ZNACZENIE KWASU JASMONOWEGO ORAZ JEGO ESTRU METYLOWEGO W KULTURACH TKANKOWYCH THE IMPORTANCE OF JASMONIC ACID AND ITS METHYL ESTER IN TISSUE CULTURES

DOMINIKA ANDRYS Zachodniopomorski Uniwersytet Technologiczny w Szczecinie, Wydział Kształtowania Środowiska i Rolnictwa, Katedra Genetyki, Hodowli i Biotechnologii Roślin, ul. J. Słowackiego 17, 71-434 Szczecin, Poland dominika.andrys@zut.edu.pl ZNACZENIE KWASU JASMONOWEGO ORAZ JEGO ESTRU METYLOWEGO W KULTURACH TKANKOWYCH THE IMPORTANCE OF JASMONIC ACID AND ITS METHYL ESTER IN TISSUE CULTURES KEYWORDS: jasmonic acid, jasmonic acid methyl ester, plant tissue culture, secondary metabolites, suspension culture, tuberization ABSTRACT Jasmonic acid and its methyl ester are phytophormones/plant growth regulators which are produced by plants. Methyl ester is one of the derivative of jasmonic acid. They are also added to plant tissue cultures. The paper summarizes the most important knowledge about jasmonic acid and jasmonic acid methyl ester in plant tissue cultures. Jasmonic acid is synthetized from α-linoleic acid (18:3) and hexadecatrienoic acid (16:3). In recent years a growing interest in JA and Me-JA and contributed to a number of valuable works on the subject. They are used in plant tissue culture to micropropagation, rooting and tuberization. They are also used for the production of secondary metabolites in suspension culture. WSTĘP Jasmoniany, określane w skrócie jako JAs, to grupa roślinnych regulatorów wzrostu, będących pochodnymi lipidowymi, nie mających skomplikowanej budowy chemicznej. Najbardziej znanymi związkami reprezentującymi jasmoniany są: kwas jasmonowy (ang. jasmonic acid, JA) oraz jego ester metylowy, zwany inaczej jasmonianem metylu (ang. jasmonic acid methyl ester, methyl jasmonate, Me-JA) (Saniewski 1997, Białecka i Kępczyński 1998). Kwas jasmonowy po raz pierwszy wyizolowano z filtratów grzybowych Lasiodiplodia theobromae (Aldridge i in. 1971). Natomiast ester metylowy JA był pierwszym związkiem z grupy jasmonianów, wyizolowanym z olejku eterycznego Jasminum grandiflorurm (Demole i in. 1962) i Rosmarinum officinalis (Crabalona 1967). 129

Jasmoniany regulują wzrost i rozwój roślin, a także odgrywają ważną rolę w regulacji wielu procesów komórkowych (Farmer i Ryan 1992; Bell i in. 1995, Creelman i Mullet 1997, McConn i in. 1997). Jasmoniany uczestniczą również w reakcjach roślin na stresy biotyczne i abiotyczne, kontrolując w ten sposób wiele aspektów ochrony roślin (Chung i in. 2008). Odpowiedź abiotyczna wymaga natychmiastowej mobilizacji sygnałów obronnych rośliny. Może być to osiągnięte poprzez wyzwolenie impulsu uwalniającego fitohormon lub powodującego jego syntezę de novo. Ponadto, uważa się, że kwas jasmonowy i jego ester metylowy biorą udział w uruchomieniu mechanizmów indukowanej odporności systemicznej ISR (Penninckx i in. 1998, Ryu i in. 2004). Produkcja kwasu jasmonowego w komórkach roślinnych jest procesem ściśle regulowanym, natomiast jego stężenie jest często bardzo niskie. Jednakże gromadzi się on w zranionych tkankach lub komórkach roślin i działa jako sygnał aktywujący ekspresję różnych genów, takich jak inhibitory proteinaz, tioniny i enzymy w metabolizmie fitoaleksyn (Creelman i Mullet 1997). Stężenie kwasu jasmonowego może być regulowane przez α-tokoferol, który wpływa na sygnalizację wewnątrzkomórkową w komórkach roślinnych bezpośrednio poprzez interakcję elementów kaskady sygnałowej lub