Plan ćwiczeń wykonywanych w ramach Pracowni Biologii Molekularnej, część II Ekspresja i oczyszczanie białek.

Save this PDF as:
 WORD  PNG  TXT  JPG

Wielkość: px
Rozpocząć pokaz od strony:

Download "Plan ćwiczeń wykonywanych w ramach Pracowni Biologii Molekularnej, część II Ekspresja i oczyszczanie białek."

Transkrypt

1 Pracownia Biologii Molekularnej Część II Plan ćwiczeń wykonywanych w ramach Pracowni Biologii Molekularnej, część II Ekspresja i oczyszczanie białek. Spis treści 1 I spotkanie: Ekspresja białka w komórkach E. coli 1 Materiały i aparatura niezbędne do wykonania ćwiczenia I 2 Wykonanie ćwiczenia 2 II spotkanie: Ekspresja białka w komórkach E. coli ciąg dalszy 1 Materiały i aparatura niezbędne do wykonania ćwiczenia II 2 Wykonanie ćwiczenia 3 III spotkanie: Kontrola wydajności ekspresji białka w E. coli metodą elektroforezy denaturującej 1 Odczynniki niezbędne do wykonania ćwiczenia III 2 Przygotowanie i przeprowadzenie elektroforezy 1 Przygotowanie żelu poliakrylamidowego. 3 Przygotowanie układu do elektroforezy 4 Przygotowanie i nanoszenie próbek 5 Wykonanie elektroforezy 6 Barwienie żelu i dokumentacja 4 IV spotkanie: Oczyszczanie białka etykietowanego ogonem sześciohistydynowym na kolumienkach wirowniczych Ni-NTA 1 Materiały niezbędne do wykonania ćwiczenia III 2 Wykonanie oczyszczania 5 V spotkanie: Kontrola jakości oczyszczania białka metodą elektroforezy denaturującej (patrz również spotkanie III) 5.1 Odczynniki niezbędne do wykonania ćwiczenia III 5.2 Przygotowanie i przeprowadzenie elektroforezy 5.1 Przygotowanie żelu poliakrylamidowego 5.2 Przygotowanie układu do elektroforezy 5.3 Przygotowanie i nanoszenie próbek 5.3 Wykonanie elektroforezy 5.4 Barwienie żelu i dokumentacja. 6 VI spotkanie: Określenie stężenia białka metodą spektrofotometryczną i Bradford 6.1 Materiały niezbędne do wykonania ćwiczenia 6.2 Metoda spektrofotometryczna 6.3 Metoda Bradford

2 I spotkanie: Ekspresja białka w komórkach E. coli Materiały i aparatura niezbędne do wykonania ćwiczenia I Pożywka LB z agarem do hodowli stałej. Roztwór ampicyliny o stężeniu 100 mg/ml. Szalki Petriego. Cieplarka. Palnik, zapałki, 70% roztwór etanolu, eza. Pipety, sterylne tipsy o pojemności do 200 l. Wykonanie ćwiczenia Przygotować i podpisać szalki Petriego. Roztopić w mikrofalówce pożywkę LB z agarem o objętości 50 ml dla każdej pary osób wykonujących ćwiczenie, a następnie schłodzić do temperatury ok C, czyli takiej, przy której nie odczuwamy parzenia przy dotykaniu naczynia ręką. Gdy pożywki są ochłodzone dodać 50 μl ampicyliny o stężeniu wyjściowym 100 mg/ml uzyskując stężenie końcowe 100 μg/ml. Rozlać pożywkę stałą na szalki Petriego. 5. Włączyć i ustawić cieplarkę na 37 C. 6. Szalki wstawić do cieplarki w celu wysuszenia na około pół godziny. 7. Po wysuszeniu wykonać posiew redukcyjny przenosząc, za pomocą ezy wysterylizowanej w płomieniu palnika, bakterie zawierające wektor z plazmidem białka na szalkę Petriego. 8. Szalkę wstawić do cieplarki i przechować w niej do następnego dnia. 9. Następnego dnia osoba wskazana przez asystenta przenosi szalki z cieplarki do lodówki. II spotkanie: Ekspresja białka w komórkach E. coli ciąg dalszy Materiały i aparatura niezbędne do wykonania ćwiczenia II Kolby z 50 ml pożywki LB do hodowli płynnej. Roztwór ampicyliny o stężeniu 100 mg/ml. Roztwór IPTG o stężeniu 1M. Cieplarko-wytrząsarka. Palnik, zapałki. Pipety i sterylne tipsy. Wykonanie ćwiczenia Podpisać kolbę o objętości 250 ml. Jedna z osób przygotowuje dwie kolby i czynności 1-6 wykonuje dla obydwu kolb. Przygotować w opisanej kolbie, w obecności włączonego palnika gazowego 50 ml LB Dodać do kolby 50 μl ampicyliny o stężeniu 100 mg/ml. Do kolby dodać za pomocą pipety z wysterylizowaną końcówką 1 ml hodowli nocnej.

3 5. Wstawić do wytrząsarki i energicznie wytrząsać w temperaturze37 C. 6. Pobierać co 30 minut 1,5 ml roztworu i sprawdzać OD. Dane umieścić w tabeli. Roztwór po pomiarze wylewać do przygotowanego pojemnika do sterylizacji. 7. Po osiągnięciu OD600 w zakresie zaindukować hodowlę dodając do kolby 50 μl IPTG o stężeniu wyjściowym 1M uzyskując stężenie końcowe 1 mm. Osoba, która przygotowała dwie kolby do jednej z nich NIE dodaje IPTG. 8. Wstawić kolby do wytrząsarki. 9. Po odpowiednim czasie (1, 2, 3, 4 godziny) pobierać po 1 ml z każdej kolby do sterylnej opisanej ependorfówki. Zapisać oznaczenia ependorfówek. 10. Odwirować osad. 1 Supernatant wylać do zbiornika, w którym zostanie wysterylizowany. 1 Osad zawiesić w 50 μl buforu denaturującego i zamrozić w temperaturze -80 C. 1 Po zakończeniu hodowli pobrać po 5 ml z kolby do sterylnej opisanej falkonówki i odwirować osad. 1 Supernatant wylać do zbiornika, w którym zostanie wysterylizowany. 15. Osad zamrozić w falkonówce w temperaturze -80 C. III spotkanie: Kontrola wydajności ekspresji białka w E. coli metodą elektroforezy denaturującej Odczynniki niezbędne do wykonania ćwiczenia III Odczynniki do przygotowania żeli: 30% roztwór akrylamidów, woda dejonizowana, TEMED, 10% APS, 5 M bufor Tris-HCl, ph 8.8, 0.5 M Tris-HCl, ph 6.8, 10% SDS; barwnik denaturujący do białek (5x stężony), bufor glicynowy do elektroforezy SDS-PAGE 1x stężony, barwnik do barwienia żelu po elektroforezie (BioRad), etanol do mycia szybek elektroforetycznych, elektroforetyczny marker białkowy. Przygotowanie i przeprowadzenie elektroforezy Przygotowanie żelu poliakrylamidowego. Starannie umyć szybki elektroforetyczne wodą, wytrzeć ręcznikiem papierowym i przetrzeć wewnętrzne powierzchnie etanolem. Każda z osób składa ze sobą dwie szybki (szybkę krótszą i dłuższą) w taki sposób, aby dolne krawędzie szyb były na jednym poziomie, a spacer y znajdowały się w wewnętrznej przestrzeni pomiędzy płytkami. Złożone szybki spiąć za pomocą przeznaczonych do tego klamr i zamocować na podstawce do

4 wylewania żeli. Sporządzić roztwór żelu separującego (dolnego) o odpowiednim stężeniu (według Tab. Figure 1). Ponieważ objętości roztworów (10 ml dla żelu separującego i 3 ml dla żelu ściągającego) wystarczają na przygotowanie dwóch żeli studenci przygotowują roztwory parami. Typ żelu Żel ściągający 4% Woda 30% akryloamid dejonizo-wana 5 M Tris-HCl ph ml 0.42 ml ml Żel separujący 12 % 4 ml 0 ml 5 ml μl 0.5 M 10% 10% Całkowi-ta Tris-HCl TEMED SDS APS objętość ph μl 30 μl 70 μl 3 μl 3 ml 7 μl 10 ml Figure 1: Skład 12 % żelu separującego (dolnego) i 4% żelu ściągającego (górnego). Objętość przygotowanego roztworu wynosi odpowiednio 10 i 3 ml i wystarcza na wylanie dwóch płytek. a. Wymieszać ostrożnie wszystkie składniki oprócz TEMEDU i APS. b. Odgazowywać roztwór przez 10 minut (opcjonalnie). c. Dodać APS i TEMED. 5. Szybko wlać mieszaninę pomiędzy płytki szklane do takiej wysokości, żeby zostawić miejsce na około 1 cm żelu górnego i grzebień. 6. Po wylaniu żelu upewnić się, że nie ma w nim bąbli powietrza. 7. W celu odcięcia dostępu tlenu przeszkadzającego polimeryzacji na żel nalać ostrożnie 1-2 mm wody. Pozostawić do polimeryzacji (45 minut). 8. Po spolimeryzowaniu żelu separującego przygotować żel ściągający według Tab. a. Wymieszać ostrożnie wszystkie składniki oprócz TEMEDU i APS. b. Odgazowywać roztwór przez 10 minut (opcjonalnie). c. Dodać APS i TEMED 9. Szybko zlać wodę znad żelu dolnego i osuszyć ręcznikiem papierowym. 10. Natychmiast wlać mieszaninę pomiędzy płytki szklane do ich górnej granicy. Uważać aby nie powstały pęcherzyki powietrza. 1 Ostroznie włożyć grzebień. 1 Pozostawić do polimeryzacji (30-45 minut) Przygotowanie układu do elektroforezy Zdjąć złożone szybki z żelem z podstawki i wstawić do aparatu do elektroforezy Zalać żel buforem glicynowym (1 x stężonym). Napełnić buforem naczynie elektrodowe tak, aby górna i dolna część żelu były zanurzone w buforze. Wyjąć ostrożnie grzebień z żelu. Uważać aby nie oderwać fragmentów żelu. Za pomocą pipety automatycznej usunąć pęcherzyki powietrza z dolnej części żelu. Przygotowanie i nanoszenie próbek Przygotować łaźnię wodną lub włączyć blok grzejny i nastawić temperaturę na 95 C. Rozmrozić ependorfówki z zamrożonymi po hodowli próbkami elektroforetycznymi: a. Próbka pobrana po 1 godzinie hodowli. b. Próbka pobrana po 2 godzinach hodowli. c. Próbka pobrana po 3 godzinach hodowli.

