Hormonozależna lipaza/esteraza cholesterolowa z kory nadnerczy struktura, regulacja i rola w syntezie hormonów steroidowych

Transkrypt

1 Hormonozależna lipaza/esteraza cholesterolowa z kory nadnerczy struktura, regulacja i rola w syntezie hormonów steroidowych Marcin Hołysz Wiesław H. Trzeciak Katedra i Zakład Biochemii i Biologii Molekularnej Uniwersytet Medyczny im. K. Marcinkowskiego, Poznań Katedra i Zakład Biochemii i Biologii Molekularnej Uniwersytet Medyczny im. K. Marcinkowskiego, ul. Święcickiego 6, Poznań; tel.: (61) , trzeciak@ ump.edu.pl Artykuł otrzymano 8 grudnia 2014 r. Artykuł zaakceptowano 5 marca 2015 Słowa kluczowe: HSL, nadnercza, struktura, funkcja, gen, regulacja Wykaz skrótów: AAA (ang. ATPases associated with diverse cellular activities) ATPazy związane z różnymi aktywnościami komórkowymi; ALBP (ang. adipocyte lipid binding protein) adipocytowe białko wiążące lipidy; ANF (ang. atrionatiuretic factor) przedsionkowy czynnik natriuretyczny; ATGL (ang. adipose triglyceride lipase) lipaza triglicerydowa adipocytów; DUSP (ang. dual specificity phosphatase) fosfataza o podwójnej specyficzności; ERK1/2 (ang. extracellular signal-regulated kinase) kinaza regulowana przez sygnał zewnątrzkomórkowy; Inr (ang. initiator element) miejsce wyznaczające inicjację transkrypcji; MAP kinase (ang. mitogen activated kinase) kinaza aktywowana mitogenami; PPAR/RXR (ang. peroxisome proliferator-activated receptor/9-cis-retinoic acid receptor) receptor aktywowany przez proliferatory peroksysomów/9-cis-receptor kwas retinowy; StAR (ang. steroidogenic acute regulatory protein) białko transportujące cholesterol przez błonę mitochondrialną; StART (ang. StAR-related lipid transfer protein 3) StAR-pokrewne białko przenoszące lipidy 3 STRESZCZENIE Hormonozależna lipaza/esteraza cholesterolowa (HSL), kodowana przez gen LIPE, odgrywa ważną rolę w metabolizmie acylogliceroli w tkance tłuszczowej oraz estrów cholesterolu w korze nadnerczy, gonadach i łożysku. Izoformy tego enzymu dostarczają kwasów tłuszczowych, ważnych substratów energetycznych lub wolnego cholesterolu, substratu do syntezy hormonów steroidowych. Przedstawiono i przedyskutowano najnowsze odkrycia dotyczące regulacji hormonalnej syntezy HSL ze szczególnym uwzględnieniem regulacji ekspresji genu LIPE, jego tkankowo-specyficznych promotorów oraz aktywacji produktu białkowego genu, poprzez fosforylację, jak również roli jaką odgrywa HSL w metabolizmie estrów cholesterolu w korze nadnerczy. W uwagach końcowych wskazano na luki w naszej wiedzy o metabolizmie acylogliceroli i estrów cholesterolu jak również na możliwości wywierania przez inne enzymy efektów synergistycznych z HSL wpływających na metabolizm tych związków. WPROWADZENIE Reakcje hydrolizy estrów acylowych glicerolu i cholesterolu odgrywają bardzo ważną rolę w metabolizmie człowieka i zwierząt. Aktywność enzymatyczną odpowiedzialną za hydrolizę estrów glicerolu wykryto w tkance tłuszczowej, a główna rola enzymu polega na uwalnianiu kwasów tłuszczowych z acylogliceroli, które pełnią funkcję rezerwy energetycznej