Przebieg ciąży u loszek zakażonych donosowo w I miesiącu ciąży szczepem H1N2 wirusa grypy świń* )

Med. Weter. 2013, 69 (11) 687 Praca oryginalna Original paper Przebieg ciąży u loszek zakażonych donosowo w I miesiącu ciąży szczepem H1N2 wirusa grypy świń* ) KRZYSZTOF KWIT, MAŁGORZATA POMORSKA-MÓL, IWONA MARKOWSKA-DANIEL Zakład Chorób Świń, Państwowy Instytut Weterynaryjny Państwowy Instytut Badawczy w Puławach, Al. Partyzantów 57, 24-100 Puławy Kwit K., Pomorska-Mól M., Markowska-Daniel I. Course of pregnancy in gilts after intranasal infection with the H1N2 subtype of swine influenza virus during the first month of pregnancy Summary Pregnant gilts (in the first month of pregnancy) were infected intranasally with SIV H1N2. Clinical signs, presence of SIV RNA in nasal swabs, haemagglutination titer, hematological parameters, concentrations of interleukin (IL-10, IFNγ) and acute phase proteins (APP) (CRP, Hp), as well as production parameters, were evaluated. The concentrations of APP and cytokines were analyzed with the use of ELISA assays. Antibodies against SIV were detected with the haemagglutination inhibition assay, and the presence of RNA with RT-PCR. No clinical sings typical of swine influenza were found in the infected gilts. The gilts did not show any signs of pregnancy pathology, and no abortions were observed. No significant differences were found between the infected and control gilts with regard to the number of piglets born, hematological parameters, or the concentrations of APP and cytokines. The presence of specific antibodies against SIV was confirmed in the infected gilts starting from 14 dpi. The presence of SIV RNA in nasal swabs collected from the gilts was confirmed within 4 dpi. No SIV RNA were found in samples taken from newborn piglets. Keywords: swine, swine influenza, H1N2, reproduction Grypa świń jest ostrą, wirusową chorobą zakaźną świń, wywoływaną przez wirusa grypy typu A. Wirus grypy świń, należący do rodziny Orthomyxoviridae, rodzaju Influenzavirus, posiada otoczkę złożoną od wewnątrz z białka matrycowego (M1), które jest głównym białkiem strukturalnym, od zewnątrz zaś z warstwy lipidowej oraz wypustek białkowych: hemaglutyniny (H) i neuraminidazy (N). Hemaglutynina posiada właściwości fuzyjne, dzięki którym wirus może połączyć się z odpowiednimi receptorami komórkowymi, co umożliwia jego wnikanie do komórek gospodarza. Przeciwciała przeciwko hemaglutyninie uniemożliwiają wirusowi połączenie się z receptorem i tym samym blokują zakażenie komórki. Hemaglutynina jest immunogenem indukującym powstawanie podtypowo-swoistej odporności humoralnej. Neuraminidaza bierze udział w pierwszej fazie zakażenia, rozkładając kwas neuraminowy znajdujący się w receptorach komórkowych swoistych dla wirusa grypy. Enzym ten spełnia także istotną rolę przy uwalnianiu wirusów potomnych z zakażonych komórek. Przeciwciała przeciwko neuraminidazie ograniczają rozsiewanie wirusa w organizmie zakażonego osobnika (7, 26). * ) Praca finansowana ze środków na naukę w latach 2011-2014 jako projekt badawczy N N308 564140. Grypa świń charakteryzuje się dużą zachorowalnością, niską śmiertelnością oraz poważnymi skutkami ekonomicznymi (21). Wśród najbardziej charakterystycznych objawów choroby wymienić należy: nagły, dotyczący znacznego odsetka zwierząt kaszel, brak