Rozwój powierzchni wszczepów tytanowych. Przegląd piśmiennictwa

Implantoprotetyka 2009, tom X, nr 3 (36) Magdalena Łukaszewska, Przemysław Gajdus, Wiesław Hędzelek, Rafał Zagalak Rozwój powierzchni wszczepów tytanowych. Przegląd piśmiennictwa Development of titanium implants surface. Review - - - - - Streszczenie Aktualnie w dziedzinie implantoprotetyki dąży się do maksymalnego skrócenia czasu pomiędzy zabiegiem implantacji wszczepu śródkostnego a jego obciążeniem. Aby ten cel osiągnąć niezbędny jest implant, który powodowałby szybkie i intensywne gojenie tkanki kostnej. Jednym z czynników wpływających na szybkość osseointegracji jest powierzchnia wszczepu. W pracy zostały przedstawione na podstawie piśmiennictwa metody modyfikacji powierzchni implantów tytanowych. Zaprezentowano wpływ obróbki fizykochemicznej tytanu na właściwości powierzchniowe implantów oraz na przebieg procesu osseointegracji. Scharakteryzowano powierzchnie: maszynowe, TPS, HA, piaskowane, DE, SLA, SLActive oraz oksydowane. Abstract The aim of modern implantoprosthetics is to shorten the time between dental implant embedding and its loading. To achieve this goal an implant which would cause a rapid and intense healing of the bone is needed. One of the factors affecting the osseointefration is titanium implant s surface. In this study, methods of titanium surface modification have been demonstrated. Influence of titanium modification on its surface properties and on osseointegartion process was displayed. Surfaces such as: machined, TPS, HA, blasted, DE, SLA, SLActive and oxidized were characterized. Katedra Protetyki Stomatologicznej, Kliniki Protetyki Uniwersytetu Medycznego im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu Kierownik: prof. dr hab. W. Hędzelek Fundacja Uniwersytetu Medycznego im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu Kierownik: mgr Roman Dworzyński Słowa kluczowe wszczepy tytanowe, modyfikacja powierzchni, osseointegracja 24 Key words titanium implant, surface modification, osseointegration Tytan i jego stopy są najczęściej stosowanymi materiałami przy wykonawstwie wszczepów śródkostnych. Wykorzystanie tego materiału w implantologii możliwe jest dzięki jego wysokiej biozgodności, dużej odporności na korozję i wytrzymałości mechanicznej, a także niskiemu przewodnictwu ciepła oraz wadze porównywalnej do stali [1-6]. Pozytywną cechą tytanu jest również możliwość formowania go w każdy żądany kształt. Powierzchnia implantów tytanowych pokryta jest warstwą tlenków o grubości 2-5 μm, która tworzy się samoistnie w wyniku kontaktu tytanu z tlenem [7, 8]. Warstwa ta, praktycznie nierozpuszczalna, jest w dużej mierze odpowiedzialna za wysoką odporność na korozję oraz biokompatybilność tytanu [9,10]. Nie tylko właściwości samego tytanu wpływają na sposób interakcji implant kość. Bardzo istotną rolę odgrywa również jakość powierzchni wszczepu: jej właściwości chemiczne, fizyczne, mechaniczne i topografia. Dowiedziono, iż aktywność funkcjonalna komórek w bezpośrednim sąsiedztwie wszczepu jest wrażliwa na właściwości powierzchni implantu [11]. Odmienność topografii może również skutkować zmianami energii powierzchownej, grubości warstwy tlenków i składu chemicznego powierzchni [11, 12]. Rozwinięcie powierzchni wszczepów tytanowych zwiększa potencjał biomechanicznego kontaktu na granicy implant kość oraz wpływa na szybkość adsorpcji białek [13]. Chropowatość powierzchni implantu moduluje także adhezję osteoblastów [14], zwiększenie ich aktywności enzymatycznej oraz decyduje o ilości i rodzaju syntezowanych przez nie białek [15]. Mikroskopowe cechy powierzchni implantów mają również wpływ na rodzaj komórek obecnych na powierzchni wgajającego się implantu [16-21]. Fibroblasty mają tendencję do kolonizowania powierzchni gładszych, podczas gdy osteoblasty częściej występują na powierzchniach chropowatych [22]. In vitro chropowatość powierzchni wpływa na osteoblasty, modulując ich proliferację i różnicowanie [20]. Kultury komórkowe hodowane na powierzchniach bardziej chropowatych wykazywały zwiększoną produkcję matriks i stężenia fosfatazy alkalicznej [20-21] oraz obecność wyżej zróżnicowanych osteoblastów [23,15]. Osteoblasty wykazywały odmienne zróżnicowanie na powierzchniach charakteryzujących się różną chropowatością, jak również na powierzchniach o podobnej chropowatości, ale o odmiennej topografii [24]. Dobrze tolerowana przez komórki jest powierzchnia o współczynniku chropowatości (Ra) około 4µm [15]. Większość implantów ma powierzchnie średnio chropowatą o współczynniku Ra 1-2 µm [14]. Przeprowadzone badania dowiodły jednak, iż zbyt duży stopień chropowatości wszczepu niekorzystnie wpływa na oddziaływanie pomiędzy tytanem a kością przez zwiększone uwalnianie jonów, utrudnioną adsorpcję komórek i zwiększenie naprężeń [7, 25]. Porównując wzrost kości przy implantach o różnej powierzchni, określono, iż w przypadku powierzchni gładkich tkanka kostna wzrasta od strony łoża kostnego w kierunku do wszczepu, podczas gdy na powierzchniach chropowatych tkanka kostna wzrasta od powierzchni implantu do łoża kostnego [26].

