CLOSTRIDIUM DIFFICILE: NOWOŚCI DIAGNOSTYCZNE I TERAPEUTYCZNE

PRACA POGLĄDOWA CLOSTRIDIUM DIFFICILE: NOWOŚCI DIAGNOSTYCZNE I TERAPEUTYCZNE CLOSTRIDIUM DIFFICILE: DIAGNOSTIC AND THERAPEUTIC NEWS GAJANE MARTIROSIAN, MONIKA KABAŁA Katedra i Zakład Mikrobiologii Lekarskiej Wydziału Śląskiego Uniwersytetu Medycznego w Katowicach m m Gajane Martirosian Katedra i Zakład Mikrobiologii Lekarskiej Wydziału Lekarskiego w Katowicach Śląskiego Uniwersytetu Medycznego, ul Medyków 18, 40-752 Katowice Tel./Fax: 32 208 85 50 / 32 252 60 75 gmartir@sum.edu.pl Wpłynęło: 16.11.2018 Zaakceptowano: 17.12.2018 Opublikowano on-line: 28.12.2018 Cytowanie: Martirosian G, Kabała M. Clostridium difficile: nowości diagnostyczne i terapeutyczne. Zakażenia XXI wieku 2018;1(6):295 302. 10.31350/zakazenia/2018/6/Z2018053 Copyright by MAVIPURO Polska Sp. z o.o., Warszawa, 2018. Wszystkie prawa zastrzeżone. Żadna część niniejszej publikacji nie może być powielana i rozpowszechniana w jakiejkolwiek formie i w jakikolwiek sposób bez zgody wydawcy. STRESZCZENIE: Zakażenia Clostridioides (Clostridium) difficile (CDI) są trudnym problemem medycznym, terapeutycznym i ekonomicznym na całym świecie. Od początku XXI wieku zakażenia są cięższe, nawet powodują zgon pacjenta. W związku z powyższym podjęto działania mające na celu ujednolicenie diagnostyki tych zakażeń, a także ich leczenia i postępowania epidemiologicznego. Nowe rekomendacje dotyczące diagnostyki i leczenia CDI powstały w USA, Europie, również w Polsce. W tym artykule przedstawimy problemy diagnostyki i leczenia CDI w świetle ostatnich rekomendacji, akcentując zmiany dotyczące zarówno diagnostyki, jak i leczenia CDI. SŁOWA KLUCZOWE: zakażenia Clostridium difficile, diagnostyka, leczenie ABSTRACT: Clostridioides (Clostridium) difficile infections (CDI) pose a serious medical, therapeutic and economic problem throughout the world. Since the beginning of the 21st century, we have been observing a new quality infections are more severe and even fatal. Therefore, a decision was taken to standardize the diagnostics of these infections, as well as their treatment and epidemiological procedures. New recommendations regarding the diagnostics and treatment of CDI have been published in the USA, Europe, as well as in Poland. In this article, we will present the problems of diagnostics and treatment of CDI in the light of the recent recommendations. KEY WORDS: Clostridium difficile infection, diagnostics, treatment 295

296 WSTĘP Clostridium difficile jest to beztlenowo rosnąca Gram-dodatnia laseczka wytwarzająca przetrwalniki. Została opisana w 1935 roku, ale dopiero w latach siedemdziesiątych XX wieku skojarzono C. difficile z biegunkami poantybiotykowymi i rzekomobłoniastym zapaleniem jelit [1]. W latach 80. i 90. XX wieku na temat zakażeń C. difficile powstało wiele publikacji, głównie na podstawie badań prowadzonych w ośrodkach z różnych krajów Europy i Ameryki Północnej, zajmujących się bakteriami beztlenowo rosnącymi. Przed końcem XX wieku była już dość dobrze znana patogeneza zakażeń, a także sposoby ich leczenia [2]. C. difficile wytwarza dwie główne duże toksyny białkowe: toksynę A enterotoksynę i toksynę B cytotoksynę. Niektóre szczepy wytwarzają także toksynę binarną, której rola dotychczas nie jest jeszcze całkowicie wyjaśniona. Toksyny są powodem powstawania objawów klinicznych choroby, a ich wykrycie stanowi ważny element szybkiej diagnostyki zakażeń C. difficile. Na podstawie sekwencji genu 16S rrna zakwalifikowano C. difficile do rodziny Clostridioides, do grupy XI, która znajduje się w dość dużej odległości ewolucyjnej od Clostridium butyricum grupy I [3]. Na początku XXI wieku w Kanadzie opisano bardzo ciężkie zakażenia C. difficile (CDI) o dramatycznym przebiegu [4]. Podobne przypadki były opisywane później w USA i Europie. W dalszych badaniach udało się wyjaśnić