Koronawirusy i wywoływane przez nie choroby świń

Transkrypt

1 Med. Weter. 2014, 70 (3) 131 Artykuł przeglądowy Review Koronawirusy i wywoływane przez nie choroby świń MARIAN TRUSZCZYŃSKI, ZYGMUNT PEJSAK Zakład Chorób Świń, Państwowy Instytut Weterynaryjny Państwowy Instytut Badawczy w Puławach, Al. Partyzantów 57, Puławy Otrzymano Zaakceptowano Truszczyński M., Pejsak Z. Coronaviruses and diseases which they cause in swine Summary This review is characterizing the 4 following Coronaviruses, being etiological agents of correspondent diseases occurring in swine: transmissible gastroenteritis virus (TGEV) and transmissible gastroenteritis; porcine respiratory coronavirus (PRCV), being a mutant of TGEV, and porcine respiratory coronavirus infection; porcine epidemic diarrhea virus (PEDV) and porcine epidemic diarrhea; hemagglutinating encephalomyelitis virus (HEV) and vomiting and wasting disease. In case of TGE and porcine respiratory coronavirus infection particularly the laboratory diagnostic tests were mentioned, enabling the differential diagnosis of the two mentioned diseases. In case of porcine epidemic diarrhea the clinical symptoms and pathologic lesions were presented. Laboratory diagnosis, indicating particularly RT-PCR as a valuable diagnostic test for the identification of the virus, was mentioned. This was followed by the information concerning prevention and control of the disease. As an important procedure of preventing PED introduction to the farm the effective biosecurity, referring to humans, vehicles and equipment contacting with the swine, was suggested as obligatory. Following this the HEV and the vomiting and wasting disease was shortly described. Two main clinical pictures of the infection, occurring in pigs below 3-4 weeks of age as the consequence of the neurotropism of HEV, were indicated. It also was underlined that the etiological agent is endemic in both breeding and fattening swine. Keywords: swine diseases, Coronaviruses, taxonomy, laboratory differential diagnosis, biosecurity Uwzględniająca specyfikę weterynaryjną charakterystyka rodziny Coronaviridae, czyli koronawirusów, i wywoływanych przez nie chorób została ostatnio (2011 r.) przedstawiona przez Quinna i wsp. (24). Do niej nawiązano w niniejszym opracowaniu, z wykorzystaniem również licznych innych publikacji i przy koncentracji na gatunkach koronawirusów chorobotwórczych dla świń oraz wywoływanych przez nie chorobach. Wirus i jego klasyfikacja Coronaviridae są pleomorficzne, posiadają otoczkę, a jako materiał genetyczny jednoniciowy RNA o dodatniej polarności (24). Wystające z otoczki wypustki tworzą obraz otaczającej wirus korony, co zadecydowało o nazwie rodziny Coronaviridae. Białko S jest główną komponentą antygenową, która indukuje wytwarzanie przeciwciał neutralizujących zakażający koronawirus w czasie naturalnej infekcji. U świń zidentyfikowano 4 koronawirusy: wirus zakaźnego zapalenia żołądka i jelit (transmissible gastroenteritis virus, TGEV); koronawirus układu oddechowego świń (porcine respiratory coronavirus, PRCV), mutant TGEV; wirus epidemicznej biegunki świń (porcine epidemic diarrhea virus, PEDV); hemaglutynujący wirus zapalenia mózgu i rdzenia świń (porcine hemagglutinating encephalomyelitis