22 Odpowiedź Triticum aestivum L. na zranienie mechaniczne

22 Odpowiedź Triticum aestivum L. na zranienie mechaniczne Michał Sulkiewicz / Iwona Ciereszko Uniwersytet w Białymstoku, Wydział Biologiczno-Chemiczny Instytut Biologii, Zakład Fizjologii Roślin ul. Świerkowa 20B, 15-950 Białystok e-mail: m23s@o2.pl Streszczenie Zranienia roślin są często głównym czynnikiem stresowym, przyczyniającym się do obniżenia produktywności oraz redukcji jakości i ilości plonów. W poniższej pracy przedstawiono pilotażowe wyniki badań reakcji fizjologicznych po krótko- oraz długoterminowym uszkodzeniu mechanicznym siewek pszenicy zwyczajnej (T. aestivum L.), ozimej. Przeprowadzono analizę wpływu stresu zranienia liści na podstawowe parametry wzrostowe, uwodnienie tkanek, wyciek elektrolitu, zawartość barwników asymilacyjnych oraz zmierzono fluorescencję chlorofilu a. Wykazano różnice w wysokości pędu oraz uwodnienia pędu w trzecim tygodniu od zranienia liści. Analiza pomiaru fluorescencji chlorofilu a nie wykazała wpływu stresu uszkodzenia mechanicznego na funkcjonowanie aparatu fotosyntetycznego. Zrozumienie mechanizmów reakcji fizjologicznych zbóż na uszkodzenia mechaniczne może w przyszłości doprowadzić do selekcji odmian najbardziej odpornych na ten typ stresu przy jednoczesnym zachowaniu wysokiej produktywności. Słowa kluczowe: odpowiedź lokalna i systemiczna, pszenica, zranienie Różnorodność biologiczna od komórki do ekosystemu. Zagrożenia środowiska a ochrona gatunkowa roślin i grzybów 263

22.1. Wstęp Źródłem zranienia mechanicznego roślin są czynniki abiotyczne: silny wiatr, grad, oraz czynniki biotyczne: zgryzanie przez fitofagi czy działalność człowieka. Reakcja roślin pojawia się w obrębie miejsca uszkodzenia tkanek, jako odpowiedź lokalna lub w organach, które nie uległy uszkodzeniu jako odpowiedź systemiczna. Ważną rolę w odpowiedzi lokalnej odgrywają geny związane ze wzmocnieniem ściany komórkowej oraz jej uszczelnieniem. Stwierdzono, że w odpowiedzi systemicznej roślin na uszkodzenie mechaniczne, zaangażowane są fitohormony, które biorą udział w transdukcji sygnału o zranieniu, prowadząc do wywołania odpowiedzi obronnych. Dotychczas niewiele wiadomo o reakcji zbóż na stres zranienia. Struktura zasiewów zbóż podstawowych z mieszankami zbożowymi w Polsce jest zdominowana przez pszenicę ozimą stanowiącą 27,8% wszystkich wysianych zbóż w 2013 roku (szacunek produkcji głównych ziemiopłodów rolnych i ogrodniczych GUS). Prawidłowa ontogeneza zbóż ozimych wymaga dwóch okresów wegetacyjnych. Rośliny wysiane wczesną jesienią powinny przed nadejściem zimy wykształcić powyżej pięciu liści i przejść proces hartowania do niskich temperatur, polegający między innymi na nagromadzeniu węglowodanów w soku komórkowym. Zahartowana pszenica ozima toleruje temperaturę do -18 C (Korbas i in. 2011). Wiosną oziminy kontynuują proces wegetacji, dając szybsze i wyższe plony w porównaniu do zbóż jarych. Pszenica ozima należy do wymagających siedliskowo zbóż, jej uprawa wymaga gleb klasy I-IIIa. Prawdopodobnie wykształciła różnorodne mechanizmy obrony przeciwko uszkodzeniom