- - - - - 2009, tom X, nr 3 (36) Ciągłe badania i wprowadzane modyfikacje powierzchni implantów skutkują szybszą osseointegracją oraz umożliwiają natychmiastowe lub wczesne ich obciążanie. Ocenę osseointegracji można przeprowadzić w badaniach in vitro, które stanowią hodowle komórkowe, pomiar adsorpcji białek czy tworzenia kryształów HA. Z kolei w badaniach in vivo w ocenie jakości osseointegracji zastosowanie mają modele zwierzęce, pomiar momentu obrotowego przy próbie wykręcania implantu, badania częstotliwości rezonansu drgań (przy użyciu aparatu Ostell) oraz badania histologiczne kontaktu kość implant tzw. Bone Implant Contact (BIC). W badaniach porównawczych i określeniu jakości powierzchni znalazły zastosowanie następujące parametry: Ra średnie arytmetyczne odchylenie profilu chropowatości od linii średniej, obliczone według poniższego wzoru wyrażone R a 1 = l x 1 y dx = n n c x1 i= 1 Sa średnie arytmetyczne odchylenie wysokości nierówności powierzchni od płaszczyzny odniesienia wyrażone Sz wysokość nierówności powierzchni dla 10 punktów (pięć najwyższych wzniesień i pięć najniższych zagłębień) wyrażona St odległość wertykalna między szczytem najwyższego wierzchołka a najniższym zagłębieniem powierzchni wyrażona Sq średnie kwadratowe odchylenie wysokości nierówności powierzchni od płaszczyzny odniesienia wyrażone Sdr wskaźnik względnego przyrostu (rozwinięcia) powierzchni wyrażony w procentach. Scx średni arytmetyczny rozstaw nierówności wyrażony BIC procent bezpośredniego kontaktu nowo tworzonej tkanki kostnej z powierzchnią implantu na badanej długości wyrażony w procentach. RODZAJE POWIERZCHNI WSZCZEPÓW TYTANOWYCH Powierzchnia gładka (maszynowa) Najmniej chropowatą powierzchnią wszczepów tytanowych dostępną na rynku jest powierzchnia maszynowa. Wszczepy o takiej powierzchni weszły do użytku w latach 70-tych zeszłego stulecia [27]. Powierzchnia gładka powstaje w drodze skrawania tytanu w czasie produkcji wszczepu. Jest to powierzchnia izometryczna, anizotropowa, charakteryzuje się obecnością zorientowanych, równoległych bruzd 10 μm [28]. Chemiczny skład powierzchni to TiO 2 i C [9, 28, 29] a średnia grubość warstwy dwutlenku tytanu wynosi około 17 nm [9, 29]. Chropowatość tego typu wszczepów wynosi Ra 0,1-0,8 μm; Sa 0,53-0,83 μm; Scx - 8,60 μm; Sq - 0,74 μm, powiększenie powierzchni to Sdr 10,56-15,38% [30, 31]. Dla tego rodzaju powierzchni określono najmniejszą osseointegrację w porównaniu z implantami o rozwiniętej powierzchni [28, 30, 31, 32]. Przykłady: Brånemark Standard Imlants (Nobel Biocare), Restore Machined Implants (Lifecore Dental). y i Implantoprotetyka Powierzchnia Tytan Plasma Spray (TPS) Pierwszą z wprowadzonych modyfikacji powierzchni wszczepów tytanowych było pokrycie jej plazmą tytanową, tzw. metoda Tytan Plasma Spray. W roku 1976, czyli 7 lat po zaobserwowaniu przez profesora Brånemarka zjawiska osseointegracji, Schroeder i współpracownicy stwierdzili znaczną redukcję warstwy łącznotkankowej pomiędzy tkanką kostną a rozwiniętą powierzchnią implantu IMZ, co pozwoliło na ankylozę wszczepu. Zaobserwowaną cechą powierzchni mającą istotny wpływ na interakcję implant kość była jego chropowatość. Powierzchnia TPS o grubości powłoki około 30-40 µm [33] powstaje w wyniku dospawania a atmosferze argonu cząsteczek tytanu rozgrzanych w łuku elektrycznym do temperatury 15000ºC. Procedura ta pozwoliła na 6-krotne [34] powiększenie powierzchni wszczepu przez jej schropowacenie, co spowodowało znacznie intensywniejsze odkładanie kości na jego powierzchni, w porównaniu z implantami o gładkiej powierzchni [6]. Powierzchnia TPS jest relatywnie chropowata, Ra 9-10 µm [32], czyli jest ona około 10-krotnie bardziej chropowata niż powierzchnia maszynowa [32]. Jest to powierzchnia izotropowa, z porowatością około 5 vol %, a pory w napylonej warstwie są mniej lub bardziej rozdzielne i nie tworzą sieci oraz kanałów. Powierzchnia ta posiada podcięcia i intruzje [33]. Dzięki tak rozwiniętej powierzchni dochodzi do poprawy reakcji tkankowej, łatwiejszego odkładania tkanki kostnej oraz intensywniejszego łączenia z nią implantu, w porównaniu z powierzchnią gładką. W efekcie uzyskuje się większą wytrzymałość połączenia implant kość na rozciąganie i ścinanie, a więc poprawiona zostaje stabilizacja wtórna [34]. Duża chropowatość przyczynia się jednak do intensywniejszej resorpcji tkanki kostnej wokół implantu w dłuższym okresie czasu [32]. Przykłady: IMZ TPS (Densply Friadent), Bonefit (Straumann Institute), Restore TPS (Lifecore Dental), Steri-Oss TPS (Nobel