apetytu, osowienie, wzrost wewnętrznej ciepłoty ciała (w.c.c.) do 41-42 C, duszność oraz surowiczy wysięk z nosa i oczu (8). W warunkach naturalnych w przebiegu zakażenia prośnych loch obserwowane są także ronienia. Wiedza na temat przebiegu ciąży u samic zakażonych wirusem grypy jest ograniczona, zarówno w odniesieniu do kobiet, jak i samic różnych gatunków zwierząt, w tym świń. Ronienia występujące u zakażonych osobników mogą być konsekwencją zarówno wysokiej gorączki, wydzielanych cytokin prozapalnych, jak i transplacentarnej transmisji wirusa, aczkolwiek wyniki badań dotyczących możliwości zakażenia śródmacicznego zarodków i płodów są fragmentaryczne i rozbieżne. Informacje dotyczące wewnątrzmacicznej transmisji wirusa pojawiają się rzadko (11), aczkolwiek są udokumentowane (13), jednakże nawet w przypadku braku transmisji przez łożysko, grypa może mieć niekorzystny wpływ na płód. Niektóre badania sugerują, że przechorowanie

688 grypy w czasie ciąży zwiększa ryzyko wad wrodzonych (1, 22). Dotychczas mechanizmy patogenetyczne zaangażowane w występowanie zaburzeń w rozrodzie w przebiegu grypy nie zostały ostatecznie wyjaśnione (5, 28). Celem badań było ustalenie w warunkach eksperymentalnych ewentualnego udziału wirusa grypy świń (swine influenza virus, SIV), szczepu podtypu H1N2, w zaburzeniach rozrodu oraz, w przypadku potwierdzenia śródmacicznej infekcji płodów SIV, poznanie patomechanizmu zakażenia poprzez wykonanie wielokierunkowych badań laboratoryjnych. Materiał i metody Zwierzęta. W badaniach wykorzystano 9 prośnych loszek rasy France hybrides FH900, w wieku ok. 8 m-cy. 6 loszek było zakażanych, 3 loszki stanowiły kontrolę. Wszystkie loszki były seronegatywne w odniesieniu do podtypów H1N1, H1N2, H3N2, A(H1N1)2009 SIV, wirusa zespołu rozrodczo-oddechowego, wirusa choroby Aujeszky ego i leptospir. Dodatkowo, w wymazach z nosa pobranych od loszek przed rozpoczęciem eksperymentu wykluczono obecność materiału genetycznego SIV przy użyciu testu PCR. Wszystkie loszki po osiągnięciu dojrzałości płciowej zostały zainseminowane. W celu potwierdzenia ciąży w 24. dniu po inseminacji wykonano badanie ultrasonograficzne. Przez cały okres ciąży monitorowano stan zwierząt doświadczalnych. Przygotowanie inoculum do zakażenia eksperymentalnego. Do doświadczalnego zakażenia świń wykorzystano szczep FluAsw/Granstedt/IDT3475/2004, reprezentujący podtyp H1N2 SIV, który wyizolowano od świń z ostrą postacią grypy. Pulę wirusa do zakażania prośnych loszek przygotowano poprzez jego namnożenie z użyciem zarodków kurzych SPF, zgodnie ze standardową procedurą. Układ doświadczenia. Dwadzieścia pięć dni po inseminacji (dzień 0) loszki doświadczalne zakażono donosowo ww. szczepem SIV, dawką 4 10 5,4 TCID 50 /ml, aplikując po 2 ml wirusa do każdego nozdrza. Loszkom kontrolnym podano donosowo 4 ml PBS jako placebo. W pierwszych 5 dniach po zakażeniu monitorowano podstawowe parametry kliniczne (w.c.c., liczba oddechów, objawy ze strony układu oddechowego). Objawy kliniczne oceniano zgodnie z przyjętym schematem: częstotliwość oddechów: 0 w normie, 1 nieznacznie podwyższona, 2 umiarkowanie podwyższona, zauważalna duszność wydechowa, 3 wyraźnie podwyższona, silna duszność wydechowa; wypływ z nosa: 0 brak, 1 obecny; kaszel: 0 brak, 1 obecny; kichanie: 0 brak, 1 obecne. Punkty za poszczególne