Cytology FISH Accessory Kit Nr kat. K 5499

Transkrypt

1 Cytology FISH Accessory Kit Nr kat. K 5499 Wydanie 2 Do fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ (FISH) na próbce cytologicznej. Zestaw zawiera odczynniki wystarczające do wykonania 20 badań.

2 Spis treści Strona Przeznaczenie...3 Wstęp...3 Odczynniki...3 Materiały dostarczone...3 Materiały wymagane, lecz nie dostarczone...3 Środki ostroŝności...4 Przechowywanie...4 INSTRUKCJE UśYCIA A. Przygotowanie odczynników...5 A.1 Wash Buffer...5 A.2 3,7% Formaldehyd...5 A.3 Stringency Buffer...5 A.4 Seria rozcieńczeń alkoholu etylowego...5 B. Procedura barwienia...5 B.1 Uwagi dotyczące procedury...5 B.2 Procedura barwienia...6 Kontrola jakości...7 Interpretacja wyników...7 Piśmiennictwo...7 Rozwiązywanie problemów...8 Załącznik nr

3 Przeznaczenie Do badań diagnostycznych in vitro. Zestaw Cytology FISH Accessory Kit jest przeznaczony do stosowania w technice fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ (FISH) na próbkach cytologicznych. Wstęp Zestaw jest stosowany w procedurze trwającej dwa dni. W pierwszym dniu wykonane jest wstępne przygotowanie próbki cytologicznej (dostarczonej przez uŝytkownika) przy uŝyciu 3,7% formaldehydu przez 2 minuty, przed wykonaniem odwodnienia przy uŝyciu alkoholu etylowego. Po wykonaniu przygotowania zastosowane są dostarczone przez uŝytkownika sondy FISH, a próbki, przed ich denaturacją i hybrydyzacją przez noc, są zakryte przy uŝyciu Coverslip Sealant. W drugim dniu wykonane jest przemycie przy uŝyciu Stringency Wash, zapewniające usunięcie przed odwodnieniem za pomocą alkoholu etylowego niezwiązanych i związanych nieswoiście sond FISH. Na koniec próbki są mocowane za pomocą środka Fluorescence Mounting Medium zawierającego niebieski barwnik fluorescencyjny i zakryte szkiełkami nakrywkowymi. Wyniki są interpretowane przy uŝyciu mikroskopu fluorescencyjnego wyposaŝonego w odpowiedni filtr (patrz Załącznik nr 1). Odczynniki Materiały dostarczone Materiały wymienione poniŝej są wystarczające do wykonania 20 testów (za jeden test przyjmuje się jeden obszar docelowy 18 mm x 18 mm). Fiolka 1 Wash Buffer (x 20) 500 ml, stęŝony 20x Bufor Tris/HCl. Fiolka 2 Stringency Buffer (x 20) 150 ml, stęŝony 20x Bufor SSC (roztwór soli fizjologicznej cytrynian sodu) z detergentem. Fiolka 3 Pozycja 4 Fluorescence Mounting Medium 300 µl Gotowy do uŝycia fluorescencyjny środek do mocowania z niebieskim barwnikiem negatywnym. Coverslip Sealant 1 tubka Gotowy roztwór do usuwalnego uszczelnienia szkiełek nakrywkowych. UWAGA: Wszystkie odczynniki zostały przygotowane specjalnie do wykorzystania w tym teście. Materiały wymagane, lecz nie dostarczone Odczynniki laboratoryjne Woda destylowana lub dejonizowana Alkohol etylowy, 96% Formaldehyd, 37% WyposaŜenie laboratoryjne Regulowane pipety

4 Skalibrowany termometr do częściowego zanurzenia (o zakresie C) Skalibrowany termometr powierzchniowy (o zakresie C) Szkiełka nakrywkowe (18 mm x 18 mm) Pęseta Okap z wyciągiem Blok grzejny lub piec hybrydyzacyjny do denaturacji (82 (±2) C) Wilgotna komora hybrydyzacyjna Piec hybrydyzacyjny lub inkubator do hybrydyzacji (45 (±2) C) Szkiełka, Dako Silanized Slides, nr kat. S 3003, szkiełka opłaszczone poli-l-lizyną lub szkiełka SuperFrost Słoje lub łaźnie barwiące Stoper (odpowiedni dla wyznaczenia 2-15 minutowych okresów) Łaźnia wodna z przykrywką (odpowiednia do utrzymania temperatury 65 (±2) C to 99 C) WyposaŜenie mikroskopu i akcesoria Filtry do mikroskopu fluorescencyjnego: filtr DAPI i odpowiednie filtry do zastosowanego fluorochromu, np. FITC/podwójny filtr Texas Red lub FITC i pojedyncze filtry Texas Red dla sond Dako FISH Probes szczegółowe informacje podano w Załączniku nr 1 Dla sond Dako FISH Probes zaleca się stosowanie mikroskopu fluorescencyjnego z lampą rtęciową 100 W. Folder dla szkiełek mikroskopowych (kartonowa tacka dla 20 szkiełek z odchylaną okładką lub podobna) Środki ostroŝności 1. Do stosowania przez wyszkolony personel. 2. Fiolka 1, Wash Buffer (20x), zawiera 10-<25% chlorek sodu i 10-<20% trometamol. Fiolka 1 jest oznaczona etykietą: H319 H315 P280 Niebezpieczeństwo Działa draŝniąco na oczy. Działa draŝniąco na skórę. Stosować rękawice ochronne. Nosić okulary ochronne lub ochronę twarzy. Dokładnie umyć ręce po uŝyciu. W PRZYPADKU KONTAKTU ZE SKÓRĄ: Umyć duŝą ilością wody z mydłem. Zdjąć zanieczyszczoną odzieŝ. Wyprać zanieczyszczoną odzieŝ przed ponownym uŝyciem. P264 P302 + P352 + P P363 P332 + P313 P305 + P351 + P338 P337 + P313 W przypadku wystąpienia podraŝnienia skóry: Zasięgnąć porady/zgłosić się pod opiekę lekarza. W PRZYPADKU DOSTANIA SIĘ DO OCZU: OstroŜnie płukać wodą przez kilka minut. Wyjąć soczewki kontaktowe, jeŝeli są i moŝna je łatwo usunąć. Nadal płukać. Jeśli podraŝnienie oczu się utrzymuje: Zgłosić się do lekarza po poradę. 3. Fiolka 2, Stringent Wash Buffer (20x), zawiera 10-<25% chlorek sodu i 10-<20% 2-amino-2- (hydroxymethyl) propane-1,3-diol hydrochloride. Fiolka 2 jest oznaczona etykietą:

5 H319 H315 P280 Niebezpieczeństwo Działa draŝniąco na oczy. Działa draŝniąco na skórę. Stosować rękawice ochronne. Nosić okulary ochronne lub ochronę twarzy. Dokładnie umyć ręce po uŝyciu. W PRZYPADKU KONTAKTU ZE SKÓRĄ: Umyć duŝą ilością wody z mydłem. Zdjąć zanieczyszczoną odzieŝ. Wyprać zanieczyszczoną odzieŝ przed ponownym uŝyciem. P264 P302 + P352 + P P363 P332 + P313 P305 + P351 + P338 P337 + P313 W przypadku wystąpienia podraŝnienia skóry: Zasięgnąć porady/zgłosić się pod opiekę lekarza. W PRZYPADKU DOSTANIA SIĘ DO OCZU: OstroŜnie płukać wodą przez kilka minut. Wyjąć soczewki kontaktowe, jeŝeli są i moŝna je łatwo usunąć. Nadal płukać. Jeśli podraŝnienie oczu się utrzymuje: Zgłosić się do lekarza po poradę. 4. Element 4, Coverslip Sealant, zawiera 100% hydrorafinowanej benzyny cięŝkiej (ropy naftowej) i nosi następujące oznaczenia: Niebezpieczeństwo H225 H304 H411 P280 P210 P241 P242 P243 P233 P273 P301 + P310 + P331 P303 + P361 + P353 P405 P403 P235 P501 Wysoce łatwopalna ciecz i pary. Połknięcie i dostanie się przez drogi oddechowe moŝe grozić śmiercią. Działa toksycznie na organizmy wodne, powodując długotrwałe skutki. Stosować rękawice ochronne. Nosić okulary ochronne lub ochronę twarzy. Przechowywać z dala od źródeł ciepła, gorących powierzchni, źródeł iskrzenia, otwartego ognia i innych źródeł zapłonu. Nie palić. UŜywać sprzętu elektrycznego, wentylacyjnego, oświetleniowego i słuŝącego do operowania materiałem w wersji przeciwwybuchowej. UŜywać wyłącznie nieiskrzących narzędzi. Przedsięwziąć środki ostroŝności zapobiegające statycznemu rozładowaniu. Przechowywać pojemnik szczelnie zamknięty. Unikać uwolnienia do środowiska. W PRZYPADKU POŁKNIĘCIA: Natychmiast skontaktować się z OŚRODKIEM ZATRUĆ lub wezwać lekarza. NIE wywoływać wymiotów. W PRZYPADKU KONTAKTU ZE SKÓRĄ (lub z włosami): Natychmiast zdjąć całą zanieczyszczoną odzieŝ. Spłukać skórę wodą albo pod prysznicem. Przechowywać pod zamknięciem. Przechowywać w dobrze wentylowanym miejscu. Przechowywać w chłodnym miejscu. Zawartość pojemnika jak i pojemnik utylizować zgodnie z lokalnymi, regionalnymi, narodowymi oraz międzynarodowymi przepisami.

6 5. Zastosowanie czasów inkubacji, temperatur lub metod innych niŝ podano w instrukcji moŝe spowodować błędne wyniki. 6. Odczynniki zostały optymalnie rozcieńczone. Dalsze rozcieńczanie moŝe powodować brak moŝliwości wykonania testu. Przechowywanie Fiolka 1, Wash Buffer, przechowywać w temp. 2-8 C. Fiolka 2, Stringency Buffer, przechowywać w temp. 2-8 C. Fiolka 3, Fluorescence Mounting Medium, przechowywać ciemnym miejscu w temp. 2-8 C. Pozycja 4, Coverslip Sealant, przechowywać w temp. 2-8 C. Niekorzystny wpływ na fluorescencyjny środek mocujący (Fiolka nr 3) moŝe mieć ich ekspozycja na działanie silnego światła. Nie przechowywać tego komponentu, ani nie wykonywać analizy w silnym oświetleniu, takim jak bezpośrednie światło słoneczne. Nie uŝywać zestawu po upłynięciu terminu waŝności podanego na opakowaniu zestawu. Jeśli odczynniki są przechowywane w warunkach innych niŝ podane w niniejszej ulotce, uŝytkownik musi sprawdzić działanie odczynników (1). Nie ma oczywistych oznak wskazujących na utratę stabilności produktu. Dlatego teŝ waŝne jest, aby podczas badania próbki przeprowadzić ocenę zdrowych komórek. Jeśli zostanie zauwaŝony nieoczekiwany wzór fluorescencji, którego nie moŝna wyjaśnić róŝnicami w procedurach laboratoryjnych i istnieje podejrzenie, Ŝe przyczyną moŝe być niniejszy zestaw Cytology FISH Accessory Kit, naleŝy niezwłocznie skontaktować się z działem Pomocy Technicznej naszej firmy. INSTRUKCJE UśYCIA A. Przygotowanie odczynników Wskazane jest przygotowanie następujących odczynników przed wykonaniem barwienia: A.1 Wash Buffer Rozcieńczyć odpowiednią ilość odczynnika z Fiolki nr 1 (Wash Buffer x 20) rozcieńczając koncentrat w proporcji 1:20 w wodzie destylowanej lub dejonizowanej. Niewykorzystany rozcieńczony bufor moŝna przechowywać w temperaturze 2-8 C przez jeden miesiąc. Usunąć rozcieńczony bufor w przypadku zmętnienia. A.2 3,7% formaldehyd Przygotować odpowiednią ilość 3,7% formaldehydu rozcieńczając 37% formaldehyd w proporcji 1:10 w rozcieńczonym Wash Buffer (patrz punkt A1. w INSTRUKCJI UśYCIA). Przechowywać w zakrytych słoikach w temperaturze pokojowej i uŝyć dla maksymalnie 100 szkiełek. Usunąć rozcieńczony roztwór w przypadku zmętnienia. A.3 Seria rozcieńczeń alkoholu etylowego Z 96% roztworu alkoholu etylowego przygotować odpowiednio 70%, 85% i 96% alkohol etylowy. Przechowywać w zakrytych słoikach w temperaturze pokojowej lub w temperaturze 2-8 C i uŝyć dla maksymalnie 200 szkiełek. Usunąć roztwory w przypadku zmętnienia. A.4 Stringency Buffer Rozcieńczyć odpowiednią ilość odczynnika z Fiolki nr 2 (Stringency Buffer x 20) rozcieńczając koncentrat w proporcji 1:20 w wodzie destylowanej lub dejonizowanej. Niewykorzystany rozcieńczony bufor moŝna przechowywać w temperaturze 2-8 C przez jeden miesiąc. Usunąć rozcieńczony bufor w przypadku zmętnienia.

7 B. Procedura barwienia B.1 Uwagi dotyczące postępowania Przed uŝyciem uŝytkownik powinien dokładnie przeczytać niniejsze instrukcje oraz zapoznać się ze wszystkimi komponentami (patrz Środki ostroŝności). Przed uŝyciem wszystkie odczynniki naleŝy doprowadzić do odpowiedniej temperatury. Fiolka nr 1: Rozcieńczony Wash Buffer naleŝy doprowadzić do temperatury pokojowej C. Fiolka nr 2: Rozcieńczony bufor Stringency Buffer; przed uŝyciem jeden słój doprowadzić do temperatury pokojowej, drugi do 65 (±2) C. Fiolka nr 3: Fluorescencyjny środek do mocowania moŝe być stosowany w temperaturze pokojowej od C. Pozycja nr 4: Roztwór Coverslip Sealant moŝna stosować w temperaturze pokojowej. Wszystkie etapy naleŝy wykonywać w podanej temperaturze. Procedura obejmuje odwodnienie, a następnie wysuszenie próbki. Przed przejściem do następnego etapu naleŝy się upewnić, czy próbki są całkowicie suche. Nie moŝna pozwolić na wysychanie próbki podczas dalszych etapów procedury. B.2 Procedura barwienia DZIEŃ 1 Etap 1: Przygotowanie szkiełek Doprowadzić szkiełko z próbką cytologiczną do temperatury pokojowej. Inkubować szkiełka w 3,7% formaldehydzie (patrz punkt A.2 w INSTRUKCJI UśYCIA) przez 2 minuty w temperaturze pokojowej. Wyjąć szkiełka z 3,7% formaldehydu i namaczać je w rozcieńczonym buforze Wash Buffer (patrz punkt A.1 w INSTRUKCJI UśYCIA) przez 5 minut w temperaturze pokojowej. Zmienić rozcieńczony Wash Buffer i namaczać szkiełka przez kolejne 5 minut. Odwodnić szkiełko z próbką cytologiczną w serii stopniowych stęŝeń alkoholi etylenowych: 2 min. w 70% alkoholu etylenowym, 2 min. w 85% alkoholu etylenowym i 2 min. w 96% alkoholu etylenowym (patrz punkt A.3 w INSTRUKCJI UśYCIA). Pozostawić szkiełka na powietrzu do całkowitego wyschnięcia. Etap 2: Sonda FISH (dostarczona przez uŝytkownika) Pod okapem z wyciągiem naleŝy wykonać następujące etapy. Na środek próbki nanieść odpowiednią ilość sondy znakowanej fluorochromem, np. 10 µl sondy Dako FISH. Natychmiast nałoŝyć szkiełko nakrywkowe 18 mm x 18 mm na sondę i pozostawić do równomiernego rozprowadzenia pod szkiełkiem. Unikać tworzenia pęcherzyków powietrza. W przypadku powstania pęcherzyków delikatnie postukać przy pomocy pęsety. Uszczelnić szkiełko nakrywkowe roztworem Coverslip Sealant nanosząc go wokół obwodu szkiełka. Pozwolić, aby roztwór Coverslip Sealant zachodził na szkiełko nakrywkowe i szkiełko, tworząc uszczelnienie wokół szkiełka nakrywkowego. Upewnić się, czy Coverslip Sealant zakrywa wszystkie krawędzie szkiełka nakrywkowego. Umieścić szkiełko na płaskiej powierzchni metalowej lub kamiennej (blok grzejny lub na bloku pieca hybrydyzacyjnego) podgrzanej uprzednio do 82 (±2) C. Denaturować przez 5 minut upewniając się, Ŝe przez cały czas temperatura bloku nie spada poniŝej 80 C. Umieścić szkiełka w podgrzanej wilgotnej komorze hybrydyzacyjnej. Zakryć komorę przykrywką i inkubować przez noc (14-20 godzin) w temp. 45 (±2) C stosując sondy Dako FISH. Do denaturyzacji i hybrydyzacji moŝna zastosować aparaturę pozwalającą na zapewnienie warunków podobnych do opisanych powyŝej np. Dako Hybridizer (nr kat. S 2450 i S 2451). DZIEŃ 2 Etap 3: Stringent Wash

8 Dwa słoje do barwienia, np. naczynia Couplina, napełnić rozcieńczonym buforem Stringency Buffer (patrz punkt A.4 w INSTRUKCJI UśYCIA). Wymagana minimalna objętość rozcieńczonego buforu Stringency Buffer dla 1-6 szkiełek w kaŝdym słoju wynosi 100 ml. W przypadku większej ilości szkiełek naleŝy uŝyć przynajmniej 15 ml buforu na jedno szkiełko. Umieścić jeden ze słojów do barwienia zawierający rozcieńczony Stringency Buffer o temp. pokojowej pod okapem z wyciągiem a drugi w łaźni wodnej. Podgrzać łaźnię wodną i rozcieńczony Stringency Buffer do 65 (±2) C. Zapewnić stabilną temperaturę. Zakryć słój przykrywką w celu stabilizacji temperatury i uniknięcia parowania. W celu zapewnienia prawidłowej temperatury skalibrowanym termometrem naleŝy zmierzyć temperaturę wewnątrz słoja w łaźni wodnej. Stosując kleszcze lub rękawice wyjąć szkiełka z komory hybrydyzacyjnej i delikatnie zdjąć Coverslip Sealant oraz szkiełko nakrywkowe i umieszczać szkiełka pojedynczo w słoju wstępnego płukania o temperaturze pokojowej. Z chwilą zdjęcia wszystkich szkiełek nakrywkowych przenieść szkiełka ze słoja wstępnego płukania o temp. pokojowej do słoja o temp. 65 (±2) C w łaźni wodnej. Wykonywać ostre przemycie przez dokładnie 10 minut w temp. 65 (±2) C. Wyjąć szkiełka z rozcieńczonego buforu Stringency Buffer i namaczać skrawki w rozcieńczonym buforze Wash Buffer przez 3 min. w temperaturze pokojowej (20-25 C). Zmienić rozcieńczony Wash Buffer i namaczać skrawki przez kolejne 3 minut. Odwodnić skrawki w serii stopniowych stęŝeń alkoholi etylowych: 2 min. w 70% alkoholu etylenowym, 2 min. w 85% alkoholu etylenowym i 2 min. w 96% alkoholu etylenowym (patrz punkt A.3 w INSTRUKCJI UśYCIA). Pozostawić szkiełka do całkowitego wyschnięcia na powietrzu. Etap 4: Mocowanie Nanieść 15 µl środka Fluorescence Mounting Medium zawierającego niebieski fluorescencyjny barwnik negatywny (Fiolka nr 3) na docelową powierzchnię szkiełka i nałoŝyć szkło nakrywkowe. UWAGA: Odczyt szkiełek moŝna wykonać po 15 min. lub w ciągu 7 dniu od zamocowania. Niemniej jednak w przypadku wystawienia szkiełek na światło lub wysoką temperaturę następuje utrata zabarwienia. Aby to zminimalizować, szkiełka naleŝy przechowywać w ciemnym pomieszczeniu w temp. 2-8 C. Kontrola jakości 1. Sygnał musi być jasny, wyraźny i łatwy do oceny. 2. Zastosowanie komórek tkanki zdrowej zapewnia wewnętrzną kontrolę badania. 3. Komórki zdrowe powinny mieć wyraźnie widoczny sygnał fluorescencyjny, wskazujący, Ŝe sondy FISH dokonały skutecznej hybrydyzacji do regionów docelowych. 4. Brak moŝliwości wykrycia sygnału w zdrowych komórkach wskazuje na błąd analizy, a wyniki naleŝy uwaŝać za niewaŝne. 5. Morfologia jądra musi pozostać nietknięta podczas oceny przy uŝyciu filtra DAPI. Liczne komórki o niewyraźnych konturach i słabo widoczna morfologia jąder wskazuje na nadmierną denaturację próbki powodującą utratę lub fragmentacje sygnału. Takie próbki naleŝy uwaŝać za niewaŝne. Interpretacja wyników Sprawdzić kilka obszarów komórek dla wytłumaczenia ewentualnej niejednorodności. Wybrać obszar posiadający dobry rozkład jąder. Analizę rozpocząć od górnej lewej ćwiartki wybranego obszaru, przeszukując od lewej do prawej, zliczyć liczbę sygnałów w granicach kaŝdego ocenianego jądra zgodnie z poniŝszymi wskazówkami. Nastawiać ostrość w górę i w dół w celu znalezienia wszystkich sygnałów w pojedynczym jądrze. Dwa sygnały tej samej wielkości oddalone od siebie na odległość równą lub mniejszą niŝ dwukrotna średnica sygnału naleŝy liczyć jako jeden sygnał. Pomijać jądra bez sygnałów. UŜytkownik musi określić liczbę jąder, którą naleŝy zliczyć dla kaŝdej sondy.

9 Piśmiennictwo 1. Clinical Laboratory Improvement Amendments of 1988: Final Rule, 57 FR 7163, February 28, Rozwiązywanie problemów Opis problemu Prawdopodobna przyczyna Sugerowane działanie 1. Brak sygnału lub słaby sygnał 1a. Nieprawidłowe działanie mikroskopu - Nieprawidłowo ustawiony filtr - Niewłaściwa lampa - Zbyt stara lampa rtęciowa - Brudne i(lub) popękane soczewki kolektora - Nieodpowiedni olejek imersyjny 1b. Odbarwione sygnały 1c. Odparowanie sondy podczas hybrydyzacji 1d. Nieprawidłowe warunki hybrydyzacji 1e. Nieprawidłowa ostrość warunków przemywania 1a. Sprawdzić mikroskop i upewnić się, Ŝe filtry są odpowiednie do stosowania z fluorochromem, a lampa rtęciowa działa prawidłowo i nie jest uŝywana ponad przewidziany czas stosowania. (patrz Załącznik nr 1). W przypadku wątpliwości naleŝy skontaktować się z lokalnym dostawcą mikroskopów. 1b. Unikać długiego badania mikroskopowego i wystawienia na działanie silnego światła. 1c. Zapewnić odpowiednią wilgotność w komorze hybrydyzacji 1d. Zapewnić temperaturę denaturacji wynoszącą 82 (±2) C 1e. Zapewnić zastosowanie zalecanej ostrości temperatury przemywania i zastosowanego czasu oraz zdjęcie szkiełek nakrywkowych przed ostrym przemywaniem 2. Obszary bez sygnału 2a. Zbyt mała objętość sondy 2b. Zatrzymane bąbelki powietrza podczas nanoszenia sondy lub mocowania 2a. Zapewnić odpowiednią objętość sondy dla zakrycia obszaru pod szkiełkiem nakrywkowym 2b. Unikać tworzenia pęcherzyków powietrza. W przypadku wystąpienia delikatnie postukać pęsetą

10 Opis problemu Prawdopodobna przyczyna Sugerowane działanie 3. Nadmierne barwienie tła 4. Złej jakości morfologia jąder lub słabe wybarwienie jąder 3a. Zbyt niska temperatura ostrości przemywania 3b. Zbyt długie wystawienie skrawków hybrydyzowanych na działanie silnego światła 4a. Zbyt wysoka temperatura denaturacji 3a. Zapewnić temperaturę ostrości przemywania wynoszącą 65 (±2) C 3b. Unikać długiego badania mikroskopowego i wystawienia na działanie silnego światła 4a. Zapewnić temperaturę denaturacji wynoszącą 82 (±2) C UWAGA: Jeśli problemu nie moŝna przypisać Ŝadnemu z powyŝszych powodów, lub gdy sugerowane działanie naprawcze nie rozwiązuje problemu, naleŝy skontaktować się z Serwisem Technicznym firmy Dako, w celu uzyskania dalszej pomocy.

11 Załącznik nr 1 Cytology FISH Accessory Kit, nr kat. K 5499 Specyfikacja mikroskopu fluoroskopowego Firma Dako zaleca stosowanie następującego wyposaŝenia wraz z zestawem Cytology FISH Accessory Kit podczas stosowania sond FISH firmy Dako: 1. Typ mikroskopu Mikroskop epifluorescencyjny. 2. Lampa Lampa rtęciowa 100 W (zapisywać czas pracy lampy). 3. Obiektywy Do przeszukiwania tkanki stosowane są obiektywy do suchej fluorescencji 10X lub fluorescencji w olejku imersyjnym 16X. Do duŝego powiększenia i liczenia sygnałów zaleca się jedynie obiektywy fluorescencyjne w olejku imersyjnym np. 100X. 4. Filtry Filtry są specjalnie projektowane dla określonych fluorochromów i naleŝy je odpowiednio dobierać. Podczas stosowania sond FISH DNA firmy Dako, firma zaleca stosowanie określonych połączeń filtra DAPI z wysokiej jakości podwójnym filtrem czerwieni teksańskiej (Texas Red)/fluoresceiny (FITC). Filtr DAPI np. filter Chroma nr Podwójny filtr Texas Red/FITC np. filtr Chroma nr Dla potwierdzenia moŝna stosować pojedyncze filtry Texas Red i FITC. Fluorochrom Długość fali wzbudzenia Długość fali emisji FITC 495 nm 520 nm Texas Red 596 nm 615 nm Filtry są specyficzne dla róŝnych typów mikroskopu i dlatego szczególnie waŝne dla interpretacji wyników jest zastosowanie odpowiednich filtrów. Szczegółowe informacje moŝna uzyskać od miejscowego dostawcy mikroskopów lub u przedstawiciela firmy Dako. 5. Olejek Olejek niefluorescencyjny. Środki ostroŝności Określone fluorochromy są przeznaczone dla określonego wyposaŝenia i naleŝy je odpowiednio dobierać. Dla sond FISH firmy Dako nie jest zalecana lampa rtęciowa 50 W, nie moŝna stosować filtrów Rhodamine i nie zaleca się potrójnych filtrów. Niezoptymalizowany mikroskop moŝe powodować problemy podczas odczytu sygnału fluorescencyjnego. WaŜne jest, aby źródła światła były aktualne, prawidłowo ustawione i zogniskowane. Klienci powinni monitorować i przestrzegać zalecenia producenta w zakresie lamp rtęciowych. Przed wykonaniem interpretacji wyników naleŝy wykonać konserwację mikroskopu i ustawić lampę rtęciową. NaleŜy dołoŝyć starań, aby zminimalizować wystawienie próbki na działanie światła wzbudzenia w celu minimalizacji odbarwiania fluorescencji. Przed rozpoczęciem fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ zalecamy omówienie ustawienia Państwa mikroskopu z producentem lub zapoznanie się z odpowiednią literaturą.

12 Wyprodukowano przez: Dako Denmark A/S Produktionsvej 42 DK-2600 Glostrup Denmark Tel Fax Objaśnienia symboli Numer katalogowy Temperatura przechowywania Numer serii Wyrób medyczny do diagnostyki in vitro Chronić przed światłem ZuŜyć przed Sprawdzić w instrukcji stosowania Zawiera ilość materiału wystarczającą do <n> badań. Producent Piktogram GHS (przestrzegać zaleceń zawartych w części dotyczącej środków ostroŝności) Piktogram GHS (przestrzegać zaleceń zawartych w części dotyczącej środków ostroŝności) Piktogram GHS (przestrzegać zaleceń zawartych w części dotyczącej środków ostroŝności) Piktogram GHS (przestrzegać zaleceń zawartych w części dotyczącej środków ostroŝności)