AUTOREFERAT. 3. Informacje o dotychczasowym zatrudnieniu w jednostkach naukowych

AUTOREFERAT 1. Imię i Nazwisko: Katarzyna Bączek 2. Posiadane dyplomy, stopnie naukowe Magister inżynier ogrodnictwa, 2002 r. Praca magisterska pt. Porównanie dwóch żeńskich i męskiej formy pokrzywy zwyczajnej (Urtica dioica L.) pod względem zawartości związków biologicznie czynnych wykonana w Katedrze Roślin Warzywnych i Leczniczych, Wydział Ogrodnictwa i Architektury Krajobrazu (obecnie Wydział Ogrodnictwa, Biotechnologii i Architektury Krajobrazu), Szkoła Główna Gospodarstwa Wiejskiego w Warszawie Promotor: dr inż. Wiesława Rosłon Doktor nauk rolniczych w zakresie ogrodnictwa, 2010 r. Praca doktorska pt.: Gromadzenie się związków biologicznie aktywnych w eleuterokoku kolczystym (Eleutherococcus senticosus /Rupr. et. Maxim./ Maxim.) uprawianym w Polsce wykonana w Katedrze Roślin Warzywnych i Leczniczych, Wydział Ogrodnictwa i Architektury Krajobrazu (obecnie Wydział Ogrodnictwa, Biotechnologii i Architektury Krajobrazu), SGGW w Warszawie Promotor: prof. dr hab. Zenon Węglarz 3. Informacje o dotychczasowym zatrudnieniu w jednostkach naukowych 2003-2009 samodzielny ogrodnik w Katedrze Roślin Warzywnych i Leczniczych na Wydziale Ogrodnictwa i Architektury Krajobrazu, SGGW w Warszawie 2009-2010 specjalista naukowo-techniczny w Katedrze Roślin Warzywnych i Leczniczych na Wydziale Ogrodnictwa i Architektury Krajobrazu, SGGW w Warszawie od 2010-do chwili obecnej adiunkt w Katedrze Roślin Warzywnych i Leczniczych na Wydziale Ogrodnictwa, Biotechnologii i Architektury Krajobrazu, SGGW w Warszawie 4. Wskazanie osiągnięcia wynikającego z art. 16 ust. 2 ustawy z dnia 14 marca 2003 r. o stopniach naukowych i tytule naukowym oraz o stopniach i tytule w zakresie sztuki (Dz. U. nr 65, poz. 595 ze zm.): a) Tytuł osiągnięcia naukowego Zmienność wybranych dziko rosnących w Polsce roślin leczniczych i aromatycznych, ze szczególnym uwzględnieniem gromadzenia się w nich aktywnych biologicznie związków fenolowych. 1

b) Publikacje składające się na osiągnięcie naukowe 1. Bączek K., Przybył J.L., Mirgos M., Kosakowska O., Szymborska-Sandhu I., Węglarz Z. 2017a. Phenolics in Primula veris L. and P. elatior (L.) Hill raw materials. International Journal of Analytical Chemistry: ID 2871579, 7 pp. 2. Bączek K., Kosakowska O., Przybył J.L., Pióro-Jabrucka E., Costa R., Mondello L., Gniewosz M., Synowiec A., Węglarz Z. 2017b. Antibacterial and antioxidant activity of essential oils and extracts from costmary (Tanacetum balsamita L.) and tansy (Tanacetum vulgare L.). Industrial Crops and Products 102: 154-163. 3. Bączek K. 2017. Diversity of southern sweet-grass in its natural habitat and in cultivation. Herba Polonica 63(2): 9-15. 4. Kosakowska O., Bączek K., Przybył J.L., Ejdys M., Kuźma P., Obiedziński M., Węglarz Z. 2015. Intraspecific variability in the content of phenolic compounds, essential oil and mucilage of small-leaved lime (Tilia cordata Mill.) from Poland. Industrial Crops and Products 78: 58-65. 5. Bączek K., Angielczyk M., Przybył J.L., Kosakowska O., Ejdys M., Węglarz Z. 2015. Variability of southern sweet-grass (Hierochloë australis /Schrad./ Roem et Schult.) wild growing populations occurring in eastern Poland. Herba Polonica 61(3): 23-36. 6. Bączek K., Angielczyk K., Przybył J.L., Ejdys M., Geszprych A., Węglarz Z. 2014. Functional traits of selected clones of southern sweet-grass (Hierochloë australis /Schrad./ Roem et Schult.). Herba Polonica 60(3): 23-33. 7. Bączek K., Cygan M., Przybył J.L., Kosakowska O., Węglarz Z. 2012. Seasonal variation of phenolics content in above- and underground organs of dropwort (Filipendula vulgaris Moench). Herba Polonica 58(3): 24-32. 8. Bączek K., Przybył J.L., Angielczyk M., Kuczerenko A., Pelc M., Podyma W., Węglarz Z. 2011. Accumulation of phenolic compounds in leaves and underground organs of dropwort (Filipendula vulgaris L.). Acta Horticulture 925: 147-150. c) Omówienie celu naukowego/artystycznego ww. pracy/prac i osiągniętych wyników wraz z omówieniem ich ewentualnego wykorzystania W celach leczniczych użytkuje się obecnie na świecie około 50 tys. gatunków roślin wyższych, z których do uprawy wprowadzono nie więcej niż 450 (Schippmann i Leaman 2006), a w Polsce zaledwie kilkadziesiąt. Dla około 80% populacji ludzi na świecie rośliny stanowią podstawowe źródło leków, a w wielu krajach ich zbiór ze stanowisk naturalnych jest znaczącym źródłem dochodu, szczególnie dla ubogich wiejskich społeczności (Vaughan i in. 2013, Máthé 2011, Hamilton 2004). Zapotrzebowanie na surowce pochodzące z dziko występujących roślin leczniczych rośnie proporcjonalnie do wzrostu liczby ludności w krajach biednych, a także w związku z upodobaniami społeczeństw rozwiniętych przywiązujących coraz większą wagę do zdrowego, ekologicznego trybu życia (Salgueiro i in. 2010, Canter i in. 2005, Schippmann i in. 2002). Są to najważniejsze przyczyny dramatycznego zubożenia światowych zasobów tych roślin a nawet całkowitego zanikania wielu cennych gatunków. Pogarszającymi tę sytuację czynnikami, dotykającymi także inne 2