Biocare). Powierzchnia z hydroksyapatytem (HA) Warstwa hydroksyapatytu na wszczepach tytanowych ma około 50 µm grubości i jest powierzchnią izotropową o chropowatości wielkości 8,2-10,2 µm [32, 35, 36]. Implanty o powierzchni HA charakteryzują się większym współczynnikiem BIC, niż wszczepy o powierzchni maszynowej, piaskowanej a także TPS [29]. Powłokę HA uzyskuje się na kilka sposobów m.in. na drodze depozycji elektroforetycznej, dip coating, izostatycznego prasowania termicznego, flame spraying, plasma spraying i laserowej depozycji pulsacyjnej [31, 36]. Metodą najczęściej stosowaną jest metoda plasma spraying [35]. Implanty o powierzchni pokrytej HA umożliwiają szybki wzrost kości w bezpośrednim sąsiedztwie powłoki hydroksyapatytowej, dzięki jej szorstkości, czyli zwiększonemu kontaktowi z tkanką kostną, zwiększonej sile połączenia implant kość oraz właściwościom biochemicznym powłoki [32, 36]. Implanty o powierzchni pokrytej HA mają jednak i wady. W wyniku obróbki termicznej dochodzi do dekompozycji, powstania chemicznej niejednorodności powłoki i zmiany fazy HA. Zmiany te prowadzą do degradacji powłoki w ustroju oraz zmniejszają jej biokompatybilność [32, 36]. Obróbka termiczna powoduje również mechaniczną degradację samego tytanu [35]. Problemem jest również niska siła wiązania między HA a tytanem [35, 36]. Często dochodzi do odłączania fragmentów powłoki, które inicjują proces zapalny i w efekcie powo- www.implantoprotetyka.eu 25

Implantoprotetyka 2009, tom X, nr 3 (36) - - - - - dują szybki i znaczny zanik kości [32, 36]. Degradacja tkanki kostnej nasila się również wraz z kontaminacją odsłanianej, chropowatej powłoki HA [29]. Aktualnie prowadzone są badania nad implantami o powierzchni Nano HA uzyskiwanej na drodze elektrodepozycji. Na ich powierzchni odkładają się pojedyncze kryształki HA, co pozwala zachować potencjał osseokondukcyjny dzięki obecności hydroksyapatytu, natomiast ryzyko szybkiej utraty tkanki kostnej wokół wszczepu z powodu oddzielenia fragmentów jej powłoki i nadmiernej chropowatości zostaje wyeliminowane [37, 38, 39]. Przykłady: IMZ HA (Densply Friadent), Restore HA (Lifecore Dental), Steri-Oss HA (Nobel Biocare). Powierzchnia piaskowana Znaczna grupa wszczepów to implanty piaskowane. Powierzchnia piaskowana uzyskiwana jest na drodze bombardowania powierzchni tytanu cząsteczkami tlenku glinu, tlenku tytanu bądź hydroksyapatytu. Jest to powierzchnia nieregularna, chropowata, z licznymi kraterami powstałymi w wyniku piaskowania, oraz izotropowa bez dominującego kierunku struktury [40, 41]. Jej chropowatość waha się w granicach Ra 1-3 μm [17, 14, 40, 30]; Sa 1,12 μm, Scx 11,33 μm, Sdr 1,34 μm [41]. Grubość warstwy tlenków tytanu to około 2-5 nm [7]. Powiększenie powierzchni sięga 34% w porównaniu z powierzchnią maszynową [41]. Najczęściej stosowanym do piaskowania materiałem jest Al 2. Wielkość ziaren waha się od 25 do 250 μm. Zwiększenie ich wielkości skutkuje zwiększeniem chropowatości powierzchni. Chropowatość sprzyja osiedlaniu się na powierzchni tytanu osteoblastów poprawiając proces osseointegracji [22], dlatego też powierzchnie piaskowane charakteryzują się szybszą i intensywniejszą osseointegracją w porównaniu z powierzchniami maszynowymi [43, 44, 45]. Dowiedziono jednak, iż najlepsze efekty osseointegracji uzyskuje się przy wielkości ziaren 25-75 μm [7]. Uzyskana w ten sposób powierzchnia jest wystarczajaco chropowata, aby zapewnić pożądany interlocking z tkanką kostną (Ra 0,82 μm), ale nie nazbyt chropowata żeby uwalniać jony [26]. Uzyskane w tej metodzie nierówności są bardziej regularnie rozmieszczone i poprawiają proces wgajania [7]. Piaskowanie tlenkiem glinu powoduje pozostawanie niewielkich ilości tego związku na powierzchni tytanu. Takie zanieczyszczenie może wg niektórych autorów utrudniać gojenie tkanki kostnej [14]. W technologii piaskowania implantów TiO 2 stosuje się ziarna wielkości 10-125 μm [44, 30]. Do piaskowania powierzchni tytanu stosuje się również HA lub inne postacie fosforanu wapnia, np. β-tricalcium phosphate (β-tcp) (14). Tak przygotowana powierzchnia jest następnie płukania w NH, co powoduje usunięcie większej części HA z powierzchni tytanu. Niewielka jego ilość pozostaje jednak na powierzchni poprawiając wgajanie implantu [14]. Przykłady: piaskowane Al 2 : Standard, Hex (Osteoplant). Piaskowanie TiO 2 : TiOblast (Astra Tech). Piaskowanie HA: Renova, Prima (Lifecore Dental). Powierzchnia podwójnie trawiona kwasami Double Eatched (DE) Wynikiem dążenia do przyspieszonej osseointegracji i poprawy długoczasowych