Pełzaki wolno żyjące jako wektory mikroorganizmów chorobotwórczych

Transkrypt

1 Leońska-Duniec Probl Hig Epidemiol A. Pełzaki 2011, wolno 92(2): żyjące jako wektory mikroorganizmów chorobotwórczych 173 Pełzaki wolno żyjące jako wektory mikroorganizmów chorobotwórczych Free-living amoebae as vectors of pathogenic microorganisms Agata Leońska-Duniec Katedra Genetyki, Uniwersytet Szczeciński Pełzaki wolno żyjące są kosmopolityczną grupą jednokomórkowych organizmów w królestwie Protista, które są fakultatywnymi patogenami zagrażającymi zdrowiu ludzkiemu. Mogą stanowić przyczynę wielu poważnych chorób jak zapalenia mózgu i opon mózgowych oraz pełzakowe zapalenie rogówki. Badania przeprowadzone w ostatnich latach wykazały, że pełzaki mogą pełnić jeszcze inną rolę w środowisku, mianowicie mogą transportować mikroorganizmy chorobotwórcze, wśród których odnotowano obecność nie tylko bakterii, ale również wirusów, grzybów i pierwotniaków. Właściwości ameb pozwalają mikroorganizmom uniknąć niekorzystnych warunków środowiskowych, przekroczyć bariery biologiczne organizmu żywicielskiego, uniknąć działania jego układu odpornościowego czy leków oraz osiągnąć wystarczającą liczbę, aby wywołać chorobę. W artykule scharakteryzowano najnowsze dane na temat skomplikowanych interakcji między pełzakami i mikroorganizmami. Free-living amoebae are a diverse group of cosmopolitan unicellular organisms, some of which cause serious human infections, including a fatal encephalitis and a blinding keratitis. Moreover, free-living amoebae are increasingly being recognized as carriers of pathogenic microorganisms, including bacteria but also viruses and eukaryotes, which have the ability to survive intracellularly and multiply within amoebae. This allows bacteria to transmit throughout the environment, evade host defenses, drugs, and reproduce in sufficient numbers to cause disease. This review presents current understanding of the amoebae bacteria interactions from both the biological and infection control point of view. Key words: free-living amoebae, bacterial endosymbionts, intracellular pathogens, pathogenicity Słowa kluczowe: pełzaki wolno żyjące, bakterie symbiotyczne, patogeny wewnątrzkomórkowe, chorobotwórczość Probl Hig Epidemiol 2011, 92(2): Nadesłano: Zakwalifikowano do druku: Adres do korespondencji / Address for correspondence mgr Agata Leońska-Duniec Katedra Genetyki, Uniwersytet Szczeciński ul. Felczaka 3c, Szczecin, Polska tel. (091) , fax (091) , agataleonska@op.pl Wykaz skrótów AK pełzakowe zapalenie rogówki oka (Acanthamoeba keratitis) GAE ziarniniakowe zapalenie mózgu (granulomatous amoebic encephalitis) PAM pierwotne zapalenie mózgu i opon mózgowych (meningoencephalitis amoebica primaria) Wstęp Na przestrzeni ostatnich lat na całym świecie wzrosło zainteresowanie kosmopolitycznymi pełzakami wolno żyjącymi, ponieważ ustalono, że transmisja niektórych gatunków pierwotnie żyjących w środowisku do wnętrza organizmu może prowadzić do chorób ludzi i zwierząt [1]. Do najważniejszych schorzeń wywoływanych przez pełzaki należą: pierwotne zapalenie mózgu i opon mózgowych (meningoencephalitis amoebica primaria PAM) spowodowane inwazją gatunku Naegleria fowleri [2], ziarniniakowe zapalenie mózgu (granulomatous amoebic encephalitis GAE), którego przyczyną są niektóre pełzaki z rodzaju Acanthamoeba [3] oraz gatunki Balamuthia mandrillaris [4, 5] oraz Sappinia pedata [6-8]. Kolejną chorobą jest pełzakowe zapalenie rogówki (Acanthamoeba keratitis AK) wywoływane przez niektóre pełzaki z rodzaju Acanthamoeba [9]. Dodatkowo stwierdzono, że ameby mogą stanowić również pośrednie zagrożenie dla zdrowia ludzi i zwierząt, ponieważ niedawno udowodniono ich rolę jako wektorów wielu mikroorganizmów chorobotwórczych [10-13]. Pełzaki mogą transportować nie tylko bakterie, ale również wirusy i organizmy eukariotyczne takie jak grzyby i pierwotniaki [10, 14]. Po raz pierwszy interakcje między drobnoustrojami i pełzakami zostały wykazane w 1954 roku [15]. Drożański (1956) opisał lizę pełzaków spowodowaną obecnością mikroorganizmów wewnątrzkomórkowych [15]. Natomiast w 1975 roku w wakuolach

