WYSTĘPOWANIE GRZYBÓW MIKORYZOWYCH U WYBRANYCH ROŚLIN ZBIOROWISK DOLINY RZEKI KURÓWKA

WODA-ŚRODOWISKO-OBSZARY WIEJSKIE 2009: t. 9 z. 3 (27) WATER-ENVIRONMENT-RURAL AREAS s. 195 204 www.imuz.edu.pl Instytut Melioracji i Użytków Zielonych w Falentach, 2009 WYSTĘPOWANIE GRZYBÓW MIKORYZOWYCH U WYBRANYCH ROŚLIN ZBIOROWISK DOLINY RZEKI KURÓWKA Beata SUMOROK 1), Dorota MICHALSKA-HEJDUK 2), Anna ZDANOWICZ 3), Agata DROBNIEWSKA 4), Lidia SAS PASZT 1) 1) Instytut Sadownictwa i Kwiaciarstwa im. Sz. Pieniążka w Skierniewicach, Pracownia Rizosfery 2) Uniwersytet Łódzki, Katedra Geobotaniki i Ekologii Roślin 3) Instytut Melioracji i Użytków Zielonych w Falentach, Zakład Zasobów Wodnych 4) Europejskie Regionalne Centrum Ekohydrologii pod auspicjami UNESCO w Łodzi Słowa kluczowe: grzyby mikoryzowe, zbiorowiska roślinne, zlewnia rzeki Kurówki S t r e s z c z e n i e Badania grzybów mikoryzowych prowadzono w latach 2005-2007 w zlewni rzeki Kurówka, w trzech transektach (TI, TII, TIII) na dwudziestu czterech stanowiskach. Transekty poprowadzono od wyniesienia terenu do rzeki. Badaniami objęto uprawy zbóż, zbiorowiska zaroślowe i łąkowe z klasy Molinio-Arrhenatheretea, zbiorowiska szuwarowe z klasy Phragmitetea oraz zarośla wierzbowe z klasy Alnetea glutinosae. Próbki gleby z korzeniami roślin pobierano z warstwy powierzchniowej (do 25 cm), z każdego stanowiska. Na każdym stanowisku pobierano korzenie dominujących gatunków roślin zielnych, krzewów oraz drzew łącznie pobrano korzenie 30 gatunków roślin. Korzenie płukano pod bieżącą wodą i w przypadku grzybów ektomikoryzowych (EMG) analizowano pod mikroskopem stereoskopowym, a korzenie roślin z grzybami arbuskularnymi (AGM) barwiono, przygotowywano preparaty i analizowano pod mikroskopem świetlnym. Wstępna analiza połączeń mikoryzowych wykazała, że spośród gatunków ektomikoryzowych dominował Cenoccocum geophillum Fr. występujący u drzew i krzewów zasiedlających siedliska okresowo zalewane i leśne suche. Z morfotypów ektomikoryzowych duży udział miał rodzaj Russula, następnie Amphinema, Thelephora, Hebeloma i Cortinarius. Rośliny, u których stwierdzono mikoryzę arbuskularną we wszystkich próbkach korzeni to: mozga trzcinowata (Phalaris arundinacea L.), trzcina pospolita (Phragmites australis (Cav.) Trin. ex Steud), śmiałek darniowy (Deschampsia caespitosa (L.) P. Beauv) i wierzba szara (Salix cinerea L.). Adres do korespondencji: dr B. Sumorok, Instytut Sadownictwa i Kwiaciarstwa im. Sz. Pieniążka, Pracownia Rizosfery, ul. Pomologiczna 18, 96-100 Skierniewice; tel. +48 (46) 834-52-12, e-mail: bsumorok@biol.uni.lodz.pl

196 Woda-Środowisko-Obszary Wiejskie t. 9 z. 3 (27) WSTĘP W ekosystemach naturalnych symbiotyczne grzyby mikoryzowe kolonizują korzenie 90% gatunków roślin naczyniowych [READ, 1991]. Mikoryza występuje w różnych siedliskach w zbiorowiskach leśnych umiarkowanej strefy klimatycznej występują grzyby ektomikoryzowe (EMG), zaś w zbiorowiskach roślin klimatu tropikalnego oraz w zbiorowiskach nieleśnych klimatu umiarkowanego przeważa mikoryza arbuskularna (AGM). W pierwszym przypadku strzępki grzyba nie wnikają do komórek kortykalnych korzenia, ale tworzą między nimi sieć Hartiga, a na powierzchni gęsto splecioną mufkę. W przypadku mikoryzy arbuskularnej (endomikoryza) grzybnia wnika do komórek kortykalnych korzenia, a mufka nie występuje. W komórkach korzenia tworzą się arbuskule miejsca wymiany składników pokarmowych między partnerami rośliną i grzybem [ALLEN, 1991]. Grzyby mikoryzowe są ważnym komponentem ryzosfery grzybnia przerasta