio. Act. Icht. Piscat. 36: 93 97. Hakuć-Błażowska A., Kupren K., Turkowski K., Targońska K., Jamróz M., Krejszeff S., Kwiatkowski M., Żarski D., Kucharczyk D. 2009. Comparison of economic effectiveness of applying different hormonal preparations for reophile cyprinid fish reproduction stimulation based on the example of asp Aspius aspius (L.) and ide Leuciscus idus (L.). Pol. J. Nat. Sci. 24: 224 234. Hugla J.L., Philippart J.C., Kremers P., Goffinet G., Thomé J.P. 1995. PCB contamination of the common barbel, Barbus barbus (Pisces, Cyprinidae), in the river Meuse in relation to hepatic mono oxygenase activity and ultrastructural liver changes. Neth. J. Aquatic. Ecol. 29: 121 131. Jakucewicz H., Jakubowski H., Girsztwott Z. 1989. Próby rozrodu i podchowu ryb z rzek nizinnych - jazia, brzany, klenia i bolenia. Gosp. Ryb. 8 9: 14 15. Kamiński R., Korwin-Kossakowski M., Wolnicki J. 2012. Effects of photothermal manipulations on the artificial reproduction of barbel, Barbus barbus (Actinopterygii: Cypriniformes: Cyprinidae): A pilot study. Act. Icht. Pisc. 42: 329 333. 36
Kamiński R., Wolnicki J., Sikorska J., Garcia V. 2013. Effects of temperature on growth, survival and body composition in larvae of barbel, Barbus barbus (L.). Aquacul. Int. 21: 829 841. Kamler E., Kamiński R., Wolnicki J., Sikorska J., Wałowski J. 2012. Effects of diet and temperature on condition, proximate composition and three major macro elements, Ca, P and Mg, in barbel Barbus barbus juveniles. Rev. Fish Biol. Fisher. 22: 767 777. Kopiejewska W. 1991. Brzana (Barbus barbus L.). W: Ryby słodkowodne Polski (Ed.): M. Brylińska, 246 250. Państwowe Wydawnictwo Naukowe, Warszawa. Krejszeff S., Targońska K., Żarski D., Kucharczyk D. 2010. Artificial reproduction of two different spawn forms of the chub. Rep. Biol. 10: 67 74. Kujawa R.J. 2004. Biologiczne podstawy podchowu larw reofilnych ryb karpiowatych w warunkach kontrolowanych. Rozprawy i monografie, 88. Wyd. UWM, Olsztyn, 88s. (in Polish with English summary). Kupren K., Turkowski K., Kucharczyk D., Krejszeff S., Żarski D., Hakuć-Błażowska A., Targońska K., Kwiatkowski M., Jamróz M., Czarkowski T. 2008. Economic aspects of rearing larval asp, Aspius aspius (L.), and ide, Leuciscus idus (L.), in closed recirculating systems. Arch. Pol. Fish.16: 413 420. Krupka I.1986. Morphometric characteristic of barbel (Barbus barbus Linnaeus, 1758) in the River Vlara. Polnohospodarstvo, 32(3): 277 285. Labatzki P., Fuhrmann B. 1992. Rearing barbell fingerlings (Barbus barbus L.). Adv. Fish. Sci. 10: 69 73. Lahnsteiner F., Berger B., Horvath A., Urbanyi B., Weismann T. 2000. Cryopreservation of spermatozoa in cyprinid fishes. Theriogenology 54: 1477 1498. Mamcarz A., Targońska K. 2008. Wybrane aspekty rozrodu karpiowatych ryb refofilnych w warunkach kontrolowanych. Olsztyn. Mousavi S.M., Nasab E.M., Yavari V., Ghatrami E.R., Jalali M.R. 2012. Effects of two anaesthetic regimes, MS-222 and eugenol, on plasma biochemical profile in Barbus harpeyi Comp. Clin. Pathol. 21: 859 863. Nowak S. 1968. Próba inkubacji ikry certy, klenia i brzany w aparatach Weissa. Gosp. Ryb. 10: 20 21. Nowosad J., Targońska K., Chwaluczyk R., Kaszubowski R., Kucharczyk D., 2014a. Effect of temperature on the effectiveness of artificial reproduction of dace [Cyprinidae (Leuciscus leuciscus (L.))] under laboratory and field conditions. Journal of Thermal Biology 45: 62 68. Nowosad J., Kucharczyk D., Biłas M., Targońska K., Chwaluczyk R. 2014b. Influence of temperature and hormonal stimulation on spawning efficiency of common barbel, Barbus barbus L. (w przygotowaniu). Peňáz M. 1973. Embryonic development of the barb, Barbus barbus (Linnaeus,1758). Zool. Listy 22: 363 374. Peňáz M., Baruš V., Prokeš M., Homolka M. 2002. Movements of barbel, Barbus barbus (Pisces: Cyprinidae). Folia Zool. 51: 55 66. 37