virus, HEV). Wymienione koronawirusy zaszeregowane zostały do podrodziny Coronavirinae wchodzącej, obok podrodziny Torovirinae, w skład rodziny Coronaviridae. Podrodzina Coronavirinae zawiera 3 rodzaje: Alphacoronavirus, Betacoronavirus i Gammacoronavirus. Do rodzaju Alphacoronavirus zaliczono: TGEV i PRCV oraz PEDV, a do rodzaju Betacoronavirus HEV. Szczegółowe dane na temat właściwości wymienionych czynników etiologicznych i wywoływanych u świń chorób przedstawiają Quinn i wsp. (24) oraz Saif i wsp. (26). TGE i infekcja wywołana przez PRCV Ze względu na przedstawienie objawów klinicznych, zmian patologicznych oraz procedur zwalczania TGE w szeregu wcześniejszych publikacji (19, 22, 26) oraz z uwagi na nie występowanie lub sporadyczne pojawianie się obecnie tej choroby w Europie, jak też na innych kontynentach, a częste stwierdzanie mutanta TGE, czyli PRCV, bardziej szczegółowo zostanie omówiona wywoływana przez niego infekcja, z uwzględnieniem testów laboratoryjnych odróżniających TGEV od PRCV. Przebieg wywołanej przez PRCV infekcji jest często subkliniczny. Objawy kliniczne o ile wystąpią wyrażają się depresją i/lub utratą apetytu oraz ewentualnie opóźnionym wzrostem prosięcia (31). PRCV może

2 132 też wywoływać u prosiąt zapalenie płuc, zwłaszcza w sprzyjających okolicznościach, np. równoczesnego zakażenia drobnoustrojami o właściwościach immunosupresyjnych (9, 10). Na ostrość objawów mają wpływ inne wirusowe patogeny lub bakterie warunkowo chorobotwórcze, występujące w stadzie świń. Przykładowo: zakażenie PRRSV wspólnie z PRCV powoduje długo utrzymującą się gorączkę z chorobą układu oddechowego i obniżonymi przyrostami masy ciała przy określonym udziale w tym procesie PRCV (10). W kontekście diagnozy różnicowej z TGE PRCV nie wywołuje biegunki ani skracania kosmków jelita cienkiego i prawie wyłącznie występuje w układzie oddechowym (20). Obecnie do identyfikacji i odróżniania TGEV i PRCV powszechnie używane są odpowiednie testy RT-PCR (3, 11). Do izolacji PRCV preferowane są komórki nerki (PK) i jąder (PT) świni. Identyfikacja wirusa w hodowli komórkowej może następować przy użyciu testu seroneutralizacji lub immunofluorescencji (5) oraz RT-PCR i zastosowaniu odpowiednich dla TGEV i PRCV primerów (4, 11). Występujące w surowicy świń przeciwciała anty- -TGEV i anty-prcv są w swej swoistości antygenowej podobne, można je jednak odróżnić stosując blocking- -ELISA (20). W nawiązaniu do tego, zgodnie z danymi Podręcznika OIE (Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals) z 2012 r. (14), testami identyfikującymi TGEV są testy ELISA, blokujące lub kompetencyjne (blocking lub competition ELISA s), w których stosowane są przeciwciała monoklonalne (MAb) rozpoznające TGEV, ale nie PRCV (1, 2, 17, 28, 30). Określenie endemicznej postaci TGE lub infekcji wywołanej przez PRCV łączy się z testowaniem surowic od 2-6-miesięcznych świń na obecność odnośnych przeciwciał, w tym wieku bowiem nie występują już przeciwciała siarowe, a wyłącznie związane z aktywnym uodpornieniem, czyli obecnością wirusa w stadzie. Wynik dodatni wskazuje zatem, że w danym stadzie znajdują się bezobjawowi siewcy przekazujący innym, wolnym od infekcji świniom TGEV lub PRCV. PEDV i epidemiczna biegunka świń Choroba