parametry były sumowane oddzielnie dla każdej lochy i wyrażane w postaci tzw. clinical score (0-6). Krew od loszek pobierano w 0., 4., 7., 14., 28. dniu po zakażeniu (dpz). W celu uzyskania surowicy krew wirowano, usuwano elementy morfotyczne, a surowicę przechowywano w temperaturze 20 C do dalszych badań. Krew pobierano także od nowo narodzonych prosiąt w 1. dniu życia, przed pobraniem przez nie siary. Wymazy z nosa pobierano od loszek w 0., 1., 2., 3., 4. i 5. dpz i od prosiąt tuż po urodzeniu. Med. Weter. 2013, 69 (11) Przebieg porodu był monitorowany przez lekarza weterynarii. Po zakończeniu akcji porodowej od każdej lochy pobierano łożysko. Dodatkowo od najsłabszego prosięcia z każdego miotu, poddanego eutanazji, pobierano płuca. Wskaźniki produkcyjne/parametry rozrodu. Dla każdej z loszek określono: czas trwania ciąży, liczbę żywo urodzonych prosiąt w miocie, liczbę martwo urodzonych prosiąt w miocie, liczbę płodów zmumifikowanych w miocie oraz wybrane wskaźniki produkcyjne (masa ciała (m.c.) miotu, liczba prosiąt padłych w pierwszym tygodniu życia). Badania laboratoryjne Badanie hematologiczne. Obejmowało określenie liczby i odsetka leukocytów, limfocytów i granulocytów, wykonano je przy użyciu hematologicznego analizatora weterynaryjnego Abacus Junior Vet 5 (Diatron, Hungary). Ocena odpowiedzi humoralnej. Poziom przeciwciał przeciwko SIV określono przy użyciu testu zahamowania hemaglutynacji (haemaglutination inhibition assay, HI). Test przeprowadzono zgodnie ze standardową procedurą z użyciem 0,5% roztworu erytrocytów kurzych i 4 jednostek HA szczepu H1N2 SIV. Za wynik dodatni przyjmowano miano antyhemaglutynin 20. Ocena stężenia cytokin i białek ostrej fazy. Stężenie interleukiny 10 (IL-10) oraz interferonu gamma (IFN-γ), a także wybranych białek ostrej fazy (BOF), białka C-reaktywnego (CRP) i haptoglobiny (Hp) oceniono przy pomocy komercyjnych zestawów ELISA (Swine IL-10 ELISA Kit i Swine INF-γ ELISA Kit-Invitrogen, USA; Pig C-reactive protein ELISA i Pig haptoglobin ELISA, Life Diagnostics, Inc., USA). Stężenia badanych cytokin odczytano z krzywej kalibracyjnej, wyznaczonej na podstawie rozcieńczeń standardów, wygenerowanej przy pomocy programu komputerowego FindGraph. Wykrywanie materiału genetycznego SIV. RNA ekstrahowano z wymazów nosa oraz pobranych wycinków tkanki płucnej przy użyciu zestawu QIAamp Viral RNA extraction kit (Qiagen, Valencia, CA). Obecność wirusowego RNA w wymazach z nosa oraz w tkance płuc badano metodą Real Time PCR z sondą typu TaqMan, z użyciem starterów amplifikujących konserwatywny fragment genu M1, zgodnie z procedurą opisaną przez Słomka i wsp. (23). Wartość Ct 30 uznawano za dodatnią, Ct pomiędzy 30 a 35 za słabo dodatnią, Ct 35 za ujemną. Analiza statystyczna. Rozkład uzyskanych wyników badano przy użyciu testu W. Shapiro-Wilka, natomiast równość wariancji badano testem Levene a. W związku z brakiem rozkładu normalnego dla weryfikacji hipotezy równości średnich badanych parametrów wykonano test Friedmana (pomiary powtarzane) oraz test U Mann-Whitneya (porównanie pomiędzy grupą zakażaną a kontrolną). Wszystkie obliczenia wykonano przy użyciu programu Statistica 8.0 (Statsoft Inc.). Hipotezy statystyczne weryfikowano na poziomie istotności α = 0,05. Wyniki i omówienie U zakażonych loszek nie stwierdzono objawów chorobowych charakterystycznych dla ostrej postaci grypy świń. Clinical score dla wszystkich samic zakażanych i kontrolnych wynosił 0. Ciepłota wewnętrzna