przyczynę tych ciężkich zakażeń: to delecja obecna w genie hamującym toksynotworzenie w szczepie C. difficile, określonym jako NAP1/BI/027 [5]. Przeprowadzone badania porównawcze wykazały, że na terenie Europy liczba przypadków CDI na 10.000 pacjentodni jeszcze w 2002 r. wynosiła 2,41, w 2008 r. 4,1, natomiast w latach 2012 2013 już 7,4 [6, 7]. Podobne badania na terenie Polski wykazały odpowiednio w 2011 r. 4,1, w 2012 r. 8,6, natomiast w 2013 r. już 9,6 przypadków CDI na 10.000 pacjentodni [8]. Według danych PZH (http://wwwold.pzh.gov.pl/oldpage/epimeld/index_p.html) zapadalność na CDI w Polsce w przeliczeniu na 100.000 mieszkańców wynosiła w latach 2013, 2014, 2015, 2016 i 2017 odpowiednio 12,3; 16,7; 23,3; 22,7 i 30,5. W województwie śląskim zapadalność ta jest wyższa i wynosi odpowiednio 18,6; 20,8; 32; 31,2 i 46,5. Wśród wyhodowanych szczepów ponad 80% stanowią szczepy o PCR-rybotypie 027 [9]. Opisane występowanie CDI w Ameryce Północnej i Europie, szczególnie w Polsce, wskazuje na potrzebę zweryfikowania stosowanych sposobów zwalczania tych zakażeń, to zaś wymaga szczegółowej analizy metod diagnostycznych, terapeutycznych, a także opracowania odpowiedniej profilaktyki. Ostatnio powstały rekomendacje dotyczące diagnostyki i leczenia zakażeń C. difficile w Europie, USA, jak również nowe zalecenia polskie [10 14]. W tym artykule przedstawimy problemy diagnostyki i leczenia CDI w świetle ostatnich rekomendacji, akcentując zwłaszcza zmiany dotyczące diagnostyki i leczenia zakażeń C. difficile. WYBRANE ELEMENTY ODPORNOŚCI W CDI Pierwszą linią obrony przed C. difficile jest bariera nabłonkowa, która zostaje naruszona wskutek kolonizacji. Toksyny C. difficile przez Rho-glukozylację doprowadzają do przerwania połączeń zamykających (tight junctions), co umożliwia umiejscowienie się zakażenia i dalsze rozprzestrzenianie się bakterii. Drugą linią obrony jest szybka interakcja PAMP-PRRs. PAMP (Pathogen-Associated Molecular Pattern) to charakterystyczne molekularne wzorce patogenów, zawierające typowe motywy występujące u Procaryota, są one rozpoznawane przez odpowiednie receptory gospodarza, zwane receptorami rozpoznającymi patogeny PRRs (Pathogen Recognizing Receptors). Interakcje PAMP-PRRs doprowadzają do szybkiej reakcji obronnej skierowanej przeciwko samej bakterii i jej czynników wirulencji, jednak odpowiedź ta nie jest swoista i nie wywołuje pamięci immunologicznej. C. difficile wraz z czynnikami wirulencji indukuje silną odpowiedź prozapalną, która może być korzystna szkodliwa, ale przyczynia się do aktywacji odporności nabytej, będącej trzecią linią obrony i niezbędną do kontrolowania zakażenia. Nabyta odporność zapewnia wysoko specyficzną odpowiedź wobec C. difficile, doprowadza do powstania pamięci immunologicznej i długotrwałej odporności [15]. Po zakażeniu myszy szczepem C. difficile posiadającym tylko toksynę B okazało się, że szczep ten wywoływał ciężkie miejscowe uszkodzenie jelit oraz uszkodzenia wielonarządowe, natomiast szczepy mające tylko toksynę A wywoływały małe zmiany w kępkach, co świadczy o jej słabszym działaniu. Szczepy posiadające tylko toksynę B (TcdA-/TcdB+) często hodowano z kału pacjentów z biegunkami poantybiotykowymi, natomiast szczepy posiadające tylko toksynę A (TcdA+/TcdB-) są rzadziej izolowane. Niektóre szczepy hiperwirulentne, np. NAP1/BI/027, produkujące toksynę binarną, czyli transferazę C. difficile (CDT), zbudowaną z dwóch części (CdtB wiążąca się z komórką docelową i CdtA katalityczna, powodująca rybozylację aktyny), doprowadzają do zahamowania polimeryzacji aktyny, depolimeryzacji filamentów aktynowych i zaokrąglenia komórek. Spotykane są także szczepy C. difficile nieposiadające toksyn A i B, jedynie toksynę binarną (TcdA-/TcdB-/CDT+), enterotoksyczne w teście pętli jelita krętego królika, lecz niezjadliwe dla chomików, natomiast powodujące biegunki u ludzi.