5 d. Próbka pobrana po 4 godzinach hodowli. Inkubować wszystkie próbki we wrzącej łaźni wodnej lub bloku grzejnym przez 5 min. Zwirować próbki, tak aby opadła na dno ciecz, która skropliła się w czasie inkubacji na zamknięciu ependorfówki Nanieść po 30 μl każdej z próbek do studzienek w żelu przy pomocy pipety automatycznej. Do jedenj ze studzienek nanieść marker białkowy otrzymany od asystenta. Zanotować położenie próbek na żelu. Zanotować masy białek wchodzących w skład markera. Wykonanie elektroforezy Przeprowadzić elektroforezę wstępną przy napięciu V. Po wniknięciu próbek w żel separujący zwiększyć napięcie do V. Po wniknięciu próbek w żel separujący zwiększyć napięcie do 150 V Kontynuować rozdział dopóki barwnik nie znajdzie się 0.5 cm od końca żelu. Po skończonym rozdziale odłączyć napięcie, wylać bufor i wyjąć żel z aparatu. Barwienie żelu i dokumentacja Ostrożnie oddzielić szyby, wyjąć żel i za pomocą szpatułki przenieść do pojemnika. Do pojemnika wlać ostrożnie wodę (200 ml na każdy żel). Płukać przez 5 minut. Przytrzymując żel ręką w rękawiczce wylać wodę z pojemnika. Czynności 2-4 powtórzyc dwukrotnie. Nalać do pojemnika z żelem barwnik (Bio-Safe Coomassie Stain, BioRad) w takiej ilości, aby zakrył żel. Zostawić żel w barwniku na ok. 1 h, delikatnie mieszając. Przytrzymując żel ręką w rękawiczce zlać barwnik spowrotem do pojemnika. Nalać do kuwety ostrożnie wodę i płukać przez 30 minut. Wylać wodę. Nalać świeżą porcję wody i płukać żel na kołysce. Nastepnego dnia po odbarwieniu żeli asystenci wykonują ich fotografie i wysyłają studentom. IV spotkanie: Oczyszczanie białka etykietowanego ogonem sześciohistydynowym na kolumienkach wirowniczych Ni-NTA Materiały niezbędne do wykonania ćwiczenia III Kolumienki wirownicze Ni-NTA, falkonówki, ependorfówki. Bufory dołaczone do zestawu kolumienek wirowniczych: a. Bufor do lizy. b. Bufor do mycia. c. Bufor do elucji. 10% roztwór siarczanu streptomycyny. Lizozym o stężeniu 10 mg/ml.

6 Wykonanie oczyszczania Rozmrozić osad zebrany w falkonowce z hodowli bakteryjnej (5 ml). Osad zawiesić w 630 μl buforu do lizy. Dodać 70 μl rotworu lizozymu o stężeniu 10 mg/ml i wymieszać. Inkubować mieszaninę w lodzie minut. 5. Odwirować zhomogenizowany ekstrakt bakteryjny minut przy przyspieszeniu 12000g w temperaturze 4 C. 6. Przenieść supernatant do nowej, oznaczonej ependorfówki umieszczonej w lodzie. 7. Dodać 70 μl 10% (w/v) roztworu siarczanu streptomycyny i delikatnie wymieszać. 8. Zwirować mieszaninę 30 min, g, 4 C. 9. Supernatant zawierający białko przenieść do nowej oznaczonej falkonówki. 10. Zrównoważyć kolumienki wirownicze z Ni-NTA buforem do lizy nalać na kolumienkę 600 ul buforu i wirować przez min. 4 minuty przy 2900 rpm (około 890g). 1 Nałożyć supernatant na zrównoważoną buforem kolumienkę wirowniczą. 1 Zwirować kolumienkę (5 minuty, 1600 rpm = 270g). Zachować eluat do analizy elektroforetycznej w oznaczonej ependorfówce (A). 1 Nalać na kolumienkę 600 ul buforu do mycia i zwirować kolumienkę (2 minuty, 2900 rpm = 890g). Zachować eluat do analizy elektroforetycznej w oznaczonej ependorfówce (B). 1 Powtórzyć czynności opisane w punkcie 1Zachować eluat do analizy elektroforetycznej w oznaczonej ependorfówce (C). 15. Nałożyc na kolumienkę 300 ul buforu do elucji i zwirować kolumienkę (2 minuty, 2900 rpm = 890g). Zabrać eluat z oczyszczonym białkiem do ependorfówki. Zachować eluat do analizy elektroforetycznej w oznaczonej ependorfówce (D). 16. Powtórzyć czynności opisane w punkcie 16. Zachować eluat do analizy elektroforetycznej w oznaczonej ependorfówce (E). 17. Schować podpisane ependorfówki do zamrażarki. V spotkanie: Kontrola jakości oczyszczania białka metodą elektroforezy denaturującej (patrz również spotkanie III) Odczynniki niezbędne do wykonania ćwiczenia III Odczynniki do przygotowania żeli: 30% roztwór akrylamidów, woda dejonizowana, TEMED, 10% APS, 5 M bufor Tris-HCl, ph 8.8, 0.5 M Tris-HCl, ph 6.8, 10% SDS; barwnik denaturujący do białek (5x stężony), bufor glicynowy do elektroforezy SDS-PAGE 1x stężony, barwnik do barwienia żelu po elektroforezie (BioRad), etanol do mycia szybek elektroforetycznych, elektroforetyczny marker białkowy.

7 Przygotowanie i przeprowadzenie elektroforezy Przygotowanie żelu poliakrylamidowego Starannie umyć szybki elektroforetyczne wodą, wytrzeć ręcznikiem papierowym i przetrzeć wewnętrzne powierzchnie etanolem. Każda z osób składa ze sobą dwie syzbki. Złożone szybki spiąć klamrami i zamocować na podstawce. Sporządzić roztwór żelu separującego (dolnego) o odpowiednim stężeniu (według Tab.1). Szybko wlać mieszaninę pomiędzy płytki szklane do takiej wysokości, żeby zostawić miejsce na około 1 cm żelu górnego i grzebień. Po wylaniu żelu upewnić się, że nie ma w nim bąbli powietrza. W celu odcięcia dostępu tlenu przeszkadzającego polimeryzacji na żel nalać ostrożnie 1-2 mm wody. Pozostawić do polimeryzacji (45 minut). Po spolimeryzowaniu żelu separującego przygotować żel ściągający według Tab. Szybko zlać wodę z nad żelu dolnego i osuszyć ręcznikiem papierowym. Natychmiast wlać mieszaninę pomiędzy płytki szklane do ich górnej granicy. Uważać aby nie powstały pęcherzyki powietrza. Ostroznie włożyć grzebień. Pozostawić do polimeryzacji (30-45 minut). Przygotowanie układu do elektroforezy Zdjąć złożone szybki z żelem z podstawki i wstawić do aparatu do elektroforezy. Zalać żel buforem glicynowym (1 x stężonym). Wyjąć ostrożnie grzebień z żelu. Za pomocą pipety automatycznej usunąć pęcherzyki powietrza z dolnej części żelu. Przygotowanie i nanoszenie próbek Przygotować łaźnię wodną lub włączyć blok grzejny i nastawić temperaturę na 95 C. Rozmrozić ependorfówki z zamrożonymi po hodowli próbkami elektroforetycznymi. A. Eluat w buforze do lizy po nałożeniu białka na kolumnę. B. Eluat w buforze do mycia I. C. Eluat w buforze do mycia II. D. Oczyszczone białko po pierwszej elucji. E. Oczyszczone białko po drugiej elucji. Po rozmrożeniu pobrać do oznaczonych ependorfówek po 20 l próbki. Dodać bufor barwiąco-denaturujący (20 l). 5. Inkubować we wrzącej łaźni wodnej lub bloku grzejnym przez 5 min. 6. Zwirować przygotowane próbki. 7. Nanieść po 30 l każdej z próbek do studzienek w żelu przy pomocy pipety automatycznej. 8. Do jednej ze studzienek nanieść marker otrzymany od asystenta. Marker ma taki sam skład, jak używany na III spotkaniu. 9. Zanotować położenie próbek na żelu.