grupy roślin okazały się zmiany klimatyczne oraz bardziej intensywne użytkowanie obszarów rolniczych prowadzące do wyraźnego obniżenia poziomu dostępnych dla roślin wód gruntowych (Cavaliere 2009). Wśród wielu działań, koordynowanych przez międzynarodowe organizacje, zmierzających do zachowania i zrównoważonego użytkowania roślin leczniczych na stanowiskach naturalnych coraz większą wagę przykłada się do badań nad wprowadzaniem ich do uprawy (Canter i in. 2005, Schippmann i in. 2002, Leaman 2001). Dotyczy to przede wszystkim gatunków zagrożonych wyginięciem oraz o znaczącym potencjale użytkowym. Dotychczas nie opracowano czytelnego programu dotyczącego rozwiązania tego problemu opartego na rzetelnych, naukowych przesłankach. Trudności te wynikają z bardzo dużej liczby gatunków, uwarunkowań klimatycznych, zróżnicowania rozwojowego, a przede wszystkim specyfiki tych roślin, wynikającej z różnorodności występujących w nich związków biologicznie aktywnych i ich podatności na wpływ wielu czynników (Verma i Shukla 2015, Kostadinović i in. 2013, Cavaliere 2009). Do tej pory zwracano głównie uwagę na ekonomiczne aspekty wprowadzania tych roślin do uprawy takie jak możliwość uzyskania znacznej ilości tańszego surowca, w tym obniżenie kosztów uprawy, a ostatnio także na pozostałości pestycydów, metali ciężkich i zanieczyszczeń mikrobiologicznych w surowcach (Lubbe i Verpoorte 2011, Basso i in. 1998). Jak już wspomniałam rośliny lecznicze wprowadzane są do uprawy przede wszystkim ze względu na potrzebę zachowania ich w środowisku naturalnym oraz zaspokojenie potrzeb konsumentów. Ten drugi aspekt, szczególnie w krajach rozwiniętych, związany jest z przemysłowym przetwarzaniem surowców pochodzących z tych roślin, a co za tym idzie koniecznością określenia ich jakości i standaryzacją. Jakość ta wiąże się przede wszystkim z zawartością i składem chemicznych związków biologicznie aktywnych występujących w tych roślinach. Nadrzędnym celem przedstawionych w tym opracowaniu badań nad wybranymi dziko rosnącymi w Polsce roślinami leczniczymi było określenie ich zmienności pod względem najważniejszych cech charakteryzujących wartość otrzymywanych z nich surowców, ze szczególnym uwzględnieniem gromadzenia się w roślinach związków fenolowych. Cel pracy rozwinięty został w badaniach dotyczących określenia zakresu tej zmienności zarówno na poziomie rodzaju jak i gatunku. Prace realizowane były w latach 2010-2017 i finansowane przez: Narodowe Centrum Nauki (NCN), w ramach kierowanego przeze mnie projektu badawczego (Nr NN 310 728440); 3

Narodowe Centrum Badań i Rozwoju (NCBiR), w ramach projektu badawczego, którego byłam wykonawcą (Nr R12 06803); Ministerstwo Rolnictwa i Rozwoju Wsi (MRiRW), w ramach Programu Wieloletniego (umowa 1/PW 1.6.SGGW Warszawa/ KCRZG/2016), oraz Badań na Rzecz Rolnictwa Ekologicznego (decyzja nr HOR-re-029-28-22/14(92) i PK-re-029-9-15/12(632). Wyboru obiektów do badań dokonano biorąc pod uwagę aktualne zapotrzebowanie przemysłu fitofarmaceutycznego i spożywczego na surowce zielarskie, a co za tym idzie potrzebę wprowadzenia poszczególnych gatunków do uprawy. Obiektami tymi były rodzime dziko rosnące, wieloletnie rośliny lecznicze o znacznym potencjale użytkowym. Potencjał ten wynika głównie z obecności w tych roślinach związków fenolowych, o bardzo zróżnicowanej strukturze chemicznej i właściwościach biologicznych. Związki te i surowce roślinne w których występują cieszą się ostatnio szczególnym zainteresowaniem w świecie nauki zarówno ze względów poznawczych, jak i możliwości ich praktycznego wykorzystania. Wykazują one wielokierunkową aktywność farmakologiczną, m.in. przeciwutleniającą, przeciwzapalną, bakteriobójczą, grzybobójczą, cytostatyczną oraz adaptogenną. Wykorzystywane są zarówno w profilaktyce jak i leczeniu chorób skóry, układu krążenia, układu pokarmowego, nerwowego, cukrzycy, a nawet nowotworów (Lin i in. 2016, Manosroi i in. 2013, Saxena i in. 2013, Agati in. 2012, Huang i in. 2010). Fenole w świecie roślinnym występują powszechnie, zarówno jako proste związki o niskiej masie cząsteczkowej z pojedynczym pierścieniem aromatycznym, po bardzo złożone struktury charakterystyczne np. dla garbników. Niektóre z nich, jako związki niespecyficzne, występują w wielu gatunkach, inne są charakterystyczne dla określonych rodzin lub rodzajów (Cheynier i in. 2013, Cheynier 2012). Związki te dzieli się zazwyczaj na dwie grupy, tj. polifenole oraz inne związki fenolowe (głównie kwasy i alkohole fenolowe). W grupie polifenoli do najważniejszych należą flawonoidy, garbniki, lignany i stilbeny (Strumiłło i in. 2015, Crozier i in. 2006). Dotychczas tylko wśród flawonoidów zidentyfikowano ponad 10 000 substancji chemicznych (Agati i in. 2012). Mimo tak ogromnej liczby tych związków nadal stosunkowo niewiele wiemy na temat dynamiki ich gromadzenia w roślinach (Selmar i Kleinwächter 2013, Nilsson i in. 1998). Interesujące prace poświęcone tej tematyce dotyczą zmian w zawartości i składzie fenoli u drzew liściastych, w okresie sezonu wegetacyjnego (Tálos-Nebehaj i in. 2017, Yang i in. 2017, Blum-Silva i in. 2015, Rapinski i in. 2014, Bernal i in. 2013, Mert i in. 2013, Förster 2010). W przypadku roślin leczniczych podobne, ale stosunkowo nieliczne jak na tak dużą grupę roślin, niekiedy tylko przyczynkowe badania prowadzone były na takich roślinach jak różeniec górski (Rhodiola rosea L.), jeżówka 4

purpurowa (Echinacea purpurea (L.) Moench.), wierzbownica wąskolistna (Epilobium angustifolim L.), karczoch hiszpański (Cynara cardunculus L.), dziurawiec (Hypericum ternum i H. triquetrifolium), krwawnik pagórkowy (Achillea collina (Becker ex Rchb.f.) Heimerl), miodownik melisowaty (Melittis melissophyllum L.), pokrzywa zwyczajna (Urtica dioica L.) czy żurawina błotna (Vaccinium macrocarpon Ait.) (Berezina i in. 2017, Wahba i in. 2017, Sałata i in. 2015, Çirak i in. 2013, Kołodziej i Sugier 2013, Jürgenson i in. 2012, Shekarchi i in. 2012, Skrzypczak-Pietraszek i Pietraszek 2012, Pinhatti i in. 2010, Biesiada i in. 2010, Węglarz i in. 2008, Karlová 2006). Na pozyskiwanie roślin leczniczych ze stanowisk naturalnych jeszcze do tej pory mają wpływ stare zwyczaje i metody ich zbioru, często nieprzystające do współczesnej wiedzy o roślinach, a w szczególności o występujących w nich związkach chemicznych. Poznanie czynników wpływających na ich gromadzenie się w roślinach, a szczególnie w organach stanowiących surowce zielarskie, wydaje się być obecnie konieczne przy ocenie ich przydatności dla przemysłu fitofarmaceutycznego, a także spożywczego (Salgueiro i in. 2010). Pełna standaryzacja tych surowców możliwa jest tylko przy znanym profilu chemicznym i określonym zakresie dopuszczalnych wahań odnośnie zawartości i składu związków biologicznie czynnych (Schmidt i in. 2007). W omówionych poniżej badaniach zajęłam się głównie określeniem zmienności chemicznej roślin na poziomie jednostek systematycznych, które brane są, lub powinny być brane, pod uwagę przy wprowadzaniu dziko rosnących roślin do uprawy, tj. rodzaju, gatunku i populacji. Prace dotyczące różnic w obrębie rodzaju prowadzono na dwóch gatunkach należących do rodzaju Primula (Bączek i in. 2017a) oraz dwóch do rodzaju Tanacetum (Bączek i in. 2017b). Na świecie rodzaj Primula reprezentowany jest przez ponad 500 gatunków (Aslam i in. 2014). W Polsce ze stanowisk naturalnych surowce pozyskuje się z pierwiosnki lekarskiej (P. veris L.) i pierwiosnki wyniosłej (P. elatior (L.) Mill.). Pierwiosnka lekarska występuje głównie na niżu, a pierwiosnka wyniosła na pogórzu. Kwiaty i korzenie tych roślin zbierane są do celów leczniczych i spożywczych oraz do produkcji kosmetyków. Ze względu na podobieństwa w budowie morfologicznej gatunki te są trudne do rozróżnienia. Ich prawidłową, botaniczną identyfikację prowadzi się głównie na podstawie budowy i barwy kwiatów (Wichtl 2004). Zgodnie z monografiami Europejskiej Agencji Leków (EMA 2012a i 2012b), a także Farmakopei Polskiej (FP X 2014) surowce z obu gatunków są zbierane ze stanowisk naturalnych jako równocenne. Wyniki badań przeprowadzone w ramach niniejszego opracowania wykazały, że różnią się one jednak wyraźnie składem i zawartością 5