Nabłonek jelitowy stanowi funkcjonalnie barierę nieaktywną, ale kluczową dla rozwoju naturalnej odpowiedzi immunologicznej. Głównym elementem odporności naturalnej są komórki nabłonkowe jelit IECs (intestinal epithelial cells) i jelitowe komórki odpornościowe: makrofagi, monocyty, komórki tuczne, komórki limfatyczne i komórki dendrytyczne (DCs). Dla CDI charakterystyczna jest ostra jelitowa odpowiedź zapalna z infiltracją neutrofilów błony śluzowej okrężnicy, częściowo w odpowiedzi na działanie TcdA i TcdB wobec Rho-GTPazy [15]. Obydwie toksyny C. difficile aktywują inflamasomy wielobiałkowe kompleksy składające się z białek sensorowych NLRPs (nucleotide- -binding domain leucin-rich repeat containing proteins), białek adaptorowych ASC (apoptosis-associated speck-like protein) zawierających aktywator kaspazy i domenę rekrutacyjną (CARD) oraz białek efektorowych. Opisane zjawiska powodują wytworzenie aktywnej kaspazy, która przekształca pro-il-1β i pro-il-18 w formę bioaktywną. IL-1β uczestniczy systemowo i miejscowo w odpowiedzi na zakażenia przez wywoływanie gorączki, aktywację limfocytów oraz wspieranie infiltracji leukocytów do miejsca zakażenia urazu. IL-18 indukuje produkcję IFN-γ i przyczynia się do polaryzacji komórek Th1. Komórki dendrytyczne (DC) w błonie śluzowej jelit pełnią wiele funkcji, między innymi funkcję przetwarzania antygenów, oraz uczestniczą w fagocytozie. Odgrywają też główną rolę w regulacji odpowiedzi zapalnej na toksynotwórcze szczepy C. difficile. Zakażenie różnymi szczepami C. difficile (hiperepidemicznym innym) wywołuje zwiększoną produkcję interleukin (IL-12, IL-10 czy IL-1β), jednak działanie szczepu hiperepidemicznego jest silniejsze wobec IL-1β i IL-12. Obydwa szczepy indukują podobny poziom proliferacji i pośredniczą w rozwoju odpowiedzi Th1 i Th17. Jednak ekspresja IFN-γ przez limfocyty T jest znamiennie wyższa po zakażeniu szczepem hiperepidemicznym w porównaniu ze szczepem niehiperepidemicznym powodującym silną odpowiedz Th1. Monomer flageliny C. difficile to PAMP, wykrywany przez TLR5 (Toll-like receptor 5). W jaki sposób TLR5 odróżnia bakterie patogenne od komensalnych, nie jest dokładnie wyjaśnione. W okrężnicy większość TLR5 jest rozproszona w podstawno-bocznych częściach nabłonka. Oznacza to, że wykrycie flageliny przez nabłonek zależy od dostarczenia jej przez bakterie do powierzchni basolateralnej w wyniku przekroczenia inwazji do nabłonka. Ciekawe są również badania udowadniające, że wprowadzona dootrzewnowo oczyszczona flagelina pochodząca ze szczepów Salmonella spp. chroni myszy przed wywoływanym przez C. difficile zapaleniem jelit i utrzymuje integralność bariery nabłonkowej jelit. Profilaktyczne wprowadzenie flageliny opóźnia wczesną ekspansję C. difficile do okrężnicy, redukuje bowiem apoptozę enterocytów i utrwala funkcję barierową jelit [15]. DYSTRYBUCJA PCR-RYBOTYPÓW W pracy opublikowanej przez europejskich autorów wykazano po przeprowadzeniu sekwencjonowania 624 izolatów pochodzących z 19 krajów dominację pięciu głównych rybotypów C. difficile [16]. Stwierdzono, że zakażenia były wywoływane przez rybotyp 356 tylko we Włoszech; ale dominował tam również 018, rybotyp 176 występował głównie w Czechach i Niemczech, rybotyp 001/072 w Niemczech, Słowacji i Hiszpanii, natomiast rybotyp 027 szczególnie na Węgrzech, we Włoszech, Niemczech, Rumunii i w Polsce. Oporność na fluorochinolony znamiennie częściej notowano u rybotypów występujących w wymienionych krajach (p=0,009). Izolaty oporne na fluorochinolony były również ściślej zgrupowane geograficznie z medianą 43 (0 213) mil (~81 km) między każdym izolatem i izolatem najbardziej spokrewnionym z nim genetycznie, natomiast z medianą 421 (204 680) mil (~780 km) w przypadku wrażliwych par (p<0,001). Autorzy publikacji sugerują dwa różne schematy rozprzestrzeniania się rybotypów C. difficile, związane z opieką zdrowotną z ogólnoeuropejskim rozpowszechnianiem za pośrednictwem innych dróg/źródeł, na przykład w wyniku przenoszenia się z pokarmem w obrębie łańcuchów pokarmowych [16]. DIAGNOSTYKA CDI ESCMID Europejskie Towarzystwo Mikrobiologii Klinicznej i Chorób Zakaźnych oraz ECDC Europejskie Centrum Kontroli Chorób nie zalecają stosowania w diagnostyce CDI samodzielnych (bez potwierdzenia) testów molekularnych NAAT, ponieważ na ich podstawie nie jest możliwe