Med. Weter. 2013, 69 (11) 689 zakażonych loszek w pierwszych 5 dpz wahała się w granicach 38,5-39,0 C. U wszystkich loszek ciąża przebiegała prawidłowo, średni czas jej trwania wynosił 114,16 ± 0,40 dni, nie obserwowano ronień ani innych zaburzeń w rozrodzie. Średnio w miocie urodziło się 12 ± 2,36 prosiąt w przypadku loszek zakażanych, natomiast w grupie samic kontrolnych 11,33 ± 1,15. Nie stwierdzono istotnych różnic w liczbie prosiąt urodzonych przez obydwie grupy loszek. Wszystkie prosięta urodziły się żywe i w stanie ogólnym dobrym. Masa ciała miotów wynosiła średnio 17,38 ± 2,47 kg w grupie zakażanej, natomiast w grupie kontrolnej 17,66 ± 1,33 kg. W pierwszym tygodniu życia padło średnio 1 ± 0,98 prosiąt w miocie w grupie zakażanej, natomiast w grupie kontrolnej 0,66 ± 0,57, co stanowiło 7% ± 1,40%. Nie obserwowano istotnych różnic w odniesieniu do liczby prosiąt padłych w grupie loszek zakażanych i kontrolnych. Nie stwierdzono patologicznych odchyleń w odniesieniu do badanych parametrów hematologicznych. Całkowita liczba leukocytów wynosiła od 14,88 10 9 /l do 17,56 10 9 /l, limfocytów od 12,34 10 9 /l do 14,23 10 9 /l, natomiast granulocytów od 2,35 10 9 /l do 3,24 10 9 /l. W przypadku loszek kontrolnych całkowita liczba leukocytów wahała się pomiędzy 14,96 a 16,09 10 9 /l, limfocytów od 13,08 do 13,78 10 9 /l, a granulocytów od 2,54 do 3,02 10 9 /l. Odsetek limfocytów u zwierząt zakażonych wynosił od 66,02% do 78,15%, a granulocytów od 20,14% do 29,46%. U loszek kontrolnych odsetek limfocytów wynosił od 69,3% do 71,20%, a granulocytów od 24,03% do 30,12%. Szczegółowe wyniki dotyczące analizowanych parametrów układu białokrwinkowego w grupie loszek zakażanych i kontrolnych przedstawiono w tabeli 1. Obecność swoistych przeciwciał w surowicy zakażanych zwierząt potwierdzono od 14 dpz. Miana HI wynosiły średnio 160 ± 87,63 w 14. dniu, a w 28. dniu 80 ± 43,81 (tab. 2). W surowicy pobranej od prosiąt oraz od loszek kontrolnych nie stwierdzono przeciwciał swoistych dla H1N2 SIV. Stężenia IL-10 oraz IFN-γ w surowicy były poniżej granicy oznaczalności testów wykorzystanych w doświadczeniu (dla IL-10 poniżej 3 pg/ml, a dla IFN-γ poniżej 2,0 pg/ml). Nie stwierdzono statystycznie istotnych zmian w odniesieniu do stężeń badanych BOF. Wartości stężeń CRP u loszek zakażanych wahały się pomiędzy 20,32 a 35,32 µg/ml, a Hp od 4,03 do 4,66 mg/ml. Średnie stężenia CRP u loszek zakażanych wynosiły, odpowiednio, w 0, 4, 7 dpz: 32,28 µg/ml ± 6,45; 29,22 µg/ml ± 4,35; 28,10 µg/ml ± 4,55, natomiast średnie stężenia Hp w analogicznych terminach wynosiły: 4,48 mg/ml ± 0,24; 4,69 mg/ml ± 0,37; 4,71 mg/ml ± 0,38. U loszek kontrolnych średnie wartości stężeń BOF w 0, 4, 7 dpz wynosiły w przypadku CRP 27,18 µg/ ml ± 7,15; 27,18 µg/ml ± 6,42; i 24,93 µg/ml ± 5,48; Tab. 1. Średnie wartości (± SD) parametrów układu białokrwinkowego u zwierząt zakażanych i kontrolnych (odsetek i koncentracja) Krwinki Grupa zakażana Grupa kontrolna 0 dpi WBC 10 9 /l 15,95 ± 1,00 15,62 ± 0,47 LYM 10 9 /l 13,17 ± 0,77 13,40 ± 0,26 GRA 10 9 /l 2,77 ± 0,40 2,94 ± 0,27 LYM (%) 71,60 ± 5,59 70,14 ± 0,86 GRA (%) 23,40 ± 3,64 27,40 ± 2,79 4 dpi WBC 10 9 /l 15,75 ± 0,68 