związków fenolowych, zarówno w kwiatach jak i w organach podziemnych (Bączek i in. 2017a). Kwiaty okazały się bogate we flawonoidy. Różnice w składzie tej grupy związków dotyczyły hiperozydu (3-O-galaktozyd kwercetyny). Był on obecny jedynie w kwiatach pierwiosnki wyniosłej. Rutozyd, choć obecny również w kwiatach pierwiosnki lekarskiej, w istotnie większych ilościach występował w kwiatach pierwiosnki wyniosłej. Obydwa związki, tj. hiperozyd i rutozyd, wykazują silną aktywność przeciwutleniającą, przeciwzapalną, a także przeciwdrobnoustrojową (Chua 2013, Kim i in. 2011, Wu i in. 2007). Dlatego też wydaje się, że kwiaty pierwiosnki wyniosłej, bogatsze w te związki mogą być bardziej interesujące dla przemysłu zielarskiego. Z kolei korzenie pierwiosnki lekarskiej zawierały 10-krotnie więcej glikozydów fenolowych, tj. prymweryny i prymulaweryny, niż korzenie pierwiosnki wyniosłej. Opisane w tej pracy różnice w zawartości i składzie związków fenolowych pomiędzy obydwoma gatunkami mogą być zatem przydatne zarówno przy ich identyfikacji, jak i standaryzacji pochodzących z nich surowców, a z rolniczego punktu widzenia - w badaniach nad wprowadzaniem tych roślin do uprawy. Innymi obiektami badawczymi w tym opracowaniu, pokazującymi różnice pomiędzy gatunkami należącymi do tego samego rodzaju, a dotyczącymi nie tylko składu chemicznego, ale również aktywności biologicznej użytych do badań wyciągów, były rośliny z rodzaju Tanacetum, tj. wrotycz pospolity (T. vulgare L.) i wrotycz balsamiczny (T. balsamita L.) (Bączek i in. 2017b). Rośliny te występują w klimacie umiarkowanym na półkuli północnej z tym, że wrotycz pospolity jest naszym rodzimym gatunkiem, a wrotycz balsamiczny zawleczonym do nas z południowej Europy (Stojković i in. 2014, Hassanpouraghdam i in. 2009, Mirek i in. 2002). Dotychczas znany był bardziej olejkowy profil tych roślin i wynikająca z niego aktywność biologiczna (Hassanpouraghdam i in. 2009, Bagci i in. 2008, Judzentiene i Mockute 2005, Rohloff i in. 2004, Başer i in. 2001, Keskitalo i in. 2001, Bylaitė i in. 2000, Lawrence 2000). Uzyskane w mojej pracy wyniki pokazują, że w surowcach pochodzących z obydwu gatunków pozyskanych w Polsce zawartość olejku eterycznego była prawie 2-krotnie wyższa we wrotyczu pospolitym. Zidentyfikowano w nim 76 związków chemicznych, przy takich dominantach jak: octan trans-chryzantenylu (18,39%), (E)- dihydrokarwon (11,02%) i keton artemisiowy (9,15%). Związki te nie występowały w olejku z wrotyczu balsamicznego, w którym oznaczono 49 związków, z β-tujonem (84,43%) jako dominantem. U obydwu gatunków określono także zawartość związków fenolowych w etanolowo-wodnych wyciągach z kwitnącego ziela. W przypadku flawonoidów, w dotychczasowych badaniach nad tymi roślinami wspominano tylko o obecności niektórych z nich, bez ich analizy ilościowej (Mureşan i in. 2015, Baranauskienne i in. 2014, Fraisse i in. 6

2011, Nickavar i in. 2003, Williams i in. 1999). Lepiej pod tym względem poznane były kwasy fenolowe (Benedec i in. 2016, Mureşan i in. 2015, Baranauskiene i in. 2014, Fraise i 2011, Pukalskas i in. 2010, Marculescu i in. 2001). Wyniki uzyskane w tej pracy wykazały, że w analizowanych ekstraktach występują 4 flawonoidy (kwercetyna, 7-O-glukozyd apigeniny i dwie pochodne luteoliny, tj. 7-O-glukozyd luteoliny i 3'-metyloeter luteoliny) oraz 5 kwasów fenolowych (kawowy, ferulowy, chlorogenowy, rozmarynowy i cykoriowy). Istotna różnica pomiędzy ekstraktami dotyczyła kwasu ferulowego, który był obecny tylko w ekstrakcie z wrotyczu pospolitego. W obydwu roślinach związkiem dominującym był kwas cykoriowy, jednak jego zawartość, podobnie jak zawartość innych związków, tj. kwasu chlorogenowego, kwercetyny, 7-O-glukozydu apigeniny i 7-O-glukozydu luteoliny była wyższa w ekstrakcie z wrotyczu balsamiczngo. Wyższa aktywność przeciwutleniająca ekstraktu z wrotyczu pospolitego w stosunku do wrotyczu balsamicznego wydaje się wynikać z obecności w nim kwasu ferulowego oraz z wyższej zawartości kwasu kawowego i rozmarynowego. Olejek eteryczny uzyskany z wrotyczu balsamicznego, w porównaniu z olejkiem z wrotyczu pospolitego, charakteryzował się z kolei silniejszym działaniem hamującym na rozwój badanych szczepów bakterii zarówno gram+ jak i gram-. Działanie to związane jest prawdopodobnie z wysokim udziałem w olejku β-tujonu. Na silną przeciwbakteryjną aktywność tego związku już wcześniej zwrócili uwagę Rashid i in. (2013). Wyniki powyższych badań poszerzają wiedzę dotyczącą składu chemicznego wrotyczu pospolitego i wrotyczu balsamicznego, a w szczególności wiedzę na temat występujących w nich związków fenolowych i wynikającej z ich obecności aktywności biologicznej. Wskazują one na nowe możliwości stosowania otrzymywanych z nich wyciągów, m.in. jako naturalnych konserwantów przy przechowywaniu produktów spożywczych oraz jako coraz bardziej poszukiwanych naturalnych środków odkażających. Z punktu widzenia jakości surowców zielarskich pochodzących z roślin dziko rosnących, szczególnie przy ich ukierunkowanym, przemysłowym przetwarzaniu, większe znaczenie niż różnice pomiędzy gatunkami, wydają się mieć różnice chemiczne występujące w obrębie gatunku. Badania związane z tym problemem wykonano na lipie drobnolistnej (Tilia cordata L.) (Kosakowska i in. 2015). Dotyczyły one profilu chemicznego kwiatów 20 dziko rosnących populacji należących do tego gatunku, zlokalizowanych na obszarze wschodniej Polski. Kwiaty lipy są jednym z najbardziej poszukiwanych surowców zielarskich, a ich zbiór od wielu lat nie zaspakaja potrzeb rynku. Stąd, podobnie jak w przypadku głogu (Crataegus L.), tj. innego drzewa dostarczającego surowców leczniczych, prowadzone są próbne uprawy tej rośliny z przeznaczeniem na zbiór kwiatów. Jako 7