pośrednio poprzez zapobieganie peroksydacji lipidów lub wychwytywanie tlenu singletowego (Munné-Bosch i Alegre 2002). Wnikliwej i szczegółowej analizy biosyntezy kwasu jasmonowego dokonali zarówno polscy (Wilmowicz i in. 2012a) jak i zagraniczni naukowcy (Acosta i in. 2009). Kwas jasmonowy jest syntetyzowany z kwasu α-linolenowego, który jest kwasem tłuszczowym najobficiej zgromadzonym w liściach roślin. Występuje przeważnie w zestryfikowanej postaci glicerolipidu (Browse i Somerville 1991). Wolne kwasy tłuszczowe nie są odnalezione w dużych stężeniach w zdrowych nienaruszonych komórkach i tkankach roślinnych. Uwalnianie kwasu α-linolenowego z błon zostało uznane za ważny krok w kontrolowaniu syntezy kwasu jasmonowego. Wzrost wolnego kwasu α-linolenowego zaobserwowano w hodowanych komórkach różnych gatunków roślin po traktowaniu ich grzybicznymi elicytorami (Gundlach i in. 1992) oraz w zranionych tkankach roślinnych (Conconi i in. 1996, Ryu i Wang 1998). Z kolei Farmer i Ryan (1992) użyli fosfolipazę A (ang. phospholipase A, PLA), jako substancję pośredniczącą w uwalnianiu kwasu linolenowego z błon komórkowych u pomidora. Podobne badania nad pomidorem, z wykorzystaniem aktywności fosfolipazy A, przeprowadzili Lee i in. (1997) oraz Narváez- Vasquez i in. (1999). 130

Kwas α-linolenowego (18:3), (ang. linolenic acid) oraz kwas heksatridekanowy (16:3), (ang. hexadecatrienoic acid), zostają uwolnione z błon chloroplastów oraz peroksysomów, poprzez działanie lipaz, pod wpływem gwałtownego stresu (Vick i Zimmerman 1983, Bell i in. 1995). Powyższe kwasy tłuszczowe mogą być przekształcone w wyniku działania 13-lipooksygenazy (13-LOX), syntazy tlenku allenowego (ang. allene oxide synthase, AOS) lub cyklazy tlenku allelowego (ang. allene oxide cyclase, AOC). Kwas α-linolenowy (18:3) jest przekształcany do kwasu 12-okso-fitodienowego (ang. 12-oxophytodienoic acid, OPDA), natomiast kwas heksatridekanowy (16:3) do dinoru-oksofitodienowego (ang. dinor-oxo-phytodienoic acid, dnopda). Oba kwasy okso-fitodienowe uczestniczą nie tylko w biosyntezie kwasu jasmonowego, ale również w biosyntezie elektrofilowych mediatorów z właściwościami różniącymi się od JA (Vick i Zimmerman 1987, Stintzi i in. 2001). W kolejnym etapie szlaku biosyntezy, kwas jasmonowy może być przekształcony do biologicznie czynnych ligandów takich jak: koniugat kwasu jasmonowgo z aminokwasem izolaucyną (ang. jasmonyl-l-ile, JA-Ile) i konigat kwasu jasmonowego z aminokwasem tryptofanem (ang. jasmonyl-l-trp, JA-Trp). W odniesieniu do biosyntezy kwasu jasmonowego, godny uwagi jest fakt, iż szczególną cechą modelowej rośliny Arabidopsis oraz kilku gatunków w obrębie rodziny Brassicaceae, jest gromadzenie dużych ilości kwasów OPDA i dnopda (Buseman i in. 2006, Kourtchenko i in. 2007). Prowadzonych było wiele badań dotyczących wpływu jasmonianów na wzrost i rozwój roślin i ich poszczególnych organów. Pierwsze wzmianki na temat kwasu jasmonowego donosiły, iż powoduje on starzenie się roślin (Chung i in. 2008). Wilmowicz i in. 2012b podjęli pracę podsumowującą znaczenie jasmonianów w reprodukcji roślin. U większości gatunków zaobserwowano zahamowanie kwitnienia pod ich wpływem. Natomiast nie jest to jednoznaczne, gdyż wywołały tworzenie się kwiatów w badaniach prowadzonych na rzepaku (Pak i in. 2009). Jasmoniany mają istotny wpływ na prawidłowe formowanie się płonnych i płodnych części kwiatów oraz w otwieraniu się pąków kwiatów. Dodatkowo, JA, który powstaje w nitkach pręcików uczestniczy w dojrzewaniu ziaren pyłku. Analizując wzorzec ekspresji genu DAD1, kodującego enzym odpowiedzialny za syntezę jasmonianów wykonano model transportu wody przez kwas jasmonowy do pręcików i płatków kwiatów (Wilmowicz i in. 2012b). Ponadto, koniugat kwasu jasmonowego z aminokwasem izoleucyną uczestniczy pośrednio w sekrecji nektaru, regulowanej dodatkowo przez światło (Radhika i in. 2010). 131

