Rozmnażanie w warunkach in vitro i zachowanie zasobów genowych rzeżuchy rezedolistnej (Cardamine resedifolia) z Karkonoskiego Parku Narodowego

Transkrypt

1 KROMER K., ŻOłNIERZ L., RAJ A., KWIATKOWSKI P., POTURAłA D. & BąKIEWICZ M.J. 2007: Rozmnażanie w warunkach in vitro i zachowanie zasobów genowych rzeżuchy rezedolistnej (Cardamine resedifolia) z Karkonoskiego Parku Narodowego. In: ŠTURSA J. & KNAPIK R. (eds), Geoekologické problémy Krkonoš. Sborn. Mez. Věd. Konf., říjen 2006, Svoboda n. Úpou. Opera Corcontica, 44/1: Rozmnażanie w warunkach in vitro i zachowanie zasobów genowych rzeżuchy rezedolistnej (Cardamine resedifolia) z Karkonoskiego Parku Narodowego Propagation in vitro and preservation of genetic resources of Cardamine resedifolia from the Karkonosze National Park Krystyna Kromer 1, Ludwik Żołnierz 2, Andrzej Raj 3, Paweł Kwiatkowski 2, DorotaPoturała 1 & Maria J. Bąkiewicz 1 1 Uniwersytet Wrocławski, Ogród Botaniczny, Pracownia Kultur Tkankowych, ul. Sienkiewicza 23, Wrocław, kromer@biol.uni.wroc.pl 2 Uniwersytet Przyrodniczy, Katedra Botaniki i Ekologii Roślin, pl. Grunwaldzki 24A, Wrocław 3 Karkonoski Park Narodowy, ul. Chałubińskiego 23, Jelenia Góra Celem prowadzonych prac było namnożenie w warunkach in vitro, zabezpieczenie ex-situ, i stworzenie podstaw do przyszłej reintrodukcji krytycznie zagrożonej populacji rzeżuchy rezedolistnej (Cardamine resedifolia) z Karkonoskiego Parku Narodowego. e aim of the study was in vitro propagation, ex situ preservation and creation of the fundaments for future reintroduction of critically endangered population of Cardamine resedifolia from the Karkonosze National Park. Słowa kluczowe: Cardamine resedifolia, kultury in vitro, pula genowa, stanowiska zastępcze Keywords: Cardamine resedifolia, in vitro cultures, genetic pool, substitute sites Rzeżucha rezedolistna jest rośliną naskalną występującą w szczątkowych populacjach na jedynym polskim stanowisku w Karkonoszach, na żyle bazaltowej w Małym Śnieżnym Kotle. Z tego powodu zaliczana jest do gatunków krytycznie zagrożonych. Żyła bazaltowa wraz z towarzyszącymi jej żlebami i stożkiem usypiskowym są jedynymi miejscami w polskiej części Karkonoszy, gdzie stosunkowo żyzne i odznaczające się zbliżonym do obojętnego odczynem podłoże zapewnia możliwość występowania gatunków o wyższych wymaganiach w stosunku do tych czynników siedliskowych w porównaniu do acidofilnej flory pozostałych ekosystemów karkonoskich. Liczebność populacji tego gatunku uległa w ostatnich latach silnej redukcji i jak stwierdzono w toku obserwacji terenowych w roku podjęcia badań (2003) wynosiła 8 okazów Cardamine resedifolia. Gatunek ten jest naskalną byliną rosnącą w Karkonoszach w zakresie 317

2 wysokości m n.p.m., głównie jednak w piętrze subalpejskim. Po polskiej stronie Karkonoszy C. resedifolia podawana była ze stanowisk w Małym i Wielkim Śnieżnym Kotle i w Kotle Łomniczki (ŠOUREK 1969), współcześnie zachowała się wyłącznie populacja z żyły bazaltowej (ŻOłNIERZ & al. 2004). Zajmuje ona ubogie w składniki odżywcze stanowiska, są to wilgotne szczeliny granitowych skał i żwirek u podnóża ścian skalnych, gdzie jest składnikiem pionierskich zbiorowisk rzędu Adrosacetalia alpinae. W literaturze