odróżnienie nosicielstwa C. difficile od zakażenia [12]. Jednak w wytycznych Amerykańskich Towarzystw Chorób Zakaźnych i Towarzystwa Epidemiologii Szpitalnej IDSA i SHEA podkreśla się, że jeśli w wyniku porozumienia się klinicystów z mikrobiologami do badań są wysyłane tylko próbki kału od pacjentów z biegunką (pod warunkiem że nie dostają oni środków przeczyszczających), to można rozpocząć badanie diagnostyczne od samodzielnego testu NAAT [13]. Ostatnie badania pokazują, że liczba bakterii C. difficile jest znacznie większa u pacjentów z CDI niż u nosicieli (niższy próg cykli w PCR) [12], dlatego stosowanie testu ilościowego NAAT jest preferowane w wielu laboratoriach. W przyjętych w krajach UE [12], także w Polsce [14], algorytmach badań w kierunku CDI ważne są dwa poniżej opisane etapy. Stwierdzenie obecności C. difficile w kale przez wykrycie antygenu oraz ewentualnie toksyn bakterii i/ przez wykonanie posiewu. Wymienione badania umożliwiają wykrywanie szczepów wytwarzających toksyny i niewytwarzających 297

298 toksyn, a posiew i identyfikacja C. difficile są wykonywane zarówno w celach epidemiologicznych, jak i oceny lekowrażliwości szczepów, natomiast w dalszych etapach także w celu określenia toksynotwórczości szczepu wyhodowanego. Badanie obecności GDH (glutamate dehydrogenase dehydrogenazy glutaminianowej) może być przeprowadzone za pomocą szybkich testów paskowych EIA NAAT. Wykrywanie toksyn A i B w kale za pomocą szybkich testów oraz badania neutralizacji cytotoksyczności w hodowli komórkowej, a także za pomocą testów molekularnych wykrywających głównie geny kodujące toksyny A, B oraz geny toksyny binarnej [17, 18]. Wykrywanie toksyn w kale na podstawie badania neutralizacji cytotoksyczności w hodowli komórkowej charakteryzuje się największą czułością i swoistością, jednakże trwa ok. 2 3 dni i nie jest badaniem dostępnym w większości laboratoriów szpitalnych. Udowodniono większą wartość kliniczną bezpośredniego wykrywania toksyn C. difficile w kale (testem neutralizacji cytotoksyczności) w porównaniu z wykryciem toksyn C. difficile w szczepie wyhodowanym [19]. Wykrywanie toksyny A i B za pomocą szybkich testów może być dostępne w każdym laboratorium szpitalnym, jednakże testy te zwykle charakteryzują się mniejszą czułością niż badanie neutralizacji cytotoksyczności w hodowli komórkowej, uważane za złoty standard, toteż wyniki wszystkich testów są z nim porównywane. Algorytmy diagnostyczne CDI przedstawiają ryciny 1 2. ESCMID oraz ESGCD rekomendują stosowanie co najmniej dwustopniowych algorytmów do diagnostyki CDI; udowodniono znamienną przewagę kilku kolejnych testów nad testem pojedynczym [12, 19]. W nowych rekomendacjach IDSA i SHEA [13] postępowanie diagnostyczne uzależniono od wcześniejszych ustaleń klinicystów z mkrobiologami: jeśli przyjęto zasadę przesyłania do badań tylko próbek kału biegunkowego (z pominięciem kału pacjentów leczonych środkami przeczyszczającymi), to diagnostykę można ograniczyć do wykonania testu molekularnego, natomiast w innych przypadkach należy zastosować algorytm badania 2-3-stopniowego, przedstawiony na rycinach 1 2 [14]. LECZENIE CDI W miarę możliwości odstawić antybiotyki, które spowodowały CDI, ponieważ mogą one stanowić ryzyko nawrotów zakażenia (silne zalecenia, umiarkowana jakość). Rozpocząć antybiotykoterapię empiryczną CDI, jeśli wyniki potwierdzające z laboratorium są opóźnione w przypadku zakażenia piorunującego (słabe zalecenia, niska jakość). Podawanie doustne wankomycyny (125 mg cztery razy dziennie) fidaksomycyny (200 mg dwa razy dziennie) Wynik dodatni Krok II: test EIA Toksyny A/B o wysokiej czułości Wynik dodatni Obecność CDI wysoce prawdopodobna Krok I: test o wysokiej czułości GDH NAAT Wynik ujemny Ocena kliniczna: CDI możliwe nosicielstwo (toksynotwórczego) szczepu C. difficile Wynik ujemny Bez dalszych badań: brak CDI Krok III (do rozważenia): Wykonanie TC NAAT (w przypadku gdy pierwszy test był testem EIA GDH) WWRyc. 