tradycyjny lek ziołowy surowiec ten stosowany jest w chorobach dróg oddechowych, a przede wszystkim przy przeziębieniach (European Directive 2004/24/EC). Kwiaty badanych w pracy populacji zanalizowano pod względem ogólnej zawartości kwasów fenolowych, flawonoidów i śluzów, przy użyciu metod farmakopealnych. Z kolei skład chemiczny ekstraktów z tego surowca, zawierających związki fenolowe określono przy użyciu HPLC, a związków lotnych GC/MS. Populacje te różniły się bardzo wyraźnie pod względem wszystkich parametrów chemicznych, ale najbardziej pod względem ogólnej zawartości i składu chemicznego flawonoidów. Ich ogólna zawartość wahała się od 0,09 do 0,52 g 100g -1 s.m., przy współczynniku zmienności (CV) 50,83%. Wśród zidentyfikowanych flawonoidów najbardziej różnicującymi badane populacje były kwercetyna (CV 63,02%), astragalina (CV 59,52%) i hiperozyd (CV 56,05%). W ocenianych surowcach stwierdzono także obecność (-)- epikatechiny, izokwercetyny, rutozydu, kosmozyny, tilirozydu i kemferolu. Wielokierunkowe działanie kwiatów lipy związane jest między innymi z obecnością w nich ww. związków. Rutozyd wykazuje silną aktywność przeciwutleniającą (Marrassini i in. 2011), tilirozyd hepatoprotekcyjną (Nowak 2003, Matsuda i in. 2002), a obecność kwercetyny i kemferolu wiązana jest z działaniem przeciwlękowym i uspokajającym (Aguirre-Hernández i in. 2010, Loscalzo i in. 2009, Herrera-Ruizet i in. 2008, Pérez-Ortega i in. 2008, Viola i in. 1994). W analizowanych kwiatach duże różnice wystąpiły także w przypadku ogólnej zawartości kwasów fenolowych i śluzów (CV odpowiednio: 39,13 i 47,95%). Zidentyfikowano w nich 4 kwasy fenolowe, tj. chlorogenowy, kawowy, wanilinowy i p-kumarowy, przy wyraźnej dominacji kwasu wanilinowego. Oceniane populacje najbardziej różnicował kwas p- kumarowy (CV 48,01%). Aktywność kwiatów lipy wiązana jest także z olejkiem eterycznym. Najsilniej różnicującym analizowane populacje składnikiem tego olejku były nerolidol (CV 81,14%) i kwas dekanowy (CV 68,38%). Jako czynniki mogące wpływać na gromadzenie się badanych w lipie związków uwzględniono położenie geograficzne populacji, wysokość n.p.m., dobowe temperatury i opady. Nie stwierdzono ich kierunkowego wpływu na zawartość ww. związków. Dlatego wydaje się, że przynajmniej niektóre z tych populacji można zakwalifikować jako rasy chemiczne. Wymagałoby to jednak przeprowadzenia analiz molekularnych, co jest możliwe ze względu na określone w pracy współrzędne geograficzne tych populacji. Interesującymi obiektami do badań nad wewnątrzgatunkową zmiennością wydają się być rośliny podszycia leśnego, wyróżniające się specyficznym rozwojem, uwarunkowanym w znacznym stopniu zmieniającymi się warunkami świetlnymi w okresie ich wegetacyji. Jest wśród nich wiele roślin leczniczych, m.in. turówka leśna (Hierochloë australis (Schrad.) 8

Roem. et Schult). Gatunek ten, objęty ochroną ustawową (Dz. U. z 2014 r., poz. 1409), jest źródłem poszukiwanego surowca przemysłowego, tj. liści, wykorzystywanych głównie do aromatyzowania wyrobów alkoholowych i tytoniowych. Roślina ta jest poważnie zagrożona wyginięciem. Uważa się, że jedną z bardziej skutecznych metod ochrony jest wprowadzenie jej do uprawy. Przeprowadzone badania (Bączek i in. 2015) wykazały, że występuje ona w niewielkich, raczej oddalonych od siebie populacjach, w lasach mieszanych z przewagą dębu szypułkowego (Quercus robur L.) i sosny zwyczajnej (Pinus sylvesris L.) lub w lasach iglastych z sosną zwyczajną jako gatunkiem dominującym. Populacje te wyraźnie różniły się zarówno parametrami plonotwórczymi, jak i gromadzeniem się w liściach związków biologicznie aktywnych, tj. liczbą liści i ich masą z rośliny (CV odpowiednio: 36,9 i 54,6%), ogólną zawartością kumaryn, flawonoidów i kwasów fenolowych (CV odpowiednio: 31,4; 31,3 i 28,1%) oraz zawartością kumaryny, na którą liście turówki są standaryzowane. Zawartość ta wahała się w kilkunastu badanych populacjach od 52,03 do 275,74 mg 100g -1 s.m. Turówka leśna, podobnie jak większość roślin leczniczych i aromatycznych, należy do gatunków obcopylnych, silnie heterozygotycznych. W związku z tym podjęto również próbę określenia różnic, nie tylko pomiędzy odległymi populacjami, ale także w obrębie jednej z nich. Wybrano z niej losowo 14 roślin i rozklonowano poprzez prosty podział kępek (turówka należy do traw kępkowych). Klony tej populacji zostały wysadzone w pole i porównane pod względem rozwojowym i chemicznym (Bączek i in. 2014). Rośliny oceniano w drugim roku wegetacji. Okazało się, że zmienność badanych cech w obrębie populacji również była wysoka, a niekiedy nawet wyższa niż pomiędzy populacjami. Współczynnik zmienności dla masy liści wynosił tu 48%, a dla zawartości kumaryny 41%. Zawartość tej ostatniej w liściach wahała się od 84,00 do 310,85 mg 100g -1 s.m. Tak duże różnice pomiędzy osobnikami w obrębie populacji wskazują na genetyczne podłoże stwierdzonej zmienności. Jest to o tyle interesujące, że w warunkach naturalnych znajdowała się ona w dość dużej przestrzennej izolacji, raczej wykluczającej krzyżowe przepylenie z roślinami innych populacji. Od dawna, szczególnie w zamożnych społeczeństwach, ludzie zadają sobie pytanie, które rośliny lecznicze są bardziej wartościowe: dzikie, czy te pochodzące z uprawy, preferując zazwyczaj te pierwsze. Pytanie to, poza kulturowym aspektem, wydaje się być interesujące ze względu na jego praktyczne implikacje. W ramach pracy nad turówka leśną podjęłam również badania mające na celu uzyskanie odpowiedzi na to pytanie, porównując rośliny tej samej populacji rosnące równocześnie w swoim naturalnym siedlisku i w warunkach uprawy. Szczegółowa metodyka tych badań i ich wyniki opisane zostały w publikacji Bączek (2017). Rośliny pochodzące ze stanowiska naturalnego i z uprawy różniły 9

