Uprawa Grzybów Według Mush Mush

Transkrypt

1 Uprawa Grzybów Według Mush Mush by Mush Mush original text: [ tłumaczenie: cjuchu ] Spis Tresci: Uprawa Psilocybe cubensis na okrywanym sterylizowanym zbożu Ogólny zarys procedury Przygotowanie zaszczepiacza zbożowego Pojemniki Szklane słoiki Mikroboxy Torby z łatą filtracyjną Zamykanie pojemników Słoiki szklane Zamykanie mikroboxów Torby z łatą filtrującą Przepisy na substrat Sterylizacja zboża Możliwości zaszczepiania Zaszczepianie w praktyce Zaszczepianie słoików i mikroboxów Zaszczepianie toreb Inkubacja Zakażenie Chłodzenie Sprawdzanie skolonizowanego ziarna Okrywanie Przepisy na mieszankę okrywową Alternatywne czynniki i mieszanki Obróbka cieplna mieszanki okrywowej Okrywanie skolonizowanego substratu Okrywanie słoików Okrywane tacki Owocnikowanie okrytego substratu Uprawa na sterylizowanym życie Przygotowanie podkładu z żyta Sterylizacja żyta Zaszczepianie Kolonizacja Przykrywanie Przygotowanie ziemi Owocnikowanie Przygotowanie ryżowych ciastek (wersja krótka) Uprawa Psilocybe cubensis na ciastkach ryżowych Wprowadzenie Ogólny zarys Pojemniki na substrat Przygotowanie pokrywki 1

2 Przygotowanie substratu Napełnianie słoików Sterylizacja ciastek ryżowych Zaszczepianie ryżowych ciastek Inkubacja ryżowych ciastek Owocnikowanie ryżowych ciastek Uprawa Panaeolus na sterylizowanej słomie Przygotowanie substratu dla Panaeolus Kolonizacja substratu dla Panaeolus Przykrywanie substratu Owocnikowanie substratu dla Panaeolus Uprawa owocników i sklerocji na sterylizowanych nasionach traw Przygotowanie substratu dla sklerocji lub owocników Sterylizacja Zaszczepianie nasion traw Kolonizacja nasion traw Przykrywanie (w celu wyhodowania grzybów) Przygotowanie ziemi dla nasion traw Owocnikowanie na nasionach traw Sklerocja Przygotowanie substratu dla gatunków drewnolubnych Nadworna uprawa drewnolubnych Ogólny zarys drewnolubnych Przygotowanie zaszczepiacza zbożowego dla drewnolubnych Hodowla grzybni na wysterylizowanych wiórach drzewnych Przygotowanie substratu wiórowego Zaszczepianie wiórowego substratu Przygotowanie grządki Utrzymanie Grzyby! Przygotowanie strzykawki z zarodnikami Sterylizacja ciśnieniowa (Subtelna sztuka szybkowarzenia) Typowy cykl sterylizacyjny Sterylizacja uszczelnionych toreb Sterylizacja słoików Sterylizacja płynów Sterylizacja innych rzeczy Uwagi do uprawy Przygotowanie agaru Napełnianie szalek Petriego Inkubacja agarowych kultur Składowanie kultur Robienie czystego odcisku Substrat dla Psilocybe cubensis Substrat dla Panaeolus cyanescens i Panaeolus tropicalis Czasy sterylizacji Ziemia okrywowa Uprawa sklerocji Inicjowanie owocnikowania 2

3 Przygotowanie szalek z agarem Co to jest agar? Dlaczego agar jest ważny? Przygotowanie odżywki na podkład Napełnianie szalek Przygotowanie probówek z agarem Zakładanie kultury z zarodników Zakładanie kultury z owocnika Owijanie szalek i probówek taśmą Przechowywanie kultur Inkubacja kultur 3

4 Uprawa Psilocybe cubensis na okrywanym sterylizowanym zbożu Ogólny zarys procedury Grzybnia Psilocybe cubensis jest hodowana na sterylizowanym zbożu. Skolonizowane zboże przykrywane jest wilgotną mieszanką ziemną, nazywaną okrywą. Grzybnia przerośnie przez warstwę okrywową i częściowo skolonizuje jej powierzchnię. Następnie okrywom zapewnia się warunki potrzebne do owocnikowania i utrzymuje je w wilgoci. Grzyby formują się na warstwie okrywowej. Przygotowanie zaszczepiacza zbożowego Trochę żyta Pojemniki Szklane słoiki Najlepsze są prawdziwe słoiki wekowe gdyż bez problemów wytrzymają wielokrotne cykle sterylizacji. Tańszą alternatywą jest znalezienie w miejscowym supermarkecie najtańszego rodzaju musu jabłkowego lub warzywnego i opróżnienie go z zawartości (nie w sklepie!). Słoiki te można wykorzystać, gdy zostaną oczyszczone i zdejmie się im nalepki. Jednakże, słoiki te nie są przeznaczone do sterylizacji, często są znacznie bardziej kruche, zwłaszcza po 2-3 cyklach sterylizacyjnych. Metalowe pokrywki, lub pokrywki z polipropylenu (PP) mogą być szybkowarzone (sterylizowane w szybkowarze). Symbol ten znajduje się na większości artykułów polipropylenowych. 4

5 Mikroboxy Te polipropylenowe pojemniki stanowią doskonałą alternatywę szklanych słoików. Sprzedawane są z pokrywką z zainstalowanym filtrem, a pokrywka hermetycznie uszczelnia pojemnik. Mogą być szybkowarzone i raz za razem wykorzystywane ponownie. Ponieważ wykonane są z polipropylenu nie ma niebezpieczeństwa zranienia się kawałkami szkła, jak ma to miejsce w przypadku słoików. Torby z łatą filtracyjną Torby te zostały wykonane specjalnie do produkcji zaszczepiacza zbożowego. Zrobione są z polipropylenu i z jednej strony mają wklejoną łatę filtracyjną. Tradycyjnie torby te sterylizuje się otwarte i zamyka dopiero potem, lecz mamy kilka wskazówek jak sterylizować je zamknięte (patrz poradnik sterylizacja ciśnieniowa). Torby muszą być uszczelnione dobrą zgrzewarką elektryczną. Tanie domowe zgrzewarki nie podołają, gdyż szerokość spawu jest zbyt mała ml mikrobox i 720 ml słoik Torba z łatą filtracyjną i składniki podłoża Spis Tresci Zamykanie pojemników Słoiki szklane W przypadku słoików istnieje kilka opcji na ich zamknięcie. My preferujemy korzystanie z filtrów krążkowych lub filtrów Tyvek umieszczanych pod pokrywkami. Mimo iż możliwa jest inkubacja słoików bez tego rodzaju filtrów, jedynie z poluzowanymi pokrywkami, jest to ryzykowne. Szczególnie w nieco przewiewnych i/lub zakurzonych warunkach, słoiki bez filtru łatwo się zakażają roznoszonymi w powietrzu zarodnikami. W pokrywkach powinien być zrobiony otwór. W przypadku pokrywek metalowych otwory można przebić gwoździem i młotkiem. Wielkość i/lub ilość otworów zależy od rodzaju wykorzystywanego filtru. Jeśli w czasie inkubacji wystąpiło zbyt duże odwodnienie, następnym razem powinno się użyć więcej kawałków filtru. Może będzie trzeba trochę poeksperymentować w celu znalezienia optymalnej wielkości otworu i rodzaju filtru. Pokrywka z otworem 5

6 Słoiki są napełniane żytem i wodą, a następnie ciasno zakręca się pokrywkę z materiałem filtru. W czasie sterylizacji pokrywka może być ciasno zakręcona, gdyż filtr umożliwia wydostawanie się pary. Woda i żyto Woda i żyto zmieszane w słoiku Krążek filtru Filtr Tyvek Pokrywki na słoikach bez filtru nigdy nie powinny być dokręcone, gdyż w czasie sterylizacji słoiki mogą eksplodować/implodować. Słoiki są nakrywane podwójną warstwą alufolii celem utrzymania filtru w czystości i suchości do czasu zaszczepiania. Słoik z filtrem Tyvek Słoik Tyvek z założoną pokrywką 6