ta ze względu na obecnie szczególnie duże rzeczywiste (Azja i USA) lub potencjalne (Europa) znaczenie w porównaniu do pozostałych, wywołanych przez koronawirusy chorób świń, zostanie omówiona szerzej, zwłaszcza ze względu na brak polskojęzycznych publikacji na ten temat. Zjadliwość poszczególnych szczepów PEDV zależy od sekwencji genów kodujących białka wypustek otoczki (Spike S). PEDV namnaża się w komórkach linii Vero w obecności trypsyny. Efekt cytopatyczny charakteryzuje się wakuolizacją i tworzeniem syncytiów (8). Med. Weter. 2014, 70 (3) PEDV, podobnie jak TGE, wywołuje u świń utratę apetytu, biegunkę i wymioty, przy znacznie większej zachorowalności i śmiertelności u prosiąt osesków i warchlaków krótko po odsadzeniu od lochy (16). Jak wynika z danych przedstawionych przez Pensaerta i Yeo (22) oraz Oldhama (18), w Anglii po raz pierwszy wykazano w 1971 r. u warchlaków i tuczników jednostkę chorobową bardzo podobną klinicznie do TGE, w przypadku której wykluczono jako czynnik etiologiczny TGEV i inne enteropatogenne drobnoustroje wywołujące biegunkę. Choroba ta przeniosła się do szeregu krajów Europy. Zgodnie z opisem Pensaerta i Yeo (22) oraz Pejsaka (19) wynika, że w okresie od 1982 r. do 1990 r. wykrywano u świń przeciwciała swoiste dla PEDV w Anglii, Belgii, Niemczech, Francji, Holandii, Szwajcarii, Bułgarii. Izolowano też wirus PED w większości krajów europejskich oraz w Ludowej Republice Chin, Korei i Japonii (22, 26). W Europie od końca lat osiemdziesiątych, jak przedstawiają Saif i wsp. (26), rozpoznania PED stały się rzadkie. Natomiast były one coraz częstsze w Azji, w tym w Japonii, Korei, Tajlandii i w Ludowej Republice Chin. W nawiązaniu do powyższego, PED rozpoznawano w państwach europejskich w latach dość często, a w latach następnych sporadycznie (26). W Azji, w tym na terenie Japonii, zgodnie z tą samą publikacją, potwierdzano PED w 1982 r. i coraz częściej w ciągu następnych kilkunastu lat przy śmiertelności prosiąt osesków w granicach %. PED stwierdzono w Korei w 1993 r. we wszystkich grupach wiekowych świń. Choroba ta dotyczyła ponad 50% zachorowań prosiąt osesków wywołanych w sumie wszystkimi diagnozowanymi wirusami enteropatogennymi w latach dziewięćdziesiątych; w 1994 r. średnio 45% świń rzeźnych było zakażonych wirusem PED. Choroba ta stanowiła również znaczącą przyczynę strat u świń w Indiach. Do dziś występuje często w Chinach, Wietnamie i Tajlandii (26). W USA obecność PEDV w materiale od świń została stwierdzona laboratoryjnie w maju 2013 r. ( aasv.org/aasv%20website/resources/diseases/ped/ LABSUMTOT_WK_STATE.pdf). Aktualnie w USA ogniska choroby rozpoznawane są nadal, przy dużej dynamice szerzenia się. Dane prezentowane przez państwowe laboratoria diagnostyczne USA Sieci Laboratoriów Diagnostycznych Zdrowia Zwierząt (National Animal Health Laboratory Network, NAHLN) informują, że obecnie (druga połowa 2013 r.) co tydzień wykrywa się u świń nowych przypadków chorobowych, których czynnikiem etiologicznym jest PEDV. Ponieważ PED łatwo rozpoznać klinicznie, to nie w każdym przypadku próbki przesyłane są do laboratorium diagnostycznego. Z tego powodu podane wyżej wyniki o występowaniu PED są zaniżone w porównaniu do sytuacji epidemiologicznej panującej rzeczywiście.