2 174 Probl Hig Epidemiol 2011, 92(2): trofozoitów i cyst pełzaków zaobserwowano bakterie symbiotyczne, w tym również chorobotwórcze dla ludzi i zwierząt [12]. Pierwsze badania wykazały, że ameby Acanthamoeba sp. mogą być rezerwuarem dla atypowych prątków z rodzaju Mycobacterium, fakultatywnie chorobotwórczych dla człowieka [11]. Następnie stwierdzono, że ameby mogą również udzielać schronienia i transportować bakterie z rodzaju Legionella związane z ciężką zakaźną chorobą dróg oddechowych, tzw. chorobą legionistów [13]. Od tego czasu opisano wiele patogennych lub potencjalnie chorobotwórczych bakterii zarówno Gram-ujemnych, jak i Gram-dodatnich, które mogą występować w amebach, najczęściej z rodzaju Acanthamoeba i Hartmannella. Najważniejsze z nich zostały przedstawione w tabeli I. Obecnie wiadomo, że w populacjach pełzaków z rodzaju Acanthamoeba izolowanych ze środowiska około 25% jest wektorami bakterii [16]. Niektóre mikroorganizmy mogą wykazywać powinowactwo do określonych gatunków, podczas gdy inne mogą powodować inwazje różnych rodzajów pełzaków wolno żyjących [17, 18]. Pełzaki są doskonałymi wektorami dla bakterii W czasie pierwszych badań nad związkami drobnoustrojów i pełzaków ustalono, że w środowisku ameby odżywiają się, poza grzybami i glonami, również bakteriami. Pełzaki pobierają je ze środowiska na drodze fagocytozy i najczęściej trawią w wodniczkach pokarmowych. Jednak w określonych warunkach niektóre drobnoustroje mogą przeżyć wewnątrzkomórkowo, względnie rozmnożyć się i opuścić organizm wektora [10]. Istnieją dwie strategie opuszczania pełzaka przez bakterie: z wywołaniem lizy, np. Listeria monocytogenes [19] i bez niszczenia komórek wektora, np. Vibrio cholerae [20]. Z tych faktów wynika, że interakcje między pełzakami i drobnoustrojami są bardzo skomplikowane i zależą od patogenności pierwotniaków i wirulencji bakterii [21]. Dodatkowo istotną rolę odgrywają warunki środowiskowe, zwłaszcza temperatura. Stwierdzono, że zjadliwe w 37 C bakterie Legionella pneumophila, w 24 C tracą swoje właściwości chorobotwórcze [22]. W wyniku tych zawiłych relacji korzyści mogą odnosić pełzaki, drobnoustroje lub może dojść do symbiozy między tymi organizmami. Jednak w dłuższej perspektywie układ ameba bakteria można określić jako pasożytniczy, ponieważ zazwyczaj kończy się śmiercią pierwotniaków [10, 21, 23]. Wysoka oporność pełzaków, zwłaszcza form przetrwalnikowych cyst, na wiele czynników chemicznych i fizycznych (niskie i wysokie temperatury, zmiany wilgotności, stężenia jonów wodorowych, ciśnienia osmotycznego, związków organicznych i nieorganicznych) sprawia, że są doskonałym wektorem [21, 24]. Rola pełzaków wolno żyjących w transporcie drobnoustrojów jest niezwykle istotna, ponieważ bakterie nie tylko potrafią przeżyć wewnątrzkomórkowo, ale również niektóre mogą się rozmnażać w komórkach pierwotniaków [10, 21, 25]. Na szczególną uwagę zasługuje fakt, że cysty są odporne na rutynowo stosowane procesy uzdatniania wody pitnej jak chlorowanie, co stwarza wyzwanie w zwalczaniu patogenów bakteryjnych transportowanych przez pełzaki w wodociągach publicznych [21, 26, 27]. Inwazyjne dla człowieka są zarówno cysty, jak i trofozoity pełzaków, które dostają się do organizmu człowieka poprzez inhalację powietrza lub aspirację wody. Wrotami inwazji są błona śluzowa jamy nosowej, jamy ustnej, uszkodzona skóra, śluzówka jelita lub rogówka oka [21, 24, 28]. Temperatura organizmu żywiciela sprzyja rozmnażaniu się mikroorganizmów we wnętrzu wektorów [13]. Ameby, a wraz z nimi bakterie symbiotyczne, drogą krwionośną rozprzestrzeniają się po organizmie, dostają się do ośrodkowego układu nerwowego (OUN) i innych organów. Zasiedlanie pełzaków pozwala drobnoustrojom uniknąć niekorzystnych warunków środowiskowych, przekroczyć bariery biologiczne organizmu, uniknąć działania układu odpornościowego lub leków oraz osiągnąć wystarczającą liczbę, aby wywołać chorobę [10, 21, 25]. Jak wskazują liczne badania, pełzaki mogą również wpływać na właściwości morfologiczne, fizjologiczne i behawioralne bakterii. Stwierdzono, że L. pneumophila izolowana z komórek wektorów jest mniejsza, wykazuje zwiększoną ruchliwość, zjadliwość i oporność na leki w porównaniu do pałeczek hodowanych in vitro [29-31]. Zjawisko wzrostu chorobotwórczości bakterii przenoszonych przez pełzaki odnotowano m.in. u L. pneumophila [32-34] i Mycobacterium avium [35]. Przeprowadzone badania wykazały przyspieszenie podziałów komórkowych tych mikroorganizmów oraz zwiększenie ich możliwości do inwazji makrofagów i komórek nabłonka, co może wpływać na obniżenie dawki inwazyjnej [26, 32-35]. Dodatkowo zaobserwowano odwrotne zjawisko wewnątrzkomórkowe mikroorganizmy mogą wpływać na inwazyjność ameb. W badaniach in vitro wykazano, że obecność wielu gatunków bakterii Gram-ujemnych w trofozoitach Acanthamoeba, odpowiedzialnych za pełzakowe zapalenie rogówki (AK), przyspiesza rozmnażanie pełzaków, ułatwia ich wiązanie do powierzchni soczewek kontaktowych i przeżycie w roztworze do ich pielęgnacji [36-39], jednak mechanizm tego zjawiska nie został ostatecznie wyjaśniony [27]. Wiedza na temat strategii przeżycia bakterii w amebach jest oparta głównie na badaniach dotyczących interakcji Legionella z pełzakami z rodzaju