efektów implantacji było wprowadzenie powierzchni poddawanej trawieniu kwasami Double Eatching. W technologii podwójnego wytrawiania stosuje się mieszaniny 26 kwasów: HCL+ H 2 a także HF+HN. Charakterystyczna dla powierzchni typu DE jest tzw. mikrostruktura. Powierzchnia ta ma charakter izotropowy z licznymi nieregularnościami. Obecne są na niej niewielkie wgłębienia o średnicy około 0,5-3 µm powstałe w wyniku trawienia [30]. Chropowatość tej powierzchni nie jest duża: Ra 0,62-0,83 [30, 40]; Sa 0,46µm [42] i jest ona tylko 2-3-krotnie razy większa niż chropowatość powierzchni maszynowej [32], jednak jej BIC jest większy niż BIC znacznie bardziej chropowatych powierzchni typu HA i TPS. BIC powierzchni typu DE jest też większy niż BIC powierzchni maszynowych i piaskowanych [30, 32]. Fakt ten sugeruje, że zwiększenie chropowatości nie musi powodować zintensyfikowania syntezy tkanki kostnej [32] a przyspieszenie osseointegracji wiązane jest przez wielu autorów z charakterystyczną mikrotopografią powierzchni trawionej. Właśnie owa mikrostruktura powoduje zwiększenie przylegania osteoblastów, adsorpcję białek, stymulacje angiogenezy i ułatwia wiązanie skrzepu fibrynowego, co sprawia, że powierzchnia ta ma właściwości osseoknodukcyjne [30, 32, 14, 46, 47]. Przykłady: Osseotite (Biomet 3I), Steri-Oss Etched (Nobel Biocare). Powierzchnia piaskowana i trawiona (SLA) Powierzchnia typu SLA, czyli: Sandblasted Large grit Acid eatched została po raz pierwszy klinicznie zastosowana w roku 1997. Jest to powierzchnia wstępnie piaskowana a następnie wytrawiana, podobnie jak powierzchnie typu DE. Piaskowanie może być przeprowadzone za pomocą Al 2 (25-50 µm), TiO 2 lub fosforanu wapnia [14, 46]. Dzięki procesowi wytrawiania dochodzi do usunięcia pozostałości krzemu z powierzchni tytanu, który to według niektórych autorów upośledza osseointegrację [48]. Powierzchnia ta charakteryzuje się również specyficzną mikrotopografią podobnie jak powierzchnie typu DE. Jest to powierzchnia izotropowa [28]. W mikroskopie elektronowym można zaobserwować szerokie kratery o średnicy 20-40 µm powstałe w wyniku piaskowania, a wewnątrz nich obecne są niewielkie dołki o średnicy 0,5-3 µm powstałe w wyniku trawienia [14]. Chropowatość tego typu wszczepów jest większa niż powierzchni typu DA i maszynowych i wynosi około Ra 1-3 µm [40, 14, 49]; Sa 0,6-0,94 µm; Scx 11,68 µm; Sq 0,7; St 3,5, rozwinięcie powierzchni - Sdr 19,89% (28,43). Skład chemiczny powierzchni to O 46,9-48,5, Ti 14,1-17,1, N 0,7-1,1, C 34,9-36,4 at.%. Warstwa tlenków składa się głównie z TiO 2 i subtlenków (TiO i Ti 2 ) [46] i jest grubsza niż na powierzchniach DE i maszynowych [47]. Powierzchnia typu SLA jest bardziej zróżnicowana od wcześniejszych i istotnie rozwinięta szczególnie w wymiarze 3D. Właśnie dzięki rozwinięciu powierzchni w wymiarze 3D dochodzi do zwiększonej adsorpcji białek, która jest większa niż w przypadku powierzchni DA i maszynowej [50]. Współczynnik BIC jest większy niż maszynowych [51]. Przykłady: piaskowane Al 2 i trawione HCl + H 2 SLA: Standard Implants, Standard Plus Implants, Tappered Effect Implants (Straumann Institute), SPI, DFI, ATIE (Alpha Bio). Piaskowane TiO 2 i trawione HF+ N : OsseoSpeed (Astra Tech). Piaskowane Al 2 i trawione termicznie powierzchnia Friadent Plus: Ankylos, XiVe, Frialit (Densply Friadent). Powierzchnia hydrofilna (SLActive) Powierzchnię typu SLActive odróżnia od omówionej poprzednio (SLA) jej hydrofilność. Jej początkowy kąt kontaktu

- - - - - 2009, tom X, nr 3 (36) z wodą wynosi 00 w porównaniu do 139,90 dla SLA. Przygotowanie tego typu powierzchni polega na jej wypiaskowaniu ziarnami Al 2 o wielkości 25-50 µm a następnie wytrawieniu w mieszaninie HCl + H 2. Płukanie wszczepów po wytrawianiu przebiega w atmosferze azotu a następnie są one przechowywane w roztworze NaCl [14]. Atmosfera gazu szlachetnego a następnie soli fizjologicznej zabezpiecza powierzchnie tytanu przed kontaminacją związkami węglowodorowymi i węglanami pochodzącymi z powietrza atmosferycznego [39, 40]. Takie modyfikacje chemiczne mają na celu utrzymanie hydrofilnego charakteru i naturalnej, wysokiej energii powierzchniowej dwutlenku tytanu aż do momentu implantacji [39, 40]. Powierzchnia SLActive w obrazie SEM prezentuje się identycznie jak powierzchnie typu SLA. Chropowatość obu powierzchni jest również jednakowa. Różnice dotyczą jedynie składu chemicznego powierzchni: O 60, Ti 23, N 0,7, C 14,9%. Ilość związków węgla na powierzchni SLActive jest ponad dwukrotnie mniejsza niż na powierzchni SLA [40, 