15,87 ± 0,71 LYM 10 9 /l 12,97 ± 0,89 13,42 ± 0,84 GRA 10 9 /l 2,83 ± 0,42 2,92 ± 0,31 LYM (%) 70,08 ± 5,06 70,11 ± 3,27 GRA (%) 24,80 ± 2,77 26,40 ± 1,81 7 dpi WBC 10 9 /l 16,05 ± 1,04 15,68 ± 0,46 LYM 10 9 /l 13,16 ± 0,76 13,54 ± 0,36 GRA 10 9 /l 2,83 ± 0,29 2,91 ± 0,27 LYM (%) 71,00 ± 5,43 69,94 ± 1,00 GRA (%) 23,41 ± 2,50 26,40 ± 2,50 14 dpi WBC 10 9 /l 15,65 ± 1,19 15,07 ± 1,08 LYM 10 9 /l 13,17 ± 1,27 14,00 ± 0,96 GRA 10 9 /l 2,87 ± 0,41 2,90 ± 0,45 LYM (%) 69,80 ± 5,26 68,80 ± 4,32 GRA (%) 24,80 ± 4,32 26,80 ± 5,15 28 dpi WBC 10 9 /l 15,55 ± 1,05 15,47 ± 0,64 LYM 10 9 /l 13,37 ± 0,97 13,53 ± 0,31 GRA 10 9 /l 2,76 ± 0,38 2,98 ± 0,18 LYM (%) 71,40 ± 5,27 70,20 ± 0,83 GRA (%) 24,00 ± 2,82 27,42 ± 2,74 Objaśnienia: WBC białe krwinki (leukocyty), LYM limfocyty, GRA granulocyty Tab. 2. Odpowiedź serologiczna loszek na zakażenie szczepem H1N2 SIV Nr zwierzęcia dpz 0 14 28 1 320 160 2 80 80 3 160 80 4 80 40 5 160 80 6 160 40 Średnia ± SD 160 ± 87,63 80 ± 43,81

690 a w odniesieniu do Hp 4,63 mg/ml ± 0,28; 4,38 mg/ ml ± 0,27; i 4,33 mg/ml ± 0,30. Obecność wirusowego RNA w wymazach z nosa zakażonych loszek potwierdzono u wszystkich zakażonych samic od 1 dpz do 4 dpz. Nie stwierdzono obecności materiału genetycznego SIV w płucach nowo narodzonych prosiąt ani w łożyskach. Problemy w rozrodzie trzody chlewnej może powodować wiele czynników zakaźnych i niezakaźnych, w tym m.in. złe warunki utrzymania i obsługi zwierząt, wywołujące u nich stres. Spośród czynników infekcyjnych największe straty ekonomiczne powodują wirusowe infekcje ciężarnych loszek i macior (20). Jak wykazały badania niektórych autorów, wirus grypy, zarówno u ludzi, jak i u zwierząt, obok objawów ogólnych i oddechowych może powodować ronienia. Mogą one być konsekwencją zarówno wysokiej gorączki i wydzielanych cytokin prozapalnych, jak i transplacentarnej transmisji wirusa. Wiedza na temat możliwości śródmacicznej infekcji płodów wirusem grypy jest ograniczona. Istnieją udokumentowane dane wskazujące, że infekcja ciężarnych kobiet wirusem grypy, zwłaszcza w pierwszym trymestrze ciąży, może prowadzić do zakażenia zarodka, co potwierdzono izolacją wirusa zarówno z łożyska, jak i tkanek poronionego płodu (10, 12, 13, 15, 29). Kornyushenko i wsp. (14) oraz Sweet i wsp. (24, 25) wykonując badania na modelach zwierzęcych (myszach, szczurach, fretkach, świnkach morskich i królikach), uzyskali podobne wyniki. W odniesieniu do trzody chlewnej na świecie dostępne są jedynie fragmentaryczne dane z obserwacji terenowych dotyczące występowania poronień jako konsekwencji zakażenia prośnych loch SIV. Wynika z nich, że towarzyszące im objawy mogą być zróżnicowane, zależnie od okresu ciąży, w którym doszło do infekcji. Możliwość śródmacicznego zakażenia płodów SIV w przebiegu infekcji ciężarnych loch wykazali po raz pierwszy Menšik i wsp. (19). Potwierdzeniem tych badań były wyniki badań własnych, przeprowadzonych w warunkach terenowych, w fermie wielkotowarowej, do której zawleczony został SIV. Obserwowano w niej masowe ronienia macior, zarówno we wczesnym, jak i zaawansowanym okresie ciąży (pomiędzy 23. a 92. dniem prośności). Testem izolacji wirusa oraz poprzez wykrycie obecności jego materiału genetycznego w wymazach z nosa loch i z płuc płodów potwierdzono możliwość transplacentarnej infekcji płodów wirusem podtypu H1N1. Sytuację podobną stwierdzono w gospodarstwie wielkotowarowym we Francji, w którym doszło do wybuchu grypy w sektorze reprodukcyjnym, czego konsekwencją były ronienia samic, zwłaszcza we wczesnym okresie ciąży. Również Wallace i wsp. (27) stwierdzili transplacentarną infekcję SIV, zakażając donosowo prośne loszki na 10, 24 lub 39 dni przed porodem. Z kolei w Belgii, w fermie reprodukcyjnej zainfekowanej SIV, poza typowymi objawami ze strony Med. Weter. 