3 Leońska-Duniec A. Pełzaki wolno żyjące jako wektory mikroorganizmów chorobotwórczych 175 Tabela I. Bakterie patogenne lub potencjalnie chorobotwórcze występujące w komórkach pełzaków (Greub i Raoult 2004, zmienione) Table I. Pathogenic and potentially pathogenic bacteria in amoebae Bakterie Rodzaj pełzaka Chorobotwórczość Dane literaturowe α proteobakteria Afipia felis Acanthamoeba potencjalna 75 Afipia broomae Acanthamoeba nieznana 76 Bosea spp. Acanthamoeba zapalenie płuc 77 Bradyrhizobium japonicum Acanthamoeba nieznana 76 Caedibacter acanthamoebae Acanthamoeba nieznana 78 Ehrlichia like organism Saccamoeba nieznana 79 Mezorhizobium amorphae Acanthamoeba nieznana 76 Odyssella thelassonicensis Acanthamoeba nieznana 80 Paracaedibacter symbiosus Acanthamoeba nieznana 78 Paracaedibacter acanthamoebae Acanthamoeba nieznana 78 Rasbo bacterium Acanthamoeba nieznana 76 Rickettsia like organism Acanthamoeba potencjalna 81 β proteobakteria Burkholderia cepacia Acanthamoeba zakażenia oportunistyczne 82, 83 Burkholdereria pseudomallei Acanthamoeba mieloidoza (choroba Whitmore a) 84 Procabacter acanthamoeba Acanthamoeba nieznana 85 Ralstonia pickettii Acanthamoeba potencjalna 86 γ proteobakterie Coxiella burnetti Acanthamoeba gorączka Q 87 Escherichia coli O157 Acanthamoeba biegunki 88 Francisella tularensis Acanthamoeba tularemia 89 Legionella pneumophila wiele gatunków legioneloza (choroba legionistów) 13 Legionella anisa Acanthamoeba gorączka Pontiac 90 Legionella lytica Acanthamoeba potencjalna (zapalenie płuc) 15, 91 Legionella fallonii Acanthamoeba zakażenia oportunistyczne 92 Legionella rowbothamii Acanthamoeba potencjalna 92 Legionella drozanskii Acanthamoeba potencjalna 92 Legionella drancourtii Acanthamoeba potencjalna (zapalenie płuc) 93 Pseusomonas aeruginosa Acanthamoeba zakażenia oportunistyczne 79 Vibro cholerae Acanthamoeba, Negleria cholera 20 ε proteobakteria Helicobacter pylori Acanthamoeba wrzody żołądka 94 Chlamydiae Chlamydia pneumoniae Acanthamoeba choroby układu oddechowego 95 Neochlamydia hartmanellae Hartmanella zapalenie rogówki i spojówki u kotów 96 Parachlamydia acanthamoebae Acanthamoeba potencjalna (zapalenie płuc) 97 Simkania negevensis Acanthamoeba zapalenie płuc 98 Flavobacteria Amoebophilus asiaticus Acanthamoeba nieznana 99 Flavobacterium spp. Acanthamoeba potencjalna (zapalenie płuc) 99, 100 Listeria monocytogenes Acanthamoeba listerioza 19 Bacilli Actinobacteria Molibuncus curtisii Acanthamoeba potencjalna (zapalenie okrężnicy) 101 Mycobacterium leprae Acanthamoeba trąd 102 Mycobacterium avium Acanthamoeba choroby układu oddechowego 11, 35, 103 Mycobacterium bovis Acanthamoeba gruźlica bydła 104 Mycobacterium marinum Acanthamoeba zakażenia oportunistyczne 11, 35 Mycobacterium ulcerans Acanthamoeba owrzodzenie Buruli 11 Mycobacterium simiae Acanthamoeba potencjalna (zapalenie płuc) 11 Mycobacterium phlei Acanthamoeba potencjalna 11 Mycobacterium fortitum Acanthamoeba potencjalna 11, 35 Mycobacterium smegmatis Acanthamoeba potencjalna 11

4 176 Probl Hig Epidemiol 2011, 92(2): Acanthamoeba i Hartmannella. Otrzymanie transpozonowych mutantów pałeczek Legionella niezdolnych do wewnątrzkomórkowej replikacji dało możliwość opisania licznych genów odpowiedzialnych za zakażenie komórek pierwotniaków i ssaków, chociaż struktura, lokalizacja i funkcja białek kodowanych przez nie często pozostają nieznane [40-44]. Wyniki tych badań dowodzą, że mechanizmy rozpoznania, wnikania do komórek i rozmnażania bakterii w amebach i makrofagach są analogiczne [10, 27, 41-45]. Jednak opisano również geny bakteryjne kodujące białka konieczne do przeżycia i wzrostu jedynie wewnątrz ameb oraz inne wymagane do inwazji makrofagów [10, 43]. W 1989 r. opisano pierwszy gen warunkujący chorobotwórczość L. pneumophila gen mip kodujący białko zwane czynnikiem wirulencji, wpływające na infekcyjność tych pałeczek względem makrofagów i pełzaków, jednak