podawana jest czasami jako gatunek występujący na wapieniach. Cardamine resedifolia (Brassicaceae) należy do gatunków diploidalnych w odróżnieniu od spokrewnionego kompleksu gatunków diploidalnych i poliploidalnych Cardamine amara, C. pratensis i C. raphanifolia (MARHOLD & al. 2004). Literatura czeska podaje, że ustępowanie gatunku jest spowodowane jego słabą konkurencją w stosunku do presji turystycznej (w Jesionkach). Według FABISZEWSKIEGO (2001) trudno wskazać zagrożenia zewnętrzne dla karkonoskiej populacji Cardamine resedifolia, może to być silne zanieczyszczenie powietrza w Sudetach Zachodnich, powodujące nadmierne zakwaszenie wód i zmianę chemizmu gleb. Gatunek ten ma doniosłe znaczenie dla specyfiki florystycznej Karkonoszy, a z uwagi na krytyczne zagrożenie podjęto zabiegi jego czynnej ochrony, których pierwszymi etapami są relacjonowane w pracy przedsięwzięcia. Proces masowego zamierania, a nawet ginięcia wielu gatunków roślin dziko rosnących i potrzebę ich ochrony dostrzeżono już bardzo dawno. Zjawisko takie ma negatywne następstwa zarówno dla człowieka, jak i dla przyrody. Prowadzi do wyginięcia organizmów, których wartość użytkowa jest w ogóle nieznana oraz zubożenia puli genowej świata roślinnego w wyniku, czego tracimy bezpowrotnie możliwości wyselekcjonowania nowych ras i odmian. Zanikanie gatunków pociąga za sobą zachwianie równowagi w przyrodzie. Za główne przyczyny tego zjawiska podaje się gwałtowne przemiany biotopów, w tym bezpośrednie wycinanie lasów, urbanizacja i industrializacja. Najbardziej szkodliwe formy oddziaływania gospodarki to zanieczyszczenie powietrza, zanieczyszczenie wód oraz zanieczyszczenie gleb. Towarzyszy temu zmniejszanie areału środowiska naturalnego, co prowadzi do izolacji stanowisk i ograniczenia wymiany genowej pomiędzy poszczególnymi populacjami. Dużą rolę odgrywa także ekspansywność innych gatunków i naturalna sukcesja ekosystemów. Przyczyną zaniku wielu roślin jest często nadmierne ich eksploatowanie lub introdukcja obcych gatunków, które wypierają gatunki rodzime. Nasilający się proces zagrożenia i wymierania roślin wzbudza ogromny niepokój i zmusza do przeciwdziałania. Jednakże ani całkowita ochrona ustawowa, ani objęcie ochroną rezerwatową siedlisk naturalnego występowania rzadkich roślin nie zapobiega ich zanikaniu. Znane są nawet przykłady, gdy objęcie ochroną rezerwatową stanowisk rzadkich gatunków przyśpieszyło ich wymieranie. Przykładem może być długosz królewski (Osmunda regalis) z Puszczy Niepołomickiej oraz brzoza ojcowska (Betula pendula var. oycoviensis) z doliny Prądnika. Kilkanaście lat po objęciu stanowisk ścisłą ochroną rezerwatową gatunki te prawie zupełnie wyginęły na terenie rezerwatu (KORNAś 1976, MICHALIK 1989). Najskuteczniejszym sposobem ratowania ginących i zagrożonych gatunków roślin jest ochrona ekosystemów i biocenoz w warunkach in situ. Nierzadko jednak na skutek degradacji siedlisk nie jest to możliwe i dlatego coraz częściej mówi się o roli ogrodów botanicznych i arboretów w zachowaniu rzadkich i ginących gatunków flory w warunkach ex situ, tj. poza ich naturalnymi biotopami. Metoda ex situ polega na prowadzeniu upraw zachowawczych, m. in. na terenie ogrodów botanicznych, a następnie reintrodukcji takich populacji na stanowiska naturalne. Uprawy takie pozwalają poznać cykl życiowy i strategię reprodukcyjną gatunków chronionych i ginących. Jedną z metod zachowania ex situ zagrożonych gatunków roślin jest technika kultur in vitro, która polega na hodowli w odpowiednich warunkach całych roślin, izolowanych organów, 318