się wyraźnie parametrami rozwojowymi (liczbą pędów generatywnych, masą ziarniaków oraz ich ciężarem jednostkowym i zdolnością kiełkowania), masą liści (surowca) oraz zawartością kumaryny i związków fenolowych (flawonoidów i kwasów fenolowych) w liściach. Pod względem wszystkich tych cech zróżnicowanie było wyraźnie wyższe u roślin na stanowisku naturalnym niż w uprawie, przy zawartości kumaryny około 2-krotnie wyższej u roślin dziko rosnących. Mimo wyraźnie niższej zawartości tego związku w roślinach uprawianych, turówka leśna prawdopodobnie zostanie w nieodległej przyszłości wprowadzona do uprawy, przede wszystkim ze względu na rosnące zapotrzebowanie na surowiec. Możliwość uzyskania większej ilości, łatwiejszego do standaryzacji i tańszego surowca wydaje się być bardzo atrakcyjna dla przemysłu, a także dla rolników zainteresowanych jej uprawą, a nie jest to także bez znaczenia dla ochrony tej rzadkiej rośliny w jej naturalnym środowisku. W związku ze stosunkowo łatwym wegetatywnym rozmnażaniem turówki, czy to przez prosty podział jej kępek lub namnażanie w kulturach in vitro, możliwa jest także uprawa wyselekcjonowanych klonów tej rośliny o wysokiej zawartości kumaryny, co wynika także z przeprowadzonych przeze mnie badań (Bączek i in. 2014). Obecnie wiele dziko rosnących roślin leczniczych, także naszych rodzimych, pomimo ciekawego profilu chemicznego, i w dużym stopniu udokumentowanej aktywności biologicznej, nie jest wykorzystywanych w przemyśle fitofarmaceutycznym ze względu na brak surowca. Związane jest to z kurczeniem się zasobów naturalnych tych roślin. Działania związane z ich ochroną na stanowiskach naturalnych i wprowadzeniem do uprawy, są przedmiotem prac badawczych (Lipman 2009, Leaman 2001). Jestem obecnie kierownikiem jednej z takich prac (załącznik 4, II.I.2). W Polsce niektóre z tych roślin próbowano uprawiać już przed II wojną światową (Motyka i Panycz 1936). Należała do nich wiązówka bulwkowa (Filipendula vulgaris Moench., syn. F. hexapetala Gilib.), nazywana wtedy więzówką, której kwiaty i całe ziele, już wtedy były z powodzeniem sprzedawane za granicę. Zgodnie z ówczesnym opisem wskazywano, iż Dziko rośnie za rzadko, aby można ją było zbierać w dostatecznej ilości. Korzonków wykopywać z dzikich roślin bezwarunkowo nie wolno. Uprawa jest bardzo łatwa i prosta (cytat za Motyką i Panyczem 1936). Wiązówka bulwkowa była także jednym z obiektów moich badań. Jest to roślina wieloletnia, należąca do rodziny różowatych (Rosaceae), bogata w związki biologicznie aktywne, przede wszystkim fenolowe, takie jak flawonoidy, kwasy polifenolowe i garbniki (Smolarz i Sokołowska-Woźniak 2001). Ekstrakty z tej rośliny stosowane są jako środki przeciwbakteryjne, przeciwzapalne, przeciwreumatyczne, a także napotne (Šarić-Kundalić i in. 2010, Tiţă i in. 2009, Radulović i in. 2007). W ostatnich latach wiązówka bulwkowa budzi duże zainteresowanie ze względu na 10

wysoką, udokumentowaną aktywność przeciwutleniającą, a także działanie przeciwlękowe i zapobiegające niedotlenieniu mózgu (Vengerovsky i in 2011, Imbrea i in. 2010, Smirnowa i in. 2010, Maksymović i in. 2007). Jest to bylina o bogato rozbudowanych, zimujących organach podziemnych. Składają się na nie kłącza, bulwy i korzenie, dobrze wykształcone już w pierwszym roku wegetacji. W drugim roku i następnych latach tworzy ona rozetę liści odziomkowych (utrzymujących się przez cały okres wegetacji), pędy kwiatostanowe z licznymi bladoróżowymi kwiatami oraz wspomniane powyżej coraz bardziej rozrośnięte organy podziemne. W badaniach nad tą rośliną, prowadzonych w warunkach uprawy, określiłam sezonowe zmiany dotyczące przyrostu masy i gromadzenia się związków fenolowych w organach surowcowych (Bączek i in. 2012) oraz następczy wpływ cięcia pędów kwiatowych na masę liści odziomkowych i organów podziemnych zbieranych jesienią, a także zawartość w nich związków biologicznie aktywnych (Bączek i in. 2011). Szczegółowe badania wykonane zostały w drugim roku wegetacji roślin. Przy określeniu sezonowych zmian w składzie chemicznym surowców, kwiaty i liście zbierano 2-krotnie, tj. na początku i w pełni kwitnienia roślin, a organy podziemne 3-krotnie, tj. w terminach takich jak kwiaty i liście oraz późną jesienią, czyli w terminie ogólnie zalecanym dla zbioru surowców korzeniowych. Masa kwiatów i liści była zbliżona w obydwu terminach, a masa organów podziemnych rosła do jesieni. Zawartość zidentyfikowanych związków fenolowych określona została przy zastosowaniu HPLC. W kwiatach wystąpiły hiperozyd, astragalina, spireozyd, kemferol, kwercetyna, (+)-katechina i jej pochodna (-)-epikatechina, a także kwasy fenolowe: elagowy, galusowy i syryngowy. W liściach poza ww. obecne były również kwas chlorogenowy, kawowy i rozmarynowy. Flawonoidy, zarówno w kwiatach jak i liściach, wystąpiły w większych ilościach w początkowej fazie kwitnienia. Podobną zależność zaobserwowano w przypadku kwasów fenolowych. Okazało się, że kwiaty są szczególnie bogate w aktywne farmakologicznie spireozyd i hipreozyd. Ten drugi był również obecny w znacznych ilościach w liściach. W organach podziemnych wystąpiły (+)-katechina i jej pochodne, tj. (-)-epigalokatechina, (-)-galusan epigalokatechiny i (-)-epikatechina oraz kwasy elagowy i galusowy. Na ich zawartość wyraźny wpływ miała faza rozwojowa. (-)- Epigalokatechina, (-)-galusan epigalokatechiny i kwas galusowy gromadziły się w znacznie większych ilościach na początku kwitnienia roślin, a (-)-epikatechina i kwas elagowy jesienią. W pracy zbadano również następczy wpływ ścinania pędów kwiatowych (u wiązówki bulwkowej kwiaty to ważny surowiec) na rozwój liści odziomkowych i organów podziemnych (kłączy, bulw i korzeni) pozyskiwanych jesienią oraz zawartość w nich oznaczonych związków fenolowych (Bączek i in. 2011). Zabieg ten wpływał wyraźnie na 11