organizmu. W innych tkankach acyloglicerole odgrywają nie tylko rolę zapasowego materiału energetycznego, lecz także stanowią substrat dla syntezy lipidów złożonych, w tym fosfolipidów wbudowywanych do błon biologicznych. Aktywność enzymatyczną odpowiedzialną za hydrolizę estrów cholesterolu stwierdzono m.in. w korze nadnerczy w jajnikach, jądrach, łożysku i w tkance tłuszczowej [1]. Już od początku lat 60-tych ubiegłego stulecia przypuszczano, że aktywność ta ma ogromne znaczenie dla prawidłowego funkcjonowania szlaku biosyntezy hormonów steroidowych [2]. Katalizując reakcję hydrolizy wiązania estrowego pomiędzy grupą karboksylową kwasu tłuszczowego i grupą hydroksylową cholesterolu, HSL uwalnia cholesterol wykorzystywany jako substrat do syntezy hormonów steroidowych. Początkowo obie reakcje badano niezależnie i przypuszczano, że katalizują je różne enzymy: lipaza triacyloglicerolowa z tkanki tłuszczowej oraz esteraza cholesterolowa z tkanek steroidogennych. W latach 70-tych ubiegłego stulecia wykazano, że oba enzymy są aktywne w postaci ufosforylowanej i reakcja fosforylacji jest katalizowana przez zależną od cyklicznego adenozyno-3,5 -monofosforanu (camp) kinazę białkową A (PKA) [3]. Wzrost aktywności katalitycznej obu enzymów powodowały hormony podwyższające wewnątrzkomórkowe stężenie camp [2]. Dlatego do nazw obu enzymów dodawano zwykle przymiotnik hormonozależna. Na początku lat 70-tych zauważono, że oba enzymy mają podobne właściwości i ich aktywność jest regulowana w podobny sposób chociaż przez różne hormony [4-6]. Pojawiły się wtedy przypuszczenia, że badane do tej pory niezależnie lipaza triacyloglicerolowa z tkanki tłuszczowej (EC ) oraz esteraza cholesterolowa z kory nadnerczy (EC ) są izoformami tego samego enzymu. W 1981 roku hormonozależną lipazę (HSL) wyizolowano z adipocytów człowieka oraz udokumentowano, że enzym ten katalizuje reakcje hydrolizy nie tylko acylogliceroli, lecz także estrów cholesterolu [7]. Wkrótce wykazano, że HSL z tkanki tłuszczowej i niezależnie badana esteraza cholesterolowa z kory nadnerczy, chociaż różnią się masą cząsteczkową, mają tę samą budowę, właściwości fizykochemiczne oraz wrażliwość na te same inhibitory. W 2004 roku Międzynarodowa Unia Biochemii i Biologii Molekularnej (IUBMB) dokonała zmiany nazwy enzymu na hormonozależna lipaza/esteraza cholesterolowa (HSL) nadając jej numer klasyfikacyjny EC

2 Tabela 1. Funkcje HSL w różnych typach komórek. Tkanka Główny produkt Funkcja produktu Tkanka tłuszczowa kwasy tłuszczowe substrat dla β-oksydacji Mięśnie szkieletowe i sercowy kwasy tłuszczowe substrat dla β-oksydacji Komórki β wysp trzustki kwasy tłuszczowe sygnalizacja wewnątrzkomórkowa Nadnercza, jądra, jajniki, łożysko cholesterol substrat dla steroidogenezy Makrofagi cholesterol eksport (przez HDL) Gruczoł sutkowy cholesterol składnik mleka, synteza błon komórkowych Enzym ten znaleziono w wielu narządach i tkankach m.in. w tkance tłuszczowej oraz w korze nadnerczy, jądrach, jajnikach, łożysku, gruczole sutkowym [3,8,9], a także w komórkach α i β wysp Langerhansa