Kosm os PROBLEMY NAU KIbIOI^GICZNYCH Tom 46, 1997 Numer 4 (237) Strony 555-562 Polskie Tow arzystw o P rzyrod n ik ów im. K op ern ik a R e n a t a D ą b r o w s k a, A n t o n i W r z o s e k Zakład. Biochemii Mięśni Instytut Biologii Doświadczalnej im. M. Nenckiego PAN Pasteura 3, 02-093 Warszawa E-mail: renata@nencki.gov.pl MOLEKULARNE PODSTAWY KONTROLI SKURCZU MIĘŚNI PRZEZ JONY WAPNIA WSTĘP Włókna różnych typów mięśni charakteryzują się bardziej (mięśnie prążkowane) lub mniej (mięśnie gładkie) zorganizowaną siecią filamentów tworzonych przez polimery białek, aktyny i miozyny (D ĄBRO W SKA 1987). Siła w mięśniach jest generowana dzięki sprzężonemu z hydrolizą A T P, cyklicznemu tworzeniu słabo i silnie związanych mostków między globularnymi fragmentami cząsteczek miozyny (zwanymi główkami), wysuniętymi na zewnątrz filamentów miozynowych, i filamentami aktynowymi (H U X LE Y 1969, TAYLO R 1992). Oddziaływanie aktyny z miozyną in vivo określa poziom wolnych jonów wapnia w sarkoplazmie; w stężeniu 10-10 M Ca białka te nie oddziałują ze sobą, a stężenie 10-10 M pobudza ich oddziaływanie, powodując przejście od stanu rozkurczu do stanu skurczu mięśni (EBASHI i END O 1968). Tak małe zmiany stężenia wolnych jonów wapnia, kontrolujące cykl skurczowo-rozkurczowy mięśni sprawiają, że poziom tych jonów w sarkoplazmie wymaga precyzyjnego mechanizmu regulacji, tym bardziej, że całkowite stężenie wapnia w komórce jest kilku milimolowe. REGULACJA WEWNĄTRZKOMÓRKOWEGO STĘŻENIA JONÓW WAPNIA W KOMÓRCE MIĘŚNIOWEJ Jony wapnia, aktywujące skurcz mięśni, pochodzą z przestrzeni pozakomórkowej lub z wewnętrznego magazynu Ca siateczki sarkoplazmatycznej. W zależności od typu mięśni wykorzystanie poszczególnych dróg napływu jonów wapnia do sarkoplazmy jest różne. Rysunek 1 przedstawia w schematyczny sposób główne drogi napływu jonów wapnia do sarkoplazmy komórek mięśni szkieletowych (A), sercowego (B) i mięśni gładkich (C). Spośród dotychczas poznanych kanałów wapniowych sarkolemmy, zależnych od potencjału błonowego, w komórkach wszystkich typów mięśni zidentyfikowano kanały klasy L (ang. long lasting) i T (ang. transient). Kanały klasy L mięśni szkieletowych stanowią główny szlak napływu jonów wapnia do wnętrza komórki i są najlepiej poznane (MCDONALD i współaut. 1994, GLOSSMANN i STRIESSING 1990). Zbudowane są one z pięciu podjednostek oą, oc2, P, Y i 8, o masach cząsteczkowych odpowiednio 155-200 kda, 130-150 kda, 52-65 kda, 30-33 kda i 24-33 kda (Ste a i współaut. 1995). Podjednostka oą wykazuje wszystkie cechy kanału wapniowego, pozostałe podjednostki, z wyjątkiem podjednostki (3, są białkami błonowymi i pełnią funkcje regulatorowe. Działanie kanału modulowane jest ponadto przez fosforylację podjednostki oą, katalizowaną przez kinazy zależne od camp i cgmp oraz kinazę białkową C (XIONG I SPERELAKIS 1995), a także przez wiązanie z podjednostką oą inhibitorów, takich jak dihydropiridyna (DHP). W mięśniach szkieletowych depolaryzacja sarkolemmy, indukująca zmiany konformacyjne kanału L, powoduje otwarcie kanału znajdującego się w siateczce sarkoplazmatycznej, określanego jako receptor rianodynowy (RyR) (DULHUNTY 1992). Poznane izoformy RyR tworzą rodzinę białek charakterystycznych dla poszczególnych typów mięśni, występujących w postaci homotetramerów o masie podjednostek 500-600 kda (FUTATSUGI i współaut. 1995). Wypływ jonów wapnia z cy-