mechanizm jego działania nie został w pełni wyjaśniony [46, 47]. W ostatnich latach wyodrębniono m.in. geny kompleksu: dot/icm, tj. geny icmn, icmt, tpha [43] i prp [45] oraz gen rtxa [41, 42], których ekspresja jest niezbędna do inwazji zarówno makrofagów, jak i pierwotniaków. Szczególne zainteresowanie wzbudza rola systemu sekrecyjnego dot/icm, który odpowiada za właściwości pasożytnicze L. pneumophila [43]. Geny dot/icm są odpowiedzialne za prawidłowy rozwój pałeczek w zakażonych komórkach, tworzenie kanałów w błonach komórkowych, transport białek efektorowych, wewnątrzkomórkowe rozmnażanie oraz opuszczenie wyeksploatowanej komórki żywiciela [44]. Zidentyfikowano również geny takie jak icms, icmg i icmf, także należące do systemu sekrecyjnego dot/icm, których ekspresja jest niezbędna do przeżycia bakterii w pełzakach, jednak odgrywa mniejszą rolę w zakażeniu makrofagów [10, 43] oraz takie jak gen mil kodujący białka odpowiedzialne za przeżycie i rozmnażanie wewnątrz makrofagów, ale zbędne w inwazji ameb [48]. Pełzaki mogą transportować również wirusy, grzyby i pierwotniaki Pełzaki mogą transportować nie tylko bakterie, ale również wirusy (enterowirusy i adenowirusy) i mikroorganizmy takie jak grzyby i pierwotniaki. W 1981 r. Danes i Cerva zaobserwowali, że echowirusy i wirusy polio hodowane in vitro w obecności Acanthamoeba castellanii charakteryzują się wyższą opornością na niekorzystne warunki [49]. W 1992 r. w Bradford (Anglia) odnotowano gwałtowny wzrost liczby chorych na zapalenie płuc, gdzie początkowo podejrzewano legionellozę [50]. W związku z tym Rowbotham (1993) przeprowadził badania wód w celu odnalezienia bakterii Legionella, jednak nie zidentyfikował tych chorobotwórczych pałeczek. Natomiast w pełzakach z rodzaju Acanthamoeba wyizolowanych z wody z przemysłowej wierzy chłodniczej zaobserwował występowanie mikroorganizmów Gram dodatnich [50]. Podejrzewano, że organizmy te są nowymi bakteriami endosymbiotycznymi, jednak badania molekularne wykazały, że są to wirusy dsdna (zawierające dwuniciowy DNA). Olbrzymi wirus, którego kapsyd ma średnicę dochodzącą do 400 nm, otrzymał nazwę mimiwirusa, ze względu na podobieństwo do komórek bakteryjnych [51]. Jednak nadal nie ustalono jakie stanowi zagrożenie dla zdrowia ludzi i zwierząt [10]. Kolejnym wirusem, który wykazuje interakcje z pełzakami, jest enterowirus wywołujący zapalenie mózgu i opon mózgowych, który również może być przyczyną niespecyficznych gorączek u dzieci oraz objawów jelitowych [52, 53]. Wirusy te powszechnie występują w wodzie morskiej, są oporne na wiele czynników środowiskowych [54], co pozwoliło przypuszczać, że może to być spowodowane udziałem pełzaków. Wirusy były rozpoznawane jedynie na powierzchni pełzaków, co jednak pozwalało im dłużej przetrwać w wodzie w porównaniu do wirusów znajdujących się w osadach morskich, co sugeruje, że ameby mogą odgrywać rolę w transportowaniu enterowirusów [14, 49, 55]. Badania przeprowadzone przez Mattana i wsp. (2006) wykazały, że również wirus Coxsackie B3 był w stanie przetrwać w trofozoitach A. castellanii [56]. Niedawno zasugerowano, że pełzaki z rodzaju Acanthamoeba mogą być wektorami adenowirusów typu 2, wywołujących głównie infekcje układu oddechowego, które są wykrywane w 14,4% populacji ameb izolowanych ze środowiska [57]. Cryptococcus neoformans, gatunek grzyba wywołujący kryptokokozę, jest w stanie rosnąć wewnątrz (C. neoformans var. neoformans) lub w obecności (C. neoformans var. gattii) A. castellanii [58, 59]. Badania dotyczące innych gatunków grzybów (Blastomyces dermatitidis, Sporothrix schenckii i Histoplasma capsulatum) wykazały, że ich fagocytoza przez ameby prowadzi do przeżycia wewnątrzkomórkowego i wzrostu grzyba oraz do śmierci pełzaka, a B. dermatitidis dodatkowo wykazuje działanie cytotoksyczne. Uważa się, że pełzaki wolno żyjące mogą przyczyniać się do selekcji i utrzymania pewnych właściwości chorobotwórczych, które warunkują zdolność grzybów do inwazji ssaków [60]. Inne badania sugerują, że pełzaki z rodzaju Acanthamoeba mogą brać udział w rozprzestrzenianiu pierwotniaka chorobotwórczego Cryptosporidium parvum, jednak do tej pory nie udowodniono, że pobrane na drodze fagocytozy oocysty mają zdolność do przeżycia wewnątrz pełzaków [61, 62]. Niedawno wykazano, że Toxoplasma gondii może przetrwać do 2 tygodni wewnątrz A. castellanii bez utraty zdolności do inwazji i wywołania choroby ludzi i zwierząt [63].