Kwas jasmonowy oraz ester metylowy kwasu jasmonowego były szeroko stosowane w pracach badawczych dotyczących powadzenia kultur tkankowych w warunkach in vitro. Prowadzone były badania z zastosowaniem JA i Me-JA m. in. na namnażanie roślin (Dolcet- Sanjuan i Claveria 1995, Martín-Closas i in. 2000, Weryszko-Chmielewska i Kozak 2002) oraz ich ukorzenianie (Maciejewska i Kopcewicz 2002, Luo i in. 2009). Zależnie od stężenia, kwas jasmonowy oraz jego ester metylowy mogą wykazywać działanie hamujące wzrost roślin (Sembdner i Parthier 1993) oraz wzrost korzeni (Berger i in. 1996) w kulturach tkankowych. Shimasaki i in. (2010) badali wpływ kwasu jasmonowego, jasmonianu metylu oraz chitozanu na tworzenie pędów i ukorzenianie gatunków Cymbidium. Badania dowiodły, iż mieszanina pochodnej kwasu jasmonowego i chitozanu ma istotny wpływ zarówno na wzrost pędów jak i formowanie korzeni u Cymbidium, natomiast sam kwas jasmonowy hamuje wzrost pędów. Szerokie badania nad zastosowaniem kwasu jasmonowego w kulturach in vitro prowadzili Cho i in. (2007), którzy dowiedli, że JA dodany do pożywki zmniejszył wzrost pędów, wielkość i liczbę liści oraz korzeni ryżu (cv. Nipponbare). Zastosowali oni w badaniu różne stężenia JA (1, 2, 5, 10, 25, i 50 µm). JA i Me-JA wpływają również na tuberyzację roślin (Pelacho i Mingo-Castel 1991, Koda i Kikuta 2001). Wykazano, że JA i jego ester metylowy, a także pochodne tych związków, takie jak kwas tuberowy, glukozyd kwasu tuberowego czy kwas kukurbinowy mają działanie silnie stymulujące lub indukujące tuberyzację ziemniaka (Koda i in. 1996). Pruski i in. (2003b) wykładali fragmenty pędów Solanum tuberosum z węzłem liściowym na pożywki MS wzbogacone o kwas jasmonowy w stężeniach 0,5, 1, 2,5, 5, 10 i 25 µm. Największą wysokością oraz największym przyrostem masy charakteryzowały się rośliny na pożywce z dodatkiem 2,5 µm kwasu jasmonowego. Reakcja fragmentów roślin na obecność w pożywce kwasu jasmonowego była zależna od odmiany badanej rośliny. Dowiedli oni również, iż prowadzenie kultury na pożywce wzbogaconej JA, przed założeniem kultury fragmentów jednowęzłowych sprzyja wzrostowi liczby i jakości mikrobulw (Pruski i in. 2003a). Z kolei pożywka wzbogacona o 0,8 10-5 M JA przed etapem ukorzeniania fragmentów roślin może przyczynić się do zniesienia hamującego wpływu kwasu giberelinowego (ang. gibberellic acid, GA 3 ) na tuberyzację. Pożywka wzbogacona o GA 3 dała tylko 9% roślin o zapoczątkowanym procesie tuberyzacji, natomiast pożywka z GA 3 i JA aż 58% tuberyzacji. Natomiast sam JA po etapie ukorzeniania nie wpłynął na tuberyzację (Castro i in. 2000). Podobne badania prowadzili też Bazabakana i in. (2003) nad Dioscorea alata, a Debeljak i in. 132