3 Med. Weter. 2014, 70 (3) 133 Według danych Scheidegger (27) z września 2013 r., PED rozpoznano w 16 stanach USA, co oznacza, że aktualnie zasięg występowania choroby zwiększa się z dużą szybkością. Padają w wysokim odsetku zwłaszcza prosięta oseski i warchlaki tuż po odsadzeniu. Od pierwszej identyfikacji wirusa PED w USA wykazano jego obecność w ponad 400 ogniskach choroby, występujących z reguły w dużych fermach, względnie aglomeracjach przede wszystkim w stanach o dużej gęstości świń. Liczba przypadków zachorowań zwiększa się znacząco z upływem czasu, jak wynika ze sprawozdań Departamentu Rolnictwa, Inspekcji Zdrowia Zwierząt i Roślin USA. Największą liczbę zachorowań i padnięć prosiąt rejestruje się głównie w stanach Iowa, Minnesota i Kolorado. Najczęstszym sposobem bezpośredniego lub pośredniego przeniesienia wirusa PED z osobnika zakażonego lub przedmiotu zanieczyszczonego na świnie wolne od infekcji jest zakażenie doustne. Najważniejszym źródłem PEDV jest kał chorujących na PED świń. Wirus wprowadzają do ferm osobniki zakażone. Czynią to również zanieczyszczone wirusem środki transportu, człowiek, w tym obuwie, ubiór i przedmioty kontaktujące się ze środowiskiem, w którym przebywają świnie. Siewstwo wirusa utrzymuje się 7-9 dni (6, 26). Zgodnie z danymi przedstawionymi przez Pospischila i wsp. (23) oraz Saif i wsp. (26), początek rozwoju procesu zakaźnego ma miejsce w cytoplazmie enterocytów jelita cienkiego i komórek nabłonka kosmków jelitowych w okresie godzin trwającej infekcji. Wynikiem jest degeneracja enterocytów. Zmiany chorobowe wywołane przez PEDV są podobne do zmian powodowanych przez TGEV. PEDV wykazano też w enterocytach okrężnicy. Replikacji PEDV poza komórkami nabłonka jelit nie stwierdzono. Ustalony eksperymentalnie okres inkubacji wynosi 36 godzin. Jeżeli wprowadzone zostały siejące PEDV świnie do stada zwierząt wolnych od infekcji, to objawy kliniczne u dotychczas niezakażonych osobników występują w ciągu 4-5 dni. Inkubacja PEDV jest nieco dłuższa niż w przypadku TEG (19, 26). Zgodnie z danymi przedstawionymi przez Pensaerta i wsp. (22) oraz Saif i wsp. (26), głównym objawem PED, obok utraty apetytu, jest wodnista biegunka i wymioty oraz odwodnienie. W fermach o cyklu zamkniętym zachorowują świnie wszystkich grup wiekowych. U prosiąt ssących zachorowalność dochodzi do 100%, natomiast u loch jest bardziej zróżnicowana w jednym stadzie i przy porównywaniu różnych stad. Prosięta w wieku do pierwszego tygodnia życia giną z powodu odwodnienia po 3-4 dniach trwania biegunki. Średnia śmiertelność prosiąt określana jest na 50%, ale może dochodzić do 100%. Prosięta starsze zdrowieją po około 1 tygodniu od wystąpienia objawów chorobowych. Lochy po zakażeniu mogą wykazywać biegunkę lub zależnie od osobnika zakażonego, może ona nie wystąpić. Wtedy jedynymi objawami PED są: depresja i utrata apetytu. U tuczników na ogół wszystkie zakażone zwierzęta demonstrują wystąpienie przemijającej biegunki, utratę apetytu i osowiałość. Zejścia śmiertelne są rzadkie. W fermach o cyklu zamkniętym, z produkcją prosiąt na zewnątrz, w kolejnych cyklach produkcyjnych biegunka prosiąt staje się mniej intensywna lub zanika, mimo obecności wirusa, ze względu na przekazywanie oseskom siarowej i laktogennej odporności przeciw PED ze strony naturalnie lub sztucznie uodpornionych loch. W okresie po odsadzeniu i zaniku biernej odporności może pojawić się tzw. biegunka okresu poodsadzeniowego (15). Często występuje też u prosiąt i warchlaków biegunka polietiologiczna, w wywoływaniu której, obok PEDV, uczestniczą inne wirusy lub bakterie. Generalnie, objawy PED są podobne do wywołanych przez