trzustki [10], nabłonku jelitowym [11] mięśniu sercowym, mięśniach szkieletowych [12] i makrofagach [13]. Najwyższą aktywność HSL wykryto w tkance tłuszczowej. Jest ona około 3 razy wyższa niż w korze nadnerczy, 15 razy wyższa niż w mięśniu sercowym i 30 razy wyższa niż w makrofagach [13]. Hormonozależna lipaza/esteraza cholesterolowa jest enzymem o niskiej specyficzności substratowej. Katalizuje reakcje hydrolizy estrów nierozpuszczalnych w wodzie: acylogliceroli, estrów cholesterolu i innych steroidów, a także estrów retinolu oraz rozpuszczalnych w wodzie estrów p- -nitrofenyli. Enzym ten wykazuje najwyższe powinowactwo do diacylogliceroli (DAG),10-krotnie wyższe niż do triacylogliceroli (TAG) i 5-krotnie wyższe niż do monoacylogliceroli (MAG). Preferencyjnie hydrolizuje wiązania estrowe TAG w pozycjach 1 i 3. Natomiast nie działa na fosfolipidy [14]. Powinowactwo HSL do estrów cholesterolu jest 2-krotnie, zaś do substratów rozpuszczalnych w wodzie 20-krotnie wyższe niż do TAG [14]. Spośród enzymów lipolitycznych HSL wyróżnia się opornością na niskie temperatury, co jest szczególnie istotne u zwierząt ulegających okresowej hibernacji [15]. W temperaturze 10 C enzym ten zachowuje bowiem około 70 80% aktywności osiąganej w temperaturze 37 C, 5-krotnie więcej niż lipaza lipoproteinowa [15]. Występowanie HSL w wielu różnych tkankach, w połączeniu z niską specyficznością substratową [16], umożliwia jej pełnienie licznych funkcji (Tab. 1.). W obszernym piśmiennictwie dotyczącym steroidogenezy szczegółowo omówiono wewnątrzkomórkowy transport cholesterolu i jego regulację [17], jak również poszczególne etapy steroidogenezy [18]. Jednakże rola HSL w steroidogenezie, w szczególności regulacja ekspresji jej genu, nie została dotychczas dokładnie omówiona. Celem pracy jest przedstawienie wyników najnowszych badań hormonozależnej lipazy/esterazy cholesterolowej, ze szczególnym uwzględnieniem regulacji ekspresji jej genu oraz regulacji aktywności produktu białkowego. REGULACJA HORMONOZALEŻNEJ LIPAZY/ ESTERAZY CHOLESTEROLOWEJ HSL ulega regulacji długoterminowej, odbywającej się na poziomie ekspresji kodującego ją genu, natomiast regulacja krótkoterminowa polega na modyfikacji kowalencyjnej produktu białkowego genu i jest związana z jego fosforylacją lub defosforylacją katalizowaną odpowiednio przez kinazy lub fosfatazy. DŁUGOTERMINOWA REGULACJA HSL Długoterminowa regulacja dotyczy stężenia HSL i odbywa się na poziomie transkrypcji kodującego ją genu. Poziom transkryptów oraz białka HSL u różnych gatunków zwierząt i w różnych rodzajach tkanki tłuszczowej mogą się znacznie różnić. Niejednakowy poziom ekspresji LIPE może leżeć u podstaw różnic w intensywności lipolizy w poszczególnych rodzajach tkanki tłuszczowej [19]. W tkance tłuszczowej podskórnej szczura zawartość HSL jest niższa w porównaniu do tkanki tłuszczowej znajdującej się wewnątrz jamy brzusznej. Jednakże, u człowieka trzewna tkanka tłuszczowa (ang. omental adipose tissue), będąca ważnym źródłem wolnych kwasów tłuszczowych w krążeniu wrotnym, wykazuje niższy poziom