podłoże, wiąże ziarna piasku w agregaty lub/i wydziela substancje sklejające cząsteczki gleby (m.in. glomalinę) [WRIGHT, UPADHYAYA, 1998; 1999]. Dzięki grzybni zwiększa się powierzchnia chłonna korzenia rośliny i do komórek roślin są dostarczane substancje biogeniczne, głównie fosfor i azot. Aktywność mikroorganizmów ryzosfery jest czynnikiem warunkującym wzrost rośliny oraz jej odporność na patogeny [AZCÓN-AGUILAR, BAREA, 1992]. Występowanie grzybów mikoryzowych w korzeniach roślin świadczy o naturalności ekosystemu. Grzyby mikoryzowe mają wpływ na kształtowanie się zespołów roślinnych [ALLEN, 1991; READ, 1991]. Występowanie grzybów mikoryzowych u roślin zależy od: wilgotności podłoża, dostępności tlenu, okresu zalewania, temperatury, odczynu (ph) gleby i dostępności pierwiastków biogenicznych [EN TRY i in., 2002; TURNER, FRIESE, 1998]. Obecność grzybów symbiotycznych w zbiorowiskach mokradłowych jest limitowana przez okres stagnacji wody i intensywność zalewania. Badania nad grzybami mikoryzowymi terenów okresowo zalewanych są podejmowane coraz częściej [m.in. CLAYTON, BAGYARAJ, 1984; MILLER, SHARITZ, 2000; WETZEL, VAN DER VALK, 1996]. Celem badań podjętych w sezonach wegetacyjnych lat 2005 2007 było określenie statusu mikoryzowego roślin w zbiorowiskach roślinnych doliny rzeki Kurówka (otulina Narwiańskiego Parku Narodowego). TEREN I METODY BADAŃ Badania mikoryz prowadzono w zlewni rzeki Kurówka, która jest lewobrzeżnym dopływem Narwi i płynie przez obszar otuliny Narwiańskiego Parku Narodowego (rys. 1). Gleby na badanym terenie są wyraźnie zróżnicowane w zależności od ukształtowania terenu. Na terasie nadzalewowym (ok. 125 m n.p.m.) występują gleby piaszczyste, na jego stokach piaszczysto-gliniaste oraz organiczne, natomiast na

B. Sumorok i in.: Występowanie grzybów mikoryzowych u wybranych roślin 197 TIII NARWIANSKI TII TI Rzeka Kurówka Rys. 1. Teren badań (TI, TII, TIII transekty) [SUMOROK, ZDANOWICZ, 2006, zmienione] Fig. 1. Study area (TI, TII, TIII transects) [SUMOROK, ZDANOWICZ 2006, changed] terasie zalewowym rzeki Kurówka (ok. 110 m n.p.m.) przeważają gleby torfiaste. Podczas wezbrań gleby te są silnie nawodnione. Zawartość materii organicznej w glebach wykształconych na stokach zajętych pod uprawy zbóż wynosi 2 10%, natomiast w pobliżu rzeki jest znacznie większa wynosi 40 70% [SUMOROK, DROBNIEWSKA, ZDANOWICZ, 2006]. Głębokość zwierciadła wód gruntowych na terasie nadzalewowym osiąga 4 5 m, a na terasie zalewowym 0,25 1,0 m. Podczas wiosennych roztopów wody gruntowe mieszają się z wodami wezbraniowymi i stagnują przez okres 2 3 miesięcy. W sezonie wegetacyjnym 2005 r. wyznaczono trzy transekty (TI, TII, TIII rys. 1) z dwudziestoma czterema stanowiskami badawczymi, na których zainstalowano piezometry (TI: P1-P11, TII: P1-P8, TIII: P1-P5). Transekty poprowadzono od najwyższego punktu terasu nadzalewowego do rzeki Kurówka, zgodnie z gradientem wysokości i jednocześnie wilgotności. Obejmowały one uprawy żyta i pszenicy, zbiorowiska zaroślowe, łąkowe, turzycowiska oraz zarośla wierzbowe. Badania szaty roślinnej prowadzono w sezonach wegetacyjnych lat 2005 i 2006 powszechnie stosowaną metodą Brauna-Blanqueta, wykonując łącznie 32 zdjęcia