2013, 69 (11) układu oddechowego nie obserwowano ronień, w gospodarstwie tym nie doszło do transmisji wirusa do prosiąt (9). Badania nad zakażeniem SIV prośnych samic prowadził także Wesley. Zakażone samice, analogicznie jak w opisanym doświadczeniu własnym, nie wykazywały żadnych klinicznych symptomów infekcji, natomiast w przeciwieństwie do wyników badań opisanych powyżej rodziły one znaczną liczbę (2-3 w miocie) martwych prosiąt. Warto podkreślić, że zarówno surowice pochodzące od martwych, jak i od żywo urodzonych prosiąt z badanych miotów nie wykazywały obecności przeciwciał swoistych dla badanego podtypu SIV, co wskazuje, że wirus nie przeniknął przez barierę łożyskową (28). W ostatnim czasie w Europie, głównie w Niemczech, ale także w Danii i Anglii, pojawiły się doniesienia o występowaniu nowego wariantu genetycznego podtypu H1N2 SIV, który wywołuje zaburzenia w rozrodzie, skutkujące poważnymi stratami ekonomicznymi (2-4, 6, 30). Do chwili obecnej brak było informacji na temat sytuacji w tym zakresie w Polsce, pomimo izolacji krajowych szczepów H1N2 w fermach trzody chlewnej (17). Skłoniło to nas do podjęcia próby ustalenia udziału SIV w zaburzeniach rozrodu trzody chlewnej w Polsce na podstawie badań ankietowych. Ogółem przeprowadzono badania w odniesieniu do 131 ferm zlokalizowanych w 13 województwach o różnej wielkości stada podstawowego. Jak wskazują na to wyniki badań wstępnych, ronienia oraz inne zaburzenia w rozrodzie obserwowano, podobnie jak w innych krajach europejskich, w znacznym odsetku analizowanych ferm (16). Jak pokazują przedstawione powyżej wyniki badań, zakażenie donosowe prośnych loszek w I miesiącu ciąży szczepem H1N2 SIV nie powodowało ronień ani innych zaburzeń w rozrodzie. Nie stwierdzono także patologicznych odchyleń w odniesieniu do badanych parametrów hematologicznych. W grupie nowo narodzonych prosiąt nie obserwowano istotnych zmian w porównaniu do prosiąt kontrolnych, a w surowicy nie stwierdzono swoistych przeciwciał przeciwko SIV. Obecności materiału genetycznego wirusa nie stwierdzono również w płucach nowo narodzonych prosiąt oraz w łożysku, co dowodzi o braku transplacentarnej infekcji płodów badanym szczepem SIV w przeprowadzonym doświadczeniu. Dalsze badania w omawianym zakresie będą kontynuowane. Piśmiennictwo 1. Acs N., Banhidy F., Puho E., Czeizel A. E.: Maternal influenza during pregnancy and risk of congenital abnormalities in offspring. Birth. Defects. Res. A Clin. Mol. Teratol. 2005, 73, 989-996. 2. Brown I. H, Done S. H., Hannam D., Higgins R. J., Machie S. C., Courtenay A.: Outbreak of influenza in pigs. Vet. Rec. 1992, 130, 166. 3. Brown I. H., Done S. H., Spencer Y. I., Cooley W. A., Harris P. A., Alexander D. J.: Pathogenicity of a swine influenza H1N1 virus antigenically distinguishable from classical and European strains. Vet. Rec. 1993, 132, 598- -602.