8 Wykonanie elektroforezy Przeprowadzić elektroforezę wstępną przy napięciu V. Po wniknięciu próbek w żel separujący zwiększyć napięcie do V. Po skończonym rozdziale odłączyć napięcie, wylać bufor i wyjąć żel z aparatu. Barwienie żelu i dokumentacja Ostrożnie oddzielić szyby, wyjąć żel i za pomocą szpatułki przenieść do pojemnika Do pojemnika wlać ostrożnie wodę Płukać przez 5 minut. Wylać wodę z pojemnika Czynności 2-4 powtórzyc dwukrotnie Nalać do pojemnika z żelem barwnik. Zostawić żel w barwniku na ok. 15 minut Zlać barwnik do pojemnika Nalać do kuwety ostrożnie wodę i płukać przez 30 minut. Wylać wodę Nalać świeżą porcję wody i płukać żel na kołysce Nastepnego dnia po odbarwieniu żeli asystenci wykonują ich fotografie i wysyła studentom. Po otrzymaniu fotografii żelu należy przeprowadzić jego analizę: a. umieścić zdjęcie żelu wraz z opisem, b. wyznaczyć ruchliwość względną (Rf) białek wzorcowych, c. wykonać wykres zależności drogi migracji od logarytmu masy, d. Wyznaczyć masę cząsteczkową białka. VI spotkanie: Określenie stężenia białka metodą spektrofotometryczną i Bradford Materiały niezbędne do wykonania ćwiczenia Bufor fosforanowy 50 mm ph 8.0, 1 M roztwór NaOH, odczynnik Bradforda, albumina wołowa o stężeniu 1 mg/ml. Metoda spektrofotometryczna Usunąć imidazol wykonać dwu lub trzykrotna dializę względem buforu fosforanowego 20 mm, ph 8, 200 mm NaCl. Do kuwety nalać 2 ml buforu fosforanowego o ph 8, zmierzyć wartość absorpcji w 280 nm, wynik zapisać Dodać 5 ul próbki oczyszczonego białka i zmierzyć absorpcję. Pomiar powtórzyć trzykrotnie. 5. Wyznaczyć stężenie białka stosując prawo Lamberta-Beera i korzystając z podanej przez asystenta wartości współczynnika ekstynkcji. Dane zapisać w tabeli.

9 Metoda Bradford Z wyjściowego roztworu surowiczej albuminy bydlęcej o stężeniu 1 mg/ml sporządzić dla całej grupy rozcieńczenia według Tab. Figure Uzyskany zestaw stężeń należy podzielić na ilość osób wykonujących ćwiczenie. Stężenie wyjściowego roztworu białka (mg/ml) Objętość wyjściowego roztworu białka (ml) Objętość H2O (ml) Stężenie wzorcowego roztworu białka (mg/ml) ,75 0,25 0, ,5 0,5 0, ,25 0,75 0, ,2 1,8 0,1 2 0,1 0,75 0,25 0, ,1 0,5 0,5 0,05 1 0,1 0,25 0,75 0, ,1 0,1 0,9 0,01 1 Objętość wzorcowego roztworu białka (ml) Do ependorfówek dodać po 0,02 ml roztworów białka wzorcowego o stężeniach: 1; 0,75; 0,5; 0,25; 0,1; 0,075; 0,05; 0,025; 0,01 mg/ml (dwa powtórzenia dla każdego stężenia BSA) i po 0.98 ml odczynnika Bradforda. Do ependorfówek dodać po 0,02, 0,04 i 0,06 ml próbki białka, której stężenie chcemy ocenić i odpowiednio po 0.98, 0,96 i 0,94 ml odczynnika Bradforda. 5. Całość natychmiast energicznie wymieszać i pozostawić na 5 minut. Równolegle przygotować próbę kontrolną przez zmieszanie 0,02 ml H2O z 0,98 ml odczynnika Bradforda. 6. Wykonać pomiary absorbancji dla wszystkich próbek, łącznie z kontrolną, przy długości fali 595 nm. 7. Wykreślić krzywą wzorcową jako zależność pomiędzy stężeniami białka a wartościami absorbancji. 8. Umieścić na krzywej wzorcowej absorpcję odczytaną w 595 nm dla badanej próbki białka i odczytać stężenie. Porównać stężenia bialka uzyskane metodą Bradford oraz spektrofotometryczną. Wyniki przedyskutować.

Zakład Biologii Molekularnej Materiały do ćwiczeń z przedmiotu: BIOLOGIA MOLEKULARNA

Zakład Biologii Molekularnej Materiały do ćwiczeń z przedmiotu: BIOLOGIA MOLEKULARNA Zakład Biologii Molekularnej Materiały do ćwiczeń z przedmiotu: BIOLOGIA MOLEKULARNA Zakład Biologii Molekularnej Wydział Farmaceutyczny, WUM ul. Banacha 1, 02-097 Warszawa Ćwiczenie 3 Izolacja i rozdział

Bardziej szczegółowo

ĆWICZENIE 3 DGGE- ELEKTROFOREZA W ŻELU Z GRADIENTEM CZYNNIKA DENATURUJĄCEGO

ĆWICZENIE 3 DGGE- ELEKTROFOREZA W ŻELU Z GRADIENTEM CZYNNIKA DENATURUJĄCEGO ĆWICZENIE 3 DGGE- ELEKTROFOREZA W ŻELU Z GRADIENTEM CZYNNIKA DENATURUJĄCEGO CZĘŚĆ TEORETYCZNA Metody badań i cechy w oparciu o które przeprowadzana jest klasyfikacja i identyfikacja mikroorganizmówh Struktura

Bardziej szczegółowo

Zakład Biologii Molekularnej Materiały do ćwiczeń z przedmiotu: BIOLOGIA MOLEKULARNA

Zakład Biologii Molekularnej Materiały do ćwiczeń z przedmiotu: BIOLOGIA MOLEKULARNA Zakład Biologii Molekularnej Materiały do ćwiczeń z przedmiotu: BIOLOGIA MOLEKULARNA Zakład Biologii Molekularnej Wydział Farmaceutyczny, WUM ul. Banacha 1, 02-097 Warszawa IZOLACJA DNA Z HODOWLI KOMÓRKOWEJ.

Bardziej szczegółowo

Zakład Biologii Molekularnej, Wydział Farmaceutyczny, WUM.

Zakład Biologii Molekularnej, Wydział Farmaceutyczny, WUM. Zakład Biologii Molekularnej Materiały do ćwiczeń z przedmiotu: TERAPIA GENOWA Plan ćwiczeń Ćwiczenie 1: Przygotowanie warsztatu terapii genowej 1. Kontrola jakościowa preparatów plazmidowych paav/lacz,

Bardziej szczegółowo

Spis treści. Wstęp. Obiekt. Pracownia Biologii Molekularnej. Część II. Ekspresja i oczyszczanie białek

Spis treści. Wstęp. Obiekt. Pracownia Biologii Molekularnej. Część II. Ekspresja i oczyszczanie białek Pracownia Biologii Molekularnej Część II Ekspresja i oczyszczanie białek Spis treści 1 Wstęp 2 Obiekt 3 Namnażanie białka w komórkach bakterii Escherichia Coli 3.1 Pożywki do hodowli 3.2 Rozwój hodowli

Bardziej szczegółowo

Instrukcje do ćwiczeń oraz zakres materiału realizowanego na wykładach z przedmiotu Inżynieria bioprocesowa na kierunku biotechnologia

Instrukcje do ćwiczeń oraz zakres materiału realizowanego na wykładach z przedmiotu Inżynieria bioprocesowa na kierunku biotechnologia 1 Zakład Mikrobiologii UJK Instrukcje do ćwiczeń oraz zakres materiału realizowanego na wykładach z przedmiotu Inżynieria bioprocesowa na kierunku biotechnologia 2 Zakład Mikrobiologii UJK Zakres materiału

Bardziej szczegółowo

Genomic Maxi AX zestaw do izolacji genomowego DNA wersja 0616

Genomic Maxi AX zestaw do izolacji genomowego DNA wersja 0616 Genomic Maxi AX zestaw do izolacji genomowego DNA wersja 0616 10 izolacji Nr kat. 995-10 Pojemność kolumny do oczyszczania DNA wynosi 500 µg 1 Skład zestawu Składnik Ilość Temp. Przechowywania Kolumny

Bardziej szczegółowo

BADANIE WŁASNOŚCI KOENZYMÓW OKSYDOREDUKTAZ

BADANIE WŁASNOŚCI KOENZYMÓW OKSYDOREDUKTAZ KATEDRA BIOCHEMII Wydział Biologii i Ochrony Środowiska BADANIE WŁASNOŚCI KOENZYMÓW OKSYDOREDUKTAZ ĆWICZENIE 2 Nukleotydy pirydynowe (NAD +, NADP + ) pełnią funkcję koenzymów dehydrogenaz przenosząc jony

Bardziej szczegółowo

Metody badania ekspresji genów

Metody badania ekspresji genów Metody badania ekspresji genów dr Katarzyna Knapczyk-Stwora Warunki wstępne: Proszę zapoznać się z tematem Metody badania ekspresji genów zamieszczonym w skrypcie pod reakcją A. Lityńskiej i M. Lewandowskiego

Bardziej szczegółowo

Genomic Midi AX Direct zestaw do izolacji genomowego DNA (procedura bez precypitacji) wersja 1215

Genomic Midi AX Direct zestaw do izolacji genomowego DNA (procedura bez precypitacji) wersja 1215 Genomic Midi AX Direct zestaw do izolacji genomowego DNA (procedura bez precypitacji) wersja 1215 20 izolacji Nr kat. 895-20D Pojemność kolumny do oczyszczania DNA wynosi 100 µg 1 Skład zestawu Składnik