(2002) prowadzili badania nad tuberyzacją orchidei. Dodatek 20-50 mg/l kwasu jasmonowego do pożywki MS (Murashige i Skoog 1962) działa hamująco na wzrost roślin, z kolei stężenie 0,2-50 mg/l stosowane podczas tuberyzacji nie miało wpływu na tworzenie bulw w badaniach prowadzonych przez Zhang i in. (2006). JA w warunkach in vitro stymuluje tworzenie się pędów, a także cebul u czosnku (Ravnikar i in. 1993). Podobne badania prowadzili Santos i Salema (2000) w celu stymulacji wytworzenia bulw u Narcissus triandrus L. Jasmoniany dodawane do kultur tkankowych powodują i zwiększają produkcję metabolitów wtórnych (Gundlach i in. 1992, Yukimune i in. 1996, Yu i in. 2000, Aoyagi i in. 2001, Kim i in. 2004, Thanh i in. 2005). Zhao i in. (2013) przedstawili wyniki swoich badań, gdzie określili wpływ estru metylowego kwasu jasmonowego na akumulację kwasu oleanolowego w kulturach kalusowych Gentiana straminea. Pomiary wykonano w 1, 2, 4, 7, 10, 14 oraz 21 dniu prowadzenia kultur. Efektem badań był znaczny przyrost świeżej masy tkanki kalusowej oraz synteza i zgromadzenie w tkankach w dużym stężeniu kwasu oleanolowego wraz z wzrastającym czasem prowadzenia kultur. Wiktorowska i in. (2010) prowadzili badania nad kulturami zawiesinowymi nagietka lekarskiego, polegające na określeniu skutków elicytorów takich jak kwas jasmonowy oraz chitozan na wzrost komórek i akumulację kwasu oleanowego (ang. oleanoic acid, OA). Kwas jasmonowy dodano do 5-dniowych kultur zawiesinowych i monitorowano jego działanie co 24 godziny przez 4 dni. Zaobserwowano zróżnicowane gromadzenie się kwasu oleanowego. Kwas jasmonowy był znacznie wydajniejszym elicytorem niż chitozan. Po 72 godzinach przy stężeniu 100µm kwasu jasmonowego, zawartość kwasu oleanowego osiągnęła wartość maksymalną na poziomie 0,84mgg-1 DW, które było 9,4 razy wyższe niż w kontroli. Czynniki biotyczne i abiotyczne mogą powodować stres, przyczyniając się do zwiększenia biosyntezy metabolitów wtórnych zarówno roślin rosnących w warunkach in vivo jak i in vitro (Kirakosyan i in. 2008). W ten sposób, dodając kwas jasmonowy do kultur zawiesinowych, Stehfest i in. (2004) otrzymali wyprodukowany przez Lavandula officinalis kwas rozmarynowy. Dodając coraz to większe stężenie JA (5, 10, 50 µm) otrzymali ok. 60 µg/mg s.m. kwasu rozmarynowego. Dodając kwas jasmonowy do kultur zawiesinowych Lavandula officinallis, Nitzsche i in. (2004) otrzymali w dużej ilości metabolity wtórne takie jak: kwas rozmarynowy oraz kwas kawowy. Ketchum i in. (1999) prowadzili kultury zawiesinowe Taxus canadensis i Taxus cuspidata. Paklitaksel (taksol) oraz inne taksoidy w bardzo szybki sposób zostały 133

wyprodukowane w odpowiedzi na dodatek estru metylowego kwasu jasmonowego. Optymalizując warunki prowadzenia kultury, czyli dodatek odpowiedniego stężenia Me-JA oraz czas prowadzenia kultury, badacze uzyskali jak dotąd najszybszą kumulację paklitakselu w kulturach zawiesinowych. Największa akumulacja wystąpiła w 7 dniu prowadzenia hodowli w odpowiedzi na dodatek 200 mum. Paklitaksel był tylko jednym z wielu otrzymanych taksoidów. Mimo szybkiej syntezy jego stężenie nigdy nie przekroczyło 20% wszystkich otrzymanych taksoidów. Pozostałe dwa to 13-acetylo-9- dihydrobakatyna III, stanowiąca do 39% i bakatyna VI stanowiąca do 62%. Grzegorczyk i Wysokińska (2009) by zwiększyć produkcję metabolitów wtórnych takich jak: kwas karnozolowy, karnozol oraz kwas rozmarynowy w kulturach pędów Salvia officinalis L. po 2 tygodniach prowadzenia kultur dodały ester metylowy kwasu jasmonowego. Działanie regulatora zaobserwowano już po 24h prowadzenia kultur. Najwięcej karnozolu oraz kwasu karnozolowego (ok. 8mg/g s.m.) wytwarzały pędy szałwii po 3 dniach elicytacji estrem