198 Woda-Środowisko-Obszary Wiejskie t. 9 z. 3 (27) fitosocjologiczne. Układ syntaksonomiczny oraz przynależność syntaksonomiczną gatunków przyjęto za MATUSZKIEWICZEM [2001], KUCHARSKIM i MICHALSKĄ- -HEJDUK [1994] oraz BALÁTOVĄ-TULÁČKOVĄ [1978], zaś nomenklaturę roślin naczyniowych podano wg MIRKA i in. [2002]. Próbki gleby z korzeniami roślin i owocniki grzybów ektomikoryzowych pobierano wiosną, latem i jesienią w sezonach wegetacyjnych lat 2005 2007. Określono status mikoryzowy 30 gatunków roślin zielnych i drzewiastych, dominujących w badanych zbiorowiskach i porównano z danymi z literatury na temat kolonizacji korzeni tych roślin przez grzyby mikoryzowe. Próbki gleby z korzeniami ektomikoryzowymi pobierano pod drzewami i krzewami należącymi do następujących rodzajów: wierzba (Salix), brzoza (Betula), świerk (Picea), olsza (Alnus), topola (Populus) i dąb (Quercus). Korzenie roślin były dokładnie płukane na sicie pod bieżącą wodą. Morfotypy mikoryz odnalezione na korzeniach obserwowano pod mikroskopem stereoskopowym (pow. 10 x 0,75 4,9) i opisywano metodą AGERERA [1991]. Owocniki grzybów ektomikoryzowych były oznaczane ogólnie przyjętą metodą, za pomocą kluczy. Z roślin zielnych dominujących w zbiorowiskach badano: wyczyniec łąkowy (Alopecurus pratensis L.), trzcinnik piaskowy (Calamagrostis epigejos (L.) Roth), turzycę błotną (Carex acutiformis Ehrh.), t. tunikową (C. appropinquata Schumach.), t. zaostrzoną (C. gracilis Curtis), perz właściwy (Elymus repens (L.) Gould), wierzbownicę kosmatą (Epilobium hirsutum L.), mannę mielec (Glyceria maxima (Hartm.) Holmb.), sit członowaty (Juncus atriculatus L. emend. K. Richt.), życicę trwałą (Lolium perenne L.), mozgę trzcinowatą (Phalaris arundinacea L.), trzcinę pospolitą (Phragmites australis (Cav.) Trin. ex Steud), tymotkę Boehmera (Phleum phleoides (L.) H. Karst.), koniczynę łąkową (Trifolium pratense L.), pokrzywę zwyczajną (Urtica dioica L.), jak również zboża owies szorstki (Avena strigosa Schreb.), żyto zwyczajne (Secale cereale L.) i pszenicę zwyczajną (Triticum aestivum L.). Próbki korzeni wybranych roślin zielnych i bylin pobierano za pomocą łopatki ogrodniczej. Do badań nie pobierano korzeni roślin wodnych, ponieważ nie wchodzą one w związki mikoryzowe [HARLEY, HARLEY, 1987]. Korzenie roślin były płukane pod bieżącą wodą i barwione zmodyfikowaną metodą PHILLIPSA i HAYMANA [1970]. Korzenie jednego gatunku krojono na odcinki długości 1 cm, układano na szkiełku podstawowym i rozgniatano w laktoglicerolu, następnie obserwowano za pomocą mikroskopu świetlnego. Opisywano cechy mikoryzy arbuskularnej, takie jak: arbuskule, pęcherzyki, spory i grzybnię. WYNIKI I DYSKUSJA Wzdłuż transektów badawczych stwierdzono występowanie 156 gatunków roślin naczyniowych, w tym jednego objętego ochroną ścisłą gnidosza błotnego (Pedicularis palustris L.) i czterech objętych ochroną częściową kruszyny pospo

B. Sumorok i in.: Występowanie grzybów mikoryzowych u wybranych roślin 199 litej (Frangula alnus Mill.), bobrka trójlistkowego (Menyanthes trifoliata L.), grążela żółtego (Nuphar lutea (L.) Sibth. & Sm.) i kaliny koralowej (Viburnum opulus L.). Na roślinność składa się 14 syntaksonów (12 zespołów i 2 syntaksony w randze zbiorowiska), z klas: Lemnetea minoris R. Tx. 1955, Artemisietea vulgaris Lohm., Prsg et R. Tx. in R. Tx. 1950, Potametea R. Tx. et Prsg, Phragmitetea R. Tx. et Prsg. 1942, Molinio- Arrhenatheretea R. Tx. 1937, Alnetea glutinosae Br. -Bl. et R.Tx. 1943. Roślinność badanego terenu ma układ wyraźnie odpowiadający ukształtowaniu powierzchni i warunkom wodnym. Wzdłuż koryta rzeki układają się pasmowo zarośla wierzbowe (łozowiska zespół Salicetum pentandro-cinerea). Zarośla takie, złożone z szerokolistnych wierzb oraz kruszyny, najczęściej występują jako wczesne stadia sukcesyjne olsów. Kolejny pas tworzą szuwary właściwe (trzcinowe, pałkowe, mozgi trzcinowej i manny