przyrost masy zarówno liści odziomkowych jak i organów podziemnych. Na zjawisko to zwrócili już uwagę wspomniani wcześniej Motyka i Panycz (1936). Wśród organów podziemnych najwyższą masę wykształciły bulwy (gromadzące substancje zapasowe), a najniższą korzenie. We wszystkich badanych organach podziemnych wystąpiły: (+)- katechina, (-)-epigalokatechina, (-)-galusan epigalokatechiny, (-)-epikatechina oraz kwas elagowy i galusowy, a w liściach (-)-epikatechina, kwasy: elagowy, galusowy, chlorogenowy, kawowy oraz flawonoidy, tj. hyperozyd, astragalinę, spireozyd i kemferol. Usuwanie pędów kwiatowych wpływało wyraźnie na spadek zawartości wszystkich zidentyfikowanych związków fenolowych w kłączach i bulwach. Z kolei w korzeniach zabieg ten przyczynił się do bardziej intensywnego gromadzenia (-)-epigalokatechiny, (-)-galusanu epigalokatechiny oraz kwasów elagowego i galusowego, a w liściach - kwasu galusowego i chlorogenowego. Dynamiczne zmiany w zawartości i składzie chemicznym tych związków wskazują na ich istotną rolę w rozwoju roślin. Z fizjologicznego punktu widzenia mogą być one związane z reakcją ochronną rośliny na stres wywołany czynnikami zewnętrznymi, działającymi przede wszystkim na młode, intensywnie rosnące tkanki najważniejszych organów roślinnych decydujących o jej prawidłowym funkcjonowaniu, w tym także reprodukcyjnych. Taką rolę w roślinach przypisuje się zarówno bardziej złożonym związkom fenolowym, tj. flawonoidom i garbnikom, jak i ich prekursorom takim jak kwas elagowy, galusowy i kumarowy (Agati i in. 2013, Barbehenn i Constabel 2011, Haslam 2007, Lattanzino i in. 2006). Pogląd ten znajduje wyraźne potwierdzenie w moich badaniach nad tą rośliną, w których zawartość związków fenolowych, zarówno w kwiatach jak i korzeniach była wyższa niż w innych organach podziemnych oraz w liściach. W kwiatach była ona wyraźnie wyższa w początkowej fazie ich rozwoju, kiedy organy te są bardziej wrażliwe na wpływ czynników zewnętrznych, w porównaniu z kwiatami rozwiniętymi. Z kolei w korzeniach roślin, z których ścinano kwiatostany było ich więcej niż w korzeniach roślin nie ciętych, prawdopodobnie ze względu na wpływ tego zabiegu na ogólne pobudzenie procesów wzrostowych w roślinach i co za tym idzie ich większą podatność na zewnętrzne stresory, m.in. szkodniki i choroby oraz duże wahania temperatury. Biorąc pod uwagę przedstawione w tym opracowaniu wyniki badań wydaje się, że w zależności od finalnego przeznaczenia surowca, wprowadzane do uprawy dziko rosnące rośliny lecznicze i aromatyczne, uwzględniając charakter i zakres ich zmienności, podzielić można na dwie grupy. Do pierwszej należą te, które przeznaczone są do otrzymywania przemysłowych ekstraktów z wyraźną dominacją określonej grupy związków lub wręcz jednego związku. Przykładem takiej rośliny jest turówka leśna. W drugiej wymienić można 12

gatunki, które są źródłem surowca charakteryzującego się możliwie jak najbardziej różnorodnym składem chemicznym i wynikającym z niego kompleksowym działaniem biologicznym, np. lipę drobnolistną, wiązówkę bulwkową, i gatunki z rodzaju Tanacetum. W ocenie tych dwóch grup najważniejsze wydają się być badania dotyczące określenia zakresu ich chemicznego zróżnicowania. W pierwszej grupie roślin zróżnicowania należy poszukiwać przede wszystkim w obrębie podstawowej jednostki systematycznej, czyli gatunku, tj. pomiędzy populacjami lub nawet w ich obrębie, a w drugiej grupie, poza populacjami (w tym geograficznie od siebie odległymi jak np. u lipy drobnolistnej) również w obrębie rodzaju, np. u badanych w pracy gatunków należących do rodzaju Primula i Tanacetum. Ujmując inaczej zagadnienie dotyczące wprowadzania dziko rosnących roślin leczniczych do uprawy, wydaje się, że badania nad tymi roślinami powinny być prowadzone zarówno w warunkach ich naturalnego występowania, jak i w uprawie, ze względu na komplementarność tych dwóch metod. Badania in situ umożliwiają wstępną fitosocjologiczną ocenę stanowisk naturalnych na których występują te rośliny, określenie ich liczebności oraz zróżnicowania chemicznego, głównie pomiędzy populacjami. Z kolei badania ex situ pozwalają na wyeliminowanie wpływu silnie działających na roślinę zróżnicowanych czynników środowiskowych. Tym samym umożliwiają bardziej obiektywną ocenę różnic rozwojowych, związanych z plonowaniem roślin, a także o wiele ważniejszych - różnic chemicznych wskazujących na aktywność biologiczną uzyskanych surowców. W warunkach ex situ możliwe jest poznanie dynamiki gromadzenia się związków biologicznie aktywnych w różnych organach roślinnych oraz czynników uprawowych modyfikujących zawartość tych związków. Pozwala to, już po wprowadzeniu roślin do uprawy, na prognozowanie jakości otrzymywanych z nich surowców, a nawet ich wstępną standaryzację. Wyboldowane cytowania dotyczą prac wchodzących w skład osiągniecia naukowego. Literatura: Agati G., Brunetti C., Di Ferdinando M., Ferrini F., Pollastri S., Tattini M. 2013. Functional roles of flavonoids in photoprotection: New evidence, lesson from the past. Plant Physiol Biochem 72: 35-45. Agati G., Azzarello E., Pollastri S., Tattini M. 2012. Flavonoids as antioxidants in plants: Location and functional significance. Plant Sci 196: 67-76. Aguirre-Hernández E., González-Trujano M.E., Martínez A.L., Moreno J., Kite G., Terrazas T., Soto-Hernández M. 2010. HPLC/MS analysis and anxiolytic-like effect of quercetin and kaempferol from Tilia americana var. mexicana. J Ethnopharmacol 127: 91-97. Aslam K., Nawchoo A., Bhat M.A., Ganie A.H., Aslam N. 2014. Ethnopharmacological review of genus Primula. Int J Adv Res 2(4): 29-34. Bagci E., Kursat M., Kocak A., Gur S. 2008. Composition and antimicrobial activity of the essential oils of Tanacetum balsamita L. subsp. balsamita and T. chiliophyllum (Fisch. et Mey.) Schultz Bip. var. chiliophyllum (Asteraceae) from Turkey. Jeobp 11: 476-484. Baranauskiene R., Kazernavičiute R., Pukalskiene M., Maždžieriene R., Venskutonis P.R. 2014. Agrorefinery of Tanacetum vulgare L. into valuable products and evaluation of their antioxidant properties and phytochemical composition. Ind Crops Prod 60: 113-122. 13