3 tkanek lub komórek. Kultury in vitro są bardzo dobrym sposobem rozmnażania wielu gatunków, a zwłaszcza sprawiających trudności przy rozmnażaniu generatywnym, ponadto pomagają poznać wymogi żywieniowe i środowiskowe, a także specyficzną biologię rośliny. Kultury in vitro mogą być również wykorzystywane do długotrwałego zachowywania zasobów genowych zagrożonych gatunków. W tym przypadku konieczne jest ograniczenie tempa ich wzrostu, co osiąga się przez zmianę składu mineralnego lub zmianę stężenia sacharozy w pożywce, przez dodatek retardantów lub prowadzenie kultury w obniżonej temperaturze. Celem prowadzonych badań było poznanie wymogów żywieniowych i środowiskowych, a także całego cyklu życiowego Cardamine resedifolia w warunkach hodowli in vitro. Pilnym zadaniem było też zabezpieczenie ex situ populacji tego krytycznie zagrożonego karkonoskiego gatunku. Wyniki prac terenowych i laboratoryjnych pomogły w utworzeniu stanowisk zastępczych rzeżuchy rezedolistnej na terenie Szkółki w Jagniątkowie oraz Ogrodu Botanicznego we Wrocławiu, stworzyły też podstawy do przyszłej reintrodukcji na stanowiska naturalnego występowania. MATERIAŁ I METODY Nasiona Cardamine resedifolia zebrano w połowie lipca (2003) z naturalnego środowiska z żyły bazaltowej w Małym Śnieżnym Kotle na wysokości 1390 m n.p.m. Dwie łuszczynki zawierały 18 nasion. Pierwszą partię nasion poddano odkażaniu 70 % alkoholem etylowym przez 3 minuty, a następnie 5 lub 10 minut roztworem podchlorynu sodu (3 % wodnym roztworem ACE). Po tych zabiegach eliminujących mikroorganizmy, nasiona pięciokrotnie płukano sterylną wodą destylowaną. Dezynfekcja nasion okazała się skuteczna tak, więc w kolejnych próbach stosowano krótszy, 5 minutowy czas odkażania. W sumie uzyskano 15 siewek w następnych partiach wysiewów (5.08, i 24.09). Po skiełkowaniu nasion poszukiwano odpowiedniego dla ich wzrostu podłoża mineralnego. Otrzymane siewki inokulowano na wielu różnych pożywkach, tj. MS, RM, WPM, FM. W celu dostosowania warunków odżywczych podłoża do potrzeb rośliny badano wpływ różnych stężeń makroelementów w pożywce MURASHIGE i SKOOG, 1962 (MS) i QUOIRIN LEPOIVRE, 1977 (Le). Odczyn (ph) pożywek stabilizowano na wartość 6,5. W pożywkach tych różnicowano poziom chlorku wapnia (MS), azotanu wapnia (Le) oraz agaru i badano ich wpływ na średnicę rozetek, liczbę rozet kątowych oraz liczbę i długość korzeni. Zwiększenie tempa rozmnażania roślin próbowano osiągnąć wprowadzając do pożywki cytokininę. Biorąc pod uwagę powiązania rzeżuchy rezedolistnej ze znajdującymi się w Śnieżnych Kotłach odkrywkami bazaltów, o wyższym w stosunku do granitów odczynie ph świadczy wybitnie o preferencjach tej rośliny do bardziej neutrofilnego podłoża. Wobec powyższego, postanowiono dokładnie zanalizować wpływ wartości ph i poziomu wapnia w pożywce na wzrost siewek tego gatunku. Kultury prowadzono w dwóch różnych