14]. Powierzchnia ta jest hydrofilna i wpływa na poprawę apozycji kości podczas wczesnych etapów regeneracji tkanki kostnej dzięki ułatwionej adsorpcji białek [39, 40, 53]. Określono, iż poprawa osseointegracji spowodowana jest tu przez zwiększenie hydrofilności powierzchni a nie przez jej mikrotopografię [6]. Przykłady: Bone Level Implants, Standard Implants, Standard Plus Implants, Tappered Effect Implants (Straumann Institute). Powierzchnia oksydowana (anodyzowana) Powierzchnia określana jako oksydowana lub anodyzowana to powierzchnia uzyskana w wyniku elektrochemicznej oksydacji anodowej w trybie galwanostatycznym. Została ona wprowadzona w 2001 roku i jest określana jako TiUnite [42]. Proces rozwinięcia powierzchni przebiega w roztworach elektrolitów, zazwyczaj H 2 + H 3 PO 4, można też użyć kwasu HF [42, 54, 55]. Uzyskana w ten sposób powierzchnia jest izotropowa [27], chropowata są to ponad 2 μm [42], a warstwa tlenków ma grubość od 1-2 μm aż do 7-10 μm [54]). Powierzchnia ma charakterystyczny kwiecisty wzór, który tworzą pory o wielkości 1-5 μm [54]. Powierzchnię oksydowaną można również uzyskać na drodze Micro Arc Oxidation (MAO) w układzie następujących elektrod: tytanowa anoda i 2 katody platynowe [9]. Grubość warstwy powstających na powierzchni tlenków to 1,3 μm, powierzchnia ta posiada pory o średnicy 1,3 μm, chropowatość: Sa 0,85-0,94 μm; Sz 10,96; Sdr 1,16; Scx 9,83-12,53 μm, czyli podobna do maszynowych [7, 29]. Proces oksydowania powierzchni można przeprowadzać również w podwyższonej temperaturze. Wraz ze wzrostem temperatury dochodzi do pogrubienia warstwy tlenków, co daje większość odporność implantu na korozję oraz indukuje szybszą osseointegrację we wczesnych okresach wgajania. Negatywną cechą takiej modyfikacji jest jednak wzrost kruchości tytanu [7]. W badaniach klinicznych dowiedziono, iż osseointegracja tego typu implantów jest lepsza niż maszynowych i TPS [17, 27, 42]. Przykłady: Powierzchnia TiUnite Replace, Perfect, Direct (Nobel Biocare). Rozwinięciem technologii oksydacji są powierzchnie dodatkowo wzbogacane Mg, Ca, S, P. Dzięki tym modyfikacjom uzyskuje się nie tylko mechaniczny inter-locking między implantem a kością, ale również połączenie biochemiczne [9]. Implantoprotetyka Powierzchnia Biomimetic Advanced Surface (modyfikowane Ca i P) Anivent Implants (Anivent Implant System). Powierzchnie doświadczalne Ciągłe badania doświadczalne doprowadziły do opracowania implantów o powierzchni zawierającej substancje aktywne biologicznie [56-63], wpływające na adhezje komórek, w postaci: powierzchni pokrytej sekwencjami peptydowymi; powierzchni pokrytej warstwą kopolimeru modyfikowanej peptydem; powierzchni pokrytej czynnikiem wzrostu fibroblastów fibronektyną; powierzchni pokrytej hydrofobinami, które nadają jej właściwości hydrofilne; powierzchni pokrytej polisacharydem chitosanem; powierzchni wzbogaconej fluorkami. Podsumowanie Aktualnie dąży się do wprowadzenia takiej modyfikacji powierzchni wszczepów tytanowych, która zapewniałaby szybką osseointegrację, umożliwiając tym samym natychmiastowe obciążanie czynnościowe wszczepu. Początkowo dążono do tego celu, zwiększając chropowatość powierzchni implantów. Zbyt duże jej rozwinięcie powoduje jednak efekty wręcz odwrotne [64]. Poszukiwana jest więc powierzchnia o przeciętnej chropowatości i o takich wartościach napięcia powierzchniowego, mikrotopografii, ładunku jonowym, strukturze krystalograficznej, energii powierzchniowej i składzie chemicznym, które powodowałyby stymulację tkanki kostnej do wzrostu. Należy jednak również pamiętać, że rodzaj powierzchni implantu tytanowego jest ważnym, ale nie jedynym spośród czynników, które mają znaczący wpływ na powodzenie przeprowadzonej implantacji, oraz na procesy zachodzące podczas osteointegracji implantu [65]. Piśmiennictwo 1. Brånemark P.-I., Adell R., Breine U., Hansson B.O., Lindstrom J., Ohlsson A.: Intra-osseus anchorage of dental prostheses. I. Experimental studies. Scand. J. Plastic. Reconstruct. Surg. 1969; 3: 81-100. 2. Goodman S.B., Fornasier V. L., Lee J., Kei J.: The effects of bulk versus particulate titanium and cobalt chrome alloy implanted into the rabbit tibia. J. Biomed. Mater res. 1990; 24: 1539-1549. 3. Johansson C.B., Han C.H., Wennerberg A., Albrektsson T.: A quantitative comparison of machined commercially pure titanium and titanium-aluminu-vanadium implants in rabbit bone. Int. J. Oral Maxillofac. Implants. 1998; 13: 315-321. 4. Linder L.: Osseointegration of metallic implants. I. Light microscopy in the rabbit. Acta Orthop. Scand. 1989; 60: 129-134. 5. Schroeder A., van der Zypen E., Stich H., Sutter F.: The reaction of bone, connective tissue, and epithelium to endosteal implants with titanium-sprayed surface. Clin. Oral Implants Res. 1992;3:77-84. 6. Kim Y.H., Koak J.Y., Chang I.T., Wennerberg A., Heo S. J.: A histomorphometric analysis of the effects of various surface treatment methods on osseointegration. Int. J. Oral Maxillofac. Implants 2003; 18: 349-356. 7. Kasemo B., Lausmaa J.: Surface science aspects on inorganic biomaterials. In: Critical Reviews in Biocompatibility, vol. 2. New York: Elsevier, 1986: 335-380. www.implantoprotetyka.eu 27