Barbehenn R.V., Constabel P.C. 2011. Tannins in plant-herbivore interactions. Phytochem 72(13): 1551-65. Başer K.H.C., Demirci B., Tabanca N., Ozek T., Goren N. 2001. Composition of the essential oils of Tanacetum armenum (DC.) Schultz Bip., T. balsamita L., T. chiliophyllum (Fisch. & Mey.) Schultz Bip. var. chiliophyllum and T. haradjani (Rech. fil.) Grierson and the enantiomeric distribution of camphor and carvone. Flavour Fragr J 16(3): 195-200. Basso F., Pisante M., Basso B. 1998. Agronomical aspects of official plant cultivation. Phytother Res 12: 131-134. Benedec D., Filip L., Vlase L., Bele C., Sevastre B., Raita O., Olah N.K., Hanganu D. 2016. In vitro study of antioxidant activity and phenolic content of Chrysanthemum balsamita varieties. Pak J Pharm Sci 29(4): 1359-1364. Berezina E.V., Brilkina A.A., Veselov A.P. 2017. Content pf phenolic compounds, ascorbic acid, and photosynthetic pigments in Vaccinium macrocarpon Ait. dependent on seasonal plant development stage and age (the example of introduction in Russia). Scientia Hort 218: 139-146. Bernal M., Liorens L., Julkunen-Tiitto R., Badosa J., Verdaguer D. 2013. Altitudinal and seasonal changes of phenolic compounds in Buxus sempervirens leaves and cuticles. Plant Physiol Biochem 70: 471-482. Biesiada A., Kucharska A., Sokół-Łętowska A., Kuś A. 2010. Effect of the age of plantation and harvest term on chemical composition and antioxidant activity of stinging nettle (Urtica dioica L.). Ecol Chem Eng A 17(9): 1061-1067. Blum-Silva C.H., Chaves V.C., Schenkel E.P., Coelho G.C., Reginatto F.H. 2015. The influence of leaf age on methylxanthines, total phenolic content, and free radical scavenging capacity of Ilex paraguariensis aqueous extracts. Braz J Pharmacog 25: 1-6. Bylaitė E., Venskutonis R., Roozen P., Posthumus M.A. 2000. Composition of essential oil of costmary (Balsamita major (L.) Desf.) at different growth phases. J Agric Food Chem 48(6): 2409-2414. Canter P.H., Thomas H., Ernst E. 2005. Bringing medicinal plants into cultivation: opportunities and challenges for biotechnology. Trends Biotechnol 23(4): 180-185. Cavaliere C. 2009. The effects of climate change on medicinal and aromatic plants. Herbal Gram 81: 44-57. Cheynier V., Comte G., Davies K.M., Lattanzio V., Martens S. 2013. Plant phenolics: Recent advances on their biosynthesis, genetics, and ecophysiology. Plant Physiol Biochem 72: 1-20. Cheynier V. 2012. Phenolic compounds: from plants to foods. Phytochem Rev 11: 153-177. Chua L.S. 2013. A review on plant-based rutin extraction methods and its pharmacological activities. J Ethnopharmacol 150(3): 805-817. Çirak C., Radusiene J., Camas N., Caliskan O., Odabas M.S. 2013. Changes in the contents of main secondary metabolites in two Turkish Hypericum species during plant development. Pharm Biol 51(3):391-399. Crozier A., Jaganath I.B., Clifford M.N. 2006. Phenols, Polyphenols and Tannins: An Overview. W: Crozier A., Clifford M.N., Ashihara H. (red.). Plant Secondary Metabolites. Occurrence, Structure and Role in the Human Diet. Blackwell Publishing. EMA (European Medicines Agency). 2012a. Assessment report on Primula veris L. and/or Primula elatior (L.) Hill, flos. EMA/HMPC/136583/2012. EMA (European Medicines Agency). 2012b. Assessment report on Primula veris L. and/or Primula elatior (L.) Hill, radix. EMA/HMPC/113577/2012. European Directive on Traditional Herbal Medicinal Products. 2004. 2004/24/EC Farmakopea Polska X. 2014. Polskie Towarzystwo Farmaceutyczne. Urząd Rejestracji Produktów Leczniczych, Wyrobów Medycznych i Produktów Biobójczych. Warszawa. Förster N., Ulrichs C., Zander M., Katzel R., Mewis I. 2010. Factor influencing the variability of antioxidative phenolic glycosides in Salix species. J Agric Food Chem 58(14): 8205-8210. Fraisse D., Felgines C., Texier O., Lamaison J.L. 2011. Caffeoyl derivatives: Major antioxidant compounds of some wild herbs of the Asteraceae family. Food Nutr Sci 02(03): 181-192. Hamilton A.C. 2004. Medicinal plants, conservation and livelihoods. Biodivers Conserv 13: 1477-1517. Haslam E. 2007. Vegetable tannins Lessons of a phytochemical lifetime. Phytochem 68(22-24): 2713-2721. Hassanpouraghdam M.B., Tabatabaie S.J., Nazemiyeh H., Vojodi L., Aazami M.A. 2009. Volatile oil constituents of alecost (Tanacetum balsamita L. ssp. balsamitoides (Schultz-Bip.) growing wild in North West of Iran. Herba Pol 55(1): 53-59. Herrera-Ruiz M., Román-Ramos R., Zamilpa A., Tortoriello J., Jiménez-Ferrer J.E. 2008. Flavonoids from Tilia americana with anxiolytic activity in plus-maze test. J Ethnopharmacol 118: 312-317. Huang W-Y., Cai Y-Z., Zhang Y. 2010. Natural phenolic compounds from medicinal herbs and dietary plants: potential use for cancer prevention. Nutr Cancer 62(1): 1-20. Imbrea I.M., Butnariu M., Nicolin. A.L., Imbrea F. 2010. Determining antioxidant capacity of extracts of Filipendula vulgaris Moench from south-western Romania. J Food Agric Environ 8(3-4): 111-116. Judzentiene A., Mockute D. 2005. The inflorescence and leaf essential oils of Tanacetum vulgare L. var. vulgare growing wild in Lithuania. Biochem Syst Ecol 33(5): 487-498. 14

Jürgenson S., Matto V., Raal A. 2012. Vegetational variation of phenolic compounds in Epilobium angustifolium. Nat Prod Res 26(20): 1951-1953. Karlová K. 2006. Accumulation of flavonoid compounds in flowering shoots of Achillea collina Becker ex. Rchb. alba during flower development. Hort Sci 33(4): 158-162. Keskitalo M., Pehu E., Simon J.E. 2001. Variation in volatile compounds from tansy (Tanacetum vulgare L.) related to genetic and morphological differences of genotypes. Biochem Syst Ecol 29(3): 267-285. Kim S.-J., Um J.-Y., Hong S.-H., Lee J.-Y. 2011. Anti-inflammatory activity of hyperoside through the suppression of nuclear factor-κb activation in mouse peritoneal macrophages. Am J Chin Med 39(1): 171-181. Kołodziej B., Sugier D. 2013. Influence of plants age on the chemical composition of roseroot (Rhodiola rosea L.). Acta Sci Pol, Hortorum Cultus 12(3): 147-160. Kostadinović L., Ružičič L., Dozet G., Cvijanović. 2013. Sustainable agricultural production of medicinal herbs. Agric Forestry 59(3): 193-205. Lattanzino V., Lattanzino V.M.T., Cardinali A. 2006. Role of phenolics in the resistance mechanisms of plants against funal pathogens and insects. W: Imperato F. (red.). Phytochemistry: Advances in Research. Research Signpost, Kerala, India. Lawrence B.M. 2000. Progress in essential oils: tansy oil. Perfum Flavour 25: 33-47. Leaman D.L. 2001. Conservation, trade, sustainability and exploitation of medicinal plant species. W: Saxena P.K. (red.). Development of Plant-Based Medicines: Conservation, Efficacy and Safety. Kluwer Academic Publishers. Lin D., Xiao M., Zhao J., Li Z., Xing B., Li X., Kong M., Li L. Zhang Q., Liu Y., Chen H., Qin W., Wu H., Chen S. 2016. An overview of plant phenolic compounds and their importance in human nutrition and management of type 2 diabetes. Molecules 21: 1374. Lipman D.J. 2009. Report of a Working Group on Medicinal and Aromatic Plants. Biodiversity International, Rome, Italy. Loscalzo L.M., Wasowski C., Marder M. 2009. Neuroactive flavonoid glycosides from Tilia petiolaris DC. extracts. Phytother Res 23(10): 1453-1457. Lubbe A., Verpoorte R. 2011. Cultivation of medicinal and aromatic plants for specialty industrial materials. Ind Crops Prod 32: 785-801. Maksimović Z., Petrović S., Pavlović M., Kovačević N., Kukić J. 2007. Antioxidant activity Filipendula hexapetala flowers. Fitoterapia 78: 265-267. Manosroi A., Jantrawut P., Ogihara E., Yamamoto A., Fukatsu M., Yasukawa K., Tokuda H., Suzuki N., Manosroi J., Akihisa T. 2013. Biological activities of phenolic compounds and triterpenoids from the galls of Terminalia chebula. Chem Biodivers 10(8): 1448-1463. Marculescu A., Hanganu D., Kinga O.N. 2001. Qualitative and quantitative determination of the caffeic acid and chlorogenic acid from three chemovarieties of Chrysanthemum balsamita. Roum Biotechnol Lett 6(6): 477-484. Marrassini C., Anesini C., Ferraro G. 2011. HPLC Fingerprint of a flower extract of Tilia viridis and correlation with antiproliferative and antioxidant activity. Phytother Res 25: 1466-1471. Máthé Á. 2011. A new look at medicinal and aromatic plants. Acta Hort 925: 13-19. Matsuda H., Ninomiya K., Shimoda H, Yoshikawa M. 2002. Hepatoprotective principles from the flowers of Tilia argentea (linden): structure requirements of tiliroside and mechanisms of action. Bioorganic Med Chem 10: 707-712. Mert C., Barut E., Ipek A. 2013. Quantitative seasonal changes in the leaf phenolic content related to the alternate bearing patterns of olive (Olea europaea L. cv. Gemlik). J Agr Sci Tech 15: 995-1006. Mirek Z., Piękoś-Mirkowa H., Zając A., Zając M. 2002. Flowering plants and pteridophytes of Poland. A checklist. W. Szafer Institute of Botany. PAN. Kraków. Motyka J., Panycz T. 1936. Rośliny lecznicze i przemysłowe w Polsce. Opis, uprawa zbiór, handel. Książnica Atlas, S. A. Zjednoczone Zakłady Kartograficzne i Wydawnicze T. N. S. W. Lwów-Warszawa. Mureşan M.L., Benedec D., Vlase L., Oprean R., Toiu A., Oniga I. 2015. Screening of polyphenolic compounds, antioxidant and antimicrobial properties of Tanacetum vulgare from Transylvania. Stud U Babes Biol Che 60(1): 127-138. Nickavar B., Amin B.G., Mehregan B.N. 2003. Quercetine, a major flavonol aglycon from Tanacetum balsamita L. Iranian J Pharm Res 2: 249-250. Nilsson M.C., Gallet C., Wallstedt A. 1998. Temporal variability of phenolics and batatasin-iii in Empetrum hermaphroditum leaves over an eight-year period: interpretations of ecological function. Oikos 81: 6-16. Nowak R. 2003. Separation and quantification of tiliroside from plant extracts by SPE/RP-HPLC. Pharm Biology 41(8): 627-630. 15