mechanicznym, zarówno biotycznym, jak abiotycznym (jak również ich tolerancji). Mechanizm percepcji, transdukcji oraz reakcji roślin na stres jest bardzo złożony. Dotychczas niewiele wiadomo o podłożu molekularnym oraz przebiegu reakcji roślin jednoliściennych (w tym zbóż) na uszkodzenia mechaniczne. Znacząca część danych literaturowych dotyczy badań przeprowadzonych na roślinach dwuliściennych, w tym rzodkiewnika pospolitego (Arabidopsis thaliana) oraz roślin z rodziny psiankowatych. Efektywna obrona rośliny przed uszkodzeniem zależy głównie od skutecznego rozpoznania rodzaju obrażenia. Komórki roślin wyposażone są w receptory błonowe rozpoznające wzorce chemiczne pochodzące od źródła zagrożenia, tzw. PRR (ang. Pattern-Recognition Receptors). Roślina, po uszkodzeniu przez patogeny czy też w wyniku uszkodzenia mechanicznego, wytwarza w ścianie komórkowej cząsteczki, które określane są mianem DAMP (ang. Damage-Associated Molecular Patterns) (Matzinger 2002). Po uszkodzeniu mechanicznym, w komórce generowana jest seria następujących po sobie zmian fizjologicznych i metabolicznych, prowadzących do wywołania reakcji na stres. Zranienie 264

prowadzi do podwyższenia stężenia reaktywnych form tlenu, a także peroksydacji lipidów błonowych będących objawem stresu oksydacyjnego; nadtlenek wodoru pełni funkcję bakterio- i grzybobójczą, a w niskich stężeniach rolę cząsteczki sygnałowej (Łukaszuk, Ciereszko 2012). W wyniku zranienia następuje wzrost stężenia kwasu jasmonowego, będącego kluczowym regulatorem ekspresji genów aktywowanych uszkodzeniem mechanicznym (Schaller 2001). Uważa się, że wraz z etylenem odpowiedzialny jest on za percepcję sygnału zewnątrzkomórkowego o zranieniu i indukcję systemicznej odpowiedzi rośliny. Ważną rolę w reakcji roślin na stres odgrywają kinazy białkowe MAPK (ang. Mitogen Activated Protein Kinases) aktywujące czynniki transkrypcyjne, zmieniające ekspresję genów i w efekcie: indukują zmiany metaboliczne oraz fizjologiczne w obrębie komórki, tkanki po zranieniu. Wynikiem uszkodzenia mechanicznego tkanek roślinnych jest wywołanie odpowiedzi lokalnej oraz systemicznej. Po zranieniu, rośliny uruchamiają złożoną kaskadę reakcji prowadzących do aktywacji mechanizmów obronnych. Odpowiedź lokalna polega głównie na uszczelnieniu tkanek oraz uniemożliwieniu wniknięcia patogenów do wnętrza organizmu przy użyciu między innymi polimerów kwasów tłuszczowych, pochodnych polisacharydów, wtórnych metabolitów. W odpowiedzi systemowej, główną rolę odgrywają jasmonidy, syntetyzowane w szlaku oktadekainowym. Systemiczna reakcja na stres wywołany uszkodzeniem polega na modyfikacji metabolizmu i fizjologii rośliny poza miejscem uszkodzenia (Szczegielniak 2007). Dane literaturowe wskazują, że odpowiedź systemiczna, ściśle związana z syntezą związków sygnalnych o zranieniu, jest szybko indukowana (Reymond 2001; Schilmiller, Howe 2005). Celem badań było wykazanie istnienia lokalnej oraz systemicznej odpowiedzi fizjologicznej pszenicy zwyczajnej na uszkodzenie mechaniczne. Badano reakcje krótkoterminowe (do 6 godzin po uszkodzeniu): fluorescencję chlorofilu a, zawartość barwników asymilacyjnych, poziom względnego wycieku elektrolitu oraz długoterminowe (do 3 tygodni po uszkodzeniu): parametry wzrostowe, uwodnienie tkanek, oraz zawartość barwników asymilacyjnych. Wykazano przyrost wysokości pędów oraz zwiększone uwodnienie pędów roślin uszkodzonych. Zranienie nie obniżyło wydajności fotochemicznej fotosystemu II liści pszenicy. 