TGEV, chociaż przebieg choroby jest może mniej ostry (22, 26). Zmiany patologiczne ograniczają się do jelita cienkiego, charakteryzując się zapaleniem tego odcinka przewodu pokarmowego (12). Jego treść jest wodnista i barwy żółtawej. Padłe prosięta oseski, u których występowała biegunka, są silnie odwodnione. Badanie histopatologiczne wykazuje znaczącą cytoplazmatyczną wakuolizację i eksfoliację enterocytów. Kosmki jelitowe są zredukowane do ⅔ pierwotnej wysokości. Zmiany patologiczne są podobne do występujących w przypadku TGE, chociaż podobnie jak w przypadku objawów klinicznych są mniej wyraźnie wykształcone. Badanie kliniczne i sekcyjne nie jest wystarczające do rozpoznania PED, gdyż szereg innych chorób wirusowych lub bakteryjnych przebiega z podobnym obrazem chorobowym, w związku z tym diagnoza wymaga wykonania badań laboratoryjnych. Do badań mających na celu identyfikację wirusa należy pobrać około 10 ml płynnego kału lub zawartości jelit od prosięcia z PED o ostrym przebiegu w ciągu 24 godzin licząc od początku choroby, w tym biegunki i możliwie szybko dostarczyć w schłodzeniu do laboratorium. Do badań laboratoryjnych służą również wycinki jelita biodrowego i jelita czczego, pobrane jak najwcześniej po śmierci zwierzęcia. Również je należy jak najwcześniej w schłodzeniu dostarczyć do laboratorium. Oprócz badań w kierunku PEDV zaleca się wykonać, w ramach diagnozy różnicowej, badanie w kierunku wirusa TGE i rotawirusów oraz badania bakteriologiczne w kierunku Brachyspira spp., Clostridium spp., E. coli patotypu ETEC i jego wirotypów chorobotwórczych dla świń, Enterococcus durans, Lawsonia intracellularis, Salmonella spp. ( porcine-epidemic-diarrhea-ped-diagnostic-testing). Testem szczególnie przydatnym do identyfikacji PEDV jest test RT-PCR (13). Jak podają Saif i wsp. (26), bezpośrednie wykazanie PEDV i/lub jego antygenów przy zastosowaniu bezpośredniej immunofluorescencji lub badań immunohistochemicznych rozcierów lub skrawków tkanek ściany

4 134 jelita cienkiego prosiąt osesków, padłych 1 dzień po pojawieniu się biegunki stanowi, oprócz RT-PCR, podstawę do rozpoznania PED (7). Izolacja szczepów terenowych PEDV z kału uzyskiwana jest w hodowlach komórek Vero lub innych linii komórkowych, a wykrycie w nich wirusa osiąga się przy użyciu testu immunofluorescencji (29). Do wykrywania swoistych przeciwciał stosowany jest test ELISA z antygenami wirusa namnożonego w komórkach linii Vero (26). Bardzo istotnym elementem zapobiegania PED jest ścisłe przestrzeganie, by do stada świń zdrowych nie zostały wprowadzone osobniki zakażone lub pochodzące z ferm, w których endemicznie występuje PED. Zakaz wchodzenia na teren fermy dotyczy również ludzi z zewnątrz, których ubiór, obuwie lub ręce mogą być zanieczyszczone kałem zawierającym PEDV. To samo odnosi się do zanieczyszczonych przedmiotów oraz środków transportu. Ważnym warunkiem profilaktyki jest częsta dezynfekcja fermy i ograniczanie kontaktu z potencjalnymi zewnętrznymi źródłami PEDV. Zalecanym środkiem dezynfekcji w przypadku PEDV jest m.in. Virkon S. w rozcieńczeniu 1 : 100 (23). Celowe jest, po stwierdzeniu pierwszych zachorowań w stadzie produkującym prosięta, natychmiastowe zakażanie wszystkich loch prośnych przy użyciu wodnistego kału lub rozcieru jelit od chorych na PED prosiąt. Zawarty w tych materiałach wirus indukuje u loch wytwarzanie swoistych dla PEDV przeciwciał przekazywanych oseskom w siarze (bierna odporność posiarowa), a następnie w mleku (odporność laktogenna). Niektórzy zalecają uodpornienie materiałem biologicznym, zawierającym PEDV, prosiąt po odsadzeniu od loch oraz warchlaków i tuczników, co skraca występowanie