7 Słoik z krążkiem filtru Słoik nakryty alufolią Zamykanie mikroboxów Te polipropylenowe pojemniki dostarczane są z ciasno pasującą pokrywką. Pokrywka posiada filtr, ale nie umożliwia on gwałtownego przepuszczania pary. Dlatego nigdy nie powinno się sterylizować mikroboxów z zamkniętymi pokrywkami. Zamknięte pokrywki przyczynią się do deformacji lub zniszczenia pojemników. Pojemnik napełniany jest żytem i wodą, po czym luźno przykrywany lub w trzech czwartych zamykany. Jedna czwarta pokrywki zawsze powinna zostawać otwarta. Pojemniki nakrywane są podwójną warstwą folii aluminiowej. Jak tylko pojemniki wyjmiemy z szybkowaru, ich pokrywki powinny zostać natychmiast zamknięte. Jedna krawędź powinna pozostać otwarta Mikrobox gotów do sterylizacji 7

8 Torby z łatą filtrującą Przed sterylizacją torby można z pewną ostrożnością uszczelnić. Sterylizowanie otwartych toreb jest możliwe, lecz powinny zostać uszczelnione z momentem opuszczenia szybkowaru, chyba że na czas stygnięcia umieści się je w uruchomionej gablocie nadmuchowej. Zmieszana woda i żyto Torba uszczelniana jest zgrzewarką elektryczną Dobry, podwójny zgrzew Torba gotowa do sterylizacji Przepisy na substrat Z reguły im więcej substratu sterylizuje się w pojemniku, tym bardziej powinien on być suchy. Ziarno żyta i woda mogą być zmieszane a później sterylizowane. Nie ma potrzeby wcześniejszego obgotowywania zboża jak w przypadku ptasiej karmy. W czasie procesu sterylizacji ziarno żyta wchłonie wodę, ale odbędzie się to trochę nierównomiernie. Dolne ziarna będą bardziej mokre niż górne, więc słoikami powinno się wstrząsnąć jeszcze gdy są gorące, celem równomiernego rozprowadzenia wilgoci po całym substracie. 500 ml słoik/mikrobox 125 g żyta 160 ml wody 1000 ml słoik/mikrobox 250 g żyta 280 ml wody torba z łatą filtracyjną (efektywnie 4 litry) 1600 g żyta 1350 ml wody 8

9 Sterylizacja zboża Słoiki i mikroboxy do wielkości 1000 ml sterylizowane są przez godzinę w temperaturze 121 C. Torby wymagają o wiele więcej - do trzech pełnych godzin. Więcej szczegółów na temat sterylizacji w ogóle, oraz jak sterylizować uszczelnione torby, znaleźć można w poradniku sterylizacja ciśnieniowa. Pierwsza warstwa toreb Druga warstwa toreb Klapki są zaginane Bardzo ważna jest kratka na wierzchu Jak tylko mikroboxy opuszczą szybkowar powinno się im całkiem zatrzasnąć pokrywki, dociskając je po prostu w dół. Gdy tylko ostygną całkowicie mogą być zaszczepiane. Właściwe ciśnienie podczas sterylizacji Wysterylizowany słoik, żyto wchłonęło całą wodę 9

10 Możliwości zaszczepiania Teraz, gdy substrat jest wysterylizowany i wygodnie siedzi w swym pojemniku przychodzi czas zaszczepiania. W teorii, wysterylizowany substrat można trzymać bez końca, ale w praktyce najlepiej zaszczepić najszybciej jak tylko się da. W miarę upływu czasu substrat wysycha i niewielkie zakażenia można napotkać już nawet po kilku tygodniach przechowywania. Istnieją cztery praktyczne sposoby zaszczepiania: 1. Zarodniki w zawiesinie wodnej (strzykawka zarodników) 2. Grzybnia na agarze (sklonowana lub kultura wielozarodnikowa) 3. Grzybnia na sterylizowanym zaszczepiaczu zbożowym 4. Grzybnia w zawiesinie wodnej (płynna grzybnia) ad 1. Zarodniki w zawiesinie wodnej. Do zaszczepienia żyta wykorzystana może być odpowiednio przygotowana lub kupiona strzykawka z zarodnikami. Nawodnione zarodniki z łatwością kiełkują na wilgotnym życie i formują grzybnię. Pierwsze objawy kiełkowania często można obserwować po 3-10 dniach. Czas kiełkowania zależy od odmiany i wieku zarodników. Dobrze nawodnione zarodniki kiełkują szybciej niż te, które po prostu zostały zdrapane z odcisku. Ponieważ krążek filtru lub Tyvek są wyeksponowane, można je przekłuć igłą i wstrzyknąć do środka zawiesinę zarodników. Ilość zawiesiny na jeden pojemnik zależy od posiadanej ilości płynu i od pożądanej prędkości kolonizacji. Więcej płynu da w rezultacie nieco szybszy wzrost. W przypadku słoików i mikroboxów wystarczający będzie 1 ml zawiesiny zarodnikowej. Oczywiście więcej płynu w połączeniu z regularnym wstrząsaniem słoikiem przyczyni się do (nieco) szybszego rozwoju. Torby są zazwyczaj zaszczepiane 1-10 ml, ale równie dobrze mogą być zaszczepione nawet 100 ml. Wstrzyknięcie zarodników jest dla początkujących hodowców łatwym i efektywnym sposobem zaszczepienia małych partii substratu. ad 2. Grzybnia na agarze. Sterylnym skalpelem z szalki Petriego można wycinać kwadraciki agaru i wrzucać je do słoika. Jako że przy metodzie tej słoik musi być otwierany, pomocna będzie (zaimprowizowana) osłona. Do słoika lub mikroboxu wrzuca się jeden lub więcej kwadracików. Pojemnikami się wstrząsa a następnie inkubuje. Metoda ta nie sprawdzi się w przypadku toreb, ponieważ nie praktyczne jest rozcinanie uszczelnionych toreb celem wprowadzenia kostek agaru. ad 3. Grzybnia na sterylizowanym zaszczepiaczu zbożowym. W teorii będzie to najlepszy i najszybszy sposób na rozmnażanie dużych ilości zaszczepiacza, lecz w praktyce nie jest to takie łatwe. Wykonywanie takich przenosin możliwe jest jedynie w całkowicie sterylnym otoczeniu, w przeciwnym razie wprowadzona zostanie olbrzymia ilość zarazków. Przekonaliśmy się, że dla domowych hodowców metoda ta ma ograniczony potencjał. ad 4. Grzybnia w zawiesinie wodnej. To sposób działania, gdy dysponujesz poważną gotówką do wydania i dobrze znasz techniki sterylizacyjne. Przygotowanie olbrzymich ilości płynnego zaszczepiacza z pojedynczej szalki Petriego możliwe jest poprzez jej rozdrobnienie w mikserze laboratoryjnym i rozcieńczenie tak powstałej zupki. Całkowita ilość grzybni ma mniejsze znaczenie niż ilość wody, z którą zostanie dostarczona. Mimo że początkowy wzrost jest wolny, to rozpocznie się w wielu punktach całego substratu. Spis Tresci 10