556 R e n a t a Dą b r o w s k a, A n t o n i W r z o s e k CICR agonista Rys. 1. Schemat ilustrujący główne drogi napływu wolnych jonów wapnia do komórek mięśni szkieletowych (A), mięśni sercowych (B), mięśni gładkich (C) oraz ich usuwania (D) (wg Bersa 1991, zmodyfikowany). VD zależne od potencjału błonowego uwalnianie jonów wapnia, V-R D kanał wapniowy otwierany przez potencjał lub regulowany wiązaniem ligandu do receptora (voltage or receptor gated Ca2+ channel), CICR pobudzany jonami wapnia wypływ wapnia, RyR receptor rianodynowy, IP3 inozytolo-l,4,5-trisfosforan, PIP2 fosfatydyloinozytolo- 4,5-bisfosforan, DAG 1,2-diacylglicerol, PLC fosfolipaza C, PKC kinaza białkowa C, CR-Ca kalretikulina, CSQ- Ca kalsekwestryna. stern terminalnych siateczki sarkoplazmatycznej nie jest jednak regulowany napływem jonów wapnia z przestrzeni pozakomórkowej, ale oddziaływaniem RyR siateczki z receptorem DHP podjednostki oą kanału L w kanalikach poprzecznych sarkolemmy (BERS 1991) (rys. 1A). Obydwie te struktury błonowe łączy triadyna, glikoproteina o masie cząsteczkowej 95 kda (FLUCHER i współaut. 1993, KNUDSON i współaut. 1993). W mięśniu sercowym zmiany konformacyjne kanału L, wywołane depolaryzacją sarkolemmy, nie są bezpośrednio przenoszone na kanał RyR siateczki sarkoplazmatycznej. Niewielka ilość jonów wapnia wpływa do sarkoplazmy przez kanał L, powodując aktywację RyR i wypływ jonów wapnia z siateczki sarkoplazmatycznej w procesie zwanym pobudzeniem jonami wapnia wypływu wapnia (CICR, ang. calcium induced calcium release) (TANA- BE i współaut. 1990) (rys. IB). W mięśniach gładkich napływ jonów wapnia do sarkoplazmy odbywa się również przez kanały L zależne od potencjału błonowego, za pomocą mechanizmu CICR oraz przez kanały niezależne od potencjału błonowego, których przykładem jest kanał zależny od ATP. Jednakże jony wapnia napływające przez te kanały tylko w nieznacznym stopniu uczestniczą w pobudzeniu skurczu mięśni gładkich. Podstawową rolę w tym procesie odgrywają jony wapnia, które są uwalniane z siateczki sarkoplazmatycznej przez inozytolo-l,4,5-trisfosforan (IP3), wytwarzany w kaskadzie reakcji zapoczątkowanej wiązaniem agonisty ze specyficznym receptorem błonowym, a następnie aktywacją fosfolipazy C poprzez białko G i hydrolizą fosfatydyloinozytolo-4,5-bisfosforanu (PIP2) (HORO WITZ i współaut. 1996) (rys. 1C). W procesie tym obok IP3 powstaje 1,2-diacylglycerol, który bierze udział w aktywacji kinazy C. Receptor IP3 siateczki sarkoplazmatycznej jest białkiem o masie monomeru 310 kda występującym, podobnie jak receptor RyR, w postaci homotetrameru. Indukowany IP3 mechanizm uwalniania jonów wapnia do sarkoplazmy odgrywa również pewną rolę w mięśniu sercowym (KIJI- MA i współaut. 1993), nie odgrywa natomiast znaczącej roli w pobudzaniu skurczu mięśni szkieletowych (SOMLYO i SOMLYO 1994).