5 Leońska-Duniec A. Pełzaki wolno żyjące jako wektory mikroorganizmów chorobotwórczych 177 Podsumowanie Ze względu na starzenie się wielu społeczeństw oraz rosnącą liczbę osób z wrodzonym lub nabytym obniżeniem odporności (np. na skutek infekcji wirusem HIV, po transplantacji lub poddanych chemioterapii przeciwnowotworowej) rośnie rola pełzaków, które mogą być przyczyną inwazji zagrażających życiu. Dodatkowo fakt, że są one wektorami wielu mikroorganizmów chorobotwórczych sprawia, że stanowią poważne, choć często niedoceniane, zagrożenie dla zdrowia publicznego. Badania prób wody przeprowadzone w Polsce wykazały, że na terenie kraju istnieje realne zagrożenie dla człowieka zarażeniem pełzakami ze względu na powszechne występowanie tych patogenów w środowisku [64-68]. Ameby odnotowano w ponad 50% badanych zbiorników wodnych na terenie kraju [67]. Z tych powodów pełzaki wolno żyjące zasługują na szczególną uwagę instytucji państwowych, lekarzy, parazytologów, a także opinii publicznej. Zdolność pełzaków do transportowania bakterii sprawia, że są istotnym problemem w badaniach czystości naturalnych i sztucznych zbiorników wodnych. Celulozowa budowa ścian cyst warunkuję ich wysoką oporność na wiele czynników chemicznych i fizycznych, również rutynowo stosowane procesy uzdatniania wody przeznaczonej do spożycia [14, 26, 27]. Właściwości pełzaków są niezbędne do przetrwania w niesprzyjających warunkach środowiskowych jednocześnie sprawiając, że również bakterie symbiotyczne w ich wnętrzu stają się bardzo trudne do wykrycia i usunięcia z wody. Aktualnie w Polsce w standardowych badaniach oceny czystości wód prowadzonych rutynowo przez stacje sanitarno-epidemiologiczne nie kontroluje się obecności tych pierwotniaków m.in. ze względu na niewielką liczbę zdiagnozowanych inwazji pełzakami na terenie kraju. Tymczasem ignorowanie interakcji między amebami i drobnoustrojami może prowadzić do wzrostu liczby patogenów w wodzie, pomimo stosowania sprawdzonych w warunkach laboratoryjnych na wolno żyjących bakteriach, fizycznych i chemicznych sposobów uzdatniania wody [26, 69, 70]. Pełzaki uczestniczą również w transmisji bakterii Francisella tularensis, która charakteryzuje się bardzo wysoką zjadliwością, zaliczana jest do kategorii A czynników biologicznych najwyższego ryzyka (CDC Center of Disease Control and Prevention). Z tego względu pałeczki tularemii wzbudziły zainteresowanie jako broń biologiczna, wykorzystywana w bioterroryzmie, zakażenie drogą wziewną prowadzi do wywołania atypowego zapalenia płuc u ludzi. Badania nad tularemią w kontekście wojny biologicznej prowadzono w Japonii, USA i w byłym Związku Radzieckim. Bakterie te są wrażliwe na wysuszenie, temperaturę (giną w 56 C w ciągu 10 min.), promieniowanie UV oraz na rutynowo stosowane środki dezynfekcyjne. Jednak właściwości pełzaków umożliwiają przeżycie pałeczek tularemii w niesprzyjających warunkach, sprawiając, że bakterie transportowane przez te pierwotniaki, mogą stać się szczególnie niebezpieczne [10, 71-73]. Udowodniony wzrost zjadliwości bakterii przenoszonych przez ameby [29-31] oraz trudności w leczeniu chorób przez nie wywoływanych [74] powodują, że zależności między pełzakami i bakteriami oraz ich wpływ na zdrowie ludzi i zwierząt stanowią istotne zagadnienie we współczesnej parazytologii lekarskiej, które wymaga dodatkowych kompleksowych badań. Praca finansowana z grantu badawczego nr N Piśmiennictwo / References 1. Page FC. Rosculus ithacus Hawes, 1963 (Amoebida, Flabelluidae) and the amphizoic tendency in amoebae. Acta Protozool 1974, 3: Carter RF. Description of a Naegleria sp. isolated from two cases of primary amoebic meningo-encephalitis, and of the experimental pathological changes induced by it. J Pathol 1970, 100(4): Fowler M, Carter RF. Acute pyogenic meningitis probably due to Acanthamoeba sp.: a preliminary report. Br Med J 1965, 2(5464): Visvesvara GS, Martinez AJ, Schuster FL, et al. Leptomyxid ameba, a new agent of amebic meningoencephalitis in humans and animals. J Clin Microbiol 1990, 28(12): Visvesvara GS, Schuster FL, Martinez AJ. Balamuthia mandrillaris, N. G., N. Sp., agent of amebic meningoencephalitis in humans and other animals. J Eukaryot Microbiol 1993, 40(4): Gelman BB, Rauf SJ, Nader R, et al. Amoebic encephalitis due to Sappinia diploidea. JAMA 2001, 285(19): Gelman BB, Popov V, Chaljub G, et al. Neuropathological and ultrastructural features of amebic encephalitis caused by Sappinia diploidea. J Neuropathol Exp Neurol 2003, 62(10): Qvarnstrom Y, da Silva AJ, Schuster FL, et al. Molecular confirmation of Sappinia pedata as a causative agent of amoebic encephalitis. J Infect Dis 2009, 199(8): Nagington J, Watson PG, Playfair TJ, et al. Amoebic infection of the eye. Lancet 1974, 2: Greub G, Raoult D. Microorganisms resistant to free-living amoebae. Clin Microbiol Rev 2004, 17(2): Krishna-Prasad BN, Gupta SK. Preliminary report on engulfment and retention of mycobacteria by trophozoites of axenically growth Acanthamoeba castellanii Douglas, Curr Sci India 1978, 47:

6 178 Probl Hig Epidemiol 2011, 92(2): Proca-Ciobanu M, Lupascu GH, Petrovici A, et al. Electron microscopic study of a pathogenic Acanthamoeba castellanii strain: the presence of bacterial endosymbionts. Int J Parasitol 1975, 5(1): Rowbotham TJ. Preliminary report on the pathogenicity of Legionella pneumophila for freshwater and soil amoebae. J Clin Pathol 1980, 33(12): Thomas V, McDonnell G, Denyer SP, et al. Free-living amoebae and their intracellular pathogenic microorganisms: risks for water quality. FEMS Microbiol Rev 2010, 34(3): Drożański W. Fatal bacterial infection in soil amoebae. Acta Microbiol Pol 1956, 5(3-4): Fritsche TR, Gautom RK. Seyedirashti S, et al. Occurence of bacterial endosymbionts in Acanthamoeba spp. isolated from corneal and environmental speciments and contact lenses. J Clin Microbiol 1993, 31(5): Gautom RK, Fritsche TR. Transmissibility of bacterial endosymbionts between isolates of Acanthamoeba spp. J Eukaryot Microbiol 1995, 42(5): Michel R, Müller KD, Hauroder B. A coccoid bacterial parasite of Naegleria sp (Schizopyrenida: Vahlkampfiidae) inhibits cyst formation of its host but not transformation to the flagellate stage. Acta Protozoolo 2000, 39(3): Ly TM, Müller HE. Ingested Listeria monocytogenes survive and multiply in protozoa. J Med Microbiol 1990, 33(1): Thom S, Warhurst D, Drasar BS. Association of Vibro cholerae with fresh water amoebae. J Med Microbiol 1992, 36(5): Khan NA. Acanthamoeba: biology and increasing importance in human health. FEMS Microbiol Rev 2006, 30(4): Mauchline WS, Araujo R, Wait R, et al. Physiology and morphology of Legionella pneumophila in continuous culture at low oxygen concentration. J Gen Microbiol 1993, 138: Marciano-Cabral F, Cabral G. Acanthamoeba spp. as agents of disease in humans. Clin Microbiol Rev 2003, 16(2): Schuster FL, Visvesvara GS. Free-living amoebae as opportunistic and non-opportunistic pathogens of humans and animals. Int J Parasitol 2004, 34(9): Schmitz-Esser S, Toenshoff ER, Haider S, et al. Diversity of bacterial endosymbionts of environmental Acanthamoeba isolates. Appl Environ Microbiol 2008, 74(18): Derda M, Sułek-Stankiewicz A, Hadaś E. Pełzaki wolno żyjące jako nosiciele patogenicznych bakterii. Wiad Parazytol 2006, 52(1): Winiecka-Krusnell J, Linder E. Bacterial infections of freeliving amoebae. Res Microbiol 2001, 152(7): Łanocha N, Kosik-Bogacka D, Kuźna-Grygiel W. Rola pełzaków wolno żyjących w wywoływaniu i transmisji chorób u ludzi i zwierząt. Probl Hig Epidemiol 2009, 90(2): Barker J, Lambert PA, Brown MR. Influence of intraamoebic and other growth conditions on surface properties of Legionella pneumophila. Infect Immun 1993, 61(8): Cirillo JD, Falkow S, Tompkins LS. Growth of Legionella pneumophila in Acanthamoeba castellanii enhances invasion. Infect Immun 1994, 62(8): Greub G, Raoult D. Parachlamydiaceae: potential emerging pathogens. Emerg Infect Dis 2002, 8(6): Cianciotto NP, Fields BS. Legionella pneumophila mip gene potentiates intracellular infection of protozoa and human macrophages. Proc Natl Acad Sci USA 1992, 89(11): Cirillo JD, Cirillo SL, Yan L, et al. Intracellular growth in Acanthamoeba castellanii affects monocyte entry mechanisms and enhances virulence of Legionella pneumophila. Infect Immun 1999, 67(9): Neumeister B, Reiff G, Faigle M, et al. Influence of Acanthamoeba castellanii on intracellular growth of different Legionella species in human monocytes. Appl Environ Microbiol 2000, 66(3): Cirillo JD, Falkow S, Tompkins LS, et al. Interaction of Mycobacterium avium with environmental amoebae enhances virulence. Infect Immun 1997, 65(9): Bottone EJ, Madayag RM, Qureshi N. Acanthamoeba keratitis: synergy between amebic and bacterial cocontamination in contact lens care systems as a prelude to infection. J Clin Microbiol 1992, 30(9): Cengiz AM, Harmis N, Stapleton F. Co-incubation of Acanthamoeba castellanii with strains of Pseudomonas aeruginosa alters the survival of amoeba. Clin Exp Ophthal 2000, 28(3): Gorlin AI, Gabriel MM, Wilson LA, et al. Effect of adhered bacteria on the binding of Acanthamoeba to hydrogel lenses. Arch Ophthalmol 1996, 114(5): Wang X, Ahearn DG. Effect of bacteria on survival and growth of Acanthamoeba castellanii. Curr Microbiol 1997, 34(4): Cianciotto NP. Pathogenicity of Legionella pneumophila. Int J Med Microbiol 2001, 291(5): Cirillo SL, Bermudez LE, El-Etr SH, et al. Legionella pneumophila entry gene rtxa is involved in virulence. Infect Immun 2001, 69(1): Cirillo SL, Yan L, Littman M, et al. Role of the Legionella pneumophila rtxa gene in amoebae. Microbiology 2002, 148(6): Segal G, Shuman HA. Legionella pneumophila utilizes the same genes to multiply within Acanthamoeba castellanii and human macrophages. Infect Immun 1999, 67(5): Palusińska-Szysz M, Drożański WJ. Patogeneza i czynniki wirulencji pałeczek z rodziny Legionellaceae. Post Hig Med Dosw 2006, 60: Stone BJ, Brier A, Kwaik YA. The Legionella pneumophila prp locus, required during infection of macrophages and amoebae. Microb Pathog 1999, 27(6): Cianciotto NP, Eisenstein BI, Mody CH, et al. A Legionella pneumophila gene encoding a species-specific surface protein potentiates initoation of intracellular infection. Infect Immun 1989, 57(4): Engleberg NC, Carter C, Weber DR, et al. DNA sequence of mip, a Legionella pneumophila gene associated with macrophage infectivity. Infect Immun 1989, 57(4):