Pérez-Ortega G., Guevara-Fefer P., Chávez M., Herrera J., Martínez A., Martínez A.L., González-Trujano M.E. 2008. Sedative and anxiolytic efficacy of Tilia americana var. mexicana inflorescences used traditionally by communities of State of Michoacán, Mexico. J Ethnopharmacol 116: 461-468. Pinhatti A.V., de Matos Nunes J., Maurmann N., Rosa L.M.G., von Poser G.L., Rech S.B. 2010. Phenolic compounds accumulation in Hypericum ternum propagated in vitro and during plant development acclimatization. Acta Physiol Plant 32(4): 675-681. Pukalskas A., Venskutonis P.R., Dijkgraaf I., Beek T.A. 2010. Isolation, identification and activity of natural antioxidants from costmary (Chrysanthemum balsamita) cultivated in Lithuania. Food Chem 122(3): 804-811. Radulović N., Mišić M., Aleksić J., Doković D., Stojanović G. 2007. Antimicrobial synergism and antagonism of salicylaldehyde in Filipendula vulgaris essential oil. Fitoterapia 78: 565-570. Rapinski M., Liu R., Saleem A., Arnason JT., Cuerrier A. 2014. Environmental trends in the variation of biologically active phenolic compounds in Labrador tea, Rhododendron groenlandicum, from northern Quebec, Canada. Botany 92: 783-794. Rashid S., Rather M.A., Shah W.A., Bhat B.A. 2013. Chemical composition, antimicrobial, cytotoxic and antioxidant activities of the essential oil of Artemisia indica Willd. Food Chem 138: 693-700. Rohloff J., Mordal R., Dragland S. 2004. Chemotypical variation of tansy (Tanacetum vulgare L.) from 40 different locations in Norway. J Agric Food Chem 52(6): 1742-1748. Rozporządzenie Ministra Środowiska z dn. 9 października 2014 r. w sprawie ochrony gatunkowej roślin (Dz. U. z 2014 r. poz. 1409). Salgueiro L., Martins AP., Correia H. 2010. Raw materials: the importance of quality and safety. A review. Flavour Fr J 25: 253-271. Sałata A., Buczkowska H., Lopez Galarza S.V., Moreno-Ramon H. 2015. The polyphenolic compounds content of a cardoon herb depending on length of the vegetation period. Acta Sci Pol, Hortorum Cultus 4(4): 155-167. Šarić-Kundalić B., Dobeš Ch., Klatte-Asselmeyer V., Saukel J. 2010. Ethnobotanical study on medicinal use of wild and cultivated plants in middle, south and west Bosnia and Herzegovina. J Ethnopharmacol 131: 33-55. Saxena M., Saxena J., Nema R., Singh D., Gupta A. 2013. Phytohemistry of medicinal plants. J Pharmacogn Phytochem 1(6): 168-182. Schmidt B.M., Ribnicky D.M., Lipsky P.E., Raskin I. 2007. Revisiting the ancient concept of botanical therapeutics. Nat Chem Biol 3: 360-366. Selmar D., Kleinwächter M. 2013. Influencing the product quality by deliberately applying drought stress during the cultivation of medicinal plants. Ind Crops Prod 42: 558-566. Shekarchi M., Hajimehdipoorb H., Khanavid M., Roostaied A. 2012. The effects of plant age and harvesting time on chicoric and caftaric acids content of E. purpurea (L.) Moench. Iran J Pharm Sci 8(3): 203-208. Shippmann U., Leaman D. 2006. A Comparison of Cultivation and Wild Collection of Medicinal and Aromatic Plants Under Sustainability Aspects. W: Bogers R.J., Craker R.E (red.). Medicinal and Aromatic Plants. Springer, Dordrecht, the Netherlands. Shippmann U., Leaman D., Cunningham A.B. 2002. Impact of cultivation and gathering of medicinal plants on biodiversity: global trends and issues. FAO Corporate Document Repository. Biodiversity and the Ecosystem Approach in Agriculture, Forestry and Fisheries. Skrzypczak-Pietraszek E., Pietraszek J. 2012. Chemical profile and seasonal variation of phenolic acid content in bastard balm (Melittis melissophyllum L., Lamiaceae). J Pharm Biomed Anal 66: 154-161. Smirnova G.V., Vysochina G.I., Muzyka N.G., Samoylova Z.Y., Kukushkina T.A., Oktyabrsky O.N. 2010. Evaluation of antioxidant properties of medicinal plants using microbial test systems. World J Microb Biot 26(12): 2269-2276. Smolarz H.D., Sokołowska-Woźniak A. 2001. Aktywność farmakologiczna wyciągów z Filipendula ulmaria i Filipendula hexapetala. Postępy Fitoterapii 4: 12-15. Stojković M.B., Mitic S.S., Jovana L.J., Pavlović J.L., Stojanovic B.T., Paunović D.D. 2014. Antioxidant potential of Tanacetum vulgare L. extracts. Biol Nyssana 5(1): 47-51. Strumiłło J., Gerszon J., Rodacka A. 2015. Charakterystyka związków fenolowych pochodzenia naturalnego ze szczególnym uwzględnieniem ich roli w prewencji chorób neurodegeneracyjnych. W: Gwoździński K. (red.). Bory Tucholskie i Inne Obszary Leśne. Ochrona i Monitoring. Wydawnictwo Uniwersytetu Łódzkiego. Tálos-Nebehaj E., Hofmann T., Albert L. 2017. Seasonal changes of natural antioxidant content in the leaves of Hungarian forest trees. Ind Crops Prod 98: 53-59. Tiţă I., Mogoşanu G.D., Tiţă M.G. 2009. Ethnobotanical inventory of medicinal plants from the South-West Romania. Farmacia 57(2): 141-156. Wahba H.B., Sarhan A.Z., Salama A.B., Saraf-Eldin M.A., Gad H.M. 2017. Effect of seasonal variation on the growth and chemical composition of Cynara cardunculus L. plants. J Mater Environ Sci 8(1): 318-323. 16