Molekularne podstawy kontroli skurczu mięśni 557 Kanał wapniowy T występuje we wszystkich typach mięśni i jest odpowiedzialny za spontaniczną aktywację potencjału czynnościowego. Czas jego otwarcia jest bardzo krótki. Kanał ulega znacznie szybszej aktywacji i inaktywacji w porównaniu z kanałami typu L (McDonald i współaut. 1994). W mięśniach gładkich i sercowym występują też kanały wapniowe aktywowane poprzez mechaniczne naprężenie mięśni (ang. stretch activated calcium channels) (We lle n e r i Isenberg 1994, SADOSHIMA i IZUMO 1997). W mięśniu sercowym aktywacja kanałów zależnych od naprężenia prowadzi do hypertrofii oraz zmiany fenotypu mięśnia. Za obniżenie stężenia jonów wapnia w sarkoplazmie, prowadzące do rozkurczu mięśni, są odpowiedzialne pompy wapniowe, znajdujące siq zarówno w sarkolemmie, jak i w błonach siateczki sarkoplazmatyczne oraz wymieniacz sód/wapń (Na /Ca ) występujący w sarkolemmie (rys. ID). Aktywny transport do wnętrza siateczki sarkoplazmatycznej odbywa się z udziałem zależnej od jonów magnezu Ca +-ATPazy, wykorzystującej energię powstającą z hydrolizy ATP do pompowania jonów wapnia, wbrew gradientowi stężeń tego kationu. Enzym ten, o masie cząsteczkowej 110 kda, odznacza się wysokim powinowactwem do jonów wapnia (Km = 0,5 pm) oraz dużą szybkością maksymalną (PIKUŁA 1997). Występujące w mięśniach gładkch i sercowym izoformy ATPaz w przeciwieństwie do izoform mięśni szkieletowych, podlegają specyficznej regulacji przez niskocząsteczkowe białko, fosfolamban (6 kda), które w błonie występuje w postaci pentameru. Fosfolamban nieufosfoiylowany hamuje aktywność Ca -ATPazy, jego fosforylacja przy udziale kinaz zależnych od camp i Ca2+/kalmoduliny znosi ten efekt (COLYER 1993). Ca -ATPazy występujące w sarkolemmie (o masie 140 kda), charakteryzuje wysokie powinowactwo do jonów wapnia (Km = 0,5 pm) i niska zdolność transportowa tych jonów. Enzymy te podlegają złożonym procesom regulacji poprzez oddziaływanie z kalmoduliną, kwaśnymi fosfolipidami, fosfoiylację domeny regulatorowej przy udziale kinazy C oraz usuwanie domeny inhibitorowej przez kalpainy (MONTE- ITH i ROUFOGALIS 1995, CARAFOLI 1994). W y kazano, że ATPaza zlokalizowana w sarkolemmie w czasie rozkurczu mięśni wypompowuje na zewnątrz komórki tylko 1 % całej puli jonów wapnia (NEGRETTI i współaut. 1993). Ważną rolę w utrzymywaniu homeostazy jonów wapnia w komórkach mięśniowych w czasie cyklu skurczowo-rozkurczowego odgrywa wymieniacz Na /Ca usytuowany w sarkolemmie. Transportuje on przez błonę 3 jony sodu, a w kierunku przeciwnym 1 jon wapnia. Sprawia to, że transport jonów przez wymieniacz Na /Ca jest elektrogenny, a jego kierunek zależy od potencjału błonowego (CRESPO i współaut. 1990). Wymieniacz ten o masie cząsteczkowej 120 kda składa się z 11 domen transbłonowych i występuje w postaci trzech form polimorficznych (NlCOLL i współaut. 1996). Jego działanie jest pośrednio modulowane przez Na /K -ATPazę sarkolemmy, która reguluje stężenie jonów sodu i potasu w sarkoplazmie (MORGAN i BLINKS 1982). + 2+ Oprócz wymieniacza Na /Ca homeostazę wapniową w komórkach mięśniowych utrzymują białka wiążące jony wapnia. W mięśniach szkieletowych taką rolę spełniają parwalbuminy, przyspieszające rozkurcz tych mięśni (RALL 1996). W czasie rozkurczu wapń zmagazynowany w cysternach siateczki sarkoplazmatycznej jest związany w mięśniach szkieletowych i sercowym z kalsekwestiyną, białkiem o masie 57 kda (Th arin i współaut. 1996), a w mięśniach gładkich głównie z kalretikuliną o masie 46 kda (Mich alak i współaut. 1992). Białka te mają wysoką pojemność i niską stałą wiązania jonów wapnia, charakterystyczną dla białek buforowych (kalsekwestiyna 50 moli, a kalretikulina 20-25 moli na mol białka). MOLEKULARNE MECHANIZMY KONTROLI SKURCZU MIĘŚNI PRZEZ JONY WAPNIA Sensorami wewnątrzkomórkowego stężenia jonów wapnia w komórce mięśniowej są białka, w cząsteczkach których występuje charakterystyczny, czerokrotnie powtórzony motyw strukturalny helisa-pętla-helisa, zwany motywem EF-hand, służący wiązaniu tych jonów (NAKAYAMA i KRETSINGER 1994). W mięśniach gładkich kręgowców i wielu bezkręgowców jest to kalmodulina, w mięśniach prążkowanych mięczaków istotny łańcuch lekki miozyny, a w mięśniach szkieletowych i sercowym kręgowców i niektórych bezkręgowców troponina C (DĄBROW SKA 1996). We wszystkich tych białkach pary motywów strukturalnych EF-hand tworzą globularne domeny mające wspólny hydrofobowy rdzeń. Dwie globularne domeny łączy długi odcinek a-helikalny. Nie wszystkie cztery motywy EF-hand