7 Leońska-Duniec A. Pełzaki wolno żyjące jako wektory mikroorganizmów chorobotwórczych Gao LY, Harb OS, AbuKwaik Y. Identification of macrophagespecific infectivity loci (mil) of Legionella pneumophila that are not required for infectivity of protozoa. Infect Immun 1998, 66(3): Danes L, Cerva L. Survival of polioviruses and echoviruses in Acanthamoeba castellanii cultivated in vitro. J Hyg Epidemiol Microbiol Immunol 1981, 25(2): Rowbotham TJ. Legionella-like amoebal pathogens. [in:] Legionella: current status and emerging perspectives. Barabree JM, Breiman RF, Dufor AP (ed). Am Soc Microbiol, Washington La Scola B, Audic S, Robert C, et al. A giant virus in amoebae. Science 2003, 299(5615): Dagan R. Nonpolio enteroviruses and the febrile young infant: epidemiologic, clinical and diagnostic aspects. Pediatr Inect Dis J 1996, 15(1): Rotbart HA. Enteroviral infections of central nervous system. Clin Infect Dis 1995, 20(4): Lo S, Gilbert J, Hetrick F. Stability of human enteroviruses in estuarine and marine waters. Appl Environ Microbiol 1976, 32(2): Baron AL, Steinbach LS, Leboit PE, et al. Osteolytic lesions and bacillary angiomatosis in HIV infection: radiologic differentiation from AIDS-related Kaposi sarcoma. Radiology 1990, 177(1): Mattana A, Serra C, Mariotti E, et al. Acanthamoeba castellanii promotion of in vitro survival and transmission of coxsackie b3 viruses. Eukaryot Cell 2006, 5(4): Lorenzo-Morales J, Coronado-Alvarez N, et al. Detection of four adenovirus serotypes within water-isolated strains of Acanthamoeba in the Canary Islands, Spain. Am J Trop Med Hyg 2007, 77(4): Steenbergen JN, Shuman HA, Casadevall A. Cryptococcus neoformans interactions with amoebae suggest an explanation for its virulence and intracellular pathoenic strategy in macrophages. P Natl Acad Sci USA 2001, 98(26): Malliaris SD, Steenbergen JN, Casadevall A. Cryptococcus neoformans var. gattii can exploit Acanthamoeba castellanii for growth. Med Mycol 2004, 42(2): Steenbergen JN, Nosanchuk JD, Malliaris SD, et al. Interaction of Blastomyces dermatitidis, Sporothrix schenckii i Histoplasma capsulatum with Acanthamoeba castellanii. Infect Immun 2004, 72(6): Stott R, May E, Ramirez E, et al. Predation of Cryptosporidium oocysts by protozoa and rotifers: implications for water quality and public health. Water Sci Technol 2003, 47(3): Gomez-Couso H, Paniagua-Crespo E, Ares-Mazás E. Acanthamoeba as a temporal vehicle of Cryptosporidium. Parasitol Res 2007, 100(5): Winiecka-Krusnell J, Dellacasa-Lindberg I, Dubey JP, et al. Toxoplasma gondii: uptake and survival of oocysts in freeliving amoebae. Exp Parasitol 2009, 121(2): Befinger M, Myjak P, Pietkiewicz H. Occurrence of amphizoic amoebae in lake Żarnowieckie. Bull Inst Mar Trop Med Gdynia 1986, 37: Górnik K, Kuźna-Grygiel W. Presence of virulent strains of amphizoic amoebae in swimming pools of the city of Szczecin. Ann Agric Environ Med 2004, 11(2): Kasprzak W, Mazur T. Free-living amoebae isolated from waters frequented by people in the vicinity of Poznań, Poland. Experimental studies in mice on the pathogenicity of the isolates. Z Tropenmed Parasitol 1972, 23: Łanocha N, Kosik-Bogacka D, Maciejewska A, et al. The occurrence Acanthamoeba (Free Living Amoeba) in environmental and respiratory samples in Poland. Acta Protozool 2009, 48(3): Toczyłowski J, Gieryng H, Gieryng R i wsp. Zakażenie pełzakami z rodzaju Acanthamoeba w pływalniach i jeziorach Lubelszczyzny u osób stosujących soczewki kontaktowe. Klin Oczna 2000, 102: Barker J, Brown MR, Collier PJ, et al. Relationship between Legionella pneumophila and Acanthamoeba polyphaga: physiological status and susceptibility to chemical inactivation. Appl Environ Microbiol 1992, 58(8): Kilvington S, Price J. Survival of Legionella pneumophila within cysts of Acanthamoeba polyphaga following chlorine exposure. J Appl Bacteriol 1990, 68(5): Abd H, Johansson T, Golovliov I, et al. Survival and growth of Francisella tularensis in Acanthamoeba castellanii. Appl Environ Microbiol 2003, 69(1): Dennis DT. Tularemia as a biological weapon. JAMA 2001, 285(21): El-Etr SH, Margolis JJ, Monack D, et al. Francisella tularensis type A strains cause the rapid encystment of Acanthamoeba castellanii and survive in amoebal cysts for three weeks postinfection. Appl Environ Microbiol 2009, 75(23): Hof H. Microbial straegies for intracellular survival. Infection 1991, 19(4): La Scola B, Raoult D. Afipia felis in hospital water supply in association with free-living amoebae. Lancet 1999, 353(9161): La Scola B, Mezi L, Auffray JP, et al. Patients in the intensive care unit are exposed to amoeba-associated pathogens. Infect Control Hosp Epidemiol 2002, 23(8): La Scola B, Mallet