mielec). Wśród nich mozaikowo tworzą się płaty szuwarów turzycowych przede wszystkim turzycy zaostrzonej (Carex gracilis Curtis) i błotnej (C. acutiformis Ehrh.). Niekiedy płaty te są zdominowane przez trzcinnik lancetowaty (Calamagrostis canescens (Weber) Roth). Kolejny pas stanowią łąki wilgotne i świeże, w zależności od mikrorzeźby terenu. Są one użytkowane kośnie (dwukrotnie w ciągu roku), a w sąsiedztwie pól uprawnych nawożone i podsiewane. W miejscach trudniej dostępnych, przede wszystkim wzdłuż rowów, wykształciły się zbiorowiska ziołoroślowe. Stoki doliny są wykorzystywane rolniczo pod uprawy (przede wszystkim pszenicy oraz żyta i pszenżyta). Według danych literaturowych [HARLEY, HARLEY, 1987], spośród 156 gatunków roślin naczyniowych występujących w badanych transektach, 121 gatunków może posiadać symbionty mikoryzowe, w tym 54 gatunki mogą być fakultatywnie, a 67 obligatoryjnie mikoryzowe (tab. 1). Podczas badań wstępnych stwierdzono występowanie u badanych roślin 10 gatunków symbiontów mikoryzowych i 10 morfotypów (typów morfologicznych) oraz dwa rodzaje grzybów arbuskularnych Glomus i Acaulospora. Symbionty ektomikoryzowe stwierdzono u 7 gatunków drzew i krzewów olszy czarnej (Alnus glutinosa (L.) Gaertn.), brzozy brodawkowatej (Betula pendula Roth), topoli białej (Populus alba L.), topoli czarnej (P. nigra L.), dębu szypułkowego (Quercus robur L.), wierzby szarej (Salix cinerea L.) i wierzby kruchej (S. fragilis L.). Zarówno symbionty ektomikoryzowe, jak i grzyby arbuskularne zaobserwowano u wierzby szarej (Salix cinerea L.), wierzby pięciopręcikowej (S. pentandra L.) oraz topoli białej (Populus alba L.) i topoli czarnej (P. nigra L.). Wstępna analiza połączeń mikoryzowych wykazała, że spośród gatunków ektomikoryzowych dominował Cenoccocum geophillum Fr., występujący u drzew i krzewów zasiedlających siedliska okresowo zalewane i leśne suche. Z morfotypów ektomikoryzowych duży udział miał rodzaj Russula, następnie Amphinema, Thelephora, Hebeloma i Cortinarius. Rośliny siedlisk okresowo zalewanych, u których stwierdzono mikoryzę arbuskularną we wszystkich próbkach korzeni to: mozga trzcinowata (Phalaris arundi

200 Woda-Środowisko-Obszary Wiejskie t. 9 z. 3 (27) Tabela 1. Zestawienie gatunków roślin i ich status mikoryzowy oraz typ mikoryzy wg HARLEY i HARLEY [1987] Table 1. Plant species and their mycorrhizal status and the type of mycorrhizae acc. HARLEY and HARLEY [1987] Typ mikoryzy Micorrhizal type Liczba gatunków Number of species Gatunki Species AM 53 Aesculus hippocastanum, Agropyron repens, Alopecurus Mikoryza pratensis, Apera spica-venti, Artemisia vulgaris, Avena arbuskularna strigosa, Bromus inermis, Caltha palustris, Calystegia Arbuscular sepium, Carex appropinquata, Chamomilla recutita, Centaurea jacea, Cicuta virosa, Cirsium arvense, Consolida mycorrhizae regalis, Deschampsia caespitosa, Epilobium angustifolium, Epilobium hirsutum, Epilobium palustre, Fragaria vesca, Galinsoga ciliata, Galium boreale, Geranium pratense, G. pusilum, Geum urbanum, Holcus lanatus, Hordeum vulgare, Juncus articulatus, Lactuca serriola, Lathyrus pratensis, Leonurus cordiaca, Leontodon autumnalis, Peucedanum palustre, Phalaris arundinacea, Phragmites australis, Plantago lanceolata, Plantago major, Plantago pauciflora, Potentilla anserina, Prunus cerasifera, Ranunculus acris, Solanum dulcamara, Stachys palustris, Taraxacum officinale, Trifolium repens, T. pratense, Tripleurospermum inodorum, Typha angustifolia, Viburnum opulus, Vaccinium myrtillus (erikoidalna), Veronica persica, Vicia