Med. Weter. 2013, 69 (11) 691 4. Brown I. H., Manvell R. J., Alexander D. J., Chakraverty P., Hinshaw V. S., Webster R. G.: Swine influenza outbreaks in England due to a new H1N1 virus. Vet. Rec. 1993, 132, 461-462. 5. Carman S., Stansfield C., Weber J., Bildfell R., van Dreumel T.: H3N2 influenza A virus recovered from a neonatal pig in Ontario. Can. Vet. J. 1999, 40, 889-890. 6. Castrucci M. R., Donatelli I., Sidoli L., Barigazzi G., Kawaoka Y., Webster R. G.: Genetic reassortment between avian and human influenza A viruses in Italian pigs. Virology 1993, 193, 503-506. 7. Cox R. J., Brokstad K. A., Ogra P.: Influenza Virus: Immunity and vaccination strategies. Comparison of the immune response to inactivated and live, attenuated influenza vaccine. Scan. J. Immunol. 2004, 59, 1-15. 8. Easterday B. C., Van Reeth K.: Swine Influenza, [w:] B. E. Straw, S. DʼAllaire, W. L. Mengeling, D. J. Taylor (wyd.): Diseases of Swine. The Iowa State University Press, USA 1999, 277-290. 9. Haesebrouck F., Biront P., Pensaert M. B., Leunen J.: Epizootics of respiratory tract disease in swine in Belgium due to H3N2 influenza virus and experimental reproduction of disease. Am. J. Vet. Res. 1985, 46, 1926-1928. 10. Hartert T. V., Neuzil K. M., Shintani A. K., Mitchel E. F., Snowden M. S., Wood L. B., Dittus R. S., Griffin M. R.: Maternal morbidity and perinatal outcomes among pregnant women with respiratory hospitalizations during influenza season. Am. J. Obstet. Gynecol. 2003, 189, 1705-1712. 11. Irving W. L., James D. K., Stephenson T., Laing P., Jameson C., Oxford J. S., Chakraverty P., Brown D. W., Boon A. C., Zambon M. C.: Influenza virus infection in the second and third trimesters of pregnancy: a clinical and seroepidemiological study. BJOG 2000, 107, 1282-1289. 12. Jung K., Ha Y., Chae C.: Pathogenesis of swine influenza virus subtype H1N2 infection in pigs. J. Comp. Pathol. 2005, 132, 179-184. 13. Gu J., Xie Zh., Gao Zh., Liu J., Korteweg Ch., Ye J., Lau L. T., Lu J., Gao Z., Zhang B., McNutt M. A., Min Lu, Anderson V. M., Gong E., Cheung A., Yu H., Lipkin W. I.: H5N1 infection of the respiratory tract and beyond: a molecular pathology study. Lancet 2007, 370, 1137-1145. 14. Kornyushenko N. P., Maximovich N. A.: Intrauterine transmission of influenza infection in experimental animals. Acta virol. 1961, 5, 26-30. 15. Madec F., Kaiser C., Gourreau J. M., Martinat-Botte F., Keranflech A.: Pathologic consequences of a severe influenza outbreak (swine virus A/H1N1) under natural condition in the non-immune sow at the beginning of pregnancy. Comp. Immun. Microbiol. Infect. Dis. 1989, 12, 17-27. 16. Markowska-Daniel I., Kwit K.: Ocena występowania zaburzeń w rozrodzie związanych z zakażeniem wirusem grypy świń w krajowych fermach trzody chlewnej, na podstawie badań ankietowych Lecznica Dużych Zwierząt. Monografia Echa Kongresu Nowe i na nowo pojawiające się choroby świń. 2011, 66-71. 