11 Zaszczepianie w praktyce Generalnie wygląda to tak: im dłużej wysterylizowany substrat ma być wystawiony w czasie zaszczepiania na działanie zewnętrznego powietrza, tym czystsze powinno być otoczenie. Gdy zaszczepiamy tylko kilka słoików, przebijając pokrywkę igłą strzykawki, powinien wystarczyć czysty, kuchenny blat. Zaszczepiając otwarte torby zaszczepiaczem zbożowym, niezbędna staje się profesjonalna gablota nadmuchowa. Roznoszone w powietrzu zakażenia często osiadają na powierzchni substratu, więc gdy na wierzchu zaszczepionego substratu zaczyna rozwijać się ohydna pleśń, substrat był prawdopodobnie wystawiony na zbyt długie działanie nieczystego powietrza. Teoretycznie w gablocie nadmuchowej można osiągnąć 100% skuteczność, ale w praktyce nawet w najbardziej higienicznych warunkach napotykane będą zakażenia. Ilość zakażeń poniżej 10% można zazwyczaj uważać za dobre. Zaszczepianie słoików i mikroboxów Najprostszym sposobem zaszczepienia słoików i mikroboxów jest strzykawka z zawiesiną zarodników/grzybni. Igła strzykawki jest wypalana do czerwoności i pozostawiana na sekund do ostygnięcia. Folia aluminiowa zdejmowana jest ze słoika a nadmiar wilgoci wycierany jest czystą tkaniną. Filtr (Tyvek/krążek filtru) przebijany jest igłą i odrobina (1 ml) zawiesiny wstrzykiwana jest do substratu. Igła jest wyjmowana a dziurka natychmiast uszczelniana kroplą gorącego kleju. Słoiki mogą być następnie wstrząśnięte i inkubowane. Zamiast kleju może być wykorzystany kawałek taśmy, ale przekonaliśmy się, że gorący klej jest doskonałym sposobem na uszczelnianie słoików. Nawet niewielki i tani pistolet na klej wykona ten trik. Przekłuwanie filtru... i strzalik zaklejający Gdy nie można przekłuć pokrywki lub filtru jak w przypadku mikroboxów, pokrywkę należy odrobinę uchylić i przez szczelinę wprowadzić igłę. Igła jest wyjmowana, pokrywka zamykana, a mikrobox/słoik wstrząsany i inkubowany. Jako że przy metodzie tej następuje większe wystawienie na działanie powietrza, wymagana jest (zaimprowizowana) osłona. Słoik zaszczepiany strzykawką zarodników Mikrobox zaszczepiany strzykawką zarodników 11

12 Zaszczepiając kwadracikami agaru nie ma wyjścia, ale otwieramy jedynie na tyle by wrzucić agar. Jeszcze raz do tego rodzaju pracy wymagana jest (zaimprowizowana) osłona. Z agaru wycinane są kwadraty Kwadraty te wrzucane są w substrat Zaszczepianie toreb Pracując z uszczelnionymi torbami zaszczepiacz może być wprowadzony jedynie w wyniku nakłucia. Nie praktyczne, ani niewskazane jest rozcinanie wysterylizowanej torby, by ponownie zgrzewać ją po zaszczepieniu. Praca z otwartymi torbami nie jest polecana tym, którzy nie mają dostępu do laboratorium i gabloty nadmuchowej. Przenoszenie ze zboża na zboże nie może być w tej sytuacji brane pod uwagę. Nakłuwana strona torby przemywana jest tkaniną namoczoną w alkoholu, następnie wprowadzana jest wypalona igła. Do torby wstrzykiwane jest trochę płynu (1-200 ml), igła jest wyjmowana, a dziurka uszczelniana kroplą gorącego kleju. Strzykawka z zarodnikami jest do tego wyśmienita. Torba przekłuwana jest igłą Dziurka jest zaklejana Poniżej znajdziesz przyśpieszoną metodę zaszczepiania, stosowaną przez MushMush. Wymaga ona rozdrobnienia kultury agarowej i wykorzystania pompy perystaltycznej do dostarczenia rozcieńczonej grzybni do zapieczętowanych toreb. Domyślamy się, że tak naprawdę niewielu jest ludzi, którzy mogą to wypróbować (wyposażenie jest dość drogie), ale może dać wam to wyobrażenie o możliwościach. 12

13 Skolonizowany agar wrzucany jest do wysterylizowanego miksera Dodawana jest sterylna woda i agar jest rozdrabniany Zmielony agar rozlewany jest do dwóch butelek ze sterylną wodą Do dozowania zawiesiny grzybni wykorzystywana jest pompa perystaltyczna Pompa kontrolowana jest nożnym przełącznikiem Krótka gruba igła wykorzystywana jest do wstrzykiwania płynnej grzybni Torba jest nakłuwana i wciskany jest pedał Tańszym rozwiązaniem jest wykorzystanie samo napełniającej się strzykawki 13

14 Inkubacja Zaszczepione ziarno powinno być inkubowane w temperaturze, która jest optymalna dla uprawianego gatunku. Zbyt niska temperatura przyczyni się do wolnego kiełkowania/wzrostu. Temperatura zbyt wysoka spowoduje, że grzybnia wydzieli żółtawe metabolity (pot), i w końcu rozchoruje substrat. Jako że rosnąca grzybnia produkuje ciepło, pod uwagę powinien być brany wzrost temperatury. Kilka słoików nie rozgrzeje się pewnie do krytycznych temperatur, ale rozwijające się torby zarodniowe z pewnością mogą, szczególnie latem. Torby stojące w zbyt wysokiej temperaturze często zakażają się pleśniami ciepłolubnymi (często czarną pleśnią szpilkową). Najwyższą uwagę należy zwrócić przy obchodzeniu się z zakażonym substratem, gdyż kilka odmian pleśni i bakterii może wywołać poważne choroby u ludzi. By zapobiec skraplaniu w pojemnikach, powinno się je trzymać w temperaturze, która jest w miarę stała. By przyśpieszyć rozwój, słoikami i torbami powinno się regularnie, co kilka dni wstrząsać, w celu rozprowadzenia skolonizowanych ziaren po całym substracie. Gdy ziarno zostanie całkowicie pokryte grzybnią, gotowe jest do dalszego użycia. Mikrobox w czasie kolonizacji Całkowicie skolonizowany mikrobox Torba w czasie kolonizacji Całkowicie skolonizowana torba 14

15 Zakażenie Zakażony substrat na pewno będzie napotykany. Zakażenia pokazują się w formie pleśni i bakterii. Pleśń jest często strzępiasta lub pyłowa i przybiera rozmaite ostre kolory: niebieski, zielony, różowy, itp. Bakterie pokazują się na ziarnie w postaci oślizgłej warstwy. W razie wątpliwości, powąchaj filtr podejrzanego pojemnika. Medyczny lub stęchły zapach oznacza często pleśń, podczas gdy zapach kwaśny/słodki/zgniły lub alkoholowy jest z pewnością zakażeniem bakteryjnym. Rzecz jasna, zakażona grzybnia powinna być wyrzucona. Torby można wyrzucić w całości. Słoiki powinny być opróżnione, ale tylko po tym jak zostaną wysterylizowane w celu zabicia zakażeń. Niektóre zakażenia mogą powodować poważne choroby u ludzi i fakt, że czytasz ten dokument oznacza prawdopodobnie, że nie jesteś dostatecznie doświadczony by odróżnić nieszkodliwe zakażenia od szkodliwych. Nigdy nie lekceważ zagrożeń zdrowotnych związanych z zakażeniami! Torba zakażona pleśnią Oślizłe zakażenie bakteryjne Chłodzenie Grzybnie większości gatunków mogą być przechowywana w lodówce do czasu ich wykorzystania. Mimo spadku witalności większość gatunków może być przechowywana przez kilka tygodni w temperaturze 4 C - 7 C. Jednakże grzybnie Panaeolus nigdy nie powinny być schładzane, gdyż w ciągu kilku dni stracą witalność. Spis Tresci 15