tetrasperm, Viola arvensis EM 7 Betula pendula, Picea abies, Populus alba, Populus ni- Ektomikoryza gra, Quercus robur, Salix fragilis, Salix pentandra Ectomycorrhizae AM lub/i EM 9 Acer platanoides, Alnus glutinosa, Frangula alnus, Frax- AM or/and EM inus excelsior, Galium aparine, Pyrus communis, Salix cinerea, Sorbus aucuparia, Tilia cordata Uwaga: nazwy roślin dominujących w poszczególnych zbiorowiskach podano pogrubioną kursywą. Note: names of dominant plants in particular communities are given in bold italic. nacea L.), trzcina pospolita (Phragmites australis (Cav.) Trin. ex Steud), śmiałek darniowy (Deschampsia caespitosa (L.) P. Beauv) i wierzba szara (Salix cinerea L.) (tab. 2). U innych objętych badaniami roślin zielnych obserwowano występowanie niektórych cech mikoryzy arbuskularnej, np. grzybnię i spory, natomiast nie zaobserwowano arbuskul, podstawowej cechy tej mikoryzy. U gatunków z rodzaju turzyc (Carex sp.) nie stwierdzono grzybów arbuskularnych, występowały natomiast grzyby z grupy DSE (dark septate endophytes). Badania statusu mikoryzowego roślin wzdłuż transektów wykazały wpływ wilgotności na występowanie symbiontów mikoryzowych. Cenococcum geophillum Fr. jest najczęściej spotykanym gatunkiem na wszystkich stanowiskach, zarówno w siedliskach suchych, jak i zalewanych. Gatunek ten preferuje siedliska suche, jednak spotyka się wśród izolatów tego grzyba szczepy preferujące dużą wilgot

B. Sumorok i in.: Występowanie grzybów mikoryzowych u wybranych roślin 201 Tabela 2. Występowanie morfotypów grzybów symbiotycznych związanych z wybranymi gatunkami roślin w zbiorowiskach roślinnych w dolinie rzeki Kurówka [SUMOROK, ZDANOWICZ, 2006 zmienione] Table 2. The occurrence of morphotypes of symbiotic fungi associated with selected plant species in the Kurówka River Valley communities [SU- MOROK, ZDANOWICZ, 2006, changed] Gatunek rośliny Plant species Lipiec July 2005 Październik October 2005 Maj May 2006 Wrzesień September 2006 Czerwiec July 2007 Gatunek symbionta/morfotyp Symbiont species/morphotype Alnus glutinosa (L.) Gaertn EM EM EM EM/AM EM Cenoccocum geophillum Fr., black-mantle m. Alopecurus pratensis L. AM AM Glomus sp. 1 Betula pendula Roth EM EM EM EM EM Amphinema m., Cenoccocum geophillum Fr., Hebeloma m., Lactarius torminosus (Schaeff.) Gray, Russuloid m., Scleroderma citrinum Pers. Calamagrostis epigejos (L.) Roth AM AM AM Glomus sp.2 Deschampsia caespitosa (L.) P. Beauv AM AM AM AM Glomus tenue (Greenall) I.R. Hall, Glomus sp. 1, Acaulospora sp. Elymus repens (L.) Gould AM AM AM Glomus tenue (Greenall) I.R. Hall Filipendula ulmaria (L.) Maxim. AM AM AM AM Glomus tenue (Greenall) I.R. Hall Glyceria maxima (Hartm.) Holmb. AM AM AM Glomus tenue (Greenall) I.R. Hall Juncus atriculatus L. emend. K. Richt. AM AM AM Glomus sp. 2 Lysimachia vulgaris L. AM AM AM Glomus sp. 1, Acaulospora sp. 1 Phalaris arundinacea L. AM AM AM AM AM Glomus sp. 1, Acaulospora sp. 2 Phragmites australis (Cav.) Trin. ex Steud AM AM AM AM AM Glomus tenue (Greenall) I.R. Hall, Glomus sp. 2, Acaulospora sp. Picea abies (L.) H. Karst. EM EM EM EM EM Amphinema m., Cortinarius obtusus (Fr.) Fr., Cortinarius sp.1, Cortinarius sp. 2, Boletoid m., Lactarius m., Russula. Ochroleuca (Pers.) Fr., R. xerampelina (Schaeff.) Fr., Russuloid m., Thelephora terrestris Ehrh. Populus alba L. EM/AM EM/AM EM/AM EM/AM EM/AM Russuloid m., Tomentelloid m., Glomus sp. 1, Acaulospora sp. Populus nigra L. EM/AM EM/AM EM/AM EM/AM EM/AM black-mantle m., Glomus sp. 1, Acaulospora sp. Quercus robur L. EM EM EM