22.2. Materiał i metody Obiektem badań była pszenica zwyczajna (Triticum aestivum L.), ozima, odmian Bamberka (Hodowla Roślin Strzelce, rejestracja 2009 rok) lub Turnia (Małopolska Hodowla Roślin, rejestracja 2001 rok). Nasiona pszenicy wysiewano 265

na podłożu z ligniny nawilżanej wodą zdemineralizowaną. Po 7. dniach kiełki przeniesiono do naczyń zawierających pożywkę o ph 5,3 i składzie: Ca(NO 3 ) 2 4H 2 O 4,4 mm, MgSO 4 7H 2 O 2,7 mm, KNO 3 1,5 mm, KH 2 PO 4 1,1 mm, Fe- EDTA 76 μm, H 3 BO 3 43 μm, MnCl 2 4H 2 O 9 μm, ZnSO 4 7 H 2 O 0,8 μm, CuSO 4 5 H 2 O 0,3 μm, H 2 MoO 4 4 H 2 O 0,1 μm. Kultury hydroponiczne były napowietrzane całodobowo. Pożywki wymieniano w odstępach pięciodniowych, codziennie uzupełniając ich ubytki. Eksperyment prowadzono do zakończenia fazy rozwoju trzeciego liścia pszenicy (skala BBCH dla zbóż faza 13). Pszenicę hodowano w pomieszczeniu fitotronowym o kontrolowanych warunkach wzrostowych: długość dnia: 16. godzin, temperatura dzień/noc: 23 C/18 C, wilgotność powietrza: 60%, natężenie światła: 150 μmol fotonów m -2 s -1. Uszkadzano mechanicznie szablonem ze szpilek liść nr 1, 2, 3 (oprócz pomiaru wycieku). Kontrolę stanowiły liście nieuszkodzone. Badania wykonywano w środkowej części liścia. Pomiary wysokości pędów oraz długości korzeni wykonywano w czasie trzech tygodni po uszkodzeniu mechanicznym liści pszenicy ozimej (odmiany Bamberka). Świeżą i suchą masę (suszenie 24-godzinne, temp. 105 C) określono ważąc pędy i korzenie. Poziom uwodnienia tkanek ustalono obliczając iloraz różnicy świeżej i suchej masy do świeżej masy pędów i korzeni. Powierzchnię liści określono przez ich skanowanie i analizę obrazu w programie ImageJ. Pomiary fluorescencji modulowanej chlorofilu a in vivo wykonywano w temperaturze pokojowej (około 20 C) przy użyciu fluorymetru FMS1 (Hansatech Ltd., UK) oraz oprogramowania Modfluor. Przed dokonaniem badania, liście adaptowano przez 30 minut do ciemności w celu otwarcia centrów aktywnych fotoukładu II. Liście badanych odmian pszenicy ozimej naświetlano wzrastającym natężeniem światła aktynicznego od 60 do 1125 μmol fotonów m -2 s -1 (zmiana co 340 s) oraz impulsami światła wysycającego o natężeniu 3320 μmol fotonów m -2 s -1. Składowe parametrów wygaszania fotochemicznego fluorescencji (qp) oraz wygaszania niefotochemicznego fluorescencji (NPQ) określono na podstawie Schreiber i in. (1986) oraz Bilger i Björkman (1990). Wydajność fotochemiczną fotoukładu II (Φ PSII ) obliczono zgodnie z Genty i in. (1989). Pomiar parametru F O dokonano po wyłączeniu światła aktynicznego i naświetleniu badanego liścia daleką czerwienią przez 5 sekund. Pomiar i analizę maksymalnej wydajności kwantowej fluorescencji chlorofilu a (Fv/Fm) wykonano po 30, 60, 90 minutach od uszkodzenia mechanicznego fluorymetrem PocketPEA (Hansatech Ltd., UK) oraz programem PEA Plus. Liście adaptowano przez 30 minut do ciemności, następnie oświetlano impulsem światła wysycającego o natężeniu 3500 μmol fotonów m -2 s -1 w czasie 1 sekundy. Kontrolę stanowiły nieuszkodzone liście pszenicy. 266