Bardziej szczegółowo

Zestaw do izolacji plazmidowego DNA

Zestaw do izolacji plazmidowego DNA Nr kat. EM01 Wersja zestawu: 1.2014 Zestaw do izolacji plazmidowego DNA EXTRACTME jest zastrzeżonym znakiem towarowym firmy BLIRT S.A. www.dnagdansk.com Nr kat. EM01 I. PRZEZNACZENIE ZESTAWU Zestaw EXTRACTME

Bardziej szczegółowo

MATERIAŁY SZKOLENIOWE DLA ZAKŁADÓW HIGIENY WETERYNARYJNEJ W ZAKRESIE LABORATORYJNEJ DIAGNOSTYKI AFRYKAŃSKIEGO POMORU ŚWIŃ

MATERIAŁY SZKOLENIOWE DLA ZAKŁADÓW HIGIENY WETERYNARYJNEJ W ZAKRESIE LABORATORYJNEJ DIAGNOSTYKI AFRYKAŃSKIEGO POMORU ŚWIŃ MATERIAŁY SZKOLENIOWE DLA ZAKŁADÓW HIGIENY WETERYNARYJNEJ W ZAKRESIE LABORATORYJNEJ DIAGNOSTYKI AFRYKAŃSKIEGO POMORU ŚWIŃ Puławy 2013 Opracowanie: Prof. dr hab. Iwona Markowska-Daniel, mgr inż. Kinga Urbaniak,

Bardziej szczegółowo

Zestaw do oczyszczania DNA po reakcjach enzymatycznych. Nr kat. EM03 Wersja zestawu:

Zestaw do oczyszczania DNA po reakcjach enzymatycznych. Nr kat. EM03 Wersja zestawu: Zestaw do oczyszczania DNA po reakcjach enzymatycznych Nr kat. EM03 Wersja zestawu: 1.2012 I. PRZEZNACZENIE ZESTAWU Zestaw EXTRACTME DNA CLEAN-UP przeznaczony jest do szybkiego i wydajnego oczyszczania

Bardziej szczegółowo

Novabeads Food DNA Kit

Novabeads Food DNA Kit Novabeads Food DNA Kit Novabeads Food DNA Kit jest nowej generacji narzędziem w technikach biologii molekularnej, umożliwiającym izolację DNA z produktów spożywczych wysoko przetworzonych. Metoda oparta

Bardziej szczegółowo

MINIPOL 2. Zestaw do minielektroforezy płytowej w jednym lub dwóch żelach poliakrylamidowych. Instrukcja Obsługi. Numer katalogowy:

MINIPOL 2. Zestaw do minielektroforezy płytowej w jednym lub dwóch żelach poliakrylamidowych. Instrukcja Obsługi. Numer katalogowy: MINIPOL 2 Zestaw do minielektroforezy płytowej w jednym lub dwóch żelach poliakrylamidowych Instrukcja Obsługi Numer katalogowy: 103-100 Aby uzys k ać pomoc techniczną : T 22 668 71 47 Spis treści 1. Informacje

Bardziej szczegółowo

PathogenFree DNA Isolation Kit Zestaw do izolacji DNA Instrukcja użytkownika

PathogenFree DNA Isolation Kit Zestaw do izolacji DNA Instrukcja użytkownika PathogenFree DNA Isolation Kit Zestaw do izolacji DNA Instrukcja użytkownika Spis treści 1. Zawartość 2 1.1 Składniki zestawu 2 2. Opis produktu 2 2.1 Założenia metody 2 2.2 Instrukcja 2 2.3 Specyfikacja

Bardziej szczegółowo

Zakład Biologii Molekularnej Materiały do ćwiczeń z przedmiotu: MOLEKULARNE PODSTAWY BIOTECHNOLOGII

Zakład Biologii Molekularnej Materiały do ćwiczeń z przedmiotu: MOLEKULARNE PODSTAWY BIOTECHNOLOGII Zakład Biologii Molekularnej Materiały do ćwiczeń z przedmiotu: Zakład Biologii Molekularnej Wydział Farmaceutyczny, WUM ul. Banacha 1, 02-097 Warszawa ĆWICZENIE 1 IZOLACJA raav Z KOMÓREK PAKUJĄCYCH AAV293

Bardziej szczegółowo

HYDROLIZA SOLI. ROZTWORY BUFOROWE

HYDROLIZA SOLI. ROZTWORY BUFOROWE Ćwiczenie 9 semestr 2 HYDROLIZA SOLI. ROZTWORY BUFOROWE Obowiązujące zagadnienia: Hydroliza soli-anionowa, kationowa, teoria jonowa Arrheniusa, moc kwasów i zasad, równania hydrolizy soli, hydroliza wieloetapowa,

Bardziej szczegółowo

ALGALTOXKIT F Procedura testu

ALGALTOXKIT F Procedura testu ALGALTOXKIT F Procedura testu 1 PRZYGOTOWANIE STANDARDOWEJ POŻYWKI A B C D - KOLBKA MIAROWA (1 litr) - FIOLKI Z ROZTWORAMI POŻYWEK A (2 fiolki), B, C, D - DESTYLOWANA (lub dejonizowana) WODA 2 A PRZENIEŚĆ

Bardziej szczegółowo

Zestaw do izolacji DNA z krwi świeżej i mrożonej

Zestaw do izolacji DNA z krwi świeżej i mrożonej Nr kat. EM05 Wersja zestawu: 1.2014 Zestaw do izolacji DNA z krwi świeżej i mrożonej EXTRACTME jest zastrzeżonym znakiem towarowym firmy BLIRT S.A. www.dnagdansk.com Nr kat. EM05 I. PRZEZNACZENIE ZESTAWU

Bardziej szczegółowo

ĆWICZENIE NR 3 BADANIE MIKROBIOLOGICZNEGO UTLENIENIA AMONIAKU DO AZOTYNÓW ZA POMOCĄ BAKTERII NITROSOMONAS sp.

ĆWICZENIE NR 3 BADANIE MIKROBIOLOGICZNEGO UTLENIENIA AMONIAKU DO AZOTYNÓW ZA POMOCĄ BAKTERII NITROSOMONAS sp. ĆWICZENIE NR 3 BADANIE MIKROBIOLOGICZNEGO UTLENIENIA AMONIAKU DO AZOTYNÓW ZA POMOCĄ BAKTERII NITROSOMONAS sp. Uwaga: Ze względu na laboratoryjny charakter zajęć oraz kontakt z materiałem biologicznym,

Bardziej szczegółowo

Laboratorium 3 Toksykologia żywności

Laboratorium 3 Toksykologia żywności Laboratorium 3 Toksykologia żywności Literatura zalecana: Orzeł D., Biernat J. (red.) 2012. Wybrane zagadnienia z toksykologii żywności. Wydawnictwo Uniwersytetu Przyrodniczego we Wrocławiu. Wrocław. Str.:

Bardziej szczegółowo

Syngen Gel/PCR Mini Kit

Syngen Gel/PCR Mini Kit Syngen Gel/PCR Mini Kit Syngen Gel/PCR ME Mini Kit Zestawy do oczyszczania DNA: - z żelu agarozowego - po reakcji PCR i innych reakcjach enzymatycznych - z żelu agarozowego z małą objętością elucji - po

Bardziej szczegółowo

6. Wykorzystanie tyrozynazy otrzymywanej z pieczarki dwuzarodnikowej (Agaricus Bisporus) do produkcji L-DOPA

6. Wykorzystanie tyrozynazy otrzymywanej z pieczarki dwuzarodnikowej (Agaricus Bisporus) do produkcji L-DOPA 6. Wykorzystanie tyrozynazy otrzymywanej z pieczarki dwuzarodnikowej (Agaricus Bisporus) do produkcji L-DOPA L-DOPA (L-3,4-dihydroksyfenyloalanina) jest naturalnym prekursorem dopaminy, jednego z najważniejszych

Bardziej szczegółowo

Biologia Molekularna ĆWICZENIE I PREPARATYKA RNA

Biologia Molekularna ĆWICZENIE I PREPARATYKA RNA Biologia Molekularna ĆWICZENIE I PREPARATYKA RNA ĆWICZENIE I (RNA) W komórkach występują trzy główne rodzaje RNA: mrna, trna, rrna. Największą pulę RNA stanowi rrna kodujące podjednostki rybosomów (u Eukariota

Bardziej szczegółowo

Zestaw do izolacji DNA z krwi świeżej i mrożonej

Zestaw do izolacji DNA z krwi świeżej i mrożonej DNA BLOOD KIT Nr kat. EM05 Wersja zestawu: 1.2012 Zestaw do izolacji DNA z krwi świeżej i mrożonej DNA BLOOD KIT www.dnagdansk.com Nr kat. EM05 I. PRZEZNACZENIE ZESTAWU Zestaw EXTRACTME DNA BLOOD przeznaczony

Bardziej szczegółowo

Techniki molekularne ćw. 1 1 z 6

Techniki molekularne ćw. 1 1 z 6 Techniki molekularne ćw. 1 1 z 6 Instrukcja do ćwiczeń Nr 1. Temat: Izolacja całkowitego DNA z tkanki ssaczej metodą wiązania DNA do kolumny krzemionkowej oraz spektrofotometryczna ocena jego czystości

Bardziej szczegółowo

GOSPODARKA ODPADAMI. Oznaczanie metodą kolumnową wskaźników zanieczyszczeń wymywanych z odpadów

GOSPODARKA ODPADAMI. Oznaczanie metodą kolumnową wskaźników zanieczyszczeń wymywanych z odpadów GOSPODARKA ODPADAMI Ćwiczenie nr 5 Oznaczanie metodą kolumnową wskaźników zanieczyszczeń wymywanych z odpadów I. WPROWADZENIE Nieodpowiednie składowanie odpadków na wysypiskach stwarza możliwość wymywania