558 Renata Dąb ro w ska, A ntoni W rzosek mają funkcjonalnie sprawne miejsca wiązania jonów wapnia: w istotnym lekkim łańcuchu znajduje się tylko jedno miejsce wiązania, a w troponinie C znaczenie funkcjonalne mają dwa miejsca wiązania jonów wapnia usytuowane w domenie N-końcowej. Pozostałe motywy EF-hand bądź utraciły zdolność wiązania jonów wapnia na skutek delecji lub zastąpień aminokwasowych, bądź wykazują niską specyficzność wobec jonów wapnia i mają tylko znaczenie strukturalne. Mechanizm aktywacji białek generujących skurcz po związaniu jonów wapnia przez każde z omawianych białek sensorycznych jest inny. W mięśniach gładkich i mięśniach mięczaków regulacja skurczu jest związana z modyfikacją główki miozynowej, a w mięśniach szkieletowych i sercowym ze zmianami konformacyjnymi białek związanych z filamentem aktynowym. Ten ostatni mechanizm regulacji został najlepiej scharakteryzowany ze względu na najdłuższą historię badań. Znaczny postęp uzyskano szczególnie w ciągu ostatnich kilku lat, dzięki trójwymiarowej rekonstrukcji struktury filamentów aktynowych związanych z białkami regulującymi metodą dyfrakcji optycznej obrazów mikroskopowych (LEH M AN i współaut. 1994, 1995), poznaniu metodą analizy rentgenowskiej kryształów struktury aktyny (KABSCH i współaut. 1990), troponiny C (HERZBERG i J A MES 1988) i tropomiozyny (W HITBY i współaut. 1992), a także dzięki punktowym mutacjom składników kompleksu troponinowego (FARAH i REINACH 1995). Organizację filamentu aktynowego i białek z nim związanych w mięśniach szkieletowych i sercowym ilustruje rysunek 2. W rowkach podwójnej helisy polimerów aktynowych znajdują się liniowe polimery dimerów tropomiozynowych i przyłączone do nich z okresowością 38 nm cząsteczki troponiny. W ten sposób 1 cząsteczka troponiny przypada na 1 dimer tropomiozyny i 7 monomerów aktyny. Troponina składa się z trzech podjednostek o różnej strukturze i funkcji: wspomnianej już troponiny C sensora jonów wapnia, troponiny I, wiążącej się z kompleksem aktyna-tropomiozyna i hamującej aktywność ATPazy aktomiozynowej, i troponiny T, wiążącej kompleks troponinowy z cząsteczką tropomiozyny (EBASHI 1974). Kompleks troponiny ma kształt wydłużony, w którym troponina I i troponina C tworzą część globularną, a troponina T część pałeczkowatą. Według aktualnych poglądów mechanizm kontroli wapniowej cyklu skurczowo-rozkurczowego mięśni szkieletowych i sercowego jest następujący. W niskim, submikromolowym stężeniu jonów wapnia, miejsca ich specyficznego wiązania o niskim powinowactwie (Kca = 3 x 10 M ) w N-końcowej domenie troponiny C nie są wysycone, podczas gdy miejsca o wysokim powinowactwie (Kca = 2 x 10 M ), niespecyficzne wobec wapnia, usytuowane w C-końcowej domenie białka, wysycone są jonami magnezu (KMg = 2 x 10 M ) ( G r a b a r e k i współaut. 1992, FARAH i REINACH 1995). W tych warunkach N-końcowy region troponiny I jest związany z C-końcową domeną troponiny C, a C-końcowe rejony troponiny I wiążą się z kompleksem aktyna-tropomiozyna, utrzymując tropomiozynę w pozycji zasłaniającej miejsca wiązania aktyny z główką miozynową (H ASEL- G r o y e 1972, L e h m a n i współaut. 1994). Ak Rys. 2. S ch em at p ok azu jący u sytu ow an ie b iałek regu lu jących sk u rcz m ięśn i szk ieletow ych i sercow ych, troponiny i tropom iozyny, na filam encie aktynow ym oraz głów ki m iozynow e w ysu n ięte n a zew n ątrz filam entu m iozyn ow ego i tw orzące m ostki m iędzy filam entam i. A aktyna; TM tropomiozyna; TnI, TnC i TnT składniki troponiny: troponina I, C i T; S -l subfragment 1 mio- zyny (główka miozynową); RLC, regulujący i ELC, istotny łańcuch lekki miozyny.