metylowym dodanego w stężeniu 20µM. Największa ilość kwasu rozmarynowego (ok.41mg/g s.m.) osiągnięta była przez kultury w 5 dniu elicytacji 50 i 100µM estru metylowego kwasu jasmonowego. Gundlach i in. (1992) przebadali 36 gatunków roślin, prowadząc ich kultury zawiesinowe elicytowane jasmonianem metylu w celu akumulacji metabolitów wtórnych. Dodanie jasmonianu metylu de novo wyzwala transkrypcję genów, które są zaangażowane w mechanizmy obronne roślin. Dane te wskazują na ważną rolę samego kwasu jasmonowego, ale również jego pochodnych w wewnątrzkomórkowej kaskadzie sygnałów, które rozpoczyna się od interakcji cząsteczki elicytora z powierzchnią komórki roślinnej i ostatecznie prowadzi do akumulacji związków wtórnych. WNIOSKI 1. Kwas jasmonowy uwalniany jest z błon komórkowych roślin, w wyniku zranienia jej bądź w skutek odpowiedzi na czynniki stresowe zadawane roślinie. 2. Kwas jasmonowy syntetyzowany jest w wyniku kaskady przemian kwasu α-linolenowego. 3. JA i Me-JA wpływają na aktywność oraz metabolizm wielu enzymów. 4. Do prowadzenia kultur tkankowych dodawane są różne regulatory wzrostu, natomiast dodatek kwasu jasmonowego bądź jego estru metylowego działa w dwie strony, albo hamująco na wiele procesów zachodzących w roślinie, albo stymulująco. 134

5. JA i Me-JA mogą być dodawane na każdym etapie prowadzenia kultury tkankowej (namnażanie, ukorzenianie). Może być także dodawany do kultur zawiesinowych. Stymuluje proces tuberyzacji, a także tworzenia bulw, mirkrobulw i cebul. 6. JA i Me-JA dodawane do kultur zawiesinowych wpływają na zwiększoną produkcję metabolitów wtórnych. Bibliografia Acosta I.F., Laparra H., Romero S.P., Schmelz E., Hamberg M. Mottinger J.P., Moreno M.A., Dellaporta S.L. 2009. tasselseed1 is a lipoxygenase affecting jasmonic acid signaling in sex determination of maize. Science. 323: 262-265. Aldridge D.C., Galt S., Giles D., Turner W.B. 1971. Metabolites of Lasiodiplodia theobromae. J. Chem. Soc., s: 1623-1627. Aoyagi H., Kobayashi Y., Yamada M., Kusakari K., Tanaka H. 2001. Efficient production of saikosaponins in Bupleurum falcatum root fragments combined with signal transducers. Appl. Microb. Biot. 57(4): 482-488. Bazabakana R., Wattiez R., Baucher M., Diallo B., Jaziri M. 2003. Effect of jasmonic acid on developmental morphology during in vitro tuberisation of Dioscorea alata (L). J. Plant Growth. Regul. 40: 229-237. Bell E., Creelman R.A., Mullet J.E. 1995. A chloroplast lipoxygenase is required for woundinduced jasmonic acid accumulation in Arabidopsis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92: 8675-8679. Berger S., Bell E., Mullet J.E. 1996. Two methyl jasmonate insensitive mutants show altered expression of AtVsp in response to methyl jasmonate and wounding. Plant Physiol. 111: 525-531. Białecka B., Kępczyński J. 1998. Rola kwasu jasmonowego i jego estru metylowego we wzroście i rozwoju roślin. Wiad. Bot. 42: 61-78. Browse J., Somerville C. 1991. Glycerolipid metabolism: Biochemistry and regulation. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 42: 467-506. Buseman C.M., Tamura P., Sparks A.A., Baughman E.J., Maatta S., Zhao J., Roth M.R., Esch S.W., Shah J., Williams T.D. 2006. Wounding stimulates the accumulation of glycerolipids containing oxophytodienoic acid and dinor-oxophytodienoic acid in Arabidopsis leaves. Plant Physiol. 142: 28-39. Castro G., Abdala G., Aguero C., Tizio R. 2000. Interaction between jasmonic and gibberellic acids on in vitro tuberization of potato plantlets. Potato Res. 43: 83-88. 135