1. Algorytm diagnostyczny CDI: GDH NAAT toksyny A/B zalecany przez ESCMID [12]. GDH dehydrogenaza glutaminianowa; NAAT nucleic acid amplification test (testy molekularne); TC oznaczenie toksynotwórczości szczepu wyhodowanego. EIA testy immunoenzymatyczne. CCNA test neutralizacji cytotoksyczności; EIA testy immunoenzymatyczne przez 10 dni jest zalecane przez ASM i SHEA [13] (silne zalecenia, wysoka jakość), natomiast ESCMID zaleca podawanie metronidazolu (500 mg trzy razy dziennie przez 10 dni) jako leku pierwszego rzutu, ale dotyczy to tylko przypadków łagodnych zakażeń [19]. Jeśli dostęp do wankomycyny i fidaksomycyny jest ograniczony, ASM i SHEA także zalecają metronidazol w początkowej terapii, lecz tylko w przypadkach łagodnych, w dawkach jak wyżej (słabe zalecenia, wysoka jakość). Towarzystwa amerykańskie oraz europejskie zalecają, aby unikać powtarzającego się przedłużającego leczenia metronidazolem ze względu na kumulacyjny i potencjalnie nieodwracalny efekt neurotoksyczności (silne zalecenia, umiarkowana jakość) [12]. W przypadku piorunującego CDI doustna wankomycyna jest lekiem z wyboru (silne zalecenia, umiarkowana jakość), dawkowanie: 500 mg cztery razy dziennie 500 mg w ~100 ml soli fizjologicznej doodbytniczo co sześć godzin w postaci lewatywy retencyjnej. Podawanemu dożylnie metronidazolowi (500 mg co 8 godzin) powinna towarzyszyć wankomycyna stosowana doustnie doodbytniczo, zwłaszcza jeżeli stwierdzono niedrożność jelit (silne zalecenia, umiarkowana jakość). Jeśli u pacjentów z ciężkim przebiegiem zakażenia jest konieczne leczenie chirurgiczne, zaleca się wykonanie kolektomii z zachowaniem odbytnicy (silne zalecenia, umiarkowana

Krok I: Test o wysokiej czułości: GDH + EIA Toksyny A/B Obydwa ujemne GDH dodatni TOX A/B ujemny Obydwa dodatnie Bez dalszych badań: CDI mało prawdopodobne Krok II (do rozważenia): NAAT TC Bez dalszych badań: obecność CDI wysoce prawdopodobna Wynik ujemny Wynik dodatni CDI mało prawdopodobne Ocena kliniczna: CDI nosicielstwo (toksynotwórczego) szczepu bardzo prawdopodobne WWRyc. 2. Algorytm diagnostyczny CDI: GDH + toksyny A/B NAAT/TC zalecany przez ESCMID [12]. GDH dehydrogenaza glutaminianowa; NAAT nucleic acid amplification test (testy molekularne); TC oznaczenie toksynotwórczości szczepu wyhodowanego. EIA testy immunoenzymatyczne. CCNA test neutralizacji cytotoksyczności; EIA testy immunoenzymatyczne jakość) [12, 13]. Ileostomia jest zabiegiem alternatywnym, dającym lepsze wyniki (słabe zalecenia, niska jakość). W przypadku pierwszego nawrotu CDI raczej należy stosować wankomycynę w dawkach malejących pulsacyjnych, niż podawać drugi raz wankomycynę w dawkach standardowych przez 10 dni (słabe zalecenia, niska jakość); należy leczyć przez 10 dni raczej fidaksomycyną niż wankomycyną standardowo przez 10 dni (słabe zalecenia, niska jakość); leczyć przez 10 dni raczej wankomycyną niż metronidazolem, zwłaszcza jeżeli metronidazol był stosowany w leczeniu pierwszego epizodu (słabe zalecenia, niska jakość) [12, 13]. Antybiotykoterapia stosowana u pacjentów, u których wystąpił kolejny nawrót CDI, polega na: leczeniu malejącymi pulsacyjnymi dawkami wankomycyny (słabe zalecenia, niska jakość); leczeniu standardowym wankomycyną, następnie ryfaksyminą (słabe zalecenia, niska jakość) fidaksomycyną (słabe zalecenia, niska jakość). Transfer mikrobioty jelitowej od osoby zdrowej zaleca się w przypadku pacjentów z mnogimi nawrotami CDI ( 2), jeśli nie powiodło się odpowiednie leczenie antybiotykowe (silne zalecenia, umiarkowana jakość). Skuteczność FMT (fecal microbiota transplantation) w leczeniu nawrotów zależnie od drogi wprowadzenia FMT wynosi od 77% do 94%, jeśli FMT wprowadza się przez proksymalne jelito cienkie [21, 22]. Właściwa skuteczność FMT wykazana w randomizowanych badaniach jest niższa niż w badaniach nierandomizowanych. Należy wziąć pod uwagę także to, że nie wiadomo, jakie są długoterminowe konsekwencje FMT, ponieważ nie opublikowano kontrolnych badań na ten temat. Obecnie nie ma jeszcze dostatecznych danych, by zalecać dłuższe leczenie CDI niż omówione, a także wznawiać empiryczne podawanie leków przeciw C. difficile w przypadku pacjentów wymagających przedłużonej antybiotykoterapii z powodu innych zakażeń pacjentów wymagających antybiotykoterapii krótko po zakończeniu leczenia CDI (tab. 1). Rekomendacje ESCMID do leczenia CDI z 2018 r. [10] zostały przygotowane na podstawie poprzednich zaleceń z 2014 i 2016 roku. Ostatni przegląd i aktualizację leczenia CDI według ESCMID przedstawiono w tabeli 2. LECZENIE PACJENTÓW PEDIATRYCZNYCH Metronidazol wankomycyna są zalecane do leczenia dzieci w przypadku wystąpienia początkowego epizodu pierwszego nawrotu łagodnego CDI (dawkowanie przedstawiono w tabeli 3) [13]. W przypadku początkowego ciężkiego epizodu CDI podawanie doustne wankomycyny przeważa nad stosowaniem metronidazolu (silne zalecenia, niska jakość). Transfer kału w populacji pediatrycznej można rozważyć tylko w przypadku wystąpienia licznych nawrotów CDI i dopiero po przeprowadzeniu standardowego leczenia (słabe zalecenia, bardzo niska jakość). Zapadalność na CDI u dzieci w wieku poniżej dwóch lat niełatwo jest ocenić ze względu na bardzo wysoki odsetek nosicielstwa C. difficile, zależny od wieku dziecka, wynoszący nawet 70%, a w około 20 70% przypadków są to szczepy 299