klinicznej postaci PED w danym stadzie (16, 26). W Europie nie opracowano dotychczas szczepionki przeciw PED, natomiast w Chinach oraz innych krajach Azji dostępna jest biwalentna szczepionka z atenuowanym szczepem TGE i szczepem CV777 PED oraz szereg innych podobnych szczepionek z innymi szczepami PEDV, atenuowanymi lub inaktywowanymi (16). Mimo istnienia szeregu szczepionek przeciw PED w Azji, ze względu na antygenowe zróżnicowanie szczepów wywołujących PED, zdaniem McOrista (16) uzyskanie skutecznych biopreparatów wymaga dalszych badań, ponieważ obecnie dostępne szczepionki nie spełniają oczekiwań. Natomiast stosowanie materiału wirusowego z jelit padłych na PED prosiąt do równoczesnego zakażenia wszystkich świń w fermie daje wyniki pozytywne, przy, niestety, krótkim okresie odporności (16). Reasumując, PED nie jest chorobą o obowiązku zgłaszania do Światowej Organizacji Zdrowia Zwierząt (OIE), przeciwnie niż TGE. Wirus wywołujący PED Med. Weter. 2014, 70 (3) nie jest chorobotwórczy dla ludzi ani innych gatunków zwierząt, poza świnią. Mimo to stanowi przyczynę poważnych strat, nie wykluczając istniejącego ryzyka odnośnie do terenu Polski wobec aktywizujących się aktualnie epidemii w Azji i ostatnio w USA. HEV i choroba wymiotna i wyniszczająca świń (vomiting and wasting disease, VWD) Czynnikiem etiologicznym wymienionej choroby jest koronawirus o nazwie hemaglutynujący wirus zapalenia mózgu i rdzenia kręgowego (hemagglutinating encephalomyelitis virus, HEV). Jak wspomniano, należy on do rodzaju Betacoronavirus. W tych ramach występuje tylko jeden serotyp szczepów chorobotwórczych dla świń, mimo że obraz chorobowy jest zróżnicowany (19, 26). Na podstawie badań serologicznych wykazano w latach , że infekcja ma miejsce na całym świecie i że HEV występuje u świń hodowlanych oraz u tuczników (21). Został on zidentyfikowany na podstawie badań serologicznych surowic świń lub izolacji wirusa w Belgii, Anglii, Niemczech, Północnej Irlandii, Francji, Austrii, Danii oraz Kanadzie, USA, Argentynie, Japonii na Tajwanie i w Australii. Okres inkubacji wynosi 4-7 dni. U prosiąt poniżej 3-4 tygodni (a w zasadzie nie u starszych) jako skutek neurotropizmu wirusa rozwija się: 1) typowa postać choroby (VWD) charakteryzująca się częstymi wymiotami, które prowadzą do wyniszczenia albo 2) choroba o ostrym zapaleniem mózgu i rdzenia z zaburzeniami motorycznymi (19, 26). Prosięta padają w ciągu 5 dni, licząc od pierwszych objawów chorobowych. U tych, które przeżyją ten okres, z reguły dochodzi do wyleczenia. Nie stwierdza się, jak wspomniano, objawów chorobowych u prosiąt powyżej 4 tygodni i u tuczników, ale HEV występuje endemicznie u bezobjawowo zakażonych świń hodowlanych i u tuczników, przechodząc na kolejne grupy produkcyjne fermy (26). Wymioty i porażenia jelit wywołane są zaburzeniami czynności wegetatywnego systemu nerwowego, czego efektem jest dysfunkcja w zakresie perystaltyki żołądka i jelit oraz być może też innych narządów w obrębie jamy brzusznej. Lochy o infekcji bezobjawowej wytwarzają przeciwciała swoiste, przekazywane po porodzie prosiętom oseskom, co przeciwdziała rozwojowi procesu chorobowego (26). Zwalczanie uwzględnia doustne podawanie wysoko ciężarnym lochom kału lub rozciera z jelit padłych prosiąt z powodu HEV. Uzasadnione jest 2-3-krotne stosowanie tego zabiegu w dawce g materiału zawierającego wirus, w celu zwiększenia prawdopodobieństwa zakażenia i immunizacji przeciw VWD. Rozpoznanie opiera się na izolacji wirusa i jego identyfikacji oraz użyciu RT-PCR (25). Świnia jest jedynym gatunkiem wrażliwym na zakażenie HEV. Nie ma obowiązku zgłaszania wystąpienia VWD w danym kraju do OIE.