16 Sprawdzanie skolonizowanego ziarna original text: Torba zdrowej grzybni Przed okryciem, skolonizowane ziarno powinno być sprawdzone czy nie ma zakażeń. Robi się to wstrząsając pojemnikami (torbami lub słoikami) 24 godziny przed nałożeniem warstwy okrywowej. Jeśli ziarno zakażone jest pleśniami cała torba lub słoik zmieni kolor na zielony, niebieski lub szary. Ziarno zakażone bakteryjnie nie zarośnie ponownie w ogóle, i przeważnie będzie bardzo paskudnie śmierdzieć (kwaśnie, alkoholowo lub zjełczale). Jeśli ziarno ponownie ładnie zarośnie jest gotowe do użycia. Okrywanie 1. Chronienie substratu przed wysychaniem. Grzybnia jest wrażliwa na suche powietrze. Grzybnia wystawiona zbyt długo na suche warunki może wytworzyć szorstką, zbitą powierzchnię, na której nie wyrosną grzyby. Chroni przed tym wilgotna warstwa okrywowa, w której grzybnia uformuje zdrową sieć. Warstwa okrywowa powinna być utrzymywana w wilgoci poprzez regularne nawadnianie. 2. Przetrzymywanie i dostarczanie wody do rosnących grzybów. Rozwijające się grzyby pobierają z warstwy okrywowej dużo wilgoci. Ziemia okrywowa spełnia funkcję wodnego rezerwuaru dla rosnących grzybów, jako że wilgoć w niej może być uzupełniana poprzez nawadnianie. Warstwa okrywowa powinna wchłaniać wodę i dostarczać ją do grzybów. 3. Zapewnia dobry mikroklimat do formowania się zaczątków. Ze wszystkimi wybojami i dolinkami, szorstka powierzchnia warstwy okrywowej zapewnia dobrą wilgotność i bezpieczne środowisko do formowania się młodych grzybów. 4. Wspomaga wzrost pożytecznych mikroorganizmów. Mimo iż Psilocybe cubensis może owocnikować na wysterylizowanej warstwie okrywowej, wiele gatunków wymaga w niej obecności pewnych bakterii. Ma to znaczenie dla wybranego typu obróbki cieplnej. Krótkotrwała pasteryzacja powstrzyma rozwój większości konkurencyjnych zwierząt i grzybów, pozostawiając większość bakterii nietkniętymi. Całkowita sterylizacja w szybkowarze może być zastosowana do gatunków, które nie potrzebują tych ziemnych bakterii. Spis Tresci Przepisy na mieszankę okrywową Poniższe recepty przez lata sprawdzały się jako dobre, wszechstronne mieszanki okrywowe: 10 części torfu 5 części gruboziarnistego wermikulitu 2 części wapienia 16

17 lub: 10 części namoczonego włókna kokosowego 5 części gruboziarnistego wermikulitu 1 część wapienia (wszystkie składniki objętościowo) Dokładne proporcje nie są tak ważne. Dodanie odpowiedniej ilości wapienia spowoduje wzrost ph do przedziału między 7-8. Wiele dostępnych rodzajów wapienia różni się pochodzeniem, strukturą i ziarnistością. Preferujemy Marl (wapień otrzymywany z koralowca), ale większość innych rodzajów również się nada. Im grubsze cząsteczki tym więcej potrzeba by uzyskać odpowiednie ph. Ponieważ torf w naturze jest bardzo kwaśny, zawsze rozsądnie jest dodać do niego więcej wapienia niż do włókna kokosowego. Przedawkowanie wapienia jest prawie niemożliwe. Trzy składniki mieszanki okrywowej Składniki są mieszane na sucho w wiadrze lub w torbie i usuwane są duże kawałki, takie jak nie rozłożone drewno. Kawałki te mogłyby później przyczyniać się do zakażeń. Po dokładnym wymieszaniu składników dodawana jest woda. Celem jest tutaj dodanie jak największej ilości wody bez zmieniania całości w błoto. Na wypadek uzyskania zbyt mokrej mieszanki zalecane jest zatrzymanie w zanadrzu części suchych składników. Przez ich dodanie może być wchłonięty nadmiar wody. Odpowiednia wilgotność jest osiągnięta, gdy z mieszanki trzymanej luźno w garści nie cieknie woda. Jednakże wyciskana mieszanka powinna oddawać mnóstwo wody. Powinna być wyczuwana wilgoć a nie rozmoczenie. Mieszanka okrywowa w suchej postaci Mieszanka okrywowa w mokrej postaci 17

18 Alternatywne czynniki i mieszanki Powyższe recepty nie są święte. Dobre rezultaty osiągaliśmy na wielu różnych rodzajach mieszanek okrywowych. Niektórzy hodowcy wykorzystują zwykły wermikulit uzyskując znakomite wyniki, ale nie jest to polecane dla początkujących. Trudno jest na oko określić zawartość wilgotności w zwykłym wermikulicie (bardzo mokry i prawie suchy wermikulit wyglądają tak samo). Można pominąć wermikulit w powyższych przepisach, lecz struktura mieszanki będzie wtedy bardziej zbita. Warto też wspomnieć, że przeznaczeniem warstwy okrywowej nie jest dostarczanie składników odżywczych do grzybni. Jakiekolwiek łatwo przyswajalne związki (czy to sterylizowane czy nie) w wilgotnej warstwie okrywowej, z pewnością przyczynią się do zakażenia. W wilgotnej i ciepłej warstwie okrywowej, warunki do rozwoju organizmów konkurencyjnych są prawie optymalne. Dodatki takie jak mąki, ekstrakty słodowe lub cukry nie zwiększą plonów, a doprowadzą jedynie do zakażenia. Spis Tresci Obróbka cieplna mieszanki okrywowej By uwolnić mieszankę okrywową od jakichkolwiek niechcianych organizmów (głównie konkurentów zwierzęcych i grzybowych) można obrobić ją cieplnie. Mimo że niektórzy hodowcy unikają jakiejkolwiek obróbki cieplnej, mamy świadomość, że jest to złe zalecenie. Prawdopodobieństwo zakażenia nieobrobionych mieszanek (z wyjątkiem zwykłego wermikulitu) jest znacznie większe niż mieszanek pasteryzowanych lub sterylizowanych. Dla domowych hodowców istnieją dwie dobre metody: 1. Pasteryzacja w kuchence mikrofalowej. Metoda ta nie wysterylizuje mieszanki całkowicie, ale dla większości hodowców powinna wystarczyć. Większość problemów z zakażeniem, związanych z warstwą okrywową, wiąże się z grzybami. Większość tych grzybów zabijana jest we względnie niskich temperaturach, z łatwością osiąganych w mikrofalówce. Mieszanka wkładana jest do polipropylenowych toreb lub słoików i wlewana jest dodatkowa porcja wody celem skompensowania parowania. Należy zwrócić uwagę, by zostawić pod pokrywkami niedomkniętą szczelinę, lub by otworzyć torby, tak by mogła wylatywać para. Nie zrobienie tego może spowodować eksplozję! Mikrofalówka włączana jest na pełną moc na około 30 minut (dla jednej 5 litrowej torby ziemi). Torba wyjmowana jest z mikrofali w rękawiczkach chroniących od gorąca, uszczelniana zgrzewarką elektryczną lub po prostu zaklejana taśmą. Gdy ziemia ostygnie, gotowa jest do użycia. Ziemia przygotowana w ten sposób ma trochę suchą postać. Można więc po sterylizacji, lecz przed zaaplikowaniem mieszanki, dodać czystej wody. 2. (Pół)sterylizacja w szybkowarze. Metoda ta, w zależności od czasu jej trwania, pasteryzuje, wpół-sterylizuje lub sterylizuje całkowicie mieszankę okrywową. Gdy dostępny jest duży szybkowar metoda ta może być szybsza niż przy korzystaniu z pojedynczej mikrofalówki. Mieszanka wkładana jest do toreb lub słoików, a te wkładane są do szybkowaru. Zawartość sterylizowana jest odpowiednią ilość czasu i pozostawiana do ostygnięcia w czystym miejscu. Jeszcze raz dużą uwagę powinno się zwrócić na zostawienie uchylonej szczeliny pod pokrywkami słoików w celu uchronienia ich przed eksplozją/implozją. Gdy mieszanka ostygnie gotowa jest do użycia. Praktyczna zasada, którą stosujemy odnośnie wymaganego czasu sterylizacji, to że dajemy połowę czasu, który stosujemy do całkowitego wysterylizowania tej samej ilości ziarna żyta. Dla napełnionego 20 litrowego szybkowaru oznacza to 1 godzinę w temperaturze 121 C. Takie traktowanie nie wysterylizuje całkowicie mieszanki, ale da bardzo odporną warstwę okrywową. Do całkowitego wysterylizowania zastosuj tyle samo czasu, co dla tej samej ilości ziarna. 18