Bardziej szczegółowo

Oznaczanie mocznika w płynach ustrojowych metodą hydrolizy enzymatycznej

Oznaczanie mocznika w płynach ustrojowych metodą hydrolizy enzymatycznej Oznaczanie mocznika w płynach ustrojowych metodą hydrolizy enzymatycznej Wprowadzenie: Większość lądowych organizmów kręgowych część jonów amonowych NH + 4, produktu rozpadu białek, wykorzystuje w biosyntezie

Bardziej szczegółowo

Plasmid Mini. 50 izolacji, 250 izolacji. Zestaw do izolacji plazmidów wysokokopijnych wersja Nr kat ,

Plasmid Mini. 50 izolacji, 250 izolacji. Zestaw do izolacji plazmidów wysokokopijnych wersja Nr kat , Plasmid Mini Zestaw do izolacji plazmidów wysokokopijnych wersja 1016 50 izolacji, 250 izolacji Nr kat. 020-50, 020-250 Pojemność kolumny do oczyszczania DNA wynosi 20 µg. 1 Skład zestawu Składnik 50 izolacji

Bardziej szczegółowo

ELEKTROFOREZA DWUWYMIAROWA 2-DE BIAŁEK

ELEKTROFOREZA DWUWYMIAROWA 2-DE BIAŁEK ELEKTROFOREZA DWUWYMIAROWA 2-DE BIAŁEK WPROWADZENIE Dwuwymiarowa elektroforeza żelowa jest metodą znaną od lat 70-tych ubiegłego wieku. Obecnie jest powszechnie stosowaną metodą rozdziału pozwalającą na

Bardziej szczegółowo

GOSPODARKA ODPADAMI. Oznaczanie metodą kolumnową wskaźników zanieczyszczeń wymywanych z odpadów

GOSPODARKA ODPADAMI. Oznaczanie metodą kolumnową wskaźników zanieczyszczeń wymywanych z odpadów GOSPODARKA ODPADAMI Ćwiczenie nr 5 Oznaczanie metodą kolumnową wskaźników zanieczyszczeń wymywanych z odpadów I. WPROWADZENIE: Nieodpowiednie składowanie odpadków na wysypiskach stwarza możliwość wymywania

Bardziej szczegółowo

WYŻEJ OPISANA CZĘŚĆ DOŚWIADCZENIA JEST PRZYGOTOWANA EOZYNA ŻÓŁTAWA

WYŻEJ OPISANA CZĘŚĆ DOŚWIADCZENIA JEST PRZYGOTOWANA EOZYNA ŻÓŁTAWA ĆWICZENIE 6 Gospodarka wodna Szybkość dyfuzji barwników organicznych w żelatynie Materiał: a/ odczynniki: 20 % roztwór żelatyny, tusz, 1-2 mm roztwory eozyny żółtawej, błękitu metylenowego, oranżu metylowego

Bardziej szczegółowo

OZNACZANIE ŻELAZA METODĄ SPEKTROFOTOMETRII UV/VIS

OZNACZANIE ŻELAZA METODĄ SPEKTROFOTOMETRII UV/VIS OZNACZANIE ŻELAZA METODĄ SPEKTROFOTOMETRII UV/VIS Zagadnienia teoretyczne. Spektrofotometria jest techniką instrumentalną, w której do celów analitycznych wykorzystuje się przejścia energetyczne zachodzące

Bardziej szczegółowo

StayRNA bufor zabezpieczający RNA przed degradacją wersja 0215

StayRNA bufor zabezpieczający RNA przed degradacją wersja 0215 StayRNA bufor zabezpieczający RNA przed degradacją wersja 0215 100 ml, 250 ml, 500 ml Nr kat. 038-100, 038-250, 038-500 Nietosyczny roztwór wodny do przechowywania i zabezpieczania różnego rodzaju tkanek

Bardziej szczegółowo

Zestaw do izolacji DNA z żeli agarozowych. Nr kat. EM08 Wersja zestawu:

Zestaw do izolacji DNA z żeli agarozowych. Nr kat. EM08 Wersja zestawu: Zestaw do izolacji DNA z żeli agarozowych Nr kat. EM08 Wersja zestawu: 1.2012 www.dnagdansk.com Nr kat. EM08 I. PRZEZNACZENIE ZESTAWU Zestaw EXTRACTME DNA GEL OUT przeznaczony jest do szybkiej i wydajnej

Bardziej szczegółowo

Zestaw do izolacji DNA z wymazów oraz nasienia

Zestaw do izolacji DNA z wymazów oraz nasienia Nr kat. EM06 Wersja zestawu: 1.2014 Zestaw do izolacji DNA z wymazów oraz nasienia EXTRACTME jest zastrzeżonym znakiem towarowym firmy BLIRT S.A. www.dnagdansk.com Nr kat. EM06 I. PRZEZNACZENIE ZESTAWU

Bardziej szczegółowo

Analiza spektralna i pomiary spektrofotometryczne

Analiza spektralna i pomiary spektrofotometryczne Analiza spektralna i pomiary spektrofotometryczne Zagadnienia: 1. Absorbcja światła. 2. Współrzędne trójchromatyczne barwy, Prawa Gassmana. 3. Trójkąt barw. Trójkąt nasyceń. 4. Rozpraszanie światła. 5.

Bardziej szczegółowo

Plasmid Mini AX Gravity

Plasmid Mini AX Gravity !"# Plasmid Mini AX Gravity zestaw do izolacji ultraczystego plazmidowego DNA (plazmidy wysokokopijne) wersja 0515/I 100 izolacji Nr kat. 015-100 1 Skład zestawu Składnik Ilość Temp. Przechowywania Kolumny

Bardziej szczegółowo

ĆWICZENIE 4. Oczyszczanie ścieków ze związków fosforu

ĆWICZENIE 4. Oczyszczanie ścieków ze związków fosforu ĆWICZENIE 4 Oczyszczanie ścieków ze związków fosforu 1. Wprowadzenie Zbyt wysokie stężenia fosforu w wodach powierzchniowych stojących, spiętrzonych lub wolno płynących prowadzą do zwiększonego przyrostu

Bardziej szczegółowo

Instrukcje do ćwiczeń oraz zakres materiału realizowanego na wykładach z przedmiotu Mikrobiologia na kierunku chemia kosmetyczna

Instrukcje do ćwiczeń oraz zakres materiału realizowanego na wykładach z przedmiotu Mikrobiologia na kierunku chemia kosmetyczna 1 Zakład Mikrobiologii UJK Instrukcje do ćwiczeń oraz zakres materiału realizowanego na wykładach z przedmiotu Mikrobiologia na kierunku chemia kosmetyczna 2 Zakład Mikrobiologii UJK Zakres materiału (zagadnienia)

Bardziej szczegółowo

II. ODŻELAZIANIE LITERATURA. Zakres wiadomości obowiązujących do zaliczenia przed przystąpieniem do wykonania. ćwiczenia:

II. ODŻELAZIANIE LITERATURA. Zakres wiadomości obowiązujących do zaliczenia przed przystąpieniem do wykonania. ćwiczenia: II. ODŻELAZIANIE LITERATURA 1. Akty prawne: Aktualne rozporządzenie dotyczące jakości wody do picia i na potrzeby gospodarcze. 2. Chojnacki A.: Technologia wody i ścieków. PWN, Warszawa 1972. 3. Hermanowicz

Bardziej szczegółowo

Zestaw do izolacji DNA z wymazów oraz nasienia. Nr kat. EM06 Wersja zestawu: 1.2012

Zestaw do izolacji DNA z wymazów oraz nasienia. Nr kat. EM06 Wersja zestawu: 1.2012 Zestaw do izolacji DNA z wymazów oraz nasienia Nr kat. EM06 Wersja zestawu: 1.2012 www.dnagdansk.com Nr kat. EM06 I. PRZEZNACZENIE ZESTAWU Zestaw EXTRACTME DNA SWAB & SEMEN przeznaczony jest do szybkiej

Bardziej szczegółowo

Deproteinizacja jako niezbędny etap przygotowania próbek biologicznych

Deproteinizacja jako niezbędny etap przygotowania próbek biologicznych Deproteinizacja jako niezbędny etap przygotowania próbek biologicznych Instrukcja do ćwiczeń opracowana w Katedrze Chemii Środowiska Uniwersytetu Łódzkiego. 1. Wstęp Określenie próbka biologiczna jest

Bardziej szczegółowo

KINETYKA HYDROLIZY SACHAROZY (REAKCJA ENZYMATYCZNA I CHEMICZNA)

KINETYKA HYDROLIZY SACHAROZY (REAKCJA ENZYMATYCZNA I CHEMICZNA) Ćwiczenie nr 2 KINETYKA HYDROLIZY SACHAROZY (REAKCJA ENZYMATYCZNA I CHEMICZNA) ĆWICZENIE PRAKTYCZNE I. Kinetyka hydrolizy sacharozy reakcja chemiczna Zasada: Sacharoza w środowisku kwaśnym ulega hydrolizie

Bardziej szczegółowo

Oznaczanie aktywności cytotoksycznej chemoterapeutyków wobec komórek nowotworowych

Oznaczanie aktywności cytotoksycznej chemoterapeutyków wobec komórek nowotworowych Wydział Chemiczny Politechniki Gdańskiej Katedra Technologii Leków i Biochemii Kultury tkankowe i komórkowe roślin i zwierząt Oznaczanie aktywności cytotoksycznej chemoterapeutyków wobec komórek nowotworowych