Molekularne podstawy kontroli skurczu mięśni 559 plazmie (do mikromolowego) powoduje ich związanie z miejscami o słabym powinowactwie w domenie końca N troponiny C, wynikiem czego jest przesunięcie wzgledem siebie odcinków helikalnych białka i otwarcie hydrofobowej kieszeni (GANGE i współaut. 1994) (rys. 3). tywność ATPazy aktomiozynowej jest wówczas bardzo niska, charakterystyczna dla stanu rozkurczu rżących słabo związane mostki między podjednostkami aktyny i główkami miozynowymi. mięśni (McKlLLOP i GEEVES 1993). 5. Dalszy obrót tropomiozyny (o około 5 ), Kolejność reakcji prowadzących do skurczu mięśni prążkowanych jest następująca. wymuszony w sposób kooperatywny przez główki miozynowe przyłączone do podjedno- 1. Wzrost stężenia jonów wapnia w sarko- stek aktynowych pozwala na wytworzenie silnie związanych mostków, zdolnych do szybkiej hydrolizy ATP i generacji siły (HOLMES 1995, LEHRER 1994). Przedstawiony schemat kaskady reakcji indukowanych przez jony wapnia, prowadzący do aktywacji skurczu mięśni prążkowanych, R ys. 3. Z m ia n y k on form acyjn e w cząsteczce trop on in y C pod w p ływ em jo n ó w w a p n ia i in d u k ow an e w ią zan iem jo n ó w w a p n ia zm ia n y w oddziaływ an iu trop on in y C z trop on in ą I. TnC troponiną C, Tn I troponiną I. 2. Z hydrofobowymi resztami wiąże się fragment C-końcowy oraz fragment wiążący aktynę i hamujący ATPazę aktomiozynową troponiny I (rys. 3). 3. Wzmocnienie w ten sposób wiązania między troponiną C i troponiną I (wzrost stałej wiązania o trzy rzędy wielkości) powoduje przerwanie połączenia troponiny I z kompleksem aktyna-tropomiozyna, pozostawiąjąc troponinę związaną z filamentem aktynowym wyłącznie poprzez wiązanie troponiny T z tropomiozyną. 4. Te przegrupowania w kompleksie troponinowym pociągają za sobą obrót polimerów tropomiozynowych wokół osi filamentu aktynowego o około 25 i odsłonięcie miejsc twojest znacznie uproszczony i opisuje tylko zmiany w oddziaływaniu białek, mających kluczowe znaczenie dla tego kooperatywnego procesu. Mnogość form polimorficznych białek regulujących, charakterystycznych dla mięśni szkieletowych wolnych i szybkich, a także mięśni sercowych, nie ma znaczenia dla mechanizmu regulacji, ale może modyfikować wrażliwość aktywności ATPazy aktomiozynowej na jony wapnia. Tak się dzieje w przypadku mięśnia sercowego, którego troponiną I i troponin a T są fosfoproteinami (TOBACMAN 1996). Fosforylacji troponiny I pod wpływem stymulacji receptorów p-adrenergicznych towarzyszy spadek wrażliwości ATPazy aktomiozynowej na jo ny wapnia. Jest to skutek zdolności ufosfory-
560 Renata Dąb ro w ska, A ntoni W rzosek lowanej troponiny I do zmiejszania powinowactwa troponiny C do jonów wapnia. Rola fosforylacji troponiny T w mięśniach sercowych pozostaje dotąd nie wyjaśniona, chociaż wiadomo, że białko to ufosforylylowane in vitro przez kinazę białkową C ma mniejsze powinowactwo do kompleksu tropomiozyna-aktyna, co w konsekwencji prowadzi do obniżenia stymulowanej jonami wapnia aktywności ATPazy aktomiozynowej (NOLAND i KU O 1992). W stanach patologicznych mięśnia sercowego występują zmiany w ekspresji isoform troponiny (szczególnie jej podjednostek I i T) (M ALH O R TA 1994, V a n D e W e r e 1996). Troponina nie występuje w mięśniach gładkich kręgowców i wielu bezkręgowców, a także w mięśniach prążkowanych mięczaków, a mechanizm zależnej od jonów wapnia regulacji aktywności skurczowej tych mięśni jest związany bezpośrednio z główkami miozynowymi (TRYBUS 1994, DĄBROWSKA i STĘPKOW SKI 1997). W każdej z dwóch główek cząsteczki miozyny można wyróżnić reagującą z aktyną i hydrolizującą ATP domenę motoryczną oraz domenę regulatorową, w której z fragmentem łańcucha ciężkiego wiążą się w sposób niekowalencyjny łańcuchy lekkie: regulujący i istotny (rys. 2). Rozmieszczenie tych domen i ich wzajemne oddziaływanie zostało poznane dzięki krystalografii główki miozyny z mięśni szkieletowych kury (RAYMENT i współaut. 1993) i domeny regulatorowej miozyny z mięśni mięczaka, przegrzebka (XIE i współaut. 