temperaturach, początkowo w 25 C, a później w 10 C. Po opracowaniu specyficznej metody rozmnażania i ukorzeniania, materiał roślinny przechowywano w banku genów. Wysadzanie roślin do szklarni przeprowadzono w kilku terminach począwszy od maja do lipca Korzenie roślin wyjętych z agarowej pożywki (1 2 MS) płukano pod bieżącą wodą w celu usunięcia resztek pożywki, odrywano również starsze zamierające liście. Po wysadzeniu przez 2 dni rośliny pozostawały okryte przezroczystą folią w celu aklimatyzacji i ograniczenia nadmiernej transpiracji. Jako podłoże zastosowano: torf zobojętniony, ziemię uniwersalną (Przemtorf), wielkopolską ziemię kwiatową, ziemię Bella Hydrokompleks. Doniczki drenowano warstwą perlitu lub keramzytu, co w znacznym stopniu przyśpieszało rozwój systemu korzeniowego. Jedną partię roślin wysadzano próbnie w kwaśny torf. 319

4 WYNIKI Nasiona rzeżuchy rezedolistnej kiełkowały nierównomiernie w czasie od 3 do 7 tygodni. Siła kiełkowania wynosiła 77 %. Czas kiełkowania nasion znacznie się skracał, gdy umieszczano je w fitotronie o temperaturze 10 C z oświetleniem o natężeniu strumienia kwantów wynoszącym 80 µmol m -2 s -1. Rośliny rzeżuchy rezedolistnej prowadzono na pożywce 1 2 MS (Ryc. 1.) w temperaturze 25 C, gdzie po 3 miesiącach tworzyły rozety, obficie rozwijające cienkie zielone rozłogi i bezzieleniowe korzenie. Rozłogi porastały powierzchnię pożywki, a korzenie powstające u nasady pąka i węzłach wrastały w agar. W miejscach węzłów rozwijały się pąki kątowe tworzące rozety z nowym systemem korzeniowym. Po 5 6 miesiącach kultury w temperaturze 25 C rośliny przechodziły w stan spoczynku, rozety traciły chlorofil i zamierały (Ryc. 4.). Po upływie 3 miesięcy wzrost rozpoczynał się od nowa z uśpionych pąków na krótkich kłączach, a następnie z porastających pożywkę rozłogów (Ryc. 5. i 6.). Ryc. 1. Siewki Cardamine resedifolia kultywowane na pożywce 1 2 MS bez dodatku regulatorów wzrostu Fig. 1. Seedlings of Cardamine resedifolia cultured on 1 2 MS medium without plant hormones Ryc. 2. Siewki Cardamine resedifolia na pożywce z różnym stężeniem makroelementów; 1 2 MS (lewa), 1 /4 MS (środkowa) i 1 /8 MS (prawa) Fig. 2. Seedlings of Cardamine resedifolia on media with various level of macronutrients; 1 2 MS (le ), 1 /4 MS (middle) and 1 /8 MS (right) 320

5 Ryc. 3. Wpływ cytokininy na wzrost i rozwój Cardamine resedifolia po 2 miesiącach kultury; 1 2 MS (lewa) i 1 2 MS+0,1 kinetyny (prawa) Fig. 3. Influence of cytokinin on growth and development of Cardamine resedifolia a er 2 months of culture; 1 2 MS (le ) and 1 2 Ms + 0,1 kinetin (right) Nasiona zebrane w 2004 roku, z 4 różnych osobników dały ponownie początek kulturze in vitro. Uzyskano siewki, które w lutym 2005 przeniesiono do fitotronu o temperaturze 10 C. Charakteryzowała je także sezonowość wzrostu, lecz okres ich aktywności wegetatywnej wydłużył się do 9 miesięcy. Rozwijające się rozety tworzyły w dolnej części liście okrągławe, natomiast w górnej pierzastosieczne. Rośliny po 6 miesiącach od wysiewu zakwitały w kolbach, a ich płatki korony były białe. Nie obserwowano powstawania łuszczyn w warunkach in vitro, co oznacza, że prawdopodobnie nie jest to gatunek samopylny. W kulturze rośliny rozmnażały się