Zawartość chlorofilu a i b oraz karotenoidów oznaczono w ekstrakcie etanolowym (96%), przy słabym oświetleniu, zgodnie z Lichtenthaler (1987). Względny wyciek elektrolitu obliczono zgodnie z Prasil, Zamecnik (1990). Uszkodzony był tylko liść nr 2; pomiary wykonano po 2, 4 i 6 godzinach od uszkodzenia. Przewodność początkową zmierzono konduktometrem (N5711, Tel-eko), po 24 godzinach i maksymalną (15-minutowe gotowanie) po 1 godzinie wytrząsania liści w 8 ml wody zdemineralizowanej. Analizę statystyczną przeprowadzono przy użyciu programu IBM SPSS Statistics 21 (USA). Publikowane wyniki stanowią średnią 3-5 pomiarów oraz 3 powtórzeń każdego eksperymentu. 22.3. Wyniki i dyskusja Analiza podstawowych parametrów wzrostowych siewek pszenicy ozimej w czasie trzech tygodni od zranienia mechanicznego liści nie wykazała istotnych zmian (Tab. 22.1). Badany stres doprowadził jedynie do niewielkiego wzrostu wysokości pędu oraz uwodnienia tkanek liści względem kontroli w trzecim tygodniu eksperymentu. Dane literaturowe wskazują na obniżenie wartości badanych parametrów pod wpływem czynników stresowych (Hu i in. 2006). Możliwe jest wykształcenie zjawiska odporności krzyżowej, gdy zranienie wywoła odporność na inną formę stresu (Genoud, Metraux 1999); Quilliam i in. (2006) podaje przykłady aktywacji genów w odpowiedzi na stres wodny oraz zmian metabolizmu i naprawy komórkowej oraz obrony przeciwko patogenom po uszkodzeniu mechanicznym. Analiza względnego wycieku elektrolitu (Ryc. 22.1) ze zranionego liścia pszenicy wskazuje na powstanie lokalnej reakcji rośliny na uszkodzenie mechaniczne w czasie kilkudziesięciu minut po zranieniu. Uruchomienie mechanizmów obronnych i naprawczych w obrębie zranienia wymaga wzmożonej produkcji związków cukrowych oraz energii zasilającej naprawcze reakcje biochemiczne (Quilliam i in. 2006). Stwierdzono, że uszkodzenie mechaniczne aktywuje geny związane z metabolizmem fotosyntetycznym i oddechowym oraz geny inwertaz odpowiedzialnych za pulę heksoz źródła energii oraz węgla (Sturm, Chrispeels 1990; Quilliam i in. 2006) dla związków takich jak: lignina, kaloza czy suberyna. Związki te uszczelniają i usztywniają ściany komórkowe, a także ograniczają międzykomórkowy transport substancji odżywczych i przemieszczanie patogenów wewnątrz tkanek liścia (Łukaszuk, Ciereszko 2012). Badania A. thaliana w stresie zranienia wskazują na występowanie stresu oksydacyjnego, w tym zwiększenie zawartości nadtlenku wodoru w liściach (Łukaszuk i in. 2014). 267