MN, Grimont PA, Raoult D. Bosea eneae sp. nov., Bosea massiliensis sp. nov. and Bosea vestrisii sp. nov. isolated from hospital water supplies, and emendation of the genus Bosea (Des et al. 1996). Int J Syst Evol Microbiol 2003, 53(1): Horn M, Fritsche TR, Gautom RK, et al. Novel bacteria endosymbionts of Acanthamoeba spp. related to the Paramecium caudatum symbiont Caedibacter caryophilus. Environ Microbiol 1999, 1(4): Michel R, Burghardt H, Bergmann H. Acanthamoeba, naturally intracellularly infected with Pseudomonas aeruginosa, after their isolation from a microbiologically contaminated drinking water system in a hospital. Zentralbl Hyg Umweltmed 1995, 196(6): Birtles RJ, Rowbotham TJ, Michel R, et al. Candidatus Odyssella thessalonicensis gen. nov., sp. nov., an obligate intracellular parasite of Acanthamoeba species. Int J Syst Evol Microbiol 2000, 50(1): Fritsche TR, Horn M, Seyedirashti S, et al. In situ detection of novel bacterial endosymbionts of Acanthamoeba sp. phylogenetically related to members of the order Rickettsiales. Appl Environ Microbiol 1999, 65(1):

8 180 Probl Hig Epidemiol 2011, 92(2): Landers P, Kerr KG, Rowbotham TJ, et al. Survival and growth of Burkholderia cepacia within the free-living amoeba Acanthamoeba polyphaga. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2000, 19(2): Marolda CL, Hauroder B, John MA, et al. Intercellular survival and saprophytic growth of isolates from the Burkholderia cepacia complex in free-living amoebae. Microbiology 1999, 145: Inglis TJJ, Rigby P, Robertson AT, et al. Interaction between Burkholderia pseudomallei and Acanthamoeba species results in coiling phagocytosis, endamebic bacterial survival, and escape. Infect Immun 2000, 68(3): Horn M, Fritsche TR, Linner T, et al. Obligate bacterial endosymbionts of Acanthamoeba spp. related to the beta- Proteobacteria: proposal of Candidatus Procabacter acanthamoebae gen. nov., sp. nov. Int J Syst Evol Microbiol 2002, 52(2): Michel R, Hauröder B. Isolation of an Acanthamoeba strain with intracellular Burkholderia pickettii infection. Zentbl Bakteriol 1997, 285(4): La Scola B, Raoult D. Survival of Coxiella burnetii within free-living amoeba Acanthamoeba castellanii. Clin Microbiol Infect 2001, 7(2): Barker J, Humphrey TJ, Brown MW. Survival of Escherichia coli O157 in soil protozoan: implications for disease. FEMS Microbiol Lett 1999, 173(2): Berdal BP, Mehl R, Meidell NK, et al. Field investigations of tularemia in Norway. FEMS Immunol Med Microbiol 1996, 13(3): La Scola B, Mezi L, Weiller PJ, et al. Isolation of Legionella anisa using an amoebal coculture procedure. J Clin Microbiol 2001, 39(1): Drożański WJ. Sacrobium lyticum gen. nov., sp. nov., an obligate intracellular bacterial parasite of small free-living amoebae. Int J Syst Bacteriol 1991, 41: Adeleke AA, Fields BS, Benson RF, et al. Legionella drozanski sp. nov., Legionella rowbothamii sp. nov., Legionella fallonii sp. nov.: three unusual new Legionella species. Int J Syst Evol Microbiol 2001, 51(3): La Scola B, Birtles R, Greub G, et al. Proposal of Legionella drancourtii sp. nov., a strict intracellular amoeba pathogen. Int J Syst Evol Microbiool 2004, 54(3): Winiecka-Krusnell J, Wreiber K, von Euler A, et al. Freeliving amoebae promote growth and survival of Helicobacter pylori. Scand J Infect Dis, 2002, 34(4): Essig A, Heinemann M, Simnache U, et al. Infection of Acanthamoeba castellanii by Chlamydia pneumoniae. Appl Environ Microbiol 1997, 63(4): Horn M, Wagner M, Müller KD, et al. Neochlamydia hartmannellae gen. nov. sp. nov. (Parachlamydiaceae), an endoparasite of the amoeba Hartmannella vermiformis. Microbiology 2000, 146(5): Amann R, Springer N, Schönhuber W, et al. Obligate intracellular bacterial parasites of Acanthamoebae related to Chlamydia spp. Appl Environ Microbiol 1997, 63(1): Kahane S, Dvoskin B, Mathias M, et al. Infection of Acanthamoeba polyphaga with Simkania negevensis and S. negevensis survival within amoebal cysts. Appl Environ. Microbiol 2001, 67(10): Horn M, Harzenetter MD, Linner T, et al. Members of the Cytophaga-Flavobacterium-Bacteroides phylum as intracellular bacteria of acanthamoebae: proposal of Candidtus Amoebophilus asiaticus. Environ Microbiol 2001, 3(7): Müller KD, Schmid EN, Michel R. Intracellular bacteria of Acanthamoebae resembling Legionella spp. turned out to be Cytophaga sp. Zentbl Bakteriol 1999, 289(4): Tomov AT, Tsvetkova ED, Tomova IA, et al. Persistence and multiplication of obligate anaerobe bacteria in amebae under aerobic conditions. Anaerobe 1999, 5(1): Jadin JB. Amibes limax: vecteurs possibles de Mycobactéries et de M. leprae. Acta Leprol 1975, 59: Steinert M, Birkness K, White E, et al. Mycobacterium avium bacilli grow saprozoically in coculture with Acanthamoeba polyphaga and survive within cyst walls. Appl Environ Microbiol 1998, 64(6): Taylor SJ, Ahonen LJ, de Leij FA, et al. Infection of Acanthamoeba castellanii with Mycobacterium bovis and M. bovis BCG and survival of M. bovis within the amoebae. Appl Environ Microbiol 2003, 69(7):