WWTab. 1. Zalecenia do leczenia CDI u pacjentów dorosłych, zaproponowane przez IDSA i SHEA [13]. Definicje kliniczne łagodny Dane kliniczne Rekomendowane leczenie a Siła zaleceń/jakość dowodów Leukocytoza 15 000 komórek/μl; kreatynina w surowicy <1,5 mg/dl ciężki b Leukocytoza 15 000 komórek/μl kreatynina w surowicy >1,5 mg/dl piorunujący b Pierwszy nawrót Drugi kolejny nawrót Hypotensja wstrząs, niedrożność, jelito olbrzymie wankomycyna 125 mg 4 dziennie p.o. przez 10 dni fidaksomycyna 200 mg 2 dziennie p.o. przez 10 dni alternatywnie, jeżeli wankomycyna i fidaksomycyna są niedostępne, metronidazol 500 mg 3 dziennie p.o. przez 10 dni wankomycyna 125 mg 4 dziennie p.o. przez 10 dni fidaksomycyna 200 mg 2 dziennie przez 10 dni wankomycyna 500 mg 4 dziennie p.o. przez sondę nosowo-żołądkową w przypadku niedrożności należy rozważyć dodatkowe p.r. podanie wankomycyny metronidazol i.v. (500 mg 3 dziennie) musi być podany razem z doustną doodbytniczą wankomycyną, zwłaszcza jeżeli jest niedrożność wankomycyna 125 mg 4 dziennie p.o. przez 10 dni, jeżeli metronidazol był podany w początkowym epizodzie przedłużona terapia malejącymi i pulsacyjnymi dawkami wankomycyny p.o., jeżeli standardowe leczenie było zastosowane w początkowym epizodzie (125 mg 4 dziennie przez 10 14 dni, 2 dziennie przez tydzień, raz dziennie przez następny tydzień, potem co drugi trzeci dzień przez 2 8 tygodni) fidaksomycyna 200 mg 2 dziennie p.o. przez 10 dni, jeżeli wankomycynę zastosowano w początkowym epizodzie wankomycyna p.o. w dawkach malejących pulsacyjnych wankomycyna 125 mg 4 dziennie p.o. przez 10 dni, następnie ryfaksymina 400 mg 3 dziennie przez 20 dni fidaksomycyna 200 mg 2 dziennie p.o. przez 10 dni transplantacja mikrobioty jelitowej c silna/wysoka silna/wysoka słaba/wysoka silna/wysoka silna/wysoka silna/umiarkowana (p.o. wankomycyna); (p.r. wankomycyna); silna/umiarkowana (dożylny metronidazol) słaba/umiarkowana silna/umiarkowana i.v. dożylnie; p.o. doustnie; p.r. doodbytniczo. a wszystkie randomizowane badania porównywały 10-dniową terapię, ale niektórzy pacjenci (zwłaszcza leczeni metronidazolem) mogą mieć opóźnioną odpowiedź na leczenie i lekarz w takiej sytuacji musi rozważyć przedłużenie leczenia do 14 dni. b kryteria ciężkiego piorunującego CDI zaproponowano na podstawie opinii ekspertów. Przed publikacją potencjalnie zwalidowanej skali ciężkości dla pacjentów z CDI należałoby przeprowadzić przegląd badań klinicznych. c w opinii ekspertów leczenie standardowe należy zastosować w przypadku co najmniej dwóch nawrotów (czyli trzech epizodów CDI) i dopiero wówczas zaproponować FMT (fecal microbiota transplantation). 300 toksynotwórcze. W szeregu publikacji jest rozważana kwestia, czy u dzieci, zwłaszcza do drugiego roku życia, to kolonizacja czy łagodne zakażenie toksynotwórczymi szczepami C. difficile [23, 24]. Wśród 5887 badanych pacjentów pediatrycznych obecność szczepów C. difficile najczęściej stwierdzano u niemowląt (poniżej pierwszego roku życia). Ostatnio na podstawie podobieństwa genetycznego szczepów C. difficile izolowanych od niemowląt i powodujących CDI u pacjentów hospitalizowanych dyskutuje się o wspólnym rezerwuarze tych szczepów [25]. W wieku 2 3 lat tylko około 3% dzieci jest bezobjawowymi nosicielami C. difficile, podobnie w populacji osób dorosłych. Czasami jednak mali pacjenci z chorobą Hirschsprunga mają predyspozycje do CDI, dlatego też badania w kierunku C. difficile powinny być uwzględnione w tej populacji. U dzieci hospitalizowanych z powodu ostrych stanów w układzie pokarmowym o udokumentowanych innych czynnikach zakażeń w ponad 50% przypadków izolowano C. difficile [26, 27]. W związku z powyższym należy zwrócić szczególną uwagę na pacjentów pediatrycznych.