Tabela 22.1. Wpływ uszkodzenia mechanicznego liści pszenicy zwyczajnej (T. aestivum L., Bamberka) w czasie 3. tygodni na podstawowe parametry wzrostowe oraz zawartość wody w tkankach Parametr 1 tydzień 2 tydzień 3 tydzień K Z K Z K Z Świeża masa pędu [g] 2,4 ±0,3 2,3 ±0,4 7,9 ±0,5 6,7 ±1,0 17,4 ±6,0 19,7 ±2,2 Świeża masa korzeni [g] 2,1 ±0,5 1,7 ±0,2 4,6 ±0,3 3,6 ±0,6 8,5 ±2,9 14,5 ±3,0 Wysokość pędu [cm] 33,8 ±0,3 33,5 ±1,6 42,9 ±2,1 42,7 ±2,3 46,3* ±1,0 48,5* ±0,5 Długość korzeni [cm] 42,3 ±1,9 37,7 ±2,5 51,2 ±4,4 49,2 ±0,3 58,0 ±8,7 65,3 ±2,5 Powierzchnia liści [cm 2 ] Zawartość wody w pędzie [%] Zawartość wody w korzeniu [%] 23,8 ±2,7 22,4 ±2,2 186,3 ±29,1 176,6 ±21,9 431,1 ±117,7 492,8 ±26,9 88,8 ±0,3 88,8 ±0,4 88,0 ±0,1 87,9 ±0,3 85,3* ±0,5 88,1* ±0,8 95,3 ±0,3 95,3 ±0,3 94,0 ±0,2 94,2 ±0,2 92,29 ±0,6 94,5 ±1,7 OZNACZENIA: wynik średni ±SD; K kontrola, Z po uszkodzeniu mechanicznym (raniono liść 1, 2, 3); * różnice istotne statystycznie (test t-studenta, p 0,05) Źródło: badania własne. Względny wyciek elektrolitu [% względem kontroli] Czas [min] Rycina 22.1. Względny wyciek elektrolitu z liścia 2 pszenicy zwyczajnej (T. aestivum L., Turnia) w czasie od 10 minut do 360 minut po uszkodzeniu mechanicznym UWAGI: brak różnic istotnych statystycznie (test U Manna-Whitneya, p 0,05); wyniki średnie ±SD Źródło: badanie własne. Pomiary fluorescencji chlorofilu a in vivo, określające maksymalną wydajność kwantową PSII (Fv/Fm), pozwalają na szybką i bezinwazyjną ocenę stanu aparatu fotosyntetycznego roślin po zranieniu mechanicznym liści. Nie zaobserwowano zmiany Fv/Fm w czasie do 5 minut po uszkodzeniu (dane niepublikowane), stwier- 268

dzono jednak lokalne (tylko w liściu uszkodzonym) obniżenie wartości Fv/Fm w obrębie zranienia liścia pierwszego pszenicy w czasie 30, 60 i 90 minut po jego uszkodzeniu (Ryc. 22.2). Badania wpływu innych stresowych czynników abiotycznych, w tym wysokiej temperatury na liście pszenicy, dowodzą obniżenia maksymalnej wydajności kwantowej PSII poniżej 0,75 (Sharma i in. 2014), dlatego też zaobserwowany spadek świadczy o braku wpływu zranienia na stan fizjologiczny PSII. Przeprowadzone dodatkowe analizy parametrów fluorescencji chlorofilu a: wygaszania fotochemicznego (qp), wygaszania niefotochemicznego (NPQ), wydajności fotochemicznej fotoukładu II (Φ PSII ) w czasie do 5 min od zranienia wykazały, że pod wpływem wzrastającego natężenia światła aktynicznego, liście uszkodzone mechanicznie charakteryzowały się brakiem zmian w funkcjonowaniu fotoukładu II w porównaniu do kontroli (Ryc. 22.3). Istotne statystycznie różnice pomiędzy liśćmi kontrolnymi i zranionymi obserwowano najczęściej przy niższych wartościach natężenia światła od 60 do 200 μmol fotonów m -2 s -1 w liściu pierwszym oraz drugim. Prezentowane wyniki korespondują z badaniami Quilliam i in. (2006) obrazowania fluorescencji chlorofilu a komórek wokół rany liścia A. thaliana, gdzie wykazano istotne obniżenie Φ PSII natychmiast po zranieniu mechanicznym oraz brak różnic Φ PSII, NPQ, Fv/Fm pomiędzy liśćmi kontrolnymi i uszkodzonymi po 24 godzinach. Autorzy publikacji stwierdzili, że komórki o początkowo obniżonej wartości Φ PSII, w czasie doby od zranienia obumarły lub w pełni się zregenerowały. Nie wykazano istotnych różnic statystycznych w zawartości chlorofilu a pomiędzy liśćmi kontrolnymi