5 Med. Weter. 2014, 70 (3) 135 Piśmiennictwo 1. Brown I. H., Paton D. J.: Serological studies of transmissible gastroenteritis in Great Britain, using a competitive ELISA. Vet. Rec. 1991, 128, Callebaut P., Pensaert M. B., Hooyberghs J.: A competitive inhibition ELISA for the differentiation of serum antibodies from pigs infected with transmissible gastroenteritis virus (TGEV) or with the TGEV-related porcine respiratory coronavirus. Vet. Microbiol. 1989, 20, Costantini V., Lewis P., Salop J., Templeton C., Saif L. J.: Respiratory and enteric shedding of porcine respiratory coronavirus (PRCV) in sentinel weaned pigs and sequence of the partial S-gene of the PRCV isolates. Arch. Virol. 2004, 149, Enjuanes L., Van der Zeijst B.: Molecular basis of transmissible gastroenteritis virus epidemiology, [w:] Siddell S. G. (ed.): The Coronavidae. New York, Plenum Press 1995, Garwes D. J., Stewart F., Cartwright S. F., Brown I.: Differentiation of porcine coronavirus from transmissible gastroenteritis virus. Vet. Rec. 1988, 122, Geiger J. O., Connor J. F.: Porcine epidemic diarrhea, diagnosis, and elimination , Guscetti F., Bernasconi C., Tobler K., Van Reeth K., Pospischil A., Ackermann M.: Immunohistochemical detection of porcine epidemic diarrhea virus compared to other methods. Clin. Diagn. Lab. Immunol. 1998, 5, Hofmann M., Wyler R.: Propagation of the virus of porcine epidemic diarrhea in cell culture. J. Clin. Microbiol. 1988, 26, Jung K., Alekseev K. P., Zhang X., Cheon D. S., Vlasova A. N., Saif L. J.: Altered pathogenesis of porcine respiratory coronavirus in pigs due to immunosuppressive effects of dexamethasone: Implications for corticosteroid use in treatment of severe acute respiratory syndrome coronavirus. J. Virol. 2007, 81, Jung K. J., Renukaradhya G. J., Alekseev K. P., Fang Y., Tang Y., Saif L. J.: Porcine reproductive and respiratory syndrome virus modifies innate immunity and alters disease outcome in pigs subsequently infected with porcine respiratory coronavirus: implications for respiratory viral co-infections. J. Gen. Virol. 2009, 90, Kim L., Chang K. O., Sestak K., Parwani A., Saif L. J.: Development of a reverse transcription-nested polymerase chain reaction assay for differential diagnosis of transmissible gastroenteritis virus and porcine respiratory coronavirus from feces and nasal swabs of infected pigs. J. Vet. Diagn. Investig. 2000, 12, Kim O., Chae C.: Experimental infection of piglets with a korean strain of porcine epidemic diarrhoea virus. J. Comp. Pathol. 2003, 129, Kubota S., Sasaki O., Amimoto K., Okada N., Kitazima T., Yasuhara H.: Detection of porcine epidemic diarrhea virus using polymerase chain reaction and comparison of the nucleocapsid protein genes among strains of the virus. J. Vet. Med. Sci. 1999, 61, Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals (mammals, birds and bees). World Organisation for Animal Health OIE, Paris, France 2012, 7 th ed., vol Martelli P., Lavazza A., Nigrelli A. D., Merialdi G., Alborali L. G., Pensaert M. B.: Epidemic of