Implantoprotetyka 2009, tom X, nr 3 (36) - - - - - 28 8. Sul Y.T., Johansson C., Wennerberg A., Cho L.R., Chang B.S., Albrektsson T.: Optimum surface properties of oxidized implants for reinforcement of osseointegration: surface chemistry, oxide thickness, porosity, roughness, and crystal structure. Int. J. Oral Maxillofac. Implants 2005 May-Jun; 20(3): 349-59. 9. Kasemo B., Lausmaa J.: Biomaterial and implant surfaces: A surface science approach. Int. J. Oral Maxillofac. Implants 1988; 3: 247-259. 10. Stanford C.M, Keller J.C.: The concept of osseointegration and bone matrix expression. Crit. Rev. Oral. Biol. Med. 1991; 2: 83-101. 11. Takebe J., Itoh S., Okada J., Ishibashi K.: Anodic oxidation and hydrothermal treatment of titanium results in a surface that causes increased attachment and altered cytoskeletal morphology of rat bone marrow stromal cells in vitro. J. Biomed. Mater. Res. 2000 Sep 5; 51(3): 398-407. 12. Larsson C., Thomsen P., Lausmaa J., Rodahl M., Kasemo B., Eriksson L.E.: Bone response to surface-modified titanium implants: Studies on electropolished implants with different oxide thickness and morphology. Biomaterials 1994;15: 1062-1074. 13. Klokkevold P., Nishimura R.D., Adachi M., Caputo A.: Osseointegration enhanced by chemical etching of the titanium surface. A torque removal study in the rabbit. Clin. Oral Implant. Res. 1997; 8: 442-447. 14. Le Guehennec L., Lopez-Heredia M.A., Enkel B., Weiss P., Amouriq Y., Layrolle P.: Osteoblastic cell behaviour on different titanium implant surfaces. Acta Biomater. 2008 May- ;4(3):535-43. Epub 2007 Dec 10. 15. Bächle M., Kohal R. J.: A systematic review of the influence of different titanium surfaces on proliferation, differentiation and protein synthesis of osteoblast-like MG63 cells. Clin. Oral Implants. Res. 2004 Dec; 15(6): 683-92. Review. 16. Cochran D.L., Nummikoski P.V., Higginbottom F.L., Hermann J.S., Makins S.R., Buser D.: Evaluation of an endosseous titanium implant with a sandblasted and acid-etched surface in the canine mandible: radiographic results. Clin. Oral Implant. Res. 1996; 7: 240-252. 17. Piattelli A,. Manzon L., Scarano A., Paolantonio M., Piattelli M.: Histologic and histomorphologic analysis of the bone response to machined and sandblasted titanium implants: an experimental study in rabbits. Int. J. Oral Maxillofac. Implants 1998; 13: 805-810. 18. Bowers K.T., Keller J., Randolph B.A., Wick D.G., Michaels C.M.: Optimization of surface micromorphology for enhanced osteoblast responses in vitro. Int. J. Oral Maxillofac. Implants. 1992; 7: 302-310. 19. Wennerberg A., Albrektsson T., Lausmaa J.: Torque and histomorphometric evaluation of C.P. titanium screws blasted with 25- and 75- m sized particles of Al2O3. J. Biomed. Mater. Res. 1996; 30: 251-260. 20. Schwartz Z., Martin J.Y., Dean D.D., Simpson J., Cochran D.L., Boyan B.D.: Effect of titanium surface roughness on chondrocyte proliferation, matrix production, and differentiation depends on the state of cell maturation. J. Biomed. Mater. Res. 1996; 30: 145-155. 21. Garvey B.T., Bizios R.: A transmission electron microscopy examination of the interface between osteoblasts and metal biomaterials. J. Biomed. Mater. Res. 1995; 29: 987-992. 22. Schuler M., Owen G.R., Hamilton D.W., de Wild M., Textor M., Brunette D.M., Tosatti S.G., Biomimetic modification of titanium dental implant model surfaces using the RGDSP-peptide sequence: a cell morphology study. Biomaterials. 2006 Jul; 27(21): 4003-15. Epub 2006 Mar 29. 23. Boyan B.D., Batzer R., Kieswetter K., et al.: Titanium surface roughness alters responsiveness of MG63 osteoblast- like cells to 1,25-(OH)2D3. J. Biomed. Mater. Res. 1997; 39: 77-85. 24. Martin J.Y., Schwartz Z., Hummert T.W., et al.: Effect of titanium surface roughness on proliferation, differentiation, and protein synthesis of human osteoblast-like cells (MG 63). J. Biomed. Mater Res. 1995; 29: 389-401 25. Spiechowicz E.: Protetyka stomatologiczna. Wydawnictwo Lekarskie PZWL. 2003 26. Piattelli A., Scarano A., Piattelli M., Calabrese L.: Direct bone formation on sand-blasted titanium implants. An experimental study. Biomaterials 1996; 17: 1015-1018. 27. Jokstad A., Braegger U., Brunski J.B., Carr A.B., Naert I., Wennerberg A.: Quality of dental implants. Int. Dent. J. 2003; 53(6 Suppl 2): 409-43. 28. Abrahamsson I., Zitzmann N.U., Berglundh T., Wennerberg A., Lindhe J.: Bone and soft tissue integration to titanium implants with different surface topography: an experimental study in the dog. Int. J. Oral Maxillofac. Implants. 2001 May-Jun; 16(3): 323-32. 29. Sul Y. T., Johansson C., Albrektsson T.: Oxidized titanium screws coated with calcium ions and their performance in rabbit bone. Int. J. Oral Maxillofac. Impants 2002; 17: 625-634. 30. Cordioli G., Majzoub Z., Piatelli A., Scarano A.: Removal Torque and Histomorphometric Investigation of 4 Different Titanium Surfaces: An Experimental Study in the Rabbit Tibia. Int. J. Oral Maxillofac. Impants 2000; 15: 668-674. 31. Piattelli M., Scarano A., Paolantonio M., Lezzi G., Petrone G., Piattelli A.: Bone response to machined and resorbable blast material titaniu implants: an experimental study in rabbits. Journal of Oral Implantology. Vol. XXVIII/No. One/2002. 32. London R.M., Frank A., Roberts D.A., Baker M.D., Rohrer R.B., O Neal A.: Histologic Comparison of a Thermal Dualetched Implant Surface to Machined, TPS, and HA Surfaces: Bone Contact in Vivo in Rabbits, Int. J. Oral Maxillofac. Impants. 2002; 17: 369-376. 33. Simmons C.A., Valiquette N., Pilliar R.M.: Osseointegration of sintered porous-surfaced and plasma spray-coated implants: An animal model study of early postimplantation healing response and mechanical stability. J. Biomed Mater. Res. 1999 Nov; 47(2): 127-38. 34. Brandt H.: Wprowadzenie do implantologii. Wydawnictwo Medyczne Urban & Partner.Warszawa 1998. 35. Chen F., Lam W.M., Lin C.J., Qiu G.X., Wu Z.H., Luk K.D., Lu W.W.: Biocompatibility of electrophoretical deposition of nanostructured hydroxyapatite coating on roughen titanium surface: in vitro evaluation using mesenchymal stem cells. J. Biomed Mater Res. B. Appl. Biomater. 2007 Jul; 82(1): 183-91. 36. Young-Seok P., Ki-Young Y., Chong-Hyun H., Young-Chul J.: The Effects of Ion Beam Assisted Deposition of Hydroxyapatite on the Grit-blasted Surface of Endosseous Implants in Rabbit Tibiae. Int. J. Oral Maxillofac. Implants 2005; 20: 31-38. 37. Narayanan R., Kwon T.Y., Kim K.H.: Preparation and characteristics of nano-grained calcium phosphate coatings on titanium from ultrasonated bath at acidic ph. J. Biomed Mater. Res. B. Appl. Biomater. 2008 Apr; 85(1): 231-9. 38. Hu R., Lin C.J., Shi H.Y.: A novel ordered nano hydroxyapatite coating electrochemically deposited on titanium substrate. J. Biomed Mater. Res. A. 2007 Mar 1; 80(3): 687-92.

- - - - - 2009, tom X, nr 3 (36) 39. Chen F., Lam W.M., Lin C.J., Qiu G.X., Wu Z.H., Luk K.D., Lu W.W.: Biocompatibility of electrophoretical deposition of nanostructured hydroxyapatite coating on roughen titanium surface: in vitro evaluation using mesenchymal stem cells. J. Biomed Mater. Res. B. Appl. Biomater. 2007 Jul; 82(1): 183-91. 40. Rupp F., Scheideler L., Olshanska N., de Wild M., Wieland M., Geis-Gerstorfer J.: Enhancing surface free energy and hydrophilicity through chemical modification of microstructured titanium implant surfaces. J. Biomed Mater. Res. A. 2006 Feb; 76(2): 323-34. 41. Ellingsen J.E., Johansson C.B., Wennerberg A., Holmén A.: Improved retention and bone-tolmplant contact with fluoridemodified titanium implants. Int. J. Oral. Maxillofac. Implants. 2004 Sep-Oct; 19(5): 659-66. 42. Albrektsson T., Wennerberg A.: Oral implant surfaces: Part 2--review focusing on clinical knowledge of different surfaces. Int. J. Prosthodont. 2004 Sep-Oct; 17(5): 544-64. Review. 43. Germanier Y., Tosatti S., Broggini N., Textor M., Buser D.: Enhanced bone apposition around biofunctionalized sandblasted and acid-etched titanium implant surfaces. A histomorphometric study in miniature pigs. Clin. Oral. Implants Res. 2006 Jun; 17(3): 251-7. 44. Gotfredsen K., Berglundh T., Lindhe J.: Anchorage of titanium implants with different surface characteristics: an experimental study in rabbits. Clin. Implant. Dent. Relat. Res. 2000; 2(3): 120-8. 45. Cai K., Bossert J., Jandt K. D.: Does the nanometre scale topography of titanium influence protein adsorption and cell proliferation? Colloids Surf B Biointerfaces. 2006 May 1; 49(2): 136-44. Epub 2006 Apr 18. 46. Qu Z., Rausch-Fan X., Wieland M., Matejka M., Schedle A.: The initial attachment and subsequent behavior regulation of osteoblasts by dental implant surface modification. J. Biomed Mater. Res. A. 2007 Sep 1; 82(3): 658-68. 47. Park J. Y., Gemmell C.H., Davies J. E.: Platelet interactions with titanium: Modulation of platelet activity by surface topography. Biomaterials 2001; 22(19): 2671 2682. 48. Esposito M., Hirsch J.M., Lekholm U., Thomsen P.: Biological factors contributing to failures of osseointegrated oral implants. (II). Etiopathogenesis. Eur J Oral Sci. 1998 Jun;106(3):721-64. Review. 49. Schwarz F., Ferrari D., Herten M., Mihatovic I., Wieland M., Sager M, Becker J.: Effects of surface hydrophilicity and microtopography on early stages of soft and hard tissue integration at non-submerged titanium implants: an immunohistochemical study in dogs. J. Periodontol. 2007 Nov; 78(11): 2171-84. 50. Sela M.N., Badihi L., Rosen G., Steinberg D., Kohavi D.: Adsorption of human plasma proteins to modified titanium surfaces. Clin. Oral Implants. Res. 2007 Oct; 18(5): 630-8. Epub 2007 Apr 30. 51. Abrahamsson I., Berglundh T., Linder E., Lang N.P., Lindhe J.: Early bone formation adjacent to rough and turned endosseous implant surfaces. An experimental study in the dog. Clin Oral Implants Res. 2004 Aug; 15(4): 381-92. 52. Zhao G., Schwartz Z., Wieland M., Rupp F., Geis-Gerstorfer J., Cochran D.L., Boyan B.D.: High surface energy enhances cell response to titanium substrate microstructure. J. Biomed Mater. Res. A. 2005 Jul 1; 74(1): 49-58. 53. Buser D., Broggini N., Wieland M., Schenk R. K., Denzer A.J,. Cochran D.L., Hoffmann B., Lussi A., Steinemann S.G.: Enhanced bone apposition to a chemically modified SLA titanium surface. J. Dent. Res. 2004 Jul; 83(7): 529-33. Implantoprotetyka 54. Hall J., Lausmaa J.: Properties of a new porous oxide surface on titanium implants. Appl. Osseointegration Res 2001; 1: 5-8. 55. Das K., Bose S., Bandyopadhyay A.: Surface modifications and cell-materials interactions with anodized Ti. Acta Biomater. 2007 Jul; 3(4): 573-85. Epub 2007 Feb 22. 56. Park J.W., Lee S.G., Choi B.J., Suh J.Y.: Int Effects of a cell adhesion molecule coating on the blasted surface of titanium implants on bone healing in the rabbit femur. J. Oral Maxillofac. Implants. 2007 Jul-Aug; 22(4): 533-41. 57. Germanier Y., Tosatti S., Broggini N., Textor M., Buser D.: Enhanced bone apposition around biofunctionalized sandblasted and acid-etched titanium implant surfaces. A histomorphometric study in miniature pigs. Clin. Oral Implants. Res. 2006 Jun; 17(3): 251-7. 58. Huang H., Zhao Y., Liu Z., Zhang Y., Zhang H., Fu T., Ma X.: Enhanced osteoblast functions on RGD immobilized surface. J. Oral Implantol. 2003; 29(2): 73-9. 59. Park J.M., Koak J.Y, Jang J.H., Han C.H., Kim S.K., Heo S.J.: Osseointegration of anodized titanium implants coated with fibroblast growth factor-fibronectin (FGF-FN) fusion protein. Int. J. Oral Maxillofac. Implants. 2006 Nov-Dec; 21(6): 859-66. 60. Janssen M.I., van Leeuwen M.B., van Kooten T.G., de Vries J., Dijkhuizen L., Wösten H.A.: Promotion of fibroblast activity by coating with hydrophobins in the beta-sheet end state. Biomaterials. 2004 Jun; 25(14): 2731-9. 61. Cai K., Rechtenbach A., Hao J., Bossert J., Jandt K. D.: Polysaccharide-protein surface modification of titanium via a layerby-layer technique: characterization and cell behaviour aspects. Biomaterials. 2005 Oct; 26(30): 5960-71. 62. Cai K., Hu Y., Jandt K.D., Wang Y.: Epub 2007 Jul 10. Surface modification of titanium thin film with chitosan via electrostatic self-assembly technique and its influence on osteoblast growth behavior. J. Mater. Sci. Mater. Med. 2008 Feb; 19(2): 499-506. 63. Ellingsen J.E., Johansson C.B., Wennerberg A., Holmén A.: Improved retention and bone-tolmplant contact with fluoridemodified titanium implants. Int. J. Oral Maxillofac. Implants. 2004 Sep-Oct; 19(5): 659-66. 64. Sikorska B.: Ocena wybranych metod mechanicznej i chemicznej modyfikacji powierzchni tytanu stosowanego w implantologi. Rozprawa doktorska. Poznań 2005. Akademia Medyczna im. K. Marcinkowskiego w Poznaniu. 65. Nowakowska J., Pancerz-Łoś M., Bereznowski Z.: Wpływ rodzaju powierzchni wszczepów śródkostnych na proces osteointegracji (przegląd piśmiennictwa). Implantoprotetyka 2005; VI; 1: 13-18. Adres do korespondencji: Katedra i Klinika Protetyki Stomatologicznej 60-812 Poznań, ul. Bukowska 70 www.implantoprotetyka.eu 29