Peňáz M., Svobodová Z., Baruš V., Prokeš M., Drastichová J. 2005. Endocrine disruption in a barbel, Barbus barbus population from River Jihlava, Czech Republic. J. Appl. Ichthyol. 21: 420 428. Penczak T., Kruk A. 2000. Threatened obligatory riverine fishes in human modified Polish rivers. Ecol. Freshwat. Fish. 9: 109 117. Policar T., Kozák P., Hamáˇcková J., Lepiˇcová A., Musil J., Kouˇril J., 2007. Effects of short-time Artemia spp. feeding in larvae and different rearing environments in juveniles of common barbel (Barbus barbus) on their growth and survival under intensive controlled conditions. Aquat. Living Resour. 20, 175 183. Prokeš M., Šovčík P., Peňáz M., Baruš V., Spurný P.,Vilizzi L. 2006. Growth of barbel, Barbus barbus, in the River Jihlava following major habitat alteration and estimated by two methods. Folia Zool. 55: 86 96. Routledge E.J., Sheahan D., Desbrow C., Brighty G.C., Waldock M., Sumpter J.P. 1998. Identification of estrogenic chemicals in STW effluent. 2. In vivo responses in trout and roach. Environ. Sci. Technol. 32: 1559 1565. Sikorska J., Wolnicki J., Kamiński R., Stolovich V. 2012. Effect of different diets on body mineral content, growth, and survival of barbel, Barbus barbus (L.), larvae under controlled conditions. Arch. Pol. Fish. 20: 3 10. Targońska K., Kucharczyk D., Kujawa R., Mamcarz A., Żarski D., 2010. Controlled reproduction of asp, Aspius aspius (L.) using luteinizing hormone releasing hormone (LHRH) analogues with dopamine inhibitors. Aquaculture 306, 407 410. Targońska K., Kucharczyk D., Żarski D., Cejko B., Krejszeff S., Kupren K., Król R., Dryl K., Kowalski R., Glogowski J. 2011a. Artificial reproduction of wild and cultured barbel (Barbus barbus, Cyprinidae) under controlled conditions. Acta Vet. Hung. 59: 363 372. Targońska K., Kupren K., Żarski D., Król R., Kucharczyk D. 2011b. Influence of thermal conditions on successful ide (Leuciscus idus L.) artificial reproduction during spawning season. Ital. J. Anim. Sci. 10 (e50), 209 212. Targońska T., Żarski D., Krejszeff S., Kucharczyk D. 2012. Influence of age of wild ide Leuciscus idus (L.) female on spawning effectiveness under controlled conditions. Ital. J. Anim. Sci. 11: 342 346. Taylor A.A.L., Britton J.R., Cox I.G. 2004. Does the stock density of still water catch and release fisheries affect the growth performance of introduced cultured barbel? J. Fish Biol. 65 (Suppl. A): 308 313. Turkowski K., Kucharczyk D., Kupren K., Hakuć Błażowska A., Targońska K., Żarski D., Kwiatkowski M. 2008. Economic aspects of the experimental rearing of asp, Aspius aspius (L.), ide, Leuciscus idus (L.), and dace, Leuciscus leuciscus (L.), under controlled conditions. Arch. Pol. Fish. 16: 397 411. Vilizzi L., Copp G.H., Carter M.G., Penaz M. 2006. Movement and abundance of barbel, Barbus barbus, in a mesotrophic chalk stream in England. Folia Zool. 5: 183 197. Vorlícková P. Hamácková J., Lepicová A., Lepic P., Kozák P., Policar T., Stanny L.A. (2006): Intensywny podchów larw (Barbus barbus) przy różnym okresie początkowego żywienia pokarmem żywym przed przejściem na starter. 38
W: Rozród, podchów, profilaktyka ryb karpiowatych i innych gatunków, (Eds.), Zakęś Z., Demska-Zakęś K., Wolnicki J., 121 126. Wheeler A., Jordan D.R. 1990. The status of the barbel, Barbus barbus (L.) (Teleostei, Cyprinidae), in the United Kingdom. J. Fish Biol. 37: 393 399. Wolnicki J. 2005. Intensywny podchów wczesnych stadiów ryb karpiowatych w warunkach kontrolowanych. Arch. Pol. Fish. 13: 5 87 (In Polish with English summary). Wojda R. 2004. Produkcja materiału zarybieniowego ryb reofilnych w Polsce w latach 1995 2002, możliwości i potrzeby jej dalszego zwiększania. Arch. Pol. Fish. 12 (Suppl. 2): 359 369. Żarski D., Kupren K., Targońska K., Krejszeff S., Furgała-Selezniow G., Kucharczyk D. 2011. The effect of initial larval stocking density on growth and survival in common barbell Barbus barbus (L.). J. Appl. Ichthyol. 27: 1155 1158. 39