Cho K., Agrawal G.K., Shibato J., Jung Y.H., Kim Y.K., Nahm B.H., Jwa N.S., Tamogami S., Han O., Kohda K., Iwahashi H., Rakwal R. 2007. Survey of differentially expressed proteins and genes in jasmonic acid treated rice seedling shoot and root at the proteomics and transcriptomics levels. J. Proteome Res. 6(9): 581-603. Chung H. S., Koo A. J., Gao X., Jayanty S., Thines B., Jones A. D., Howe G. A. 2008. Regulation and function of Arabidopsis Jasmonate Zim-domain genes in response to wounding and herbivory. Plant Physiol. 146: 952-964. Conconi A., Miquel M., Browse J., Ryan C.A. 1996. Intracellular levels of free linolenic and linoleic acids increase in tomato leaves in response to wounding. Plant Physiol. 111: 797-803. Crabalona L. 1967. Presence of levorotatory methyl jasmonate, methyl cis-2-(2-penten-l-yl)- 3-oxocyclopentenyl acetate, in the essential oil of Tunesian rosemary. C. R. Acad. Sci. (Paris) Ser. C. 264: 2074-2076. Creelman R.A., Mullet J.E. 1997. Biosynthesis and action of jasmonates in plants. Annu. Rev. Plant Biol. 48: 355-381. Debeljak N., Regvar M., Dixon K.W., Sivasithamparam K. 2002. Induction of tuberisation in vitro with jasmonic acid andsucrose in and Australian terrestrial orchid, Pterostylis sanguinea. J. Plant Growth Regul. 36: 253-260. Demole E., Lederer E., Mercier D. 1962. Isolement et détermination de la structure du jasmonate de méthyle, constituant odorant charactéristique de l'essence de jasmin. Helv. Chim. Acta 45: 675-685. Devoto A., Turner J.G. 2005. Jasmonate-regulated Arabidopsis stress signalling network. Physiol. Plant 123: 161-172. Dolcet-Sanjuan R. i Claveria E. 1995. Improved Shoot-tip Micropropagation of Pistacia Vera L. and the Beneficial Effects of Methyl Jasmonate. J. Amer. Soc. Hort. Sci. 120(6): 938-942. Farmer E.E., Ryan C.A. 1992. Octadecanoid precursors of jasmonic acid activate the synthesis of wound-inducible protease inhibitors. Plant Cell. 4: 129-134. Grzegorczyk I., Wysokińska H. 2009. The effect of methyl jasmonate on production of antioxidant compounds in shoot cultures of Salvia officinalis L. Herba Pol. 55(3): 238-243. Gundlach H., Muller M.J., Kutchan T.M., Zenk M.H. 1992. Jasmonic acid is a signal transducer in elicitor-induced plant cell cultures. P. Natl. Acad. Sci. USA. 100(14): 8595-8600. Ketchum R.E.B., Gibson D.M., Croteau R.B. Shuler M.L. 1999. The kinetics of taxoid accumulation in cell suspension cultures of Taxus following elicitation with methyl jasmonate. Biotechnol. Bioeng. 62(1): 97-105. Kim Y.S., Hahn E.J., Murphy H.N., Paek K.Y. 2004. Adventitious root growth and ginsenoside accumulation in Panax ginseng cultures as affected by methyl jasmonate. Biotechnol. Lett. 26(21): 1619-1622. 136

Kirakosyan A., Hayashi H., Inoue K., Charchoglyan A., Vardapetyan H. 2000. Stimulation of the production of hypericins by mannan in Hypericum perforatum shoot cultures. Phytochem. 53: 345-348. Koda Y., Kikuta Y. 2001. Effects of Jasmonates on in vitro Tuberization in Several Potato Cultivars that Differ Greatly in Maturity. Plant Prod. Sci. 4(1): 66-70. Koda Y., Takahashi K., Kikuta Y., Greulich F., Toshima H., Ichihara A. 1996. Similarities of the biological activities of coronatine and coronafacic acid to those of jasmonic acid. Phytochemistry. 