intensywnie wegetatywnie przez rozwój kłączy i rozłogów. Organy te nie zamierały w czasie okresu uśpienia, ale dawały początek nowym rozetom w fazie aktywności wegetatywnej (Ryc. 5. i 6.). Kultury Cardamine resedifolia rosnące w temperaturze 25 C, jak i w 10 C cechuje sezonowość wzrostu i po okresie 2 3 miesięcznego spoczynku wznawiają wegetację. Roślinność wysokogórska przystosowana jest do krótkiego okresu wegetacyjnego, stąd prawdopodobnie obserwowane w warunkach in vitro zamieranie części nad- Ryc. 4. Spoczynkowe rośliny Cardamine resedifolia po 5 miesiącach kultury Fig. 4. Dormant plants of Cardamine resedifolia a er 5 months of culture 321

6 Ryc. 5. Rozwój rozet z kłączy Cardamine resedifolia przeniesionych na świeżą pożywkę po 3 miesiącach spoczynku Fig. 5. Rosettes development from the rhizomes of Cardamine resedifolia a er 3 months of dormancy Ryc. 6. Rozwój rozet z rozłogów spoczynkowych roślin Cardamine resedifolia przechowywanych w temperaturze 10 C Fig. 6. Development of rosettes from stolons of dormant plant of Cardamine resedifolia growing in temperature 10 C ziemnych roślin po kilku miesiącach kultury. Wydłużenie fazy czynnego wzrostu u tych gatunków wymaga obniżenia temperatury. Charakterystyka rozwoju Cardamine resedifolia w warunkach in vitro sugeruje, że na stanowiskach naturalnych również powinna ona rozmnażać się wegetatywnie z kłączy i rozłogów. Obniżenie stężenia wapnia w pożywce 1 2 MS powodowało zmniejszanie się liczby liści, korzeni i wielkości roślin (Tab. 2. i Ryc. 3.). Podobne efekty, połączone ze znaczną redukcją rozwoju korzeni i dodatkowo ich brązowieniem, powodowała niska dawka kinetyny, która po dłuższym okresie kultury okazała się toksyczna. Porównanie wzrostu na dwóch stężeniach makroelementów: 1 2 MS i 1 /4 MS wykazało (Tab. 2., Ryc. 2.), że niższe z wymienionych rozcieńczenie pożywki zwalnia już tempo wzrostu rzeżuchy, dlatego do rozmnażania wybrano połowę stężenia MS. Hodowla rzeżuchy na 1 /8 MS powodowała znaczne zmniejszenie przyrostów masy roślin. Przeżywalność Cardamine resedifolia w czasie aklimatyzacji zwiększa się po hartowaniu w kulturze na perlicie wysycanym niewielką ilością pożywki płynnej. W uprawie zastosowano następujące podłoża: torf zobojętniony, ziemia uniwersalna (Przemtorf), wielkopolska ziemia kwiatowa, ziemia Bella Hydrokompleks, o odczynie ph 322

7 5,5 6,5. Na wszystkich czterech substratach notowano dobry wzrost rzeżuchy rezedolistnej, a po około 30 dniach wysadzone egzemplarze wytwarzały kwiaty i zawiązywały płodne nasiona (Ryc. 7. i 8.). Z przeprowadzonych obserwacji wynika, że rzeżucha rezedolistna wymaga substratu luźnego zapewniającego dostęp powietrza do systemu korzeniowego rośliny. Nie sprzyja jej podłoże zwarte, muliste o zbyt dużej wilgotności. Pozytywny efekt dawało zastosowanie dolomitu, który poprawia drenaż doniczek i dodatkowo zobojętnia podłoże. Roślina ta bardzo słabo rosła na kwaśnym torfie, dlatego słuszne wydaje się przypuszczenie FABISZEWSKIEGO (2001), że silne zanieczyszczenie powietrza w Sudetach Zachodnich, powodujące nadmierne zakwaszenie wód i zmianę chemizmu gleb jest najpoważniejszym zagrożeniem zewnętrznym dla Cardamine resedifolia. Rzeżucha źle znosi środki ochrony roślin. Opryski