diarrhoea caused by porcine epidemic diarrhoea virus in Italy. Vet. Rec. 2008, 162, McOrist S.: PED (Porcine Epidemic Diarrhoea) on the rampage. ( pig333.comp/print/7293), 2013, Nieuwstadt A. P. Van, Boonstra J.: A competitive ELISA to distinguish TGEVfrom PRCV-infected pigs. Int. Pig Vet. Soc. Proc. 1991, Oldham J.: Letter to the editor. Pig Farming (Suppl. Oct.), 1972, Pejsak Z.: Ochrona zdrowia świń. Polskie Wydawnictwo Rolnicze, Poznań Pensaert M. B.: Transmissible gastroenteritis virus (respiratory variant). In Virus Infections of Vertebrates, [w:] Pensaert M. B. (ed.): Virus Infections of Porcines. Amsterdam, The Netherlands. Elsevier Science Publishers BV 1989, 2, s Pensaert M. B.: Hemagglutinating encephalomyelitis virus, [w:] Straw B. E., Zimmerman J. J., D Allaire S., Taylor D. J.: Diseases of Swine. Blackwell Publishing, Ames, Iowa, USA 2006, 9 th ed., Pensaert M. B., Yeo S. G.: Porcine Epidemic Diarrhea, [w:] Straw B. E., Zimmerman J. J., D Allaire S., Taylor D. J.: Diseases of Swine. Blackwell Publishing, Ames, Iowa, USA 2006, 9 th ed., Pospischil A., Stuedli A., Kiupel M.: Update on porcine epidemic diarrhea. J. Swine Health Prod. 2002, 10, Quinn P. J., Markey B. K., Leonard F. C., FitzPatrick E. S., Fanning S., Hartigan P. J.: Veterinary Microbiology and Microbial Disease. Wiley- Blackwell, 2011, 2 nd Edition, Quiroga M. A., Cappuccio J., Piñeyro P., Basso W., Moré G., Kienast M., Schonfeld S., Cáncer J. L., Arauz S., Pintos M. E., Nanni M., Machuca M., Hirano N., Perfumo C. J.: Hemagglutinating encephalomyelitis coronavirus infection in pigs, Argentina. Emerg. Infect. Dis. 2008, 14, Saif L. J., Pensaert M. B., Sestak K., Yeo S. G., Jung K.: Coronaviruses, [w:] Zimmerman J. J., Karriker L. A., Ramirez A., Schwartz K. J., Stevenson G. W.: Diseases of Swine. Wiley-Blackwell, Ames, Iowa, USA, 2012, 10 th ed., Scheidegger J.: Porcine epidemic diarrhea virus continues to spread across U.S Sestak K., Zhou Z., Shoup D. O., Saif L. J.: Evaluation of the baculovirus- -expressed S glycoprotein of transmissible gastroenteritis virus (TGEV) as antigen in a competition ELISA to differentiate porcine respiratory coronavirus from TGEV antibodies in pigs. J. Vet. Diagn. Invest. 1999, 11, Shibata I., Tsuda T., Mori M., Ono M., Sueyoshi M., Uruno K.: Isolation of porcine epidemic diarrhea virus in porcine cell cultures and experimental infection of pigs of different ages. Vet. Microbiol. 2000, 72, Simkins R. A., Weilnau P. A., Bias J., Saif L. J.: Antigenic variation among transmissible gastroenteritis virus (TGEV) and porcine respiratory coronavirus strains detected with monoclonal antibodies to the S protein of TGEV. Am. J. Vet. Res. 1992, 53, Wesley R. D., Woods R. D.: Induction of protective immunity against transmissible gastroenteritis virus after exposure of neonatal pigs to porcine respiratory coronavirus. Am. J. Vet. Res. 1996, 57, Adres autora: prof. zw. dr hab. Marian Truszczyński, Państwowy Instytut Weterynaryjny Państwowy Instytut Badawczy, Al. Partyzantów 57, Puławy; mtruszcz@piwet.pulawy.pl