19 Okrywanie skolonizowanego substratu Okrywanie słoików Jeśli skolonizowany substrat znajduje się w słoikach (z szerokim wlotem) może być tam pozostawiony, jednakże współczynnik objętości do powierzchni nie jest optymalny. Mimo tego metodą tą mogą być uzyskane znaczne plony. Wielką zaletą jest to, że cały proces okrywania jest bardzo prosty i pozostawia bardzo mało miejsca na zakażenie. Słoiki okrywane są 1-2 cm wilgotną ziemią, wyrównywaną poprzez poklepywanie słoika. Nakręcana jest pokrywka i słoik inkubowany jest w ciemności dopóki grzybnia nie przebije się przez warstwę okrywową. Okryte słoiki powinny być trzymane w tej samej temperaturze co inkubująca grzybnia (25 C). Po tym etapie zdejmowana jest przykrywka a słoik owijany w folię aluminiową. Folia chroni skolonizowany substrat przed dostępem światła. Nie zastosowanie jej spowoduje formowanie się grzybów wewnątrz słoika zamiast na warstwie ziemi. Owocnikujący, okryty słoik Okrywane tacki Gdy skolonizowany substrat wsypywany jest do tacek, uzyskany może być znacznie lepszy współczynnik objętościowo powierzchniowy. Spowoduje to uzyskanie większej ilości grzybów w krótszym czasie, w porównaniu do okrywanych słoików. Najpierw substrat jest kruszony poprzez wstrząsanie. Rozkruszone ziarna rozdzielane są do jednolitrowych tacek i następnie okrywane 1-2 cm mieszanką okrywową. Okrywa może być zaaplikowana czystą dużą łyżką lub rękoma odzianymi w lateksowe rękawiczki. Grzybnia przed i po wstrząśnięciu 19

20 Grzybnia wsypywana jest na tacki i obsypywana mieszanką okrywową Okryte tacki zakrywane są folią aluminiową i inkubowane w ciemności póki grzybnia się nie przebije. Okryte tacki powinny być trzymane w tej samej temperaturze co inkubująca grzybnia (25 C). Następnie folia jest zdejmowana a tacki umieszczane w warunkach do owocnikowania. Zazwyczaj jest to tydzień po okrywaniu. Okryta tacka zakryta alufolią Po kilku dniach grzybnia przerośnie przez warstwę okrywową Spis Tresci Owocnikowanie okrytego substratu Niektórzy hodowcy wykorzystują bardzo skomplikowane zestawy nawilżaczy, urządzenia spryskujące, i rzeczy tego rodzaju. Psilocybe cubensis jest grzybem łatwym do wyowocnikowania i nigdy nie uważaliśmy, że jest to konieczne. Bardzo skuteczny przestrzennie pojemnik owocnikujący, składa się z prostego, przeźroczystego kontenera przykrytego polietylenową płachtą (folia). Dostępne są rodzaje magazynowe pozwalające uprawiać 10 kontenerów, lub więcej, jeden na drugim. Nie trzeba dodawać, że w żaden inny sposób nie zagospodarujemy skuteczniej przestrzeni. Do wymiany powietrza w bokach kontenerów wywierconych jest kilka otworów. Otwory te mogą być zakryte drobną siatką by nie dostały się muszki. 20

21 Pojemnik na owocnikowanie składa się z prostego plastikowego kontenera W celu utrzymania właściwej wilgotności kontener przykrywany jest foliową płachtą Po dziesięciu dniach formują się małe grzybki Ziemia okrywowa cały czas musi być wilgotna W naszym przypadku pięć tacek może być wsadzone do jednego kontenera, a parowanie powierzchni okrywowej wystarczające jest do utrzymania właściwej wilgotności wewnątrz. Otwory zapewniają wymianę powietrza. Trudniejsze do wyowocnikowania odmiany zawsze poddajemy szokowi termicznemu (przed umieszczeniem w kontenerach, na jedną noc wkładamy je lodówki). Dla łatwo owocnikujących odmian (np. Equador cubensis) nie jest to konieczne. Jeśli sprawa dotyczy temperatury, to Psilocybe cubensis jest łatwym grzybem. Z naszego doświadczenia wynika, że tacki i słoiki zaowocnikują w przedziale 19 C - 30 C, jednakże najbardziej pożądana jest temperatura 25 C. Innymi słowy, jeśli temperatura jest przyjemna dla ciebie jest taka również dla grzybów! Okrywy potrzebują trochę światła. W ciemności grzyby się nie uformują! Jakikolwiek rodzaj światła się nada (dzienne, fluorescencyjne, żarowe), ale z oczywistych powodów, nie powinno się ich wystawiać na bezpośrednie, pełne światło słoneczne. Jeśli okrywy otrzymują (zbyt) mało światła grzyby urosną długie i patykowate. Okrywy spryskiwane są codziennie i nigdy nie można dopuścić do ich wyschnięcia. Bezpośrednio po pokazaniu się rzutu nawadnianie jest zwiększone, ponieważ dorastające grzyby podciągają z ziemi okrywowej dużo wilgoci. Bardzo trudno dokładnie sprecyzować wskazówki odnośnie nawadniania. Trzeba wyrobić sobie do tego wyczucie. W zależności od odmiany pierwsze zaczątki pojawią się 6-15 dni po włożeniu okrytych pojemników do kontenerów. Grzyby dorosną w ciągu 5-7 dni, po których mogą być zerwane. Zazwyczaj pozwalamy okrywom wydać 3 rzuty, ale gdy są właściwie nawadniane mogą wyprodukować nawet 6 rzutów! Powierzchnia okrywy utrzymywana jest w czystości poprzez usuwanie obumarłych grzybów (abortów). Jeśli na powierzchni okrywy pokażą się zakażenia zawsze lepiej wyśmietniczyć tackę. 21

22 Owocnikująca okryta tacka Kontener z pięcioma owocnikującymi tackami Kompletnie skolonizowane okrywy, które nie wydają grzybów. Jeśli warunki otoczenia nie są właściwe dla uprawianej odmiany grzybnia nie uformuje grzybów, lecz będzie kontynuować kolonizację warstwy okrywowej. Jeśli sytuacja nie zostanie skorygowana tacki staną się wkrótce bezużyteczne. Zbita powierzchnia grzybni obumiera i formuje skórkę, która nie dopuszcza do okrywy wilgoci, co powoduje wysychanie i ewentualną śmierć. Jest to z reguły spowodowane przez: a) niedostatek świeżego powietrza b) zbyt wysoką wilgotność c) zbyt wysoką temperaturę d) połączenie powyższych. Mimo iż niektóre odmiany mają większą tendencję do kolonizacji powierzchni, to w pełni skolonizowana okrywa (nie widać ziemi) jest niepożądana. By skorygować tę sytuację powierzchnia powinna zostać rozdrapana czystym widelcem na głębokość około 1 cm, a warunki otoczenia dostosowane do owocnikowania. Grzybnia w ogóle nie kolonizuje warstwy okrywowej. Jeśli przez kilka dni przez okrywę nie przebija się grzybnia, ziemia okrywowa jest prawdopodobnie zbyt sucha. W suchej mieszance okrywowej grzybnia wyrośnie rzadka i cienka. Nie ma zastrzeżeń odnośnie nawodnienia tacek przed umieszczeniem ich w warunkach owocnikowania, lecz rozsądniej poczekać co najmniej dzień po okryciu, co pozwoli grzybni odrosnąć. Na powierzchni okrywowej pojawia się dziwny narost. W ziemi okrywowej mogą pokazać się różne pleśnie. Mimo że na zakażonej okrywie nadal mogą formować się grzyby, rozsądniej jest ją wyrzucić, gdyż stanowi ryzyko dla pozostałych w pobliżu tacek. Poddana właściwej obróbce cieplnej mieszanka, która nie zawiera związków odżywczych, będzie powodować bardzo niewiele problemów z pleśniami. Zielone i niebieskie pleśnie często mogą wywodzić się z zakażonego substratu. Ważne jest by upewnić się, że substrat, który okrywamy jest całkowicie czysty. Prosty test to wstrząśnięcie substratem na 24 godziny przed okrywaniem. Jeśli grzybnia odrośnie nadaje się do użytku. Jeśli nie odrośnie, lub pojawią się dziwne kolory lub struktury (pyłopodobny porost), substrat jest zakażony i powinien być wyrzucony. Spis Tresci 22

23 Uprawa na sterylizowanym życie original text: Grzyby Psilocybe cubensis mogą być uprawiane na substratach różnego rodzaju, takich jak, ryż, pasteryzowana słoma, ziarno dla ptaków, kompost, także łajno. Według nas do uprawy Psilocybe cubensis na małą skalę najlepiej nadaje się ziarno żyta, ponieważ żyto jest jednocześnie i tanie, i łatwe w obróbce. Większość innych rodzajów zbóż ma tę wadę, że przed sterylizacją należy je namoczyć lub gotować, w przeciwnym wypadku ziarna posklejają się w czasie sterylizacji. Uprawa na słomie, kompoście lub łajnie jest możliwa, lecz jako sztuka sama w sobie. Aby uzyskać taki sam plon jak przy uprawie na życie, trzeba użyć większych ilości substratu. Przygotowanie podkładu z żyta Podkład z żyta przygotowujemy mieszając w słoiku równe objętości (1 kubek) żyta i wody. W naszym przypadku gramatura wyniosła (w przybliżeniu): gram żyta ml wody Wykorzystujemy słoiki o pojemności 720 ml z metalową pokrywką. Po napełnieniu słoika żytem i wodą należy LUŹNO zakręcić pokrywki. Pokrywki muszą być zakręcone luźno! Następnie pokrywkę i górną część słoika owijamy podwójną warstwą folii aluminiowej. Tak przygotowane słoiki są gotowe do sterylizacji. Niektórzy autorzy polecają proporcje, z których uzyskuje się bardziej suchy podkład. Prawdopodobnie jest to lepsze jeśli podkład używany jest do zaszczepienia dużej ilości substratu. My uprawiamy grzyby bezpośrednio z podkładu, i przekonaliśmy się, że bardziej mokre ziarno wydaje większy plon. Proponowana proporcja (1:1 objętościowo) zawiera maksimum wody. Więcej wody spowoduje, że ziarno będzie za mokre. Sterylizacja żyta Słoiki powinny być sterylizowane w szybkowarze lub autoklawie, normalny garnek się NIE nadaje.najpierw nalej wody do szybkowaru. Umieść słoiki w środku, upewniając się, że pokrywki są luźno zakręcone! 23

24 Teraz przez godzinę sterylizuj słoiki, stosując się do wskazań instrukcji dołączonej do szybkowaru. Jeśli używasz większych słoików, czas sterylizacji powinien być odpowiednio dłuższy (1,5 litrowe słoiki z podkładem sterylizowaliśmy przez 2 pełne godziny). Po sterylizacji wyjmij słoiki upewniając się przedtem, że szybkowar nie jest pod ciśnieniem. Wstrząśnij słoikami, w celu zmieszania suchych i mokrych ziaren. Odstaw słoiki w spokojne i czyste miejsce w celu ostudzenia. Zawsze sprawdź, czy słoik nie jest pęknięty zanim nim wstrząśniesz! W czasie stygnięcia pokrywki powinny być luźno zakręcone, w przeciwnym wypadku słoiki wessą pokrywki i w środku powstanie podciśnienie. Po ostygnięciu do temperatury pokojowej słoiki są gotowe do zaszczepienia. Zaszczepianie Kiedy słoiki ostygną są gotowe do zaszczepienia. Nie śpiesz się, bądź cierpliwy! Jeśli zaszczepisz gorące słoiki zarodniki grzybów mogą zginąć. Do zaszczepiania możesz użyć strzykawkę z zarodnikami, grzybnię hodowaną na agarze, strzykawkę z zarodnią, lub zaszczepiacz innego rodzaju. Najważniejszą rzeczą, o której musisz pamiętać, to PRACOWAĆ W CZYSTOŚCI! Jeśli używasz strzykawek, przed zaszczepianiem zawsze sterylizuj igłę nad płomieniem. Jeśli używasz grzybni hodowanej na agarze, zawsze wypalaj skalpel! Bądź ostrożny!!!! ALKOHOL I LIZOL W SPRAJU SĄ ŁATWOPALNE!!! Nawet zwyczajna buda zrobiona z kartonowego pudła, może być wykorzystana jako ochrona przed przewiewem, co w konsekwencji chroni przed zanieczyszczeniami. Nie wystawiaj wysterylizowanego żyta na działanie powietrza, dłużej, niż to konieczne. Pokrywkę tylko uchyl, tak by powstała mała szczelina i pracuj chyżo. Po zaszczepieniu słoik należy zakręcić i wstrząsnąć. Pokrywkę trzeba znowu poluzować, tak by grzybnia mogła oddychać. 24

25 Kolonizacja Po zaszczepieniu słoiki należy umieścić w czystym NIE przewiewnym miejscu. Optymalny wzrost grzybni zachodzi w temperaturze 30 C, ale miej baczenie! Inkubujące słoiki wydzielają ciepło! Grzybnia wzrasta w szerokim zakresie temperatur. Zazwyczaj umieszczamy słoiki w temperaturze pokojowej (20 C) lub trochę wyższej. Jak tylko grzybnia pokaże się w kilku miejscach, słoikiem należy wstrząsnąć w celu rozprowadzenia skolonizowanych ziaren. Zdecydowanie przyspieszy to kolonizację. W zależności od temperatury i sposobu zaszczepienia, cały słoik zostanie skolonizowany w ciągu 5-20 dni. Przykrywanie Kiedy ziarno zostanie kompletnie skolonizowane, trzeba je przykryć. W tym celu używamy 1-litrowe tacki plastikowe. Skolonizowanym słoikiem lekko wstrząsamy po czym ziarnem z jednego słoika napełniamy jedną tackę. Grudy utworzone z ziarna, można rozkruszyć czystą krawędzią słoika (gwintem). Powierzchnię zboża należy wyrównać. Przy pomocy dużej łyżki i widelca żyto przykrywamy cienką (1,5-2,0 cm) warstwą ziemi. Staraj się aby ziemia była rozprowadzona równomiernie, jednocześnie zachowując pewne nierówności powierzchni (z małymi górkami i alejkami). Następnie tackę przykrywamy folią aluminiową i umieszczamy w czystym miejscu (20-25 C). W ciągu kilku dni przez warstwę ziemi przerośnie grzybnia. Tacki są gotowe do rozpoczęcia cyklu owocnikowania, w tym celu wystawiamy je na działanie powietrza i światła. 25

26 Przygotowanie ziemi Przepis na ziemię: 10 części torfu 5 części wermikulitu lub perlitu 2 części wapienia (Margiel) Składniki należy wymieszać na sucho, następnie dodać wody mieszając. Ilość wody zależy od początkowej wilgotności torfu. Należy dodać tyle wody, aby ziemia nie zmieniła się w błoto. Jeśli ziemia wyjdzie za mokra dodaj trochę więcej suchego składnika. Następnie ziemia pakowana jest w torby do pieczenia w piekarniku lub w autoklawie, lub zamykana w słoikach i sterylizowana przez godzinę w szybkowarze. Ziemia gotowa jest do użycia po ostygnięciu do temperatury pokojowej. Wiemy, że niektórzy autorzy nie polecają sterylizowania ziemi, ponieważ zabija to pożyteczne organizmy i mikroelementy. Jakkolwiek my mieliśmy złe doświadczenia z nie sterylizowaną i nie pasteryzowaną ziemią. Po prostu mówimy co dla nas działa najlepiej! Owocnikowanie Niektórzy hodowcy używają wyrafinowanych zestawów nawilżających, drobno rozpylających urządzeń i tym podobnych. Według nas nie jest to tak wymagane. Pojemniki do owocnikowania, jakich używamy zbudowane są z prostego plastikowego kubła, przykrytego przezroczystą folią. Kosze takie są ustawne i nie zajmują dużo miejsca. W celu przewiewu w bokach wywierconych jest kilka otworów. Otwory te mogą być zasłonięte siatką, żeby nie wpadały muchy. Do środka jednego pojemnika wkłada się pięć tacek z ziarnem i ziemią. Wilgoć parująca z tacek, podtrzymuje wilgotności w pojemniku. Otwory zapewniają wymianę powietrza. Dla gatunków trudniej owocnikujących stosujemy szok termiczny, umieszczając tacki na noc w lodówce przed umieszczeniem ich w pojemniku do owocnikowania. Dla gatunków łatwiejszych (np. Ecuador Cubensis) nie jest to konieczne. Tacki muszą być nawilżane raz dziennie, nie można dopuścić do ich wyschnięcia. Zaraz po pojawieniu się grzybów nawilżanie musi być zwiększone, ponieważ dorastające grzyby pochłaniają z ziemi dużo wilgoci. Trudno jest dokładnie podać wskazówki dla prawidłowego nawilżania, jest to raczej kwestia wyczucia i praktyki, które trzeba sobie wyrobić. W zależności od gatunku pierwsze główki pojawiają się 6-15 dni po umieszczeniu tacek w pojemnikach. Grzyby dorastają w ciągu 5-7 dni, po których mogą zostać zebrane. Zazwyczaj podłoże wydaje trzy rzuty grzybów, ale możliwe jest (przy odpowiednim nawilżaniu) nawet sześć rzutów!! Utrzymuj powierzchnie ziemi w jak najczystszym stanie, usuwając martwe grzyby, ponieważ przyczyniają się do powstawania pleśni na powierzchni. 26

27 Spis Tresci 27

28 Przygotowanie ryżowych ciastek (wersja krótka) original text: Dokument ten opisuje uprawę Psilocybe cubensis na sterylizowanym substracie z mąki ryżowej, wermikulitu i wody. Do przygotowania ciastek wykorzystamy propylenowe pojemniki. Są żaroodporne więc wytrzymają wysoką temperaturę w szybkowarze. Oczywiście można też skorzystać z pojemników szklanych (słoiki). Za pomocą ostrego szpikulca robimy w pokrywce cztery otwory (można wykorzystać igłę od strzykawki). Jeśli korzystasz ze słoików z metalowymi pokrywkami, do zrobienia otworów możesz wykorzystać gwóźdź i młotek. Dwa główne składniki: wermikulit i mąka z brązowego ryżu. 28

29 Najpierw mieszamy suche składniki: 4 kubki wermikulitu, 1.5 kubka mąki ryżowej. Dodajemy dwa kubki wody i dokładnie wszystko mieszamy: Tak wygląda gotowa mieszanka. Tak przygotowaną mieszanką luźno napełniamy pojemniki. Na wierzch mieszanki wsypujemy suchą warstwę Część pojemnika powyżej powierzchni substratu należy wermikulitu. Posłuży jako dodatkowa ochrona przeciwko oczyścić papierowym ręcznikiem. zakażeniu. 29

30 Zakładamy pokrywki. Pojemniki owijamy podwójną warstwą cienkiej cynfolii (folia aluminiowa). Pojemniki wstawiamy do szybkowaru......i sterylizujemy przez godzinę. Pojemniki muszą ostygnąć: Wypalamy igłę od strzykawki......i zdejmujemy cynfolię. Pojemnik zaszczepiamy przez cztery wykonane w pokrywce otwory. Na jeden pojemnik powinno wystarczyć 1 cm3 płynu z zarodnikami. Więcej płynu może przyśpieszyć kolonizację. 30

31 Zakładamy cynfolię i umieszczamy pojemniki w ciepłym miejscu. Pojemniki powinny w pełni skolonizować w dni (zależy od odmiany, substratu, temperatury i ilości wstrzykniętego inokulantu). W pełni skolonizowany substrat wyjmujemy z pojemnika i umieszczamy w terrarium. Przekonaliśmy się że plastikowa tacka wypełniona namoczonym wermikulitem i umieszczona w torbie z łatą filtrującą jest doskonała na jedno ciastko. W zależności od temperatury i odmiany, grzyby powinny pokazać się w ciągu 5-20 dni. Żniwa! Spis Tresci 31

32 Uprawa Psilocybe cubensis na ciastkach ryżowych original text: Wprowadzenie Metody tu opisane znane są ogólnie jako "PF-tek", choć tu i tam sporządziliśmy kilka użytecznych adaptacji. Uprawa Psilocybe cubensis na ciastkach ryżowych jest powszechnie uważana za łatwiejszą, niż uprawa na okrywanym życie i jest metodą często stosowaną przez początkujących hodowców. Właściwie przygotowane i zaszczepione ciastko (500 ml) może wyprodukować w trzech rzutach do 200 gram świeżych grzybów. Na ciastkach tych mogą być uprawiane wszystkie odmiany cubensis, nawet te, które nieco trudniej owocnikują na okrytym życie. Ogólny zarys Grzybnia Psilocybe cubensis hodowana jest na sterylizowanym substracie mąki z brązowego ryżu, wermikulicie i wodzie. Słoiki substratu są przygotowane a następnie sterylizowane w szybkowarze. Zaszczepianie wykonuje się wstrzykując zarodniki przy pomocy strzykawki. Po kolonizacji ciastka substratu wyjmowane są z pojemników i umieszczane na mokrym wermikulicie w torbie z łatą filtracyjną. Po pewnym czasie na ryżowych ciastkach formują się grzyby. Po tym jak grzyby zostaną zebrane, wermikulit jest dowodniony, co pozwala na drugi i trzeci rzut. Pojemniki na substrat Można wykorzystać szklane słoiki. Najlepsze są słoiki wekowe, ale być może trudno je zlokalizować. Alternatywa, którą można znaleźć w supermarkecie to galaretka "Bon Maman", która sprzedawana jest w charakterystycznie wyglądających słoikach, z czerwono białą, blokowaną zakrętką. Słoiki te są dobre, choć małe z wąskiej strony. Słoiki nie powinny być zwężone przy wlocie (bez rantów), w przeciwnym wypadku skolonizowanego ciastka nie da się wyjąć bez rozbijania słoika. Słoiki te powinny być oczyszczone......i mieć zdjęte nalepki. Bardzo dobrym pojemnikiem jest mikrobox - niezwężający się, polipropylenowy słoik z filtrem w pokrywce. Słoiki te mogą być sterylizowane ciśnieniowo, są wielokrotnego użytku i stanowią doskonałą alternatywę słoików szklanych. 32

33 Przygotowanie pokrywki Pokrywki będzie trzeba zaopatrzyć w 4 otwory do zaszczepiania. Do wytopienia otworów w pokrywce mikroboxu można wykorzystać rozgrzaną igłę lub gwóźdź. Otwory w metalowych pokrywkach słoików szklanych można zrobić przy pomocy młotka i małego śrubokręta, punktaka, gwoździa, lub podobnego narzędzia. Otwory są równomiernie oddalone od krawędzi pokrywki. Otwory są wybijane młotkiem i śrubokrętem Prawidłowe rozmieszczenie otworów w metalowej pokrywce. W celu uniknięcia dostania się do słoików organizmów zakażających, otwory te są zaklejane, otwierane jedynie na kilka sekund w czasie zaszczepiania. Kawałki taśmy przygotowuje się tak, by jeden jej koniec był zagięty i przyklejony do niej samej. Dzięki temu łatwiej je zdjąć w czasie zaszczepiania. Kawałki taśmy są następnie nalepiane na otwory. Gotowa metalowa pokrywka Jak i ten mikrobox. Niektóre rodzaje taśmy nie mogą być użyte, gdyż będą się topić lub tracić przylepność. Przekonujemy się ciągle, że większość taśm może być szybkowarzona ze znośnym efektem, choć mogą się trochę podwijać przy krawędziach. Generalnie dobrze spisuje się taśma polipropylenowa lub nylonowa. Taśma maskująca może być szybkowarzona, lecz niektóre rodzaje mogą się w czasie sterylizacji utwardzić. Jeśli nie można znaleźć odpowiedniej taśmy, słoiki można wysterylizować bez taśmy, a otwory zakleić nią bezpośrednio po zaszczepianiu. Nie jest to jednak polecane ze względu na zwiększone ryzyko zakażenia. 33

34 Przygotowanie substratu Grzybnia będzie hodowana na substracie składającym się z mąki z brązowego ryżu, wermikulitu i wody. Wermikulit i mąka z brązowego ryżu Przepis na substrat (proporcje objętościowe) 1,5 części mąki z brązowego ryżu 4 części wermikulitu 2 części wody Grzybnia będzie miała trudności z kolonizacją substratu, który nie będzie miał odpowiedniej wilgotności. Najpierw mieszane są suche składniki. Następnie, ciągle mieszając, powoli dodawana jest woda. Mieszanie suchych składników Dodawanie wody Ukończony substrat nie powinien być rozmiękły. Jeśli zostanie dodane zbyt dużo wody, w efekcie czego substrat będzie zbyt mokry, można dodać trochę suchego wermikulitu/mąki ryżowej celem wchłonięcia nadmiaru wilgoci. Właściwie przygotowana porcja substratu 34

35 Napełnianie słoików Słoiki są napełniane świeżo przygotowanym substratem. Najlepiej unikać przechowywania substratu dłużej niż kilka godzin, gdyż w tym wilgotnym, bogatym w składniki odżywcze podłożu, rozkwitną bakterie. Substrat jest luźno wsypywany do słoików i lekko kompresowany poprzez ich poklepywanie. Między powierzchnią substratu a pokrywką słoika powinno być zostawione około 2 cm przestrzeni. Przestrzeń ta wypełniana jest warstwą suchego, czystego wermikulitu. Warstwa ta pomaga zapobiegać wtargnięciu zakażeń do substratu w czasie zaszczepiania i inkubacji, gdyż czysty wermikulit nie wspomaga rozwoju jakichkolwiek konkurencyjnych organizmów. Krawędź jest czyszczona Wsypywany jest czysty wermikulit W przypadku mikroboxu pokrywka zamykana jest na trzy czwarte lub luźno pozostawiana na pojemniku. Mikroboxy nigdy nie powinny być całkowicie zamknięte w czasie sterylizacji, gdyż implodują/eksplodują i/lub się zdeformują! Napełniony mikrobox, pokrywki otwarte w jednej czwartej Napełnione szklane słoiki Gwintowane pokrywki szklanych słoików są luźno nakładane, lecz nigdy nie zakręcane szczelnie. Oba rodzaje pojemników powinny być przykryte podwójną warstwą folii aluminiowej celem utrzymania pokrywek na miejscu i nie dopuszczenia ich (oraz taśm) do nadmiernego przemoczenia. 35

36 Pokrywka ciągle powinna być luźno Gotowy do sterylizacji Sterylizacja ciastek ryżowych Pierwotnie PF-tek wykorzystywał rodzaj pół sterylizacji w normalnym garnku, w 100 C. Nie mniej mówiąc rezultaty tej metody są nieprzewidywalne. Dlatego nie będzie tu omawiana. Jedyna właściwa metoda sterylizacji substratu ryżowego zakłada wykorzystanie szybkowaru. Oba rodzaje słoików są sterylizowane przez 60 minut w 121 C. Przed włożeniem do szybkowaru każdy słoik jest sprawdzany, by upewnić się, że pokrywka ciągle jest luźno, a w przypadku mikroboxu, pokrywka jest co najmniej w jednej czwartej otwarta. Jeszcze raz, pokrywki powinny być luźno! W czasie stygnięcia słoików szklanych upewnij się, że pokrywki są ciągle poluzowane. W przypadku mikroboxów, jak tylko zostaną wyjęte z szybkowaru, powinno się im całkowicie zamknąć pokrywki. Słoiki/mikroboxy pozostawia się do ostygnięcia w czystym miejscu. Słoik jest gorący! Pokrywka mikroboxu jest zamykana 36

37 Zaszczepianie ryżowych ciastek Jak tylko słoiki całkowicie ostygną do temperatury pokojowej mogą być zaszczepione zarodnikami. Strzykawka zarodników (kupiona lub zrobiona samemu) wykorzystywana jest do wstrzyknięcia zarodników w substrat, tak by mogły wykiełkować i uformować grzybnię. Mimo że ryzyko wprowadzenia zakażeń do substratu jest całkiem niewielkie ze względu na małe otwory do zaszczepiania, najlepiej jak zaszczepianie odbędzie się w czystym otoczeniu. Najlepsza jest komora nadmuchowa, ale glovebox lub zaimprowizowane stanowisko do zaszczepiania również zredukują ilość zakażeń. Blat stołu jest przemywany alkoholem lub lizolem, i jak zawsze pamiętaj: BĄDŹ OSTROŻNY Z ALKOHOLEM I LIZOLEM W OBECNOŚCI OTWARTEGO PŁOMIENIA! Na czas zaszczepiania gwintowane pokrywki powinny być ciasno zakręcone celem uniknięcia ich przypadkowego zrzucenia. Po zaszczepianiu, w czasie inkubacji pokrywki powinno się ponownie poluzować. Folia jest zdejmowana i po zaszczepianiu ponownie zakładana. W przypadku mikroboxów, po zaszczepianiu folię można wyrzucić. Jakakolwiek wilgoć, która może być obecna na pokrywce jest wycierana czystą tkaniną. Igła strzykawki jest wypalana do czerwoności nad płomieniem, po czym pozostawiana na sekund do wystygnięcia. Igła nie może niczego dotknąć, w przeciwnym razie musi być wypalona ponownie. Wypalanie igły Taśma z jednej dziurki do zaszczepiania jest odlepiana i igła zostaje przez tę dziurkę, i przez suchą, górną warstwę wermikulitu wtykana w kierunku szkła. 1/4 ml (lub więcej) jest wstrzykiwane w substrat. Następnie igła jest wyjmowana, taśma nalepiana z powrotem i kolejny otwór zaszczepiany jest w ten sam sposób. Nie jest koniecznym sterylizowanie igły po każdym otworze, ale wskazane jest to między kolejnymi słoikami, w celu uniknięcia zakażeń krzyżowych. Na szklane słoiki z powrotem zakładana jest folia aluminiowa i znów poluzowywane są pokrywki. W przypadku mikroboxów folia może być wyrzucona. Kierowanie na szkło Zaszczepianie mikroboxu 37