WWTab. 2. Aktualne wytyczne leczenia CDI zaproponowane przez ESCMID [10, 11, 12]. Epizod Leki pierwszego rzutu Leki drugiego rzutu Leki trzeciego rzutu Uwagi Pierwszy epizod łagodnego CDI Ciężki epizod CDI Ciężki epizod, kiedy doustne leczenie nie jest możliwe Pierwszy nawrót CDI Wielokrotne CDI nawroty metronidazol p.o. 500 mg 3 dziennie przez 10 dni wankomycyna p.o. 125 mg 4 dziennie przez 10 dni metronidazol i.v. 500 mg 3 dziennie przez 10 dni i wankomycyna p.r. 500 mg 4 dziennie przez 10 dni wankomycyna p.o. 125 mg 4 dziennie przez 10 dni a wankomycyna p.o. 125 mg fidaksomycyna p.o. 200 4 dziennie przez 10 dni a mg 2 dziennie przez 10 dnia fidaksomycyna p.o. 200 mg 2 dziennie przez 10 dni fidaksomycyna p.o. 200 mg 2 dziennie przez 10 dni a fidaksomycyna p.o. 200 mg wankomycyna p.o. 125 mg 2 dziennie przez 10 dni a 4 dziennie przez 10 dni, następnie wankomycyna w dawkach pulsacyjnych malejących a Odstawienie antybiotyków indukujących CDI i obserwacja odpowiedzi klinicznej przez 48 godzin W przypadku perforacji jelit ciężkiego zakażenia układowego jest wskazane postępowanie chirurgiczne W przypadku perforacji jelit ciężkiego zakażenia układowego jest wskazane postępowanie chirurgiczne FMT transplantacja mikrobioty jelitowej, dodana do leczenia antybiotykiem ESCMID (European Society of Clinical Microbiology and Infectious Diseases) Europejskie Towarzystwo Mikrobiologii Klinicznej i Chorób Zakaźnych; FMT (Fecal Microbiota Transplantation) transplantacja mikrobioty jelitowej. i.v. dożylnie; p.o. doustnie; p.r. doodbytniczo. a jednakowa skuteczność kliniczna. WWTab. 3. Zalecenia do leczenia CDI u pacjentów pediatrycznych według [13]. Definicje kliniczne łagodny Pierwszy nawrót łagodny Drugi kolejny nawrót Zalecane leczenie Dawki pediatryczne Dawki maksymalne Siła zaleceń/jakość dowodów metronidazol p.o. przez 10 dni wankomycyna p.o. przez 10 dni wankomycyna (p.o. p.r.) przez 10 dni bez z metronidazolem i.v. przez 10 dni a metronidazol p.o. przez 10 dni wankomycyna p.o. przez 10 dni wankomycyna p.o. w dawkach malejących pulsacyjnych b wankomycyna p.o. przez 10 dni, następnie rifaksymina p.o. c przez 20 dni transplantacja mikrobioty kałowej 7,5 mg/kg/dawka 3 4 dziennie 10 mg/kg/dawka 4 dziennie 10 mg/kg/dawka 4 dziennie 10 mg/kg/dawka 3 dziennie 7,5 mg/kg/dawka 3 4 dziennie 10 mg/kg/dawka 4 dziennie 10 mg/kg/dawka 4 dziennie wankomycyna 10 mg/kg/dawka 4 dziennie; rifaksymina: brak dawek dla dzieci poniżej 12 roku życia 500 mg 3 4 dziennie 125 mg 4 dziennie 500 mg 4 dziennie 500 mg 3 dziennie 500 mg 3 4 dziennie 125 mg 4 dziennie 125 mg 4 dziennie wankomycyna 500 mg 4 dziennie; rifaksymina 400 mg 3 dziennie ciężki/piorunujący silna/umiarkowana słaba/bardzo niska i.v. dożylnie; p.o. doustnie; p.r. doodbytniczo. W przypadku ciężkiego piorunującego CDI skojarzonego ze stanem krytycznym rozważyć dodanie metronidazolu dożylnie do doustnej wankomycyny. Malejące pulsacyjne dawki wankomycyny: 10 mg/kg, max dawkowanie 125 mg 4 dziennie przez 10 14 dni, potem 10 mg/kg, max 125 mg 2 dziennie przez tydzień, potem 10 mg/kg, max 125 mg raz dziennie przez następny tydzień i 10 mg/kg, max 125 mg co 2 3 dni przez 2 8 tygodni. Brak pediatrycznych dawek dla rifaksyminy; nie jest zatwierdzona przez FDA do stosowania u dzieci poniżej 12 roku życia. PODSUMOWANIE Ze względu na rosnącą ostatnio lekooporność innych patogenów alarmowych, a w przypadku C. difficile zmiany dotyczące dominujących rybotypów oraz innych właściwości bakterii należy monitorować CDI, prowadzić odpowiedni nadzór epidemiologiczny, a także skrupulatnie przestrzegać wszystkich reguł i rekomendacji nie tylko ze względu na opanowanie i prewencję szerzenia się ognisk CDI na oddziałach szpitalnych, ale także śledzenie lekooporności. KONFLIKT INTERESÓW: nie zgłoszono. Praca została wykonana w ramach pracy statutowej WLK SUM: KNW-1-061/K/8/0 PIŚMIENNICTWO 1. Bartlett JG, Onderdonk AB, Cisneros RL i wsp. Clindamycin-associated colitis due to a toxin-producing species of C. difficile. J Infect Dis 1977;136:701 705. 2. Martirosian G. Zmiany w epidemiologii, klinice, diagnostyce i leczeniu zakażeń Clostridium difficile. Zakażenia 2013;2:53 58. 3. Lawson PA, Citron DM, Tyrrell KL, Finegold SM. Reclassification of Clostridium difficile as Clostridioides difficile (Hall and O Toole 1935) Prévot 1938. Anaerobe 2016;40:95 99 [doi: 10.1016/j.anaerobe.2016.06.008]. 301