Bardziej szczegółowo

Biochemia: Ćw. 11 Metoda RT-PCR

Biochemia: Ćw. 11 Metoda RT-PCR Ćwiczenie 11 METODA RT-PCR Wyciąg z kart charakterystyki substancji niebezpiecznych: bromek etydyny T+ EDTA Xi etanol, 96% F kwas octowy, 96% C -merkaptoetanol N, T Tris Xi UWAGI WSTĘPNE Praca z kwasami

Bardziej szczegółowo

OZNACZANIE STĘŻENIA GLUKOZY WE KRWI METODĄ ENZYMATYCZNĄ-OXY

OZNACZANIE STĘŻENIA GLUKOZY WE KRWI METODĄ ENZYMATYCZNĄ-OXY OZNACZANIE STĘŻENIA GLUKOZY WE KRWI METODĄ ENZYMATYCZNĄ-OXY ZASADA OZNACZENIA Glukoza pod wpływem oksydazy glukozowej utlenia się do kwasu glukonowego z wytworzeniem nadtlenku wodoru. Nadtlenek wodoru

Bardziej szczegółowo

OTRZYMYWANIE EMULSJI I BADANIE ICH WŁAŚCIWOŚCI

OTRZYMYWANIE EMULSJI I BADANIE ICH WŁAŚCIWOŚCI OTRZYMYWANIE EMULSJI I BADANIE ICH WŁAŚCIWOŚCI Odczynniki: wosk pszczeli (4 g) olej parafinowy (9 cm 3 i 6 cm 3 ) oliwa z oliwek (5,5 cm 3 ) boraks (Na 2 B 4 O 7 10H 2 O) (0,2 g) olejek zapachowy (lawendowy

Bardziej szczegółowo

Poznajemy warunki życia w stawie.

Poznajemy warunki życia w stawie. Poznajemy warunki życia w stawie. Cel zajęć: określenie właściwości fizykochemicznych wody w stawie. Cele operacyjne: Uczeń: - określa zapach wody, - oznacza ph wody, - mierzy temperaturę wody, - wykrywa

Bardziej szczegółowo

ĆWICZENIE 2 KONDUKTOMETRIA

ĆWICZENIE 2 KONDUKTOMETRIA ĆWICZENIE 2 KONDUKTOMETRIA 1. Oznaczanie słabych kwasów w sokach i syropach owocowych metodą miareczkowania konduktometrycznego Celem ćwiczenia jest ilościowe oznaczenie zawartości słabych kwasów w sokach

Bardziej szczegółowo

Przynieść kalkulator, jeden na osobę (nie w telefonie!)

Przynieść kalkulator, jeden na osobę (nie w telefonie!) Uniwersytet Gdański, Wydział Biologii Katedra Biologii Molekularnej Przedmiot: Biologia Molekularna z Biotechnologią Biologia II rok ======================================================== Ćwiczenie 2

Bardziej szczegółowo

RAPORT Z BADAŃ 164/Z/20110825/D/JOGA. Dostarczony materiał: próbki tworzyw sztucznych. Ilość próbek: 1. Rodzaj próbek: tworzywo

RAPORT Z BADAŃ 164/Z/20110825/D/JOGA. Dostarczony materiał: próbki tworzyw sztucznych. Ilość próbek: 1. Rodzaj próbek: tworzywo Blirt S.A. 80-172 Gdańsk, ul. Trzy Lipy 3/1.38 RAPORT Z BADAŃ Dział DNA-Gdańsk Nr zlecenia 164/Z/20110825/D/JOGA NAZWA I ADRES KLIENTA GROUND-Therm spółka z o.o. ul. Stepowa 30 44-105 Gliwice Tytuł zlecenia:

Bardziej szczegółowo

Syngen Viral Mini Kit. Syngen Viral

Syngen Viral Mini Kit. Syngen Viral Syngen Viral Mini Kit Syngen Viral Mini Kit PLUS Zestawy do izolacji materiału genetycznego wirusów (DNA i RNA) z próbek: - osocza - surowicy - płynów ustrojowych pozbawionych komórek - pożywki znad hodowli

Bardziej szczegółowo

Wydział Chemiczny Politechniki Gdańskiej Katedra Technologii Leków i Biochemii. Biologia Komórki - laboratorium PORÓWNANIE METOD DEZINTEGRACJI KOMÓREK

Wydział Chemiczny Politechniki Gdańskiej Katedra Technologii Leków i Biochemii. Biologia Komórki - laboratorium PORÓWNANIE METOD DEZINTEGRACJI KOMÓREK Wydział Chemiczny Politechniki Gdańskiej Katedra Technologii Leków i Biochemii Biologia Komórki - laboratorium PORÓWNANIE METOD DEZINTEGRACJI KOMÓREK WSTĘP Aby wyizolować białka otrzymane np. w systemach

Bardziej szczegółowo

d[a] = dt gdzie: [A] - stężenie aspiryny [OH - ] - stężenie jonów hydroksylowych - ] K[A][OH

d[a] = dt gdzie: [A] - stężenie aspiryny [OH - ] - stężenie jonów hydroksylowych - ] K[A][OH 1 Ćwiczenie 7. Wyznaczanie stałej szybkości oraz parametrów termodynamicznych reakcji hydrolizy aspiryny. Chemiczna stabilność leków jest ważnym terapeutycznym problemem W przypadku chemicznej niestabilności

Bardziej szczegółowo

Badanie aktywności enzymów z klasy oksydoreduktaz. Oznaczenie witaminy C

Badanie aktywności enzymów z klasy oksydoreduktaz. Oznaczenie witaminy C 1 S t r o n a U W A G A!!!!!! Badanie aktywności enzymów z klasy oksydoreduktaz. Oznaczenie witaminy C A. Badanie aktywności enzymów z klasy oksydoreduktaz. Odczynniki : - 3% roztwór H 2 O 2, - roztwór

Bardziej szczegółowo

BIOLOGIA KOMÓRKI KOMÓRKI EUKARIOTYCZNE W MIKROSKOPIE ŚWIETLNYM JASNEGO POLA I KONTRASTOWO- FAZOWYM; BARWIENIA CYTOCHEMICZNE KOMÓREK

BIOLOGIA KOMÓRKI KOMÓRKI EUKARIOTYCZNE W MIKROSKOPIE ŚWIETLNYM JASNEGO POLA I KONTRASTOWO- FAZOWYM; BARWIENIA CYTOCHEMICZNE KOMÓREK BIOLOGIA KOMÓRKI KOMÓRKI EUKARIOTYCZNE W MIKROSKOPIE ŚWIETLNYM JASNEGO POLA I KONTRASTOWO- FAZOWYM; BARWIENIA CYTOCHEMICZNE KOMÓREK KOMÓRKI EUKARIOTYCZNE W MIKROSKOPIE ŚWIETLNYM JASNEGO POLA I KONTRASTOWO-FAZOWYM;

Bardziej szczegółowo

OZNACZANIE ZAWARTOŚCI MANGANU W GLEBIE

OZNACZANIE ZAWARTOŚCI MANGANU W GLEBIE OZNACZANIE ZAWARTOŚCI MANGANU W GLEBIE WPROWADZENIE Przyswajalność pierwiastków przez rośliny zależy od procesów zachodzących między fazą stałą i ciekłą gleby oraz korzeniami roślin. Pod względem stopnia

Bardziej szczegółowo

GeneMATRIX Bacterial & Yeast Genomic DNA Purification Kit

GeneMATRIX Bacterial & Yeast Genomic DNA Purification Kit GeneMATRI Bacterial & Yeast Genomic DNA Purification Kit Uniwersalny zestaw do oczyszczania DNA z bakterii Gram +, Gram - oraz drożdży kat. nr E3580 Wersja zestawu 1.1 Wrzesień, 2008 Uwaga: Minikolumny

Bardziej szczegółowo

ĆWICZENIE 2. Usuwanie chromu (VI) z zastosowaniem wymieniaczy jonowych

ĆWICZENIE 2. Usuwanie chromu (VI) z zastosowaniem wymieniaczy jonowych ĆWICZENIE 2 Usuwanie chromu (VI) z zastosowaniem wymieniaczy jonowych Część doświadczalna 1. Metody jonowymienne Do usuwania chromu (VI) można stosować między innymi wymieniacze jonowe. W wyniku przepuszczania

Bardziej szczegółowo

ĆWICZENIA Z BIOLOGII MOLEKULARNEJ

ĆWICZENIA Z BIOLOGII MOLEKULARNEJ UNIWERSYTET MARII CURIE-SKŁODOWSKIEJ WYDZIAŁ BIOLOGII I BIOTECHNOLOGII ZAKŁAD BIOLOGII MOLEKULARNEJ ĆWICZENIA Z BIOLOGII MOLEKULARNEJ (załącznik do ćwiczeń) dla studentów II roku biologii oraz III roku

Bardziej szczegółowo

Test kuwetowy LCK 554

Test kuwetowy LCK 554 Test kuwetowy Zasada Oznaczenie biochemicznego zapotrzebowania na tlen w okresie 5 dni przy nitryfikacji wstrzymanej za pomocą 5 mg/l tiomocznika allilowego. Oznaczenie rozpuszczonego tlenu prowadzi się

Bardziej szczegółowo

Opracował dr inż. Tadeusz Janiak

Opracował dr inż. Tadeusz Janiak Opracował dr inż. Tadeusz Janiak 1 Uwagi dla wykonujących ilościowe oznaczanie metodami spektrofotometrycznymi 3. 3.1. Ilościowe oznaczanie w metodach spektrofotometrycznych Ilościowe określenie zawartości

Bardziej szczegółowo

Spis treści. Aparatura

Spis treści. Aparatura Spis treści Aparatura I. Podstawowe wyposażenie laboratoryjne... 13 I.I. Probówki i naczynia laboratoryjne... 13 I.II. Pipety... 17 I.II.I. Rodzaje pipet automatycznych... 17 I.II.II. Techniki pipetowania...