EM EM Cenoccocum geophillum Fr., Xerocomus subtomentosus (L.) Quél. Salix cinerea L. EM/AM EM/AM EM/AM EM/AM EM/AM Cenoccocum geophillum Fr., Inocybe sp., Glomus sp. 3 Salix fragilis L. EM EM EM EM EM Cenoccocum geophillum Fr., Hebeloma sp., Phialocephala sp. Salix pentandra L. AM EM/AM EM/AM EM EM Cenoccocum geophillum Fr., black-mantle m., Glomus sp. 2 Trifolium pratense L. AM AM AM Glomus sp. 1, Glomus sp. 2 Typha agustifolia L. AM AM Glomus tenue (Greenall) I.R. Hall Urtica dioica L. AM AM AM AM Glomus sp.1 AM mikoryza arbuskularna, EM ektomikoryza, nieobecne struktury mikoryzowych grzybów, m. morfotyp. AM arbuscular mycorrhizae, EM ectomycorrhizae, absent of mycorrhizal structures, m. morphotype.

202 Woda-Środowisko-Obszary Wiejskie t. 9 z. 3 (27) ność [COLEMAN, BLEDSOE, LOPUSHINSKY, 1989; HILSZCZAŃSKA, 2003]. Podczas eksperymentu z wierzbą smukłoszyjkową (Salix gracilistyla), która rosła w siedlisku ubogim w pierwiastki biogeniczne SASSAKI i in. [2001] stwierdzili, że częściej występowały grzyby ektomikoryzowe, a nie arbuskularne. Podobną zależność odnotowano w przedstawianych badaniach. Niektóre gatunki grzybów mikoryzowych z rodzaju Laccaria, Hebeloma i Thelephora preferują wilgotne stanowiska [UNESTAM, SUN, 1995], w przeprowadzonych badaniach również je odnotowano. W warunkach okresowego zalewania lub stagnacji wody, występująca w korzeniach roślin grzybnia symbiontów tworzących mikoryzę arbuskularną rzadziej lub wcale nie tworzy arbuskul ani pęcherzyków podstawowych cech tej mikoryzy co odnotowano podczas badań symbiontów mikoryzowych w dolinie rzeki Kurówka. Badania MILLER [2000] wykazały mały udział kolonizacji mikoryzowej korzeni u traw występujących w glebie w warunkach wysokiego stanu wód. Zalewanie/stagnacja wody działa hamująco na rozwój arbuskularnych grzybów mikoryzowych w korzeniach roślin. Niektóre rośliny mikoryzowe dostosowały się do takich niestabilnych warunków są to rośliny hydrofilne [COLEMAN, BLEDSOE, LOPUSHINSKY, 1989], np. u mozgi trzcinowatej (Pahallaris arundinacea L.) odnotowano występowanie arbuskul zarówno w siedliskach wysoko zatapianych, jak i suchych. Podobne wyniki otrzymali COOKE i LEFOR [1998]. Badania eksperymentalne przeprowadzone przez RUIZ-LOZANO i AZCÓN [1995] udowodniły, że nie wszystkie gatunki grzybów arbuskularnych w równym stopniu kolonizują korzenie nawadnianych roślin. Natomiast na formowanie ektomikoryz u gatunków drzewiastych, oprócz wilgotności, ma wpływ ilość i dostępność pierwiastków biogenicznych, a także potencjał redoks. Potwierdzają to badania HASHIMOTO i HIGUCHI [2003], którzy zaobserwowali występowanie grzybów ektomikoryzowych u roślin w stadiach regeneracyjnych po powodzi. Zasobność gleby i jej wilgotność odgrywa kluczową rolę w kształtowaniu zbiorowisk mikoryzowych grzybów glebowych. Z uwagi na ważną rolę grzybów mikoryzowych w asymilacji pierwiastków biogenicznych, w szczególności fosforu, w zależności od czasu i poziomu zatapiania oraz koncentracji biogenów konieczne są dalsze badania nad tymi symbiontami. PODSUMOWANIE 1. Podczas przeprowadzonych badań wstępnych stwierdzono występowanie u badanych roślin 10 gatunków symbiontów mikoryzowych i 10 morfotypów oraz dwa rodzaje grzybów arbuskularnych. 2. Największa liczba morfotypów mikoryz występowała u gatunków drzewiastych w siedliskach suchych, natomiast u gatunków w zbiorowiskach okresowo zalewanych mikoryzy pojawiały się okresowo. 3. U gatunków z rodzaju Salix (wierzba) i Populus (topola) odnotowano występowanie dwóch typów mikoryzy arbuskularnej i ektomikoryzy.