preparatami Condifor 200SL zastosowanego w stężeniu 0,15 % przeciwko ziemiórkom, a także Previcur użytego w stężeniu 0,1 0,3 % przeciwko chorobom grzybowym powodowały wylegiwanie, a następnie zamieranie roślin. Uprawiana w szklarni i inspekcie rzeżucha rezedolistna obficie kwitła i owocowała. Dojrzałe łuszczyny pękały rozrzucając nasiona, które kiełkowały po kilku tygodniach. Zbieranie łuszczyn pozwoliło stwierdzić, że przechodzą one krótki okres spoczynku bezwzględnego w warunkach powietrznie suchych. Im dłużej suszono nasiona w okresie jednego sezonu wegetacyjnego, tym szybciej one kiełkowały. Zalecić można, w celu generatywnego rozmnażania rzeżuchy, krótkie przechowywanie nasion, a następnie ich wysiewanie na odpowiednie podłoża jeszcze w tym samym roku. W lipcu 2004 dokonano próbnego zdeponowania na stanowisku naturalnym 3 kępek Cardamine resedifolia, wyhodowanych w warunkach in vitro. Wybrano miejsce w sąsiedztwie naturalnej populacji Cardamine resedifolia o warunkach ekologicznych zgodnych z jej siedliskiem. Pierwszych obserwacji dokonano w miesiąc po zdeponowaniu, stwierdzając, że jedna z trzech kępek zamarła, a pozostałe dwie zachowały się. W okresie 4 tygodni po zdeponowaniu roślin panowała silna susza i to zapewne było przyczyną zamarcia jednej z kęp. Obecnie, zgodnie z Zarządzeniem nr 47 Ministra Środowiska z dnia 10 grudnia 2004 r. sprawie zadań ochrony dla KPN, aklimatyzowane wcześniej na stanowisku naturalnym rośliny zostały wysadzone w miejscu ich naturalnego występowania na żyle bazaltowej i opatrzone odpowiednią metryczką. W czasie inspekcji stanowiska w sierpniu 2005 stwierdzono, że obie kępy znacznie się rozrosły i każda składa się z kilku okazów. Rośliny obficie owocowały i rozsiewały nasiona. Ich kondycja jest bardzo dobra i nie odbiega od wigoru roślin występujących naturalnie na tym stanowisku. Nie stwierdzono jakichkolwiek objawów synantropizacji stanowiska wywołanej reintrodukcją. Ta udana próba skłania nas do wniosku o celowości wprowadzenia szerzej zakrojonej reintrodukcji rzeżuchy w celu wyeliminowania krytycznego zagrożenia jej populacji, tym bardziej, że część 6 osobników naturalnie występujących w roku 2004 na żyle bazaltowej zamarła. Utworzono stanowiska zastępcze Cardamine resedifolia na terenie Wrocławskiego Ogrodu Botanicznego i w Gospodarstwie Szkółkarskim w Jagniątkowie. Tab. 1. Wpływ warunków świetlnych i temperatury na kiełkowanie nasion Cardamine resedifolia Influence of light and temperature on germination of Cardamine resedifolia seeds Liczba wysianych Liczba skiełkowanych Czas kiełkowania Warunki nasion nasion (dni) Światło 20 C Ciemność 20 C , 89, 119, , 18, 16, 16, 18, 22, 41, Światło 10 C , 30,

8 Tab. 2. Wpływ stężenia makroelementów, wapnia i kinetyny w pożywce MS na wzrost i rozwój siewek Cardamine resedifolia L. w warunkach in vitro Influence of macronutrients, calcium and kinetin in MS medium on seedlings growth and development of Cardamine resedifolia cultured in vitro LL.p. Pożywka Liczba powtó-rzeń Liczba roślin MS 3 3 x MS 0,1 Kin 3 3 x MS 1/8 Ca 3 3 x MS 1/8 Ca 0,1 Kin 3 3 x 2 Wysokość roślin (mm) 25, 20, 20, 20, 25, 30 śr. 19,1 10, 15, 10,10, 13, 10 śr. 11,3 15, 18, 15, 10, 15, 15 śr. 14,6 11, 10, 8, 