Bardziej szczegółowo

PathogenFree RNA Isolation Kit Zestaw do izolacji RNA

PathogenFree RNA Isolation Kit Zestaw do izolacji RNA PathogenFree RNA Isolation Kit Zestaw do izolacji RNA Instrukcja użytkownika Spis treści 1. Zawartość 2 1.1 Składniki zestawu 2 2. Opis produktu 2 2.1 Założenia metody 2 2.2 Specyfikacja zestawu 2 2.3

Bardziej szczegółowo

OCENA CZYSTOŚCI WODY NA PODSTAWIE POMIARÓW PRZEWODNICTWA. OZNACZANIE STĘŻENIA WODOROTLENKU SODU METODĄ MIARECZKOWANIA KONDUKTOMETRYCZNEGO

OCENA CZYSTOŚCI WODY NA PODSTAWIE POMIARÓW PRZEWODNICTWA. OZNACZANIE STĘŻENIA WODOROTLENKU SODU METODĄ MIARECZKOWANIA KONDUKTOMETRYCZNEGO OCENA CZYSTOŚCI WODY NA PODSTAWIE POMIAÓW PZEWODNICTWA. OZNACZANIE STĘŻENIA WODOOTLENKU SODU METODĄ MIAECZKOWANIA KONDUKTOMETYCZNEGO Instrukcja do ćwiczeń opracowana w Katedrze Chemii Środowiska Uniwersytetu

Bardziej szczegółowo

3. Badanie kinetyki enzymów

3. Badanie kinetyki enzymów 3. Badanie kinetyki enzymów Przy stałym stężeniu enzymu, a przy zmieniającym się początkowym stężeniu substratu, zmiany szybkości reakcji katalizy, wyrażonej jako liczba moli substratu przetworzonego w

Bardziej szczegółowo

Genomic Mini AX Body Fluids zestaw do izolacji DNA z płynów ustrojowych wersja 1115

Genomic Mini AX Body Fluids zestaw do izolacji DNA z płynów ustrojowych wersja 1115 Genomic Mini AX Body Fluids zestaw do izolacji DNA z płynów ustrojowych wersja 1115 20 izolacji Nr kat. 052-20M tel: +48 58 7351194, fax: +48 58 6228578 info@aabiot.com www.aabiot.com 1 Skład zestawu Składnik

Bardziej szczegółowo

KOMETA DNA. Zestaw do elektroforezy horyzontalnej typu Commet assay (na 10 lub 20 preparatów) Instrukcja Obsługi

KOMETA DNA. Zestaw do elektroforezy horyzontalnej typu Commet assay (na 10 lub 20 preparatów) Instrukcja Obsługi KOMETA DNA Zestaw do elektroforezy horyzontalnej typu Commet assay (na 10 lub 20 preparatów) Instrukcja Obsługi Numer katalogowy: 134-190 (10 preparatów) 134-196 (20 preparatów) Aby uzys k ać pomoc techniczną

Bardziej szczegółowo

Metoda analityczna oznaczania chlorku winylu uwalnianego z materiałów i wyrobów do żywności

Metoda analityczna oznaczania chlorku winylu uwalnianego z materiałów i wyrobów do żywności Załącznik nr 4 Metoda analityczna oznaczania chlorku winylu uwalnianego z materiałów i wyrobów do żywności 1. Zakres i obszar stosowania Metoda służy do urzędowej kontroli zawartości chlorku winylu uwalnianego

Bardziej szczegółowo

1.1 Reakcja trójchlorkiem antymonu

1.1 Reakcja trójchlorkiem antymonu ĆWICZENIE IV - WYKRYWANIE WITAMIN Odczynniki: - chloroform bezwodny, - bezwodnik kwasu octowego, - trójchlorek antymonu roztwór nasycony w chloroformie, - 1,3-dichlorohydryna gliceryny - żelazicyjanek

Bardziej szczegółowo

AmpliTest Salmonella spp. (Real Time PCR)

AmpliTest Salmonella spp. (Real Time PCR) AmpliTest Salmonella spp. (Real Time PCR) Zestaw do wykrywania sekwencji DNA specyficznych dla bakterii z rodzaju Salmonella techniką Real Time PCR Nr kat.: BAC01-50 Wielkość zestawu: 50 oznaczeń Objętość

Bardziej szczegółowo

Zestaw o zwiększonej wydajności do izolacji plazmidów niskoi wysokokopijnych. Procedura z precypitacją DNA. wersja 0117

Zestaw o zwiększonej wydajności do izolacji plazmidów niskoi wysokokopijnych. Procedura z precypitacją DNA. wersja 0117 Plasmid Midi AX Zestaw o zwiększonej wydajności do izolacji plazmidów niskoi wysokokopijnych. Procedura z precypitacją DNA. wersja 0117 10 izolacji Nr kat. 092-10 Pojemność kolumny do oczyszczania DNA

Bardziej szczegółowo

1. Wprowadzenie teoretyczne Co to jest elektroforeza Parametry elektryczne Podstawowe informacje na temat białek...

1. Wprowadzenie teoretyczne Co to jest elektroforeza Parametry elektryczne Podstawowe informacje na temat białek... ELEKTROFOREZA BIAŁEK W ŻELU POLIAKRYLAMIDOWYM Spis treści 1. Wprowadzenie teoretyczne... 2 1.1. Co to jest elektroforeza... 2 1.2. Parametry elektryczne... 2 1.3. Podstawowe informacje na temat białek...

Bardziej szczegółowo

Molekularne podstawy diagnostyki chorób genetycznych - ćwiczenia

Molekularne podstawy diagnostyki chorób genetycznych - ćwiczenia UNIWERSYTET MARII CURIE-SKŁODOWSKIEJ WYDZIAŁ BIOLOGII I BIOTECHNOLOGII ZAKŁAD BIOLOGII MOLEKULARNEJ Molekularne podstawy diagnostyki chorób genetycznych - ćwiczenia dla studentów I roku II 0 biotechnologii

Bardziej szczegółowo

ĆWICZENIE I - BIAŁKA. Celem ćwiczenia jest zapoznanie się z właściwościami fizykochemicznymi białek i ich reakcjami charakterystycznymi.

ĆWICZENIE I - BIAŁKA. Celem ćwiczenia jest zapoznanie się z właściwościami fizykochemicznymi białek i ich reakcjami charakterystycznymi. ĆWICZENIE I - BIAŁKA Celem ćwiczenia jest zapoznanie się z właściwościami fizykochemicznymi białek i ich reakcjami charakterystycznymi. Odczynniki: - wodny 1% roztwór siarczanu(vi) miedzi(ii), - 10% wodny

Bardziej szczegółowo

II. OZNACZANIE LICZBY BAKTERII Z GRUPY COLI I BAKTERII Z GRUPY COLI TYP FEKALNY METODĄ PŁYTKOWĄ W ŻYWNOŚCI I INNYCH PRODUKTACH wg PN-ISO 4832: 2007

II. OZNACZANIE LICZBY BAKTERII Z GRUPY COLI I BAKTERII Z GRUPY COLI TYP FEKALNY METODĄ PŁYTKOWĄ W ŻYWNOŚCI I INNYCH PRODUKTACH wg PN-ISO 4832: 2007 Katedra i Zakład Mikrobiologii i Wirusologii Wydział Farmaceutyczny z Oddziałem Medycyny Laboratoryjnej Mikrobiologia ogólna Biotechnologia medyczna II rok / I o Temat: Żywność jako środowisko życia mikroorganizmów.

Bardziej szczegółowo

VI. Chemia opakowań i odzieży

VI. Chemia opakowań i odzieży VI. Chemia opakowań i odzieży VI-1. POKAZ: Badanie właściwości wybranych polimerów syntetycznych: poliestru (PET), polietylenu (PE), polichlorku winylu (PVC) polipropylenu (PP) i polistyrenu (PS) VI-2.

Bardziej szczegółowo

Ćwiczenie 1. Technika ważenia oraz wyznaczanie błędów pomiarowych. Ćwiczenie 2. Sprawdzanie pojemności pipety

Ćwiczenie 1. Technika ważenia oraz wyznaczanie błędów pomiarowych. Ćwiczenie 2. Sprawdzanie pojemności pipety II. Wagi i ważenie. Roztwory. Emulsje i koloidy Zagadnienia Rodzaje wag laboratoryjnych i technika ważenia Niepewność pomiarowa. Błąd względny i bezwzględny Roztwory właściwe Stężenie procentowe i molowe.

Bardziej szczegółowo

Oznaczanie zawartości fluorków w naparze herbacianym z wykorzystaniem potencjometrii bezpośredniej

Oznaczanie zawartości fluorków w naparze herbacianym z wykorzystaniem potencjometrii bezpośredniej Oznaczanie zawartości fluorków w naparze herbacianym z wykorzystaniem potencjometrii bezpośredniej Celem tego ćwiczenia laboratoryjnego jest zbadanie zawartości jonów fluorkowych w naparach herbacianych

Bardziej szczegółowo

Testy aktywności przeciwdrobnoustrojowej na przykładzie metody dyfuzyjnej oraz wyznaczania wartości minimalnego stężenia hamującego wzrost.