1994), a także dzięki wykorzystaniu metod genetyki molekularnej (TRYBUS 1994). W stanie rozkurczu zarówno mięśni gładkich kręgowców, jak i mięśni prążkowanych mięczaków (przy niskim poziomie jonów wapnia) zahamowanie oddziaływania między miozyną i aktyną jest spowodowane prawdopodobnie dimeryzacją główek i blokowaniem w ten sposób uwalniania produktów hydrolizy ATP z miejsca katalitycznego (domeny motorycznej) (CREMO i współaut. 1995, Kalabokis i współaut. 1996). Nieco odmienne są natomiast mechanizmy prowadzące do skurczu tych dwóch typów mięśni. Cykl reakcji prowadzących do skurczu mięśni gładkich jest następujący. 1. Związanie czterech jonów wapnia z cząsteczką kalmoduliny (Kca~106-107M J) powoduje zmianę jej konformacji, uwidaczniając hydrofobowe regiony wiążące kinazę lekkich łańcuchów miozyny, i tworzenie w ten sposób aktywnego kompleksu tego enzymu. 2. Aktywna kinaza katalizuje reakcję fosforylacji seryny w N-końcowym fragmencie regulującego łańcucha lekkiego w każdej z dwu główek miozynowych indukując jego zmiany konfor macyj ne. 3. Informacje o zmianach konformacyjnych w końcach N regulujących łańcuchów są transmitowane poprzez ich C-końcową domenę do łańcuchów ciężkich, z którymi się wiążą. 4. Ciężke łańcuchy propagują zmiany w domenie regulatorowej do odległej o około 100 A domeny motorycznej w każdej z dwu główek miozynowych, powodując dysocjację główek, ich oddziaływanie z aktyną i skurcz mięśni. W mięśniach mięczaków miozyna nie ulega fosforylacji, a zmiany konformacyjne domeny regulatorowej główek miozynowych są indukowane bezpośrednim wiązaniem jonów wapnia z istotnymi łańcuchami lekkimi (XIE 1994). W stabilizacji tego wiązania uczestniczy szereg reszt aminokwasowych łańcuchów regulujących i ciężkich, usztywniając w ten sposób całą domenę regulatorową (HOUDUSSE i COHEN 1996). Tak jak w przypadku miozyny z mięśni gładkich, w mechanizmie przekazywania informacji o kolejnych zmianach konformacyjnych, wywołanych wiązaniem jonów wapnia z domeną regulatorową do domeny motorycznej, bierze udział C-końcowa połowa łańcucha regulującego i łańcuch ciężki każdej z główek miozyny (Dąbrow ska i Stępkow ski 1997). MOLECULAR BASIS FOR CALCIUM CONTROL OF MUSCLE CONTRACTION Summary and then to present the current state of understanding of the molecular mechanisms by which calcium sensory pro teins transmit the effect of calcium binding to the actomy- osin system generating force in these muscles, It is well established that contraction of all muscle types is controlled by intracellular free calcium level. The aim of this article is to review first the current knowledge of the main pathways of intracellular free calcium regułation in skeletal, cardiac and smooth muscle sarcoplasm,
Molekularne podstawy kontroli skurczu mięśni 561 LITERATURA B e r s d. M., 1991. Excitation-contraction coupling and cardiac contractile force. Dorechet, Kluwer. Ca r a f o l i E., 1994. Biogenesis: plasma membrane calcium ATPase: 15 years o f work on the purified enzyme. FA- S E B J. 8, 9 9 3-1 0 0 2. C o l y e r J., 1993. Control o f calcium pump o f cardiac sarcoplasmic reticulum. A specific role fo r pentameric structure o f phospholamban? Cardiovasc. Res. 27, 1766-1771. C r e m o C. R., S e l l e r s J. R., F a c e m y e r K. C., 1995. Two heads are required fo r phosphorylation-dependent regulation o f smooth muscle myosin. J. Biol. Chem. 270, 2171-2175. C r e s p o L. M., G r a n t h a m C. J., Ca n n e l l M. B., 1990. Kine- + 2+ tics, stoichiometry and role o f Na / Ca exchange mechanism in isolated cardiac myocytes. Nature 345, 618-621. Dą b r o w sk a R., 1987. Budowa i działanie aparatu kurczliwego mięśni. [W:] Komórka je j budowa i ruch. Kuź n ic k i L. (red.) Ossolineum, Wrocław str. 93-132. D ą b r o w s k a R., 1996. Molekularne mechanizmy zależnej 2+ od Ca regulacji skurczu różnych typów mięśni, Post. Biochem.42, 195-203. DąBROwsKA R., S t ę p k o w s k i D., 1997. Wpływ łańcuchów lekkich miozyny na je j funkcjonowanie. Post. Biochem. 