ekspresji LIPE niż tkanka podskórna. Zaobserwowano pozytywną korelację pomiędzy rozmiarami komórek i zawartością HSL. Im komórki są większe (np. dzięki diecie bogato-tłuszczowej), tym wykazują one wyższą aktywność lipolityczną (zarówno podstawową jak i stymulowaną) [20]. Wzrost zawartości HSL obserwuje się także w wyniku kilkudniowego głodzenia oraz u zwierząt ulegających hibernacji. GEN LIPE Dotychczas zidentyfikowano prawie 100 genów kodujących różne enzymy lipolityczne, m.in. lipazy, niespecyficzne esterazy, fosfolipazy i lizofosfolipazy Geny te podzielono na kilkanaście rodzin (wg. HUGO Gene Nomenclature Committee). Gen LIPE, kodujący hormonozależną lipazę/esterazę cholesterolową, występujący w komórkach człowieka, zaliczono do rodziny 14. genów LIP (Tab. 2). Gen ten, zlokalizowany na chromosomie 19 w prążku q13.2 (Ryc. 1A) obejmuje obszar około 27 kpz i składa się z 9. eksonów głównych Postępy Biochemii 61 (2)

3 Tabela 2. Rodzina genów LIP. Lokalizacja genu Symbol genu Nazwa enzymu 10q23.2-q23.3 LIPA lipaza A, lizosomalna chr.16 LIPB lipaza B, lizosomalna 15q21-q23 LIPC lipaza wątrobowa 8p22 LIPD lipaza lipoproteinowa 19q13.2 LIPE lipaza hormonozależna 10q23.31 LIPF lipaza żołądkowa 18q21.1 LIPG lipaza śródbłonkowa 3q27-q28 LIPH lipaza H (fosfolipaza A1α) 21q11.2 LIPI lipaza I (fosfolipaza A1β) 10q23.31 LIPJ lipaza J 10q23.31 LIPK lipaza K 10q23.31 LIPM lipaza M 10q23.31 LIPN lipaza N oraz sześciu dodatkowych, które warunkują występowanie izoform HSL (Ryc. 1B) [15,21,22]. Sekwencja kodująca 5 UTR mrna, znajduje się w eksonie 1. i zawiera zaledwie 20 nukleotydów. Ekson 1. poprzedza sześć dodatkowych eksonów (T 1, A, T 2, B, C i D), kodujących bądź niekodujących (Ryc. 1B). Sekwencje eksonów kodujących są transkrybowane dzięki wykorzystywaniu kilku tkankowo-specyficznych promotorów. Poszczególne domeny, odpowiedzialne za funkcje białka są kodowane przez różne eksony. U szczura, reszta Ser 423 triady katalitycznej jest kodowana przez ekson 6., natomiast wszystkie poznane dotąd miejsca fosforylacji znajdują się w regionach kodowanych przez eksony 7 i 8. W eksonie 9. jest zakodowana domena odpowiedzialna za wiązanie substratu [23-25]. Ludzki gen LIPE, obok wydłużającego ramkę odczytu eksonu T 1, zawiera również ekson T 2 poprzedzający o 12 kpz ekson 1. Ekson T 2 znajduje się o 240 pz w kierunku 3 za eksonem A, i dlatego promotor kontrolujący ekspresję eksonu T 2 obejmuje również sekwencję eksonu A, w którym zlokalizowane są miejsca wiązania czynników transkrypcyjnych, m.in. heterodimeru PPAR/RXR (ang. peroxisome proliferator- -activated receptor/9-cis-retinoic acid receptor). Ekson T 2 nie zawiera sekwencji startu translacji, dlatego transkrypty LIPE zawierające ten ekson kodują białko o masie cząsteczkowej 84 kd występujące głównie w tkance tłuszczowej [25]. PROMOTORY LIPE Ekspresja LIPE jest kierowana przez różne tkankowo-specyficzne promotory. Promotor A, poprzedzający ekson A, do zainicjowania transkrypcji podstawowej wymaga fragmentu o długości 170 pz, w którym nie znaleziono kasety TATA, natomiast występują dwie kasety