41: 93 96. Kourtchenko O., Andersson M.X., Hamberg M., Brunnstrom A., Gobel C., McPhail K.L., Gerwick W.H., Feussner I., Ellerstrom M. 2007. Oxo-phytodienoic acid-containing galactolipids in Arabidopsis: jasmonic acid (JA) signaling dependence. Plant Physiol. 145: 1658-1669. Lee S., Suh S., Crain R.C., Kwak J.M., Nam H.-G., Lee Y. 1997. Systemic elevation of phosphatidic acid and lysophospholipid levels in wounded plants. Plant J. 12: 547-556. Luo Z.B., Janz D., Jiang X., Göbel C., Wildhagen H., Tan Y., Rennenberg H., Feussner I., Polle A. 2009. Upgrading root physiology for stress tolerance by ectomycorrhizas: Insights from metabolite and transcriptional profiling into reprogramming for stress anticipation. Plant Physiol. 151(4): 1902-1917. Maciejewska B., Kopcewicz J. 2002. Inhibitory effect of methyl jasmonate on flowering and elongation growth in Pharbitis nil. J. Plant Growth Regul. 21(3): 216-223. Martín-Closas L., Sol S., Pelacho A.M. 2000. Potential application of jasmonic acid for Solanum tuberosum micropropagation. Acta Hortic. 520: 127-133. McConn M., Creelman R.A., Bell E., Mullet J.E., Browse J. 1997. Jasmonate is essential for insect defense in Arabidopsis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 94: 5473-5477. Munné-Bosch S., Alegre L. 2002. The function of tocopherols and tocotrienols in plants. Crit. Rev. Plant Sci. 21(1): 31-57. Murashige T., Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant.15: 473-479. Narváez-Vásquez J., Florin-Christensen J., Ryan C.A. 1999. Positional specificity of a phospholipase A activity induced by wounding, systemin, and oligosaccharide elicitors in tomato leaves. Plant Cell. 11: 2249-2260. Nitzsche A., Tokalov S.V., Gutzeit H.O., Ludwing-Müller J. 2004. Chemical and biological characterization of cinnamic acid derivates from cell cultures of lavender (Lavandula officinalis) induced by stress and jasmonic acid. J. Agric. Food Chem. 52: 2915-23. Pak H., Guo Y., Chen M., Chen K., Li Y., Hua S., Shamsi I., Meng H., Shi C., Jiang L., 2009. The effect of exogenous methyl jasmonate on the flowering time, floral organ morphology, 137

and transcript levels of a group of genes implicated in the development of oilseed rape flowers (Brassica napus L.). Planta. 231: 79-91. Pelacho A.M., Mingo-Castel A.M. 1991. Jasmonic acid induces tuberization of potato stolons cultured in vitro. Plant Physiol. 97(3): 1253-1255. Penninckx I.A., Thomma B.P., Buchala A., Metraux J.P., Broekaert W.F. 1998. Concomitant activation of jasmonate and ethylene response pathways is required for induction of a plant defensin gene in Arabidopsis. Plant Cell. 10: 2103-2113. Pruski K., Astatkie T., Duplessis P., Stewart L., Nowak J., Struik P.C. 2003a. Manipulation of microtubers for direct field utilization. Am. J. Potato Res. 80(3): 173-181. Pruski K., Struik P.C., Nowak J. 2003b. Micropropagation technology in early phases of seed potato production. Acta Hortic. ISHS. 619: 419-426. Radhika V., Kost C., Boland W., Heil M. 2010. The Role of Jasmonates in Floral Nectar Secretion. PLoS One. 5(2): e9265. Ravnikar M., Žel J., Plaper I., Špacapan A. 1993. Jasmonic Acid Stimulates Shoot and Bulb Formation of Garlic In Vitro. J. Plant Growth Regul. 12: 73-77. Ryu C.M., Murphy J.F., Mysore K.S., Kloepper J.W. 2004. Plant growth-promoting rhizobacteria systemically protect Arabidopsis thaliana against Cucumber mosaic virus by a salicylic acid and NPR1-independent and jasmonic acid-dependent signaling pathway. Plant J. 39: 381-392. Ryu S.B., Wang X. 1998. Increase in free linolenic and linoleic acids associated with phospholipase D mediated hydrolysis of phospholipids in wounded castor bean leaves. Biochim. Biophys. Biochim. Biophys. Acta. 1393(1): 193-202. Saniewski M. 1997. Kwas jasmonowy i związki pokrewne. W: Jankiewicz L.S.