4. Pepin J, Alary ME, Valiquette L i wsp. Increasing risk of relapse after treatment of Clostridium difficile colitis in Quebec, Canada. Clin Infect Dis 2005;40(11):1591 1597 [doi: 10.1086/430315]. 5. McDonald LC, Killgore GE, Thompson A i wsp. An epidemic, toxin gene-variant strain of Clostridium difficile. N Engl J Med 2005;353(23):2433 2441 [doi: 10.1056/NEJMoa051590]. 6. Kelly CP, La Mont JT. Clostridium difficile more difficult than ever. N Engl J Med 2008;359(18):1932 1940 [doi: 10.1056/NEJMra0707500.] 7. Davies KA, Longshow CM, Davis GL i wsp. Under diagnosis of Clostridium difficile across Europe: the European, multicentre, prospective, biannual, point-prevalence study of Clostridium difficile infection in hospitalized patients with diarrhoea (EUCLID). Lancet Infect Dis 2014;14(12):1208 1219 [doi: 10.1016/S1473-3099(14)70991-0]. 8. Pituch H, Obuch-Woszczatyński P, Lachowicz D i wsp. Hospital- -based Clostridium difficile infection surveillance reveals high proportions of PCR ribotypes 027 and 176 in different areas of Poland 2011 2013. Euro Surveil 2015;20(38):30025 [doi:.2807/1560-7917. ES.2015.20.38.30025]. 9. Aptekorz M, Szczegielniak A, Wiechuła B i wsp. Occurrence of Clostridium difficile ribotype 027 in hospitals of Silesia, Poland. Anaerobe 2017;45:106 113 [doi: 10.1016/j.anaerobe.2017.02.002]. 10. Tschudin-Sutter S, Kuijper EJ, Durovic A i wsp. Guidance document for prevention of Clostridium difficile infection in acute healthcare setting. Clin Microbiol Infect 2018;24(10):1051 1054 [doi: 10.1016/j. cmi.2018.02.020]. 11. ECDC: European surveillance of Clostridium difficile infections. Surveillance protocol version 2.3. Stockholm; ECDC 2017. 12. Crobach MJT, Planche T, Eckert C i wsp. European Society of Clinical Microbiology and Infectious Diseases: update of the diagnostic guidance document for Clostridium difficile infection. Clin Microbiol Infect 2016;22(Suppl. 4):S63 S81 [doi: 10.1016/j.cmi.2016.03.010]. 13. McDonald LC, Gerding DN, Johnson S i wsp. Clinical practice guidelines for Clostridium difficile infection in adult and children: 2017 update by the IDSA and SHEA. Clin Infect Dis 2018;XX(00):1 49. 14. Martirosian G, Hryniewicz W, Ozorowski T i wsp. Zakażenia Clostridioides (Clostridium) difficile: epidemiologia, diagnostyka, terapia i profilaktyka. Ministerstwo Zdrowia, NPOA, Warszawa 2018. www. antybiotyki.edu.pl 15. Péchiné S, Collignon A. Immune responses induced by Clostridium difficile. Anaerobe 2016;41:68 78 [doi: 10.1016/j.anaerobe.2016.04.014]. 16. Eyre DW, Davies KA, Davis G i wsp. Two distinct patterns of Clostridium difficile diversity across Europe indicating contrasting routes of spread. Clin Infect Dis 2018;67(7):1035 1044 [doi: 10.1093/cid/ ciy252]. 17. Ticehurst J, Aird D, Dam L i wsp. Effective detection of toxigenic Clostridium difficile by a two-step algorithm including tests for antigen and cytotoxin. J Clin Microbiol 2006;44(3):114 119 [doi: 10.1128/ JCM.44.3.1145-1149.2006]. 18. Berry CE, Davies KA, Owens DW i wsp. Is there a relationship between the presence of the binary toxin genes in C. difficile strains and the severity of Clostridium difficile infection (CDI)? Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2017;6(12):2405 2415 [doi: 10.1007/s10096-017-3075-3078[. 19. Planche T, Wilcox M. Diagnostic pitfalls in Clostridium difficile infection. Infect Dis Clin North Am 2015;29(1):63 82 [doi: 10.1016/j. idc.2014.11.008]. 20. Debast S, Bauer M, Kuijper E, on behalf of the Committee. European Society of Clinical Microbiology and Infectious Diseases: update of the treatment guidance document for Clostridium difficile infection. Clin Microbiol Infect 2014;20(Suppl. 2):1 26 [doi: 10.1111/1469-0691.12418]. 21. Cammarota G, Masucci I, Ianiro G i wsp. Randomized clinical trial fecal microbiota transplantation by colonoscopy vs. vancomycin for the treatment of recurrent C. difficile infection. Aliment Pharmacol Ther 2015;41(9):835 843 [doi: 10.1111/apt.13144]. 22. Youngster I, Sauk J, Pindat C, i wsp. Fecal microbiota transplant for relapsing C. difficile infection using a frozen inoculum from unrelated donor: a randomized, open-label, controlled pilot study. Clin Infect Dis 2014;58(1):1515 1522 [doi: 10.1093/cid/ciu135]. 23. Enoch DA, Butler MJ, Pai S, Karas JA. Clostridium difficile in children: colonisation and disease. J Infect 2011;63(2):105 113 [doi: 10.1016/j.jinf.2011.05.016]. 24. Toltzis P, Kim J, Dul M i wsp. Presence of epidemic North American Pulsed Field type 1 C. difficile strain in hospitalized children. J Pediatr 2009;28(9):847 848. 25. Stoesser N, Eyre DW, Quan TP i wsp. Epidemiology of Clostridium difficile in infants in Oxfordshire, UK: Risk factors for colonization and carriage, and genetic overlap with regional C. difficile infection strains. PloS One 2017;16:12(8):e0182307 [doi: 10.1371/journal. pone.0182307]. 26. Parsons S, Fenton E, Dargaville P. C. difficile-associated severe enterocolitis a future of Hirschsprung s disease in a neonate presenting late. J Paediatr Child Health 2005;41:689 690. 27. Gonzalez-Del Vecchio M, Alvarez-Uria A, Marin M i wsp. Clinical significance of C. difficile in children less than 2 years old: a case- -control study. Pediatr Infect Dis J 2016;53:281 285. 302