10, 8, 10 śr.9,8 Liczba liści Liczba korzeni 10, 12, 25, 30, 18, 35 śr. 21 6, 7, 8, 5, 8, 9 śr. 7 13, 11, 10,15, 10, 12 śr. 11 5, 4, 6, 7, 4, 5 śr.5 12, 18, 24, 15, 20, 22 śr.18 5, 8, 10,7, 5, 5 śr. 6 6, 8, 11, 5, 9, 7 śr. 7 11, 6, 5, 7, 5, 5 śr. 6 Średnia długość korzeni (mm) Uwagi Liście brązowe Brązowo-czarne plamki na liściach Korzenie brązowieją MS 2 2 x MS 2 2 x 3 25, 20, 20, 30, 20, 25 śr. 19,1 10, 12, 15, 10, 10, 10 śr.11,1 24, 30, 21, 36, 34, 28 śr. 28 5, 8, 9, 6, 7, 5 śr.6 21, 19, 25, 13, 11, śr. 17 8, 5, 5, 6, 5, 7 10 śr i 1 4 oznaczają rozcieńczenie makroelementów w stosunku do pełnego stężenia w pożywce MS (Murashige i Skoog, 1962). Kin-kinetyna 324

9 Ryc. 7. Cardamine resedifolia po aklimatyzacji w szklarni Fig. 7. Cardamine resedifolia a er acclimatization in greenhouse Ryc. 8. Doniczki z Cardamine resedifolia przygotowane do uprawy gruntowej Fig. 8. Pots with Cardamine resedifolia ready for cultivation outside 325

10 WNIOSKI 1. Zastosowanie metody kultur in vitro stworzyło szansę ocalenia występującej w Polsce rzeżuchy rezedolistnej, gatunku zakwalifikowanego jako krytycznie zagrożony (CR). 2. Wyprodukowanie dużej ilości roślin umożliwia dalsze obserwacje dotyczące odpowiednich siedlisk, stanowisk, podłoży i zachowania tego gatunku w naturze. 3. Dotychczasowe badania dowiodły, że przy optymalnej zasobności i odczynie podłoża dwa inne czynniki są istotne dla wzrostu rzeżuchy, a mianowicie światło i temperatura. 4. Cardamine resedifolia w optymalnych warunkach siedliskowych charakteryzuje się dużym wigorem i rozmnaża się intensywnie wegetatywnie jak i generatywnie. 5. Rośliny wprowadzone na stanowisko zastępcze w Gospodarstwie Szkółkarskim w Jagniątkowie są w dobrej kondycji. 6. Przyczyną zanikania tego gatunku może być zanieczyszczenie powietrza powodujące zakwaszenie i zmianę chemizmu gleby. LITERATURA FABISZEWSKI J. 2001: In: ZARZYCKI K., KAźMIERCZAKOWA R. Polska Czerwona Księga Roślin. Paprotniki i Rośliny Kwiatowe. PAN, Inst. Bot. Im. W. Szafera i Inst. Ochrony Przyrody, Kraków. KORNAś J. 1976: Wymieranie flory europejskiej, fakty, interpretacje, prognozy. Phytocoenosis Vol. 5 No 3 4., MARHOLD K. 1996: Typification of the Linnaean names of the genus Cardamine (Cruciferae). Bot. J. Linn. Soc. Vol. 121., MARHOLD K., LIHOVA J., PERNY M. & BLEEKER W. 2004: Comparative ITS and AFLP analysis of diploid Cardamine (Brassicaceae) taxa from closely related polyploidy complex. Ann. Bot. (Lond). Vol. 93 No 5., MICHALIK S. 1989: Problemy ochrony wymierających i zagrożonych gatunków flory polskiej. Chrońmy Przyr. Ojcz. Vol. 45 No 1., MURASHIGE T. & SKOOG F. 1962: A revised medium for rapid growth and bio-assays with tobacco cultures. Physiol. Plant. Vol. 15., QUOIRIN M. & LEPOIVRE P. 1977: Etude de mileux adaptes aux cultures in vitro de Prunus. Acta Hort. Vol. 78., ŠOUREK J. 1969: Květena Krkonoš. Český a polský národní park. Academia, Praha., 451 ŻOłNIERZ L., WOJTUń B., KWIATKOWSKI P. & MATUłA J. 2004: Ocena stanu populacji wybranych rzadkich gatunków roślin w Karkonoskim Parku Narodowym. In: ŠTURSA J., MAZURSKI K.R., PAłUCKI A. & POTOCKA J. (eds), Geoekologické problémy Krkonoš. Sbor. Mez. Věd. Konf., listopad 2003, Szklarska Poręba. Opera Corcontica, 41/1: