prace poglądowe Jaromir BUDZIANOWSKI Anna BUDZIANOWSKA Ozdobne rośliny do wnętrz w ochronie przed lotnymi toksynami dymu tytoniowego z trzeciej ręki Ornamental indoor plants in protection against volatile toxins of thirdhand tobacco smoke Katedra i Zakład Botaniki Farmaceutycznej i Biotechnologii Roślin, Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego, Kierownik: Prof. UM dr hab. Barbara Thiem Dodatkowe słowa kluczowe: dym tytoniowy pokojowe rośliny ozdobne biofiltracja Additional key words: tobacco smoke ornamental indoor plants biofiltration Autorzy nie deklarują konfliktu interesów Otrzymano: 25.09.2017 Zaakceptowano: 19.10.2017 Adres do korespondencji: Prof. dr hab. Budzianowski Jaromir 61-861 Poznań, ul. Św. Marii Magdaleny 14 tel.: +61 866 878 48 fax: +61 866 878 61 e-mail: jbudzian@ump.edu.pl Stosunkowo niedawne badania wykazały, że pozostałości dymu z zapalonego papierosa i wydychanego przez palacza (tzw. dymu z drugiej ręki, ang. Second-hand smoke, SHS) osadzonego na powierzchniach pomieszczeń i znajdujących się tam przedmiotów (tak zwany dym z trzeciej ręki, ang. Third-hand smoke, THS), zawierają toksyczne związki, które utrzymują się przez długi czas po zaprzestaniu palenia i stanowią poważne zagrożenie dla zdrowia. Prowadzone od ponad 30 lat badania wskazują, że wiele roślin ozdobnych doniczkowych (ponad 100 gatunków) wykazuje w zróżnicowanym stopniu zdolność do wyłapywania z powietrza toksycznych, lotnych związków organicznych wydzielających się z powierzchni i wyposażenia wnętrz budynków. Związki te to głównie formaldehyd, benzen, toluen, ksylen, trichloroetylen, które występują również w dymie tytoniowym i są składnikami THS. Otrzymano transgeniczny tytoń (Nicotiana tabacum) o znacznie poprawionej zdolności do usuwania wspomnianych lotnych toksyn. Specyficzny dla tytoniu związek-nikotyna jest w znacznym stopniu wyłapywany przez miętę pieprzową (Mentha piperita) z SHS oraz gleby i prawdopodobnie przez nią metabolizowany. Groźne dla zdrowia mikropyły PM 2,5 (ang. Particulate Matter < 2,5 µm), stanowiące też składnik THS, są akumulowane przez roślinę ozdobną Chlorophytum comosum. Obserwacje te sugerują, że ozdobne rośliny doniczkowe mogą w istotnym stopniu stanowić ochronę przed inhalacją lotnych składników dymu tytoniowego z trzeciej ręki (THS) w pomieszczeniach. Wstęp Stosunkowo niedawno, w 2009 roku, zasygnalizowany został nowy problem związany z dymem tytoniowym, który określono, jako dym tytoniowy z trzeciej ręki (ang. Thirdhand tobacco smoke, THS) [1] odpowiedzialny za tzw. pośrednią bierną ekspozycję na dym tytoniowy [2]. THS to pozostałości dymu tytoniowego z drugiej Relatively recent investigations have shown that residues of smoke from smoldering tobacco and exhaled by a smoker (so called second-hand smoke -SHS), which deposited on the indoor surfaces and objects (the socalled third-hand smoke -THS) contain toxic compounds that persist for a long time after cessation of smoking and pose a serious health hazard. Research has shown that many ornamental indoor potted plants (more than 100 species) exhibit varying ability of removal of toxic, volatile organic compounds emissing from the surface and the interior of buildings. These compounds are mainly formaldehyde, benzene, toluene, xylene, trichlorethylene, which are also found in tobacco smoke and are components of THS. Transgenic tobacco (Nicotiana tabacum) was obtained with significantly improved ability to remove above mentioned volatile toxins. The tobacco-specific compound - nicotine is largely absorbed by peppermint (Mentha piperita) from SHS and soil and is probably metabolized. Health-threatening microparticles PM 2.5 (Particulate matter <2.5 µm), which are also a component of THS, can be accumulated by the ornamental plant Chlorophytum comosum. These observations suggest that ornamental potted plants can significantly protect against the inhalation of volatile third-hand smoke (THS) components in the indoor compartments. ręki (ang. Seconhand tobacco smoke, SHS), czyli dymu z palącego tytoniu i wydychanego przez palacza (odpowiedzialnego za tzw. bierne palenie). Pozostałości te osadzają się na powierzchniach wewnątrz pomieszczeń (np. domy mieszkalne, biura, samochody osobowe) i znajdujących się tam przedmiotach, a także na skórze, włosach i ubraniach. Badania wykazały, 542
że chemiczne składniki THS utrzymują się bardzo długo po zaprzestaniu palenia, nie mogą być usunięte przez wietrzenie, lotne składniki ulegają re-emisji i stanowią zagrożenie dla zdrowia przebywających w nich ludzi, szczególnie niemowląt i dzieci. W odróżnieniu od znacznego sukcesu w zapobieganiu szkodliwemu wpływowi biernego palenia (SHS) wynikającego z wprowadzeniu zakazu palenia tytoniu w miejscach publicznych, problem zagrożenia ze strony THS nadal oczekuje na rozwiązanie [3]. Problem zanieczyszczenia powietrza lotnymi szkodliwymi związkami emitowanymi przez materiały i wyposażenie w zamkniętych pomieszczeniach dostrzeżony był znacznie wcześniej i nasilił się po zmniejszeniu intensywności wentylacji w budynkach w wyniku kryzysu energetycznego w 1973/74 roku. Na początku lat 80-tych amerykańska Narodowa Agencja Aeronautyki i Przestrzeni Kosmicznej (NASA) zapoczątkowała badania nad sposobami oczyszczania powietrza w stacjach kosmicznych. Wówczas zrodził się pomysł zastosowania do tego celu roślin, a badania naukowe nad tym zagadnieniem prowadzone były głównie przez Wolverton a i współpracowników [4,5]. Koncepcja oczyszczania powietrza przez rośliny ozdobne hodowane w doniczkach została rozciągnięta na wszelkie pomieszczenia i uzasadniana na podstawie dalszych badań [6,7]. Głównie w oparciu o pionierskie prace Wolverton a, NASA publikuje w internecie często uaktualnianą listę roślin filtrujących powietrze [8]. W XXI wieku pojawiło się kilkadziesiąt prac naukowych na temat możliwości zastosowania botanicznej biofiltracji powietrza uwzględniających około 120 roślin w celu usuwania szkodliwych, lotnych, nieorganicznych i organicznych związków emitowanych przez wytworzone przemysłowo materiały budowlane i wyposażenie wnętrz, wśród źródeł tych zanieczyszczeń wymienia się niekiedy dym tytoniowy [9]. Badania te dotyczyły możliwości usuwania przez rośliny ozdobne określonych lotnych związków organicznych, głównie formaldehydu, benzenu, ksylenu, toluenu, a niekiedy także trichloroetylenu, styrenu, heksanu [10], które wymieniane są wśród niebezpiecznych składników dymu tytoniowego [11], w tym również THS. Stąd, rośliny takie mogą być przydatne do usuwania lotnych składników THS. Pojawiły się też pojedyncze prace wskazująca na możliwość usuwania przez rośliny nikotyny [12] i mikropyłów PM 2,5 [13]. Możliwości bezpośredniej ochrony przed dymem tytoniowym przez substancje i związki pochodzenia naturalnego omówiono w poprzednich pracach [14,15]. Zagrożenie ze strony THS THS powstaje w wyniku absorbcji składników SHS na powierzchniach wewnętrznych pomieszczeń, np. mieszkań, biur, samochodów i znajdujących się tam przedmiotach, np. ubraniach, zasłonach, wykładzinach i dywanach, tapetach, a nawet na skórze i włosach osób niepalących [3]. Ekspozycja na THS może odbywać się przez wdychiwanie, kontakt ze skórą oraz spożycie (szczególnie przez niemowlęta i małe dzieci) [16]. Główny składnik dymu tytoniowego-nikotyna jest składnikiem THS w fazie stałej o wysokim stężeniu [3,17]. Stwierdzono, że THS zawiera obok nikotyny, 3-etenylopirydynę (3-EP), krezole, naftalen, formaldehyd [17], kotyninę, N-formylonornikotynę, 2,3 -bipirydyl, nikotelinę [18], jako najbardziej toksyczne związki - fenol, 2,5 -dimetylofuran, akroleinę, a także benzen, toluen, acetonitryl, styren i izopren [19,20]. Wykazano też, że nikotyna zaadsorbowana na powierzchniach reaguje ze znajdującym się w powietrzu kwasem azotawym - HONO tworząc znane, specyficzne dla dymu tytoniowego nitrozaminy NNK (4-(metylonitrozamino)-1-(3-pirydylo)- -1-butanon) i NNN (N -nitrozonornikotyna) o właściwościach kancerogennych oraz nie występujący w świeżo emitowanym dymie tytoniowym (SHS) - NNA (4-(metylonitrozamino)-4-(3-pyridylo)butanal), jako główny produkt; powoduje on uszkodzenia DNA [21]. Składniki THS, zwłaszcza nikotyna i powstające z niej nitrozoaminy (NNN, NNK i NNA) utrzymują się w znacznych ilościach, co najmniej przez kilkanaście miesięcy, po ekspozycji na dym tytoniowy SHS [22]. Implikuje to zdaniem badaczy, że zagrożenie dla zdrowia przez ekspozycję na THS jest większe niż w przypadku biernego palenia (SHS) [22]. Nikotyna reaguje również z ozonem dając toksyczny formaldehyd i szereg pochodnych pirydyny [23,24]. Podobne zagrożenie na THS zostało wykazane w przypadku samochodów osobowych [16]. Już dawno stwierdzono, że mikropyły występujące w dymie tytoniowym stwarzają poważne zagrożenie dla niepalących w zamkniętych pomieszczeniach i problem ten nie można rozwiązać w ekonomiczny sposób poprzez wentylację i filtrację powietrza [25]. Uznano, że mikropyły PM 2,5 oraz akroleina, furan, akrylonitryl, 1,3-butadien, acetaldehyd, izopren, toluen i benzen to najbardziej szkodliwe składniki THS powodujące chroniczną ekspozycję przez inhalację [24]. W badaniach symulujących ekspozycję na THS wykazano, że jest on genotoksyczny [18] i cytotoksyczny na komórki ludzkie [16]. W badaniach na myszach, stanowiącym mimikrę wpływu THS na dzieci, stwierdzono szkodliwe oddziaływanie na wątrobę, płuca, gojenie skóry i zachowanie [26]. Rośliny ozdobne usuwające lotne związki organiczne występujące w dymie tytoniowym Metody badań zdolności usuwania lotnych toksyn przez rośliny pokojowe Badane rośliny umieszczano w specjalnych komorach, do których wprowadzano określone stężenia toksycznych gazów. Oznaczenia poziomu związków lotnych przed i po umieszczeniu w komorze badanej rośliny przeprowadzano przeważnie metodą chromatografii gazowej (GC-MS). Znacznie mniej prac dotyczy pomiarów w warunkach realnych, tzn. w użytkowanych pomieszczeniach. W pracach różnych autorów zdolność eliminacji definiowano przez podanie stężenia toksyny w powietrzu i szybkości usuwania lub wydajności usuwania w różnych jednostkach-mg/h, µg/h, mg (µg) w określonym czasie (godzin lub dni), w procentach (%), milimolach/m 2 w określonym czasie, itp. ([10] i cytowana tam literatura). Przykładowo zdolność do usuwania określonego związku toksycznego określano, jako zdolność eliminacji wyrażaną w µg m 3 m 2 h 1, tj. ilości toksyny zawartej w m 3 powietrza (µg m 3 ) przez powierzchnię liści (w m 2 ) w ciągu godziny (h) [27]. Stosowanie różnych jednostek aktywności utrudnia porównania wyników badań. W ogólnej ocenie zagadnienia stwierdzono, że o ile zdolność roślin do usuwania określonych związków lotnych z powietrza pomieszczeń w warunkach laboratoryjnych jest dobrze uzasadniona, to efektywność usuwania tych związków w realnych warunkach (np. w biurach) wymaga dalszych badań [10]. Ozdobne rośliny pokojowe usuwające lotne związki organiczne Dotąd opisano około 120 roślin (gatunków i ich odmian) wykazujących zdolność do usuwania z powietrza pomieszczeń szkodliwych dla zdrowia lotnych związków nieorganicznych i organicznych [9]. Lotne związki organiczne, które najczęściej brano pod uwagę to formaldehyd, toluen, benzen, ksylen, niekiedy również trichloroetylen [10]. Wymienione związki są składnikami dymu tytoniowego [11], również w przypadku THS. Z badań wynika, że rośliny absorbują lotne toksyny za pomocą liści poprzez aparaty szparkowe, kutikulę i znajdujący się na ich powierzchni wosk. Akumulowane związki są metabolizowane przez roślinę lub endofityczne drobnoustroje znajdujące się w częściach nadziemnych (fylosferze) i podziemnych (ryzosfera) roślin [6]. Przykładowe rośliny pokojowe usuwające lotne związki występujące w dymie tytoniowym, takie jak formaldehyd, benzen, toluen, ksylen i trichloroetylen, przedstawiono w Tabeli 1. Są to głównie rośliny wymieniane przez Wolverton a jako najbardziej efektywne [7]; wśród nich są wymienione wszystkie gatunki znajdujące się na liście NASA [8], która oparta jest o prace Wolverton a [4-7]. Rośliny uporządkowane są według pozycji w taksonomii [28]. Dla niektórych roślin podano również nazwy polskie. Rośliny te są dobrze znane i szeroko dostępne w handlu [29]. Ich zdolność do usuwania określonych związków jest bardzo zróżnicowana, zarówno, co do zakresu związków, jak i wydajności. Najbardziej wszechstronne rośliny, usuwające wszystkie wymienione w Tabeli 1 toksyny to Chrysantemum morifolium, Hedera helix, Spatiphyllum wallisii Mauna Loa, Epipremnum aureum, Aglaonema crispum Silver Queen, Sansevieria trifasciata. Co się tyczy efektywności usuwania określonych związków, to formaldehyd najlepiej usuwały: Nephrolepis exaltata Bostoniensis (1863 µg/h), Chrysanthemum morifolium (1450 µg/h) i Ficus benjamina (940 Przegląd Lekarski 2017 / 74 / 10 543
Tabela I Przykłady ozdobnych roślin do wnętrz usuwających lotne organiczne związki występujące w dymie tytoniowym (THS). Examples of ornamental plants for interior removal of volatile organic compounds found in tobacco smoke (THS). Rośliny Formaldehyd Benzen Toluen Ksylen Trichloroetylen Paprocie Nephrolepis exaltata Bostoniensis - nefrolepsis wysoki* + + Nephrolepis obliterata* + + Nagonasienne Rodzina Pinaceae Pinus densiflora - sosna gęstokwiatowa + Okrytonasienne Dwuliścienne rząd Rosales rodzina Moraceae - morwowate Ficus elastica - figowiec sprężysty* + Ficus benjamina - figowiec Benjamina* + + + rząd Apiales rodzina Araliaceae - araliowate Hedera helix - bluszcz pospolity* + + + + + Schefflera arboricola - szeflera drzewkowata + Schefflera elegantissima - szeflera najwytworniejsza + + rząd Asterales Rodzina Asteraceae - astrowate Chrysanthemum morifolium - złocień wielkokwiatowy* + + + + + Gerbera jamesonii - gerbera Jamesona* + + + rząd Cucurbitales Rodzina Begoniaceae - begoniowate Begonia semperflorens - begonia stalekwitnąca Begonia maculata - begonia plamista (b.koralowa) + rząd Vitales Rodzina Vitaceae - winoroślowate Cissus rhombifolia Ellen Danika - cissus rombolistny + + + rząd Malphighiales Rodzina Euphorbiaceae - wilczomleczowate Codiaeum variegatum var. Pictum - trójskrzyn pstry, kroton + + + Euphorbia pulcherrima - wilczomlecz nadobny, poinsencja + + Rodzina Ericaceae - wrzosowate Rhododendron simsii Compacta - różanecznik indyjski Rhododendron fauriei + Rhododendron indicum + + + rząd Ericales Rodzina Primulaceae - pierwiosnkowate Cyclamen persicum - cyklamen perski, fiołek alpejski + + rząd Saxifragales Rodzina Crassulaceae - gruboszowate Kalanchoe blossfeldiana - Kalanchoe + + Jednoliścienne rząd Arecales Rodzina Arecaceae - arekowate (palmy) Dypsis lutescens - palma areka* + + + Rhapis excelsa - rapis wyniosły* + + Chamaedorea seifrizii - chamedora Seifriza* + + + + + Phoenix roebelenii - daktylowiec niski* + + + Chamaedorea elegans - chamedora wytworna + + rząd Alismatales Rodzina Araceae - obrazkowate Spathiphyllum wallisii Mauna Loa - skrzydłokwiat* + + + + + Spathiphyllum wallisii Petite + Epipremnum aureum - epipremnum złociste* + + + + (+) Philodendron cordatum - filodendron* + 544
Philodendron bipinnatifidium* + Philodendron selloum* + Philodendron scandens spp. Oxycardium + + + Philodendron domesticum* + (+) (+) (+) Syngonium podophyllum - zroślicha stopowcowa + + + + + Dieffenbachia Camilla - difenbachia* + + Dieffenbachia Exotica Compacta * + + Dieffenbachia amoena + Dieffenbachia seguine + + + Homalomena wallisii - czermiówka* + + Aglaonema crispum Silver Queen - aglaonema + + + + + Aglaonema modestum * + + Anthurium andraeanum - anturium Andrego* + + + rząd Asparagales Rodzina Asparagaceae - szparagowate Chlorophytum comosum - zielistka Sternberga* + + + Chlorophytum elatum + + + Dracaena fragrans - dracaena wonna, smokowiec wonny* + + + Dracaena dermensis Warneckei - dracena deremeńska* + + + Dracaena dermensis Janet Craig * + + + Dracaena marginata - dracaena obrzeżona* + + + + Sansevieria trifasciata - sansewieria gwinejska, wężownica* + + + + + Rodzina Asphodelaceae - złotogłowowate Aloë vera (=Aloë barbadensis) - aloes zwyczajny* + + (+) Rodzina Orchidaceae - storczykowate Dendrobium sp. - orchidea, storczyk* + Phalaenopsis sp. - falenopsis, ćmówka* + Liriope spicata - liriope, małpia trawa + + rząd Zingiberales Rodzina Marantaceae - marantowate Maranta leuconeura var. Kerchoveana - maranta + + + Calathea roseopicta + + Calathea ornate + + Rodzina Musaceae - bananowate Musa oriana - banan* + rząd Poales Rodzina Bromeliaceae - bromeliowate Aechmea fasciata - echmea wstęgowata + + * roślina wymieniona na liście NASA; +udowodniona zdolność do usuwania toksyny (na podstawie [4-8, 10, 27, 30, 31, 35]; (+) zdolność do usuwania toksyny niepodawana na liście NASA [8] µg/h) [6], według innych autorów paproć - Osmunda japonica (nie wymieniana w Tabeli 1) (6,64 µg m 3 cm 2 po 5h) i inne gatunki paproci [30]. Benzen był najwydajniej usuwany przez Gerbera jamesonii (4486 µg/h) i Chrysantemum morifolium (3205 µg/h) [8]; ksylen - Phoenix roebelenii (610 µg/h) [6]; toluen; Pinus densiflora (919,7 μg m -3 m -2 [35]; trichloroetylen - Gerbera jamesonii (38938 µg/roślinę), Dracaena marginata (27292 µg/roślinę) oraz Spathiphyllum walissi Mauna Loa (27064 µg/ roślinę) [5]. Warto wspomnieć, że niektóre rośliny usuwają amoniak, który jest składnikiem dymu tytoniowego - najlepiej Rhapis excelsa (7356 µg/h) [6]. Transgeniczny tytoń o poprawionej zdolności usuwania lotnych toksyn Związki toksyczne dla człowieka są w dużych stężeniach także toksyczne dla roślin. Można jednak zwiększyć ich tolerancję poprzez inżynierię metaboliczną polegającą na transformacji genetycznej [9]. Przykładem tej inżynierii są rośliny transgeniczne - w szczególności transgeniczny ty- toń (Nicotiana tabacum). Po wprowadzaniu dwóch genów ścieżki biosyntezy monofosforanu rybulozy, pochodzących z metylotroficznej bakterii Mycobacterium gastri MB19 i pozwalających na degradację formaldehydu, zdolność tytoniu do usuwania tego związku zwiększyła się o 20% w porównaniu z roślinami kontrolnymi [32]. Podobny wynik uzyskano w nowszych badaniach [33]. Zdolność do usuwania innych toksyn, jak toluen, ksylen i styren nie zmieniła się [32]. Po wprowadzeniu do tytoniu (Nicotiana tabacum cv. Xanthi) ssaczego genu cytochromu P450 2E1 (CYP 2E1) zwiększyła się kilkakrotnie jego zdolność do usuwania lotnych związków, jak benzen, toluen, trichloroetylen, chlorek winylu (występujących w THS) i kilku innych [34]. Autorzy tych prac sugerowali możliwość zastosowania transgenicznych roślin do usuwania toksycznych zanieczyszczeń w powietrzu w pomieszczeniach i na zewnątrz nich. Usuwanie nikotyny przez rośliny Pomimo wprowadzonego w 2009 r. zakazu stosowania nikotyny jako insektycydu, w wielu próbkach roślin uprawnych, jak np. herbata czarna czy zielona, rumianek, mięta pieprzowa, stwierdza się obecność tego alkaloidu, niekiedy przekraczającą dopuszczalny maksymalny poziom pozostałości (MRL) - 0,01 µg/g s.m. Nikotyna występuje oprócz tytoniu (>10000 µg/g s.m.) w innych roślinach z rodziny Solanaceae, jak pomidor, ziemniak i bakłażan, gdzie jej zawartość przekracza ustaloną normę blisko 25 razy (0,24 µg/g s.m.) [12]. Wydaje się nieprawdopodobne, aby obecność nikotyny w roślinach z innych rodzin wynikała z biosyntezy czy nielegalnego stosowania nikotyny jako insektycydu. Zakłada się więc, że alkaloid ten może pochodzić z dymu papierosowego lub gleby zanieczyszczonej nikotyną. Modelowe badania wykazały, że mięta pieprzowa (Mentha x piperita) pobiera nikotynę, zarówno z dymu tytoniowego, jak i z gleby. Początkowe wysokie stężenie nikotyny w mięcie, czy to okadzanej dymem tytoniowym (6 µg/g św.m., tj. 60 µg/g s.m.) czy hodowanej w glebie z tytoniem papierosowym (1,5 µg/g św.m.), szybko spadało w czasie. Wykluczono ubytek ni- Przegląd Lekarski 2017 / 74 / 10 545
kotyny przez wyparowanie z powierzchni liści, co sugeruje, że roślina ta metabolizuje ten alkaloid [12]. Co ciekawe, mięta pieprzowa i pokrewne jej taksony (gatunki i odmiany) wykazały również znaczną zdolność usuwania toluenu znajdującego się w powietrzu w pomieszczeniach [35]. Usuwanie mikropyłów przez rośliny Jak wspomniano wyżej, mikropyły PM 2,5, czyli cząstki o wymiarach poniżej 2,5 µm, stanowią jeden z najważniejszych czynników szkodliwych THS [24]. Jak dotąd, zdolność usuwania z powietrza PM 2,5 opisano tylko dla jednego gatunku rośliny - Chlorophytum comosum [13]. Liście tej rośliny wyłapywały mikropyły, które były zmywalne wodą lub chloroformem w przypadku absorbcji w wosku. Ilość PM akumulowanych przez liście była znacznie większa niż ilość PM zdeponowanych na płytkach aluminiowych o tej samej powierzchni, ale mechanizm tego zjawiska nie jest znany. Podsumowanie Wieloletne, liczne badania wykazały, że znaczna liczba pokojowych roślin ozdobnych (ponad 100 gatunków i odmian) w zróżnicowanym stopniu usuwa z powietrza określone, szkodliwe dla zdrowia lotne związki organiczne, takie jak formaldehyd, benzen, toluen, ksylen, trichloroetylen. Związki te stanowią część szkodliwych, lotnych składników THS. Groźne dla zdrowia mikropyły PM 2,5, również występujące w THS, są usuwane przez roślinę Chlorophytum comosum (zielistka Sternberga). Stąd można sądzić, że rośliny do wnętrz mogą stanowić ważny czynnik ochronny przed THS. Piśmiennictwo 1. Winickoff JP, Friebely J, Tanski SE, Sherroda Ch, Matt E. et al: Beliefs about the health effects of thirdhand smoke and home smoking bans. Pediatrics 2009; 123: e74-e79. 2. Merritt TA, Mazela J, Adamczak A, Merritt T: The impact of second-hand tobacco smoke exposure on pregnancy outcomes, infant health, and the threat of third-hand smoke exposure to our environment and to our children. Przegl Lek. 2012; 69: 717-720. 3. Jacob P3rd, Benowitz NL, Destaillats H, Gundel L, Hang B. et al: Thirdhand Smoke: New Evidence, Challenges, and Future Directions. Chem Res Toxicol. 2017; 30: 270-294. 4. Wolverton BC, McDonald RC, Watkins EA Jr: Foliage plants for removing indoor air pollutants from energy-efficient homes. Econ Bot. 1984; 38: 224-228. 5. Wolverton BC, Douglas WL; Bounds K: A study of interior landscape plants for indoor air pollution abatement (https://archive.org/details/nasa_techdoc_19930072988) (Report).NASA. NASA- -TM-108061. 1989. 6. Wolverton BC, Wolverton JD: Plants and soil microorganisms: removal of formaldehyde, xylene, and ammonia from the indoor environment. J Miss Acad Sci. 1993; 38: 11-15. 7. Wolverton BC: How to grow fresh air: 50 house plants that purify your home or office. Penguin Books, New York 1997. 8. NASA Clean Air study: strona internetowa: https://en.wikipedia.org/wiki/nasa_clean_air_ Study (data wejścia: 11.09.2017) 9. Soreanu G, Dixon M, Darlington A: Botanical biofiltration of indoor gaseous pollutants - A minireview. Chem. Eng J. 2013; 229: 585-594. 10. Dela Cruz M, Christensen JH, Thomsen JD, Müller R: Can ornamental potted plants remove volatile organic compounds from indoor air? A review. Environ Sci Pollut Res Int. 2014; 21: 13909-13928. 11. Talhout R, Schulz T, Florek E, van Benthem J, Wester P, Opperhuizen A: Hazardous Compounds in Tobacco Smoke. Int. J. Environ. Res. Public Health 2011; 8: 613-628. 12. Selmar, D, Engelhardt, UH, Hänsel, S Thräne C, Nowak M, Kleinwächter M: Nicotine uptake by peppermint plants as a possible source of nicotine in plant-derived products. Agron Sustain Dev. 2015; 35: 1185-1190. 13. Gawrońska H, Bakera B: Phytoremediation of particulate matter from indoor air by Chlorophytum comosum L. plants. Air Qual Atmos Health 2015; 8: 265-272. 14. Budzianowska A: Ochrona przed dymem tytoniowym-preparaty kosmetyczne z glonów. Farm Współcz. 2013; 6: 132-135. 15. Budzianowska A, Budzianowski J: Ochrona przed dymem tytoniowym-związki i substancje pochodzenia naturalnego. Przegl Lek. 2015; 72: 148-151. 16. Bahl V, Shim HJ, Jacob P 3rd, Dias K, Schick SF, Talbot P: Thirdhand smoke: Chemical dynamics, cytotoxicity, and genotoxicity in outdoor and indoor environments. Toxicol In Vitro. 2016; 32: 220-231. 17. Hang B, Wang P, Zhao Y, Sarker A, Chenna A. et al: Adverse health effects of thirdhand smoke: from cell to animal models. Int J Mol Sci. 2017; 18: 932. 18. Hang B, Sarker AH, Havel C, Saha S, Hazra TK. et al: Thirdhand smoke causes DNA damage in human cells. Mutagenesis. 2013; 28: 381-391. 19. Bahl V, Weng NJ-H, Schick S F, Sleiman M, Whitehead J. et al: Cytotoxicity of thirdhand smoke and identification of acrolein as a volatile thirdhand smoke chemical that inhibits cell proliferation, Toxicol Sci. 2016; 150: 234-246. 20. Matt G E, Quintana P J E, Destaillats H, Gundel L A, Sleiman M. et al: Thirdhand tobacco smoke: emerging evidence and arguments for a multidisciplinary research agenda. Environ Health Perspect. 2011; 119: 1218-1226. 21. Sleiman M, Gundela LA, Pankow JF, Peyton J, Singer BC, Destaillats H: Formation of carcinogens indoors by surface-mediated reactions of nicotine with nitrous acid, leading to potential thirdhand smoke hazards. PNAS 2010; 107: 6576-6581. 22. Bahl V, Jacob P, Havel C, Schick S F, Talbot P: Thirdhand cigarette smoke: Factors affecting exposure and remediation. PLoS One. 2014; 9: e108258. 23. Sleiman M, Destaillats H, Smith JD, Liu C-L, Ahmed M. et al: Secondary organic aerosol formation from ozone-initiated reactions with nicotine and secondhand tobacco smoke. Atmos Environ. 2010; 44: 4191-4198. 24. Sleiman M, Logue J M, Luo W, Pankow J F, Gundel L A, Destaillats H: Inhalable constituents of thirdhand tobacco smoke: chemical characterization and health impact considerations. Environ Sci Technol. 2014; 48: 13093-13101. 25. Repace JL, Lowry AH: Indoor Air Pollution, Tobacco Smoke, and Public Health. Science 1980; 208: 464-472. 26. Martins-Green M, Adhami N, Frankos M, Valdez M, Goodwin B. et al: Cigarette Smoke Toxins Deposited on Surfaces: Implications for Human Health. PLOS ONE 2014; 9: e86391. 27. Yang DS, Pennisi SV, Son Ki-C, Kays SJ: Screening indoor plants for volatile organic pollutant removal efficiency. HortScience 2009; 44: 1377-1381. 28. APG IV (2016): An update of the Angiosperm Phylogeny Group classification for the orders and families of flowering plants: APG IV. Bot J Lin Soc. 2016; 181: 1-20. 29. Jantra H: Kwiaty w mieszkaniu. Poradnik encyklopedyczny. Oficyna Wydawnicza Kaliope, Warszawa 1994. 30. Kim KJ, Jeong MI, Lee DW, Song JS, Kim HD, et al: Variation in formaldehyde removal efficiency among indoor plant species. HortScience 2010; 45: 1489 1495. 31. Wood RA, Burchett MD, Orwell RA, Tarran J, Torpy F: Plant/soil capacities to remove harmful substances from polluted indoor air. J Horticul Sci Biotechnol. 2002; 71: 120-129. 32. Sawada A, Oyabu T, Chen LM, Li KZ, Hirai N. et al: Purification capability of tobacco transformed with enzymes from a methylotrophic bacterium for formaldehyde. Int J Phytoremediat. 2007; 9: 487-496. 33. Chen LM, Yurimoto H, Li K-Z, Orita I, Akita M. et al: Assimilation of formaldehyde in transgenic plants due to the introduction of the bacterial ribulose monophosphate pathway genes. Biosci Biotechnol Biochem. 2010; 74: 627-635. 34. James A, Xin G, Doty SL, Strand SE: Degradation of low molecular weight volatile organic compounds by plants genetically modified with mammalian cytochrome P450 2E1, Environ. Sci. Technol. 2008; 42: 289-293. 35. Kim KJ, Yoo EH, Jeong MI, Song JS, Lee SY, Kays SJ: Changes in the phytoremediation potential of indoor plants with exposure to toluene. HortScience 2011; 46:1646-1649. 546