i uszkodzonymi w żadnym z wyżej wymienionych wariantów eksperymentu (Tab. 22.2 i dane niepublikowane). Wstępne badania przeprowadzone na pszenicy (odmiany Bamberka) wskazują na wzrost intensywności fotosyntezy w roślinach uszkodzonych (dane nieprezentowane), być może jest to skutek zwiększenia ekspresji Rubisco, kluczowego enzymu fotosyntezy, obserwowanej w zranionych liściach ryżu (Shen i in. 2003). Wnioski ogólne mówią o tym, że uszkodzenie mechaniczne liści nieznacznie wpływa na zmiany podstawowych parametrów wzrostowych pszenicy. W badaniach, w trzecim tygodniu po zranieniu stwierdzono wzrost wysokości pędu oraz uwodnienia pędu. Nie stwierdzono uszkodzenia aparatu fotosyntetycznego w zastosowanym wariantach eksperymentalnych. 269

Rycina 22.2. Maksymalna wydajność kwantowa fotosystemu II (Fv/Fm) pszenicy zwyczajnej (T. aestivum L., Turnia) w czasie od 30 do 90 minut po uszkodzeniu mechanicznym OZNACZENIA: wyniki średnie ±SD; K kontrola; Z roślina uszkodzona (raniony tylko liść 1); * różnice istotne statystycznie (test t-studenta, p 0,05) Źródło: badania własne. Tabela 22.2. Zawartość barwników asymilacyjnych w liściach pszenicy zwyczajnej (T. aestivum L., Bamberka) po 1 godzinie od uszkodzenia mechanicznego Barwniki Liść 1 Liść 2 Liść 3 K Z K Z K Z Chlorofil a [mg g -1 św.m.] 11,2 ±1,3 11,6 ±1,7 9,8 ±1,0 10,0 ±1,1 6,9 ±0,9 7,6 ±1,5 Chlorofil b [mg g -1 św.m.] 3,2 ±0,5 3,3 ±0,5 2,9 ±0,4 2,9 ±0,3 2,1 ±0,3 2,2 ±0,4 Karotenoidy [mg g -1 św.m.] 2,8 ±0,3 2,9 ±0,5 2,5 ±0,2 2,5 ±0,4 1,9 ±0,2 2,1 ±0,4 OZNACZENIA: wynik średni ±SD; K kontrola; Z po uszkodzeniu mechanicznym (raniono liść 1, 2, 3); brak różnic istotnych statystycznie (test t-studenta, p 0,05) Źródło: badania własne. Prawdopodobnie natychmiast po zranieniu uruchamiane są procesy naprawcze uszczelniające i usztywniające uszkodzone tkanki liści. Efektywne uszczelnienie miejsca zranienia na pewno chroni pszenicę ozimą przed nadmierną utratą wilgoci oraz wniknięciem patogenów w głąb tkanek liści. Planowana kontynuacja badań pozwoli pogłębić aktualny stan wiedzy o reakcji zbóż na uszkodzenia mechaniczne, a także stworzy możliwość doboru odmian najbardziej odpornych na ten typ stresu. 270

natężenie światła [µmol fotonów m -2 s -1 ] Rycina 22.3. Wpływ uszkodzenia mechanicznego liści pszenicy zwyczajnej (T. aestivum L., Bamberka) na wygaszanie fotochemiczne (qp), wygaszanie niefotochemiczne (NPQ), wydajność fotochemiczną (Φ PSII ) fotosystemu II chlorofilu a OZNACZENIA: wynik średni ±SD; K kontrola; Z po uszkodzeniu mechanicznym (raniono liść 1., 2., 3.); * różnica istotna statystycznie (test U Manna-Whitneya, p 0,05) Źródło: badania własne. Podziękowania Współautor publikacji Michał Sulkiewicz jest uczestnikiem projektu Stypendia dla doktorantów województwa podlaskiego, współfinansowanego w ramach Programu Operacyjnego Kapitał Ludzki, Działanie 8.2 Transfer wiedzy, Poddziałanie 8.2.2 Regionalne Strategie Innowacji, finansownego ze środków Europejskiego Funduszu Społecznego, budżetu państwa oraz środków budżetu Województwa Podlaskiego. 271

Literatura Bilger W., Björkman O. 1990. Role of the xanthophyll cycle in photoprotection elucidated by measurements of light-induced absorbency changes, fluorescence and photosynthesis in leaves of Hedera canariensis. Photosynth. Res., 25: 173-85. Chaerle L., Lenk S., Leinonen I., Jones H. G., Van Der Straeten D., Buschmann C. 2009. Multi-sensor plant imaging: Towards the development of a stress-catalogue. Biotechnol. J., 4: 1152-1167. Genoud T., Metraux J.P. 1999. Crosstalk in plant cell signaling: structure and function of the genetic network. Trend. Plant Sci., 4: 503-507. Genty B., Briantais J.M., Baker N.R. 1989. The relationship between the quantum yield of photosynthetic electron transport and quenching of chlorophyll fluorescence. Biochem. Biophys. Acta., 990: 87-92. Korbas M., Mrówczyński M. 2011. Metodyka integrowanej produkcji pszenicy ozimej i jarej. Praca zbiorowa pod red. M. Korbasa i M. Mrówczyńskiego. PIORiN, Warszawa. Lichtenthaler H.K. 1987. Chlorophylls and carotenoids: Pigments of photosynthetic. Methods Enzymol, 148: 350-382. Łukaszuk E., Ciereszko I. 2012. Odpowiedź fizjologiczna roślin na uszkodzenia mechaniczne. Edukacja Biologiczna i Środowiskowa 4: 56-62. Łukaszuk E., Ignaczewska M., Ciereszko I. 2014. Stres oksydacyjny jako stres wtórny towarzyszący uszkodzeniom mechanicznym na przykładzie Arabidopsis thaliana L. [W:] Łaska B. (red.), Różnorodność biologiczna od komórki do ekosystemu. Zagrożenia środowiska a ochrona gatunkowa roślin i grzybów. Polskie Towarzystwo Botaniczne, 153-163. Białystok. Matzinger P. 2002. An innate sense of danger. Ann. NY Acad. Sci. 961: 341-342. Prasil I., Zamecnik J. 1990 Time course electrolyte leakage from various samples killed by frost, liquid nitrogen or boiling. Biol. Plant. 32: 77-80. Quilliam R.S., Swarbrick P.J., Scholes J.D., Rolfe S.A. 2006. Imaging photosynthesis in wounded leaves of Arabidopsis thaliana. J. Exp. Bot. 57: 55-69. Reymond P. 2001. DNA microarrays and plant defense. Plant Physiol Biochem 39: 313-321. Schaller F. 2001. Enzymes of the biosynthesis of octadecanoid-derived signaling molecules, J. Exp. Bot. 52: 11-23. Schilmiller A.L., Howe G.A. 2005 Systemic signaling in the wound response. Curr. Opin. Plant Biol. 8: 369-377. Schreiber U., Schliwa U., Bilger W. 1986. Continuous recording of photochemical and nonphotochemical chlorophyll fluorescence quenching with a new type of modulation fluorometer. Photosynth. Res., 10: 51-62. 272

Sharma D.K., Fernández J.O., Rosenqvist E., Ottosen C.O., Andersen S. B. 2014. Genotypic response of detached leaves versus intact plants for chlorophyll fluorescence parameters under high temperature stress in wheat. J. Plant. Physiol., 171: 576-586. Shen S., Jing Y., Kuang T. 2003 Proteomics approach to identify wound-response related proteins from rice leaf sheath. Proteomics 3: 527-535. Sturm A., Chrispeels M.J. 1990. cdna cloning of carrot extracellular ß-fructosidase and its expression in response to wounding and bacterial infection. Plant Cell. 2:1107-1119. Szczegielniak J., 2007. Szlaki przekazywania sygnału w reakcji roślin na zranienie. Post. Biochem. 53: 121-132. 273