(red.). Regulatory wzrostu i rozwoju roślin. PWN, Warszawa. s: 99. Santos I., Salema R.2000. Promotion by jasmonic acid bulb formation in shoot cultures of Narcissus triandrus. J. Plant Growth Regul. 30: 133-138. Sembdner G., Parthier B. 1993. The biochemistry and the physiological and molecular actions of jasmonates. Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 44: 569-589. Shimasaki K., Wang T., Nishimura Y., Huyen N.T., Neera S., Hsiung T., Huang C. 2010. Effect of chitosan and jasmonic acid related compounds on shoot formation from rhizome cultures of an oriental Cymbidium species. Acta Hortic. 829: 399-402. Stehfest K., Boese M., Kerns G., Piry A., Wilhelm C. 2004. Fourier transform infrared spectroscopy as a new tool to determine rosmarinic acid in situ. J. Plant Physiol. 161: 151-156. 138

Stintzi A., Weber H., Reymond P., Browse J., Farmer E.E. 2001. Plant defense in the absence of jasmonic acid: the role of cyclopentenones. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98: 12837-12842. Thanh N.T., Murphy H.N., Yu K.W., Hahn E.J., Paek K.Y. 2005. Methyl jasmonate elicitation enhanced synthesis of ginsenoside by cell suspension cultures of Panax ginseng in 5-l balloon type bubble bioreactors. App. Microbiol. Biot. 67(2): 197-201. Vick B.A., Zimmerman D.C. 1983. The biosynthesis of jasmonic acid: a physiological role for plant lipoxygenase. Biochem. Bioph. Res. Co. 111: 470-477. Vick B.A, Zimmerman D.C. 1987. Pathways of Fatty Acid Hydroperoxide Metabolism in Spinach Leaf Chloroplasts. Plant Physiol. 85(4): 1073-1078. Weryszko-Chmielewska E. Kozak D. 2002. Anatomical changes in Gloriosa rothschildiana O Brien stems induced by JA-Me and ABA. Acta Hortic. 570: 433-436. Wiktorowska E., Długosz M., Janiszowska W. 2010. Significant enhancement of oleanolic acid accumulation by biotic elicitors in cell suspension cultures of Calendula officinalis L. Enzyme Microb. Tech. 46(1): 14-20. Wilmowicz E., Frankowski K., Sidłowska M., Kućko A., Kęsy J., Gąsiorowski A., Glazińska P., Kopcewicz J. 2012a. Biosynteza jasmonianów u roślin-najnowsze odkrycia. Post. Bioch. 58: 26-33. Wilmowicz E., Kućko A., Sidłowska M., Frankowski K., Maciejewska B., Glazińska P., Kopcewicz J. 2012b. Rola jasmonianów w regulacji rozwoju generatywnego. Kosmos prob. N. biol. 61(4): 603-612. Yu K.W., Gao W.Y., Son S.H., Paek K.Y. 2000. Improvement of ginsenoside production by jasmonic acid and some other elicitors in hairy root culture of ginseng (Panax ginseng C. A. Meyer). In Vitro Cell. Dev.-Pl. 36(5): 424-428. Yukimune Y., Tabata H., Higashi Y., Hara Y. 1996. Methyl jasmonate-induced overproduction of paclitaxel and baccatin III in Taxus cell suspension cultures. Nat. Biotechnol. 14(9): 1129-1132. Zhang Z.J, Zhou W.J, Li H.Z., Zhang G.Q., Subrahmaniyan K., Yu J.Q. 2006. Effect of jasmonic acid on in vitro explant growth and microtuberization in potato. Biol. Plantarum. 50(3): 453-456. Zhao Z.J., Song Y.G., Liu Y.L., Qiao M., Zhai X.L., Xiang F.N. 2013. The effect of elicitors on oleanolic acid accumulation and expression of triterpenoid synthesis genes in Gentiana straminea. Biol. Plantarum. 57(1): 139-143. 139