Testy aktywności przeciwdrobnoustrojowej na przykładzie metody dyfuzyjnej oraz wyznaczania wartości minimalnego stężenia hamującego wzrost. Testy aktywności przeciwdrobnoustrojowej na przykładzie metody dyfuzyjnej oraz wyznaczania wartości minimalnego stężenia hamującego wzrost. Opracowanie: dr inż. Roland Wakieć Wprowadzenie. Najważniejszym

Bardziej szczegółowo

ĆWICZENIA Z BIOLOGII MOLEKULARNEJ

ĆWICZENIA Z BIOLOGII MOLEKULARNEJ UNIWERSYTET MARII CURIE-SKŁODOWSKIEJ WYDZIAŁ BIOLOGII I BIOTECHNOLOGII ZAKŁAD BIOLOGII MOLEKULARNEJ ĆWICZENIA Z BIOLOGII MOLEKULARNEJ dla studentów II roku biologii medycznej UMCS LUBLIN 2015 Wersja 1.0

Bardziej szczegółowo

C 6 H 12 O 6 2 C 2 O 5 OH + 2 CO 2 H = -84 kj/mol

C 6 H 12 O 6 2 C 2 O 5 OH + 2 CO 2 H = -84 kj/mol OTRZYMYWANIE BIOETANOLU ETAP II (filtracja) i III (destylacja) CEL ĆWICZENIA: Celem ćwiczenia jest przeprowadzenie procesu filtracji brzeczki fermentacyjnej oraz uzyskanie produktu końcowego (bioetanolu)

Bardziej szczegółowo

Instrukcja do ćwiczeń laboratoryjnych

Instrukcja do ćwiczeń laboratoryjnych UNIWERSYTET GDAŃSKI Pracownia studencka Zakład Analizy Środowiska Instrukcja do ćwiczeń laboratoryjnych Ćwiczenie nr 3 Oznaczanie witaminy E w oleju metodą HPLC ANALIZA PRODUKTÓW POCHODZENIA NATURALNEGO

Bardziej szczegółowo

Wyznaczanie stałej dysocjacji i masy molowej słabego kwasu metodą potencjometryczną

Wyznaczanie stałej dysocjacji i masy molowej słabego kwasu metodą potencjometryczną 1. Wprowadzenie Wyznaczanie stałej dysocjacji i masy molowej słabego kwasu metodą potencjometryczną W wodzie, kwasy ulegają dysocjacji zgodnie z poniższym (uproszczonym) równaniem: Stałą równowagi tej

Bardziej szczegółowo

Sherlock AX. 25 izolacji, 100 izolacji

Sherlock AX. 25 izolacji, 100 izolacji Sherlock AX Zestaw do izolacji genomowego DNA z materiałów o jego śladowej zawartości (plamy krwi, nasienia i śliny, włosy i sierść, tkanki zakonserwowane w parafinie i formalinie, tkanki świeże, krew

Bardziej szczegółowo

POLITECHNIKA GDAŃSKA WYDZIAŁ CHEMICZNY

POLITECHNIKA GDAŃSKA WYDZIAŁ CHEMICZNY POLITECHNIKA GDAŃSKA WYDZIAŁ CHEMICZNY KATEDRA TECHNOLOGII CHEMICZNEJ INSTRUKCJA DO ĆWICZEŃ LABORATORYJNYCH METODY BIOTECHNOLOGICZNE W OCHRONIE ŚRODOWISKA BADANIE AKTYWNOŚCI DEHYDROGENAZ MIKROORGANIZMÓW

Bardziej szczegółowo

PROJEKT WSPÓŁFINANSOWANY PRZEZ UNIĘ EUROPEJSKĄ Z EUROPEJSKIEGO FUNDUSZU ROZWOJU REGIONALNEGO 1 z 7

PROJEKT WSPÓŁFINANSOWANY PRZEZ UNIĘ EUROPEJSKĄ Z EUROPEJSKIEGO FUNDUSZU ROZWOJU REGIONALNEGO 1 z 7 Poznań, dnia 28.04.2014 r. BioVentures Institute Spółka z ograniczoną odpowiedzialnością ul. Promienista 83 60 141 Poznań Zapytanie ofertowe nr 01/2014 Projekt Nowa technologia wytwarzania szczepionek

Bardziej szczegółowo

Izolacja białek cytoplazmatycznych i jądrowych. Oznaczanie białka metodą Bradforda.

Izolacja białek cytoplazmatycznych i jądrowych. Oznaczanie białka metodą Bradforda. Ćwiczenie 1. Izolacja białek cytoplazmatycznych i jądrowych. Oznaczanie białka metodą Bradforda. Wymagane zagadnienia teoretyczne: Naturalne peptydy, ich funkcje biologiczne Poziomy uporządkowania przestrzennego

Bardziej szczegółowo

Ćwiczenie numer 6. Analiza próbek spożywczych na obecność markerów GMO

Ćwiczenie numer 6. Analiza próbek spożywczych na obecność markerów GMO Ćwiczenie numer 6 Analiza próbek spożywczych na obecność markerów GMO 1. Informacje wstępne -screening GMO -metoda CTAB -qpcr 2. Izolacja DNA z soi metodą CTAB 3. Oznaczenie ilościowe i jakościowe DNA

Bardziej szczegółowo

ANALIZA TŁUSZCZÓW WŁAŚCIWYCH CZ II

ANALIZA TŁUSZCZÓW WŁAŚCIWYCH CZ II KATEDRA BIOCHEMII Wydział Biologii i Ochrony Środowiska ANALIZA TŁUSZCZÓW WŁAŚCIWYCH CZ II ĆWICZENIE 8 ZADANIE 1 HYDROLIZA LIPIDÓW MLEKA ZA POMOCĄ LIPAZY TRZUSTKOWEJ Lipazy (EC 3.1) to enzymy należące

Bardziej szczegółowo

PODSTAWY LABORATORIUM PRZEMYSŁOWEGO. ĆWICZENIE 3a

PODSTAWY LABORATORIUM PRZEMYSŁOWEGO. ĆWICZENIE 3a PODSTAWY LABORATORIUM PRZEMYSŁOWEGO ĆWICZENIE 3a Analiza pierwiastkowa podstawowego składu próbek z wykorzystaniem techniki ASA na przykładzie fosforanów paszowych 1 I. CEL ĆWICZENIA Zapoznanie studentów

Bardziej szczegółowo

ĆWICZENIE 3. Cukry mono i disacharydy

ĆWICZENIE 3. Cukry mono i disacharydy ĆWICZENIE 3 Cukry mono i disacharydy Reakcja ogólna na węglowodany (Reakcja Molischa) 1 ml 1% roztworu glukozy 1 ml 1% roztworu fruktozy 1 ml 1% roztworu sacharozy 1 ml 1% roztworu skrobi 1 ml wody destylowanej

Bardziej szczegółowo

IR II. 12. Oznaczanie chloroformu w tetrachloroetylenie metodą spektrofotometrii w podczerwieni

IR II. 12. Oznaczanie chloroformu w tetrachloroetylenie metodą spektrofotometrii w podczerwieni IR II 12. Oznaczanie chloroformu w tetrachloroetylenie metodą spektrofotometrii w podczerwieni Promieniowanie podczerwone ma naturę elektromagnetyczną i jego absorpcja przez materię podlega tym samym prawom,

Bardziej szczegółowo

WŁAŚCIWOŚCI KOLIGATYWNE ROZTWORÓW

WŁAŚCIWOŚCI KOLIGATYWNE ROZTWORÓW Ćwiczenie nr 1 WŁAŚCIWOŚCI KOLIGATYWNE ROZTWORÓW I. Pomiar ciśnienia osmotycznego ĆWICZENIA PRAKTYCZNE Ciśnienie osmotyczne - różnica ciśnień wywieranych na błonę półprzepuszczalną przez dwie ciecze, które

Bardziej szczegółowo

KOAGULOLOGIA. Przed każdym pobieraniem krwi należy umyć ręce i nałożyć rękawice.

KOAGULOLOGIA. Przed każdym pobieraniem krwi należy umyć ręce i nałożyć rękawice. KOAGULOLOGIA POBIERANIE KRWI ŻYLNEJ Pobieranie krwi żylnej przy pomocy systemu otwartego: Przed każdym pobieraniem krwi należy umyć ręce i nałożyć rękawice. Wyszukać żyłę odpowiednią do pobrania krwi.

Bardziej szczegółowo

Instrukcja do ćwiczeń laboratoryjnych

Instrukcja do ćwiczeń laboratoryjnych UNIWERSYTET GDAŃSKI WYDZIAŁ CHEMII Pracownia studencka Katedry Analizy Środowiska Instrukcja do ćwiczeń laboratoryjnych Ćwiczenie nr 3 Oznaczanie chlorków metodą spektrofotometryczną z tiocyjanianem rtęci(ii)

Bardziej szczegółowo

Oznaczanie aktywności - i β- amylazy słodu metodą kolorymetryczną

Oznaczanie aktywności - i β- amylazy słodu metodą kolorymetryczną KATEDRA BIOCHEMII Wydział Biologii i Ochrony Środowiska Oznaczanie aktywności - i β- amylazy słodu metodą kolorymetryczną ĆWICZENIE 5 OZNACZANIE AKTYWNOŚCI -AMYLAZY SŁODU METODĄ KOLORYMETRYCZNĄ Enzymy

Bardziej szczegółowo