B. Sumorok i in.: Występowanie grzybów mikoryzowych u wybranych roślin 203 Badania prowadzono w ramach projektu finansowanego przez MNiSW nr 2P06SO4828. LITERATURA AGERER R., 1991. Characterisation of ectomycorrhizae. W: Techniques for the study of mycorrhiza. Pr. zbior. Red. J. R. Norris, D. J. Read, K. Varma. Meth. Microbiol. 23 s. 25 73. ALLEN M.F., 1991. The ecology of mycorrhizae. Cambridge: University Press ss. 184. AZCÓN-AGUILAR C., BAREA J.M., 1992. Interactions between mycorrhizal fungi and other rhizosphere microorganisms. W: Mycorrhizal functioning. An integrative plant-fungal process. Pr. zbior. Red. M.J. Allen. New York: Routledge, Chapman & Hall Inc. s. 163 198. BALÁTOVA-TULÁČKOVÁ E., 1978. Die Nass- und Feuchtwiesen Nordwest-Böhmens mit besonderer Berückschtingung der Magnocaricetalia Gesellschaften. Rozpravy Èeskoslovenske Akademie Vìd. RMPV 88 3 ss. 113. CLAYTON J.S., BAGYARAJ D.J., 1984. Vesicular-arbuscular mycorrhizas in submerged aquatic plants of New Zeland. Aq. Bot. 19 s. 251 262. COLEMAN M.D., BLEDSOE C.S., LOPUSHINSKY W., 1989. Pure culture of ectomycorrizal fungi to imposed water stress. Can. J. Bot. 67 s. 29 39. COOKE J.C., LEFOR M.W. 1998. The mycorrhizal status of selected plant species from Connecticut wetlands and transition zones. Rest. Ecol. 6(2) s. 214 222. ENTRY J.A., RYGIEWICZ P.T., WATRUD L.S., DONNELLY P.K., 2002. Influence of adverse soil conditions on the formation and function of Arbuscular mycorrhizas. Adv. Envir. Res. 7 s. 123 138. HASIMOTO Y., HIGUCHI R., 2003. Ectomycorrhizal and arbuscular mycorrhizal colonization of two species of floodplain willows. Mycoscience 44 s. 339 343. HARLEY J.L., HARLEY E.L., 1987. A check list of mycorrhiza in British flora. New Phytol. 105(2) ss. 102. HILSZCZAŃSKA D., 2003. Influence of watering on mycorrhizal colonization and ergosterol concentration in fine roots of Scots pine (Pinus syvestris L.) seedlings. Prace Inst. Bad. Leś. Ser. A nr 4 (963) s. 55 64. KUCHARSKI L., MICHALSKA-HEJDUK D., 1994. Przegląd zespołów łąkowych z klasy Molinio- Arrhenatheretea stwierdzonych w Polsce. Wiad. Bot. nr 38 1/2 s. 95 104. MATUSZKIEWICZ W., 2001. Przewodnik do oznaczania zbiorowisk roślinnych Polski. Warszawa: PWN ss. 537. MILLER S.P., 2000. Arbuscular mycorrhizal colonization of semi-aquatic grasses a long a wide hydrologic gradient. New Phytol. 145 s. 145 155. MILLER S.P., SHARITZ R.R., 2000. Manipulation of flooding and arbuscular mycorrhiza formation influences growth and nutrition of two semiaquatic grass species. Funct. Ecol. 14. s. 738 748. MIREK Z., PIĘKOŚ-MIRKOWA H., ZAJĄC A., ZAJĄC M., 2002. Flowering plants and pteridophytes of Poland. A checklist. Krakow: Polish Academy of Sciences, Institute of Botany ss. 442. PHILLIPS J.M., HAYMAN D.A., 1970. Improved procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Trans. British Mycol. Soc. 55 s. 158 161. READ D.J., 1991. Mycorrhizas in ecosystems. Experimentia 47 s. 376 391. RUIZ-LOZANO J.M., AZCÓN R., 1995. Hyphal contributionto water uptake in mycorrhizal plants as affected by the fungal species and water status. Physiol. Plant. 95 s. 472 478. SASAKI A., FUJYOSHI M., SHIDARA S., NAKATSUBO T., 2001. Effects of nutrients and arbuscular colonization on the growth of Salix gracilistyla seedlings in nutrient-poor fluvial bar. Ecol. Res. 16 ss. 165.