43, 143-150. D u l i iu n t y A. F., 1992. The voltage-activation o f contraction in skeletal muscle. Prog. Biophys. Mol. Biol. 57, 181-223. E basiti S., E n d o M., 1968. Ca ion and muscle contraction. Progr. Biophys. Mol. Biol. 18, 123-183. E b a s h i S., 1974. Regulatory mechanism o f muscle contraction with special reference to the Ca-troponin-tropomyosin system. [W:] Essays in Biochemistry. Ca m p b e l l P. N., D ic k e n s F. (red.), Academic Press, London, vol. 10, str. 1-36. Fa r ali C. S., R e in a c h F. C., 1995. The troponin complex and regulation o f muscle contraction. F a s e b J. 9, 7 55-767. F l u c p ie r B. E., A n d r e w s S. B., F l e is c h e r s., M a r k s a. R., C a s w e l l A., 1993. Triad f ormation: organization and function o f the sarcoplasmic reticulum calcium released channel and triadin in normal and dysgenic muscle in vitro. J. Cell Biol. 123, 1161-1174. F u t a t s u g i A., K u w a ij m a A. G.,M ik o s h ib a K., 1995. Tissuespecific and developmentally regulated alternative splicing in mouse skeletal ryanodine mrna. Biochem. J. 305, 373-378. G a n g e s. M., T s u d a S., L i M. X., C h a n d r a M., S m il l ie L.B., S yke s B.D., 1994. Quantfication o f the calcium-induced secondary structural changes in the regulatory domain o f troponin-c. Protein Sci. 3, 1961-1974. G l o s s m a n n H., S t r ie s s in g j., 1990. Molecular properties o f calcium channels. Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol. 114, 1-105. G rab arek Z., Tao T., G erg ely J., 1992. Molecular mechanism o f troponin-c function. J. Muscle Res. Cell Motil. 13, 383-393. H aselg ro ve J. C., 1972. X-ray evidence fo r a conformational change in the actin containing filaments o f vertebrate striated muscle. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 37, 341-352. H erzberg O., J am es m. N. G. 1988. Refined crystal structure o f troponin C from turkey skeletal muscle at 2.0 A resolution. J. Mol. Biol. 203, 761-779. H o l m e s K. C., 1995. The actomyosin interaction and its control by tropomyosin. Biophys. J. 68, 2s-6s. H o u d u s s e A., C o h e n C., 1996. Structure o f the regulatory domain o f scallop myosin at 2 A resolution: implications fo r regulation. Structure 4, 21-32. H o r o w it z A., M e n ic E C. B., L a p o r t e R., M o r g a n K. G., 1996. Mechanisms o f smooth muscle contraction. P h y siol. Rev. 76, 967-1003. HUXLEY H. E., 1969. The mechanism o f muscular contraction. Science 164, 1356-1366. K a b s c h w. M a n n h e r z H. G., S u c k D., Pa i e. f., h o l m e s K.C., 1990. Atomic structure o f actin: DNase I complex. Nature 347, 37-44. KALABOKIS V. N., VlBERT P., YORK M. L., SZENT-Gy ORGYI A. G., 1996. Single-headed scallop myosin and regulation. J. Biol. Chem. 271, 26779-26782. Kijim a Y., Saito A., J etton T. L., M ag nu so n M. a., Fleis c h e r S., 1993. Different intracellular localization o f inositol 1,4,5-triphosphate and rianodine receptor in cardiomyocytes. J. Biol. Chem. 268, 3499-34506. K n u d s o n C. M., St a n g K. K., J o r g e n s e n A. O., C a m b e l l K. P., 1993. Biochemical characterization and ultrastructural localization o f a major junctional sarcoplasmic reticulum glycoprotein (triadin). J. Biol. Chem. 268, 12637-12645. L e h m a n W., CRAIG R., V ib e r t P., 1994. Ca + -induced tropomyosin movement in Limulus thin filaments revealed by three-dimensional reconstruction. Nature 368, 65-67. L e h m a n W., V ib e r t P., U m a n P., C r a ig R., 1995. Stericblocking by tropomyosin visualized in relaxed vertebrate muscle thin filaments. J. Mol. Biol. 251, 191-196. Leh rer S.S., 1994. The regulatory switch o f the muscle 2+ thin filament: Ca or myosin heads? J. Muscle Res. Cell Motil. 15, 232-236. M a l h o r t a A., 1994, Role o f regulatory proteins (troponintropomyosin) in pathologic states. Mol. Cell.Biochem. 