17. Markowska-Daniel I., Wierzchosławski K., Urbaniak K., Kowalczyk A., Pejsak Z.: First case of the isolation of the H1N2 swine influenza virus in Polish pig farm. Bull Vet. Inst. Pulawy. 2013, 57, 9-14. 18. McGregor J. A., Burns J. C., Levin M. J., Burlington B., Meiklejohn G.: Transplacental passage of influenza A/Bangkok (H3N2) mimicking amniotic fluid infection syndrome. Am. J. Obstet. Gynecol. 1984, 149, 856-859. 19. Menšik J., Černý L., Zeman J.: Intrauterine transmission of swine influenza. Vet. Čas. 1957, 6, 455. 20. Pejsak Z., Markowska-Daniel I.: Viruses as a reason for reproductive failure in pig herds in Poland. Rep. Dom. Anim. 1996, 31, 445. 21. Pomorska-Mól M., Markowska-Daniel I, Rachubik J.: Development of early humoral and cell-mediated immunity in piglets with experimentally induced subclinical swine influenza. Bull. Vet. Inst. Pulawy 2012, 56, 133-137. 22. Rasmussen S. A., Jamieson D. J., Bresee J. S.: Pandemic influenza and pregnant women. Emerg. Infect. Dis. 2008, 14, 95-100. 23. Slomka M. J., Densham A. L., Coward V. J., Essen S, Brookes S. M., Irvine R. M., Spackman E., Ridgeon J., Gardner R., Hanna A., Suarez D. L., Brown I. H.: Real time reverse transcription (RRT)-polymerase chain reaction (PCR) methods for detection of pandemic (H1N1) 2009 influenza virus and European swine influenza A virus infections in pigs. Influenza Other Respi Viruses. 2010, 4, 277-293. 24. Sweet C., Collie M. H., Toms G. L.: The pregnant guinea-pig as a model for studying influenza virus infection in utero: infection of foetal tissues in organ culture and in vivo. Br. J. Exp. Pathol. 1977, 58, 133-139. 25. Sweet C., Toms G. L., Smith H.: The pregnant ferret as a model for studying the congenital effects of influenza virus infection in utero: infection of foetal tissues in organ culture and in vivo. Br. J. Exp. Pathol. 1977, 58, 113-123. 26. Tamura S., Kurata T.: Defense mechanisms against influenza virus infection in the respiratory tract mucosa. Jpn. J. Infect. Dis. 2004, 57, 236-247. 27. Wallace G. D., Elm J. L.: Transplacental transmission and neonatal infection with swine influenza virus (Hsw1N1) in swine. Am. J. Vet. Res. 1979, 40, 1169-1172. 28. Wesley R. D.: Exposure of seropositive gilts to swine influenza virus may cause a few stillbirths per litter. Can. J. Vet. Res. 2004, 68, 215. 29. Yawn D. H., Pyeatte J. C., Joseph M., Eichler S. L., Garcia-Bunuel R.: Transplacental transfer of influenza virus. JAMA 1971, 216, 1022-1023. 30. Zell R., Motzke S., Krumbholz A., Wutzler P., Herwig V., Durrwald R.: Novel reassortant of swine influenza H1N2 virus in Germany. J. Gen. Virol. 2008, 89, 271-276. Adres autora: lek. wet. Krzysztof Kwit, Zakład Chorób Świń, Państwowy Instytut Weterynaryjny PIB, Al. Partyzantów 57, 24-100 Puławy; e-mail: kkwit@piwet.pulawy.pl