204 Woda-Środowisko-Obszary Wiejskie t. 9 z. 3 (27) SUMOROK B., DROBNIEWSKA A., ZDANOWICZ A., 2006. Wstępna analiza oddychania gleby w zbiorowiskach roślinnych i uprawach zbożowych występujących w dolinie rzeki Kurówki (otulina NPN). Kraków: PAN Infrastruktura i Ekologia Terenów Wiejskich s. 153 160. SUMOROK B., ZDANOWICZ A., 2006. The occurrence of mycorrhizal Symbionts in Plant Communities in the Kurówka River Valley (Narew National Park). Pol. J. Envir. Stud. vol. 15 no 5d, part 2 poz. 82 s. 446 450. TURNER S.D, FRIESE C.F., 1998. Plant-Mycorrhizal Community Dynamics Associated with a Moisture Gradient within a Rehabilitated Prairie Fen. Rest. Ecol. vol. 6 no 1 s. 44 51. UNESTAM T., SUN Y.P., 1995. Extramatrical structures of hydrophobic and hydrophilic ectomycorrhizal fungi. Mycorrhiza 5 s. 301 311. WETZEL P.R., VAN DER VALK A.G., 1996. Vesicular-arbuscular mycorrhizae in prairie pothole wetland vegetation in Iowa and North Dacota. Canad. J. Bot. 74 s. 883 890. WRIGHT S.F., UPADHYAYA A., 1998. A survey of soils for aggregate stability and glomalin, glycoprotein produced by hyphae of arbuscular mycorrhizal fungi. Plant Soil 198 s. 97 107. WRIGHT S.F., UPADHYAYA A., 1999. Quantification of arbuscular mycorrhizal fungi activity by the glomalin concentration on hyphal traps. Mycorrhiza 8 s. 283 285. Beata SUMOROK, Dorota MICHALSKA-HEJDUK, Anna ZDANOWICZ, Agata DROBNIEWSKA, Lidia SAS PASZT DISTRIBUTION OF MYCORRHIZAL FUNGI ON SELECTED PLANTS IN THE KURÓWKA RIVER VALLEY COMMUNITIES Key words: mycorrhizal fungi, plant communities, the Kurówka River basin S u m m a r y Mycorrhizal associations were examined in the vegetative seasons 2005 2007 in the Kurówka River Basin along three transects (TI, TII, TIII) comprising twenty four sites. The transects were drawn from the terrain elevation towards the Kurówka River and covered cultivated grain fields, shrub and meadow communities, sedge rushes, and willow shrubs, including the classes Artemisietea vulgaris, Phragmitetea, Molinio-Arrhenatheretea and Alnetea glutinosae. Plant roots were sampled from the topsoil up to a depth of 25 cm in each site. Dominant plants in individual sites as well as herbaceous and tree species were selected. As many as 30 plant species were sampled. Roots forming ectomycorrhizae were analyzed under a stereoscope. Roots forming arbuscular mycorrhizae were stained; diagnostic slides were made and analyzed under a light microscope. The analysis of mycorrhizal associations shows that Cenoccocum geophillum Fr., which occurs in trees and shrubs colonising periodically flooded habitats and dry forest habitats, predominated. A high contribution of the genus Russula, followed by the genera Amphinema, Thelephora, Hebeloma and Cortinarius, was recorded among ectomycorrhizal morphotypes. Arbuscular mycorrhizae were recorded in all the root samples of the following plants: Phalaris arundinacea L. (reed canary grass), Phragmites australis (Cav.) Trin. ex Steud (common reed), Deschampsia caespitosa (L.) P. Beauv (tufted hair grass) and Salix cinerea L. (grey willow). Recenzenci: doc. dr hab. Maria Król prof. dr hab. Zbigniew Paluszak Praca wpłynęła do Redakcji 29.10.2008 r.