135, 43-50. M cd o n a ld T. F., P e l z e r S., T r a u t w e in W., P e l z e r D. J., 1994. Regulation and modulation o f calcium channels in cardiac, skeletal, and smoot h muscle cells. Physiol. Rev. 74, 365-507. M c K il l o p D. F. A., G e e v e s M. A., 1993. Regulation o f the interaction between actin and myosin subfragment 1: evidence fo r three states o f the thin filament. Biophys. J. 65, 693-701. M ic h a l a k M., M il n e r R. E., B u r n s K., O p a s m., 1992. Calreticulin. Biochem. J. 285, 681-692. M o n t e it h G. R., R o u f o g a l is B. D., 1995. The plasma membrane calcium pump a physiological perspective on its regulation. Cell Calcium 18, 459-470. M o r g a n J. P., B l in k s J. R., 1982. Intracellular Ca transients in the cat papillary muscle. Can J. Physiol. Pharmacol. 60, 520-528. N a k a y a m a S., K r e t s in g e r R.H., 1994. Evolution o f the EFhand family o f proteins. Annu. Rev. Biomol. Struc. 23, 473-507. NEGRETH N O'NEILL S. C., E isne r D. A., 1993. The relative contribution o f different intracellular and sarcolemmal systems to relaxation in rat ventricular myocytes. C a rd iovascu la r Res. 27, 1826-1830. n ic o l l d. a., q u e d n a u b. d., Q u i z., x i a y -r., l u s is a. j.,
562 Renata Dą b ro w ska, A ntoni W rzosek P h il ip s o n K. D., 1996, Cloning o f a third mammalian N a -C a + exchanger, NCX3. J. Biol. Chem. 271, 24914-24921. Noland T. A., Kuo J. F., 1992. Protein kinase C phospho- 2+ rglation o f cardiac troponin T decreases Ca -dependent actomyosin MgATPase activity and troponin T binding to tropomyosin F-actin complex. Biochem. J. 288, 123-129. Pikula S., 1997. ATPaza z błon sarkoplazmatycznego retikulum, transportująca jon y wapnia. Kosmos 46, 105-114. Ra y m e n t Y., Ry p n ie w s k iw.r., S c h m it -BAs e K., S m it h R, T o m o c h ic k D. R., B e n n in g M. M., W in k e l m a n n D. A., W esenb erg G., H olden H. M., 1993. Three-dimensional structure od myosin subfragment-1: a molecular motor. Science 261, 50-58. R a ll J. A., 1996. Role o f parvalbumin in skeletal muscle relaxation. News in Physiol. Sciences 11, 249-255. S a d o s h im a J., Iz u m o S., 1997. The cellular and molecular response o f cardiac myocytes to mechanical stress. Annu. Rev. Physiol. 59, 551-571. S o m l y o P. A., S o m l y o A. V., 1994. Signal transduction and regulation in smooth muscle. Nature 372, 231-236. St e a A., SOONG T. W., S n u t a c h T. P., 1995. Voltage-gated calcium channels. IW:] Handbook o f Receptors and Channels Series. Ligand- and voltage-gated ion channels, R. A. N o r t h (red.), CRC Press, Inc. 113-151. T a n a b e T., B e a m K. G., A d a m s B. A., N iid o m e T., N u m a S., 1990. Regions o f the skeletal muscle dihydropirydyne receptor critical fo r excitation-contraction coupling. Nature 346, 567-569. Taylo r E. W., 1992. Mechanism and energetics o f actomyosin ATPase. [W:] The Heart and Cardiovascular System II wyd. Fo z z a r H.A. i współred, Raven Press Ltd, New York str. 1281-1293. T h a r in S., H a m e l P. A., C o n w a y E. M., M ic h a l a k M., O p a s M., 1996. Regulation o f calcium binding proteins calre- ticulin and calsquestrin during differentiation in the myogenic cell line L6. J. Cell. Physiol. 166, 547-560. TOBACMAN L. S., 1996. Thin-filament-mediated regulation o f cardiac contraction. Annu. Rev. Physiol. 58, 447-481. T r y b u s K. M., 1994. Role o f myosin light chains. J. Muscle Res. Cell Motil. 15, 587-594. V a n D e W er f F., 1996. Cardiac troponins in acute coronary syndromes. New Eng. J. Med. 335, 1388-1389. W e l l e n e r M. C., Is e n b e r g G., 1994. Stretch effects on whole-cell current o f guinea-pig urinary bladder myocytes. J. Physiol. Lond. 480, 439-448. Whitby F. G., Kent H., S tew art F., S tew a rt M., Xie X., Hatch V., Phillips G. N., 1992. Structure o f tropomyosin at 9 Angstroms resolution. J. Mol. Biol. 227, 441-452. X ie X., H a r r is o n D. H., S c h l ic h t in g I., S w e e t R. M., KA- LABOKIS V. N., SZENT-GYORGYI A. G., COHEN C., 1994. Structure o f regulatory domain o f scallop myosin at 2.8 A resolution. Nature, 368, 306-312. X io ng Z., S perelakis N., 1995. Regulation o f L-type calcium channels o f vascular smooth muscle cells. J. Mol. Cardiol. 27, 75-91.