GC (miejsca wiązania czynnika Sp1) oraz trzy odwrócone sekwencje CCAAT (miejsca wiązania czynnika NF-Y) [10]. Nie stwierdzono natomiast sekwencji bogatych w pary A/T oraz sekwencji YYCA +1 NTYY wyznaczającej miejsce inicjacji transkrypcji [26]. Promotor B, poprzedzający ekson B, pomimo że nie zawiera kasety TATA i sekwencji CCAAT, dzięki obecności kasety GC, sekwencji bogatej w pary A/T oraz sekwencji INR, wykazuje silną aktywność transkrypcyjną, podobną co do wielkości do wirusowego promotora SV40 [24]. W tkance tłuszczowej działa głównie promotor B, podczas gdy w korze nadnerczy, jajnikach i komórkach β wysp Langerhansa trzustki, promotor A. Eksony T 1 i T 2 poprzedzają własne tkankowo-specyficzne promotory, wymagające czynników transkrypcyjnych specyficznych dla gonady męskiej [27,28]. PRODUKT BIAŁKOWY LIPE U człowieka produkt białkowy genu występuje w trzech izoformach: 84 kd (775 aa), 89 kd (818 aa) i 120 kd (1076 aa). Najwyższą zawartość produktu białkowego genu LIPE obserwuje się w tkance tłuszczowej. W korze nadnerczy jest ona dwukrotnie, w komórkach Leydiga czterokrotnie, a w mięśniu szkieletowym piętnastokrotnie niższa niż w tkance tłuszczowej [29]. W tkance tłuszczowej i mięśniach szkieletowych przeważa izoforma 84 kd, w korze nadnerczy i w jajnikach izoforma 89 kd, w komórkach β wysp Langerhansa trzustki występuje wyłącznie izoforma 89 kd, podczas gdy w gonadzie męskiej przeważa izoforma 120 kd [10]. W korze nadnerczy i gonadach stwierdza się także obecność izoformy 84 kd, charakterystycznej dla tkanki tłuszczowej. Różnica mas cząsteczkowych poszczególnych izoform wynika z użycia różnych promotorów. Transkrypt kodujący izoformę 84 kd zawiera na końcu 5 ekson B, który wydłuża sekwencję 5 UTR o 54 nt [24]. Izoforma 89 kd, na N-końcu zawiera dodatkowo 43 reszty aminokwasowe kodowane przez ekson A, a izoforma 120 kd na końcu aminowym dodatkowo 301 aminokwasów, kodowanych przez ekson T 1 zlokalizowany około 15 kpz w kierunku 5 przed eksonem 1 (Ryc. 1C). W tkance tłuszczowej osób otyłych zidentyfikowano izoformę 80 kd, która nie zawiera triady katalitycznej, w skład której wchodzi między innymi Ser 424, kodowana przez ekson 6, dlatego izoforma ta nie wykazuje aktywności enzymatycznej [30]. Zwiększeniu syntezy izoformy 80 kd towarzyszy więc zahamowanie lipolizy w odpowiedzi na stymulację hormonalną, co przypuszczalnie odpowiada za utrzymywanie się otyłości [31]. Przypuszcza się, że ta nieaktywna izoforma może konkurować z aktywnym enzymem o miejsce na powierzchni kropli lipidowych. W strukturze HSL wyróżnić można dwie główne domeny funkcjonalne N- końcową i C-końcową [32] (Ryc. 1C). W warunkach fizjologicznych HSL funkcjonuje w formie homodimeru, w układzie antyrównoległym. Monomery wykazują niższą aktywność enzymatyczną [33]. Za dimeryzację enzymu odpowiada domena N-końcowa. Domena ta odpowiada także za oddziaływanie z białkami: StAR (ang. steroidogenic acute regulator), ALBP (ang. adipocyte lipid binding protein) [34] i lipotransyną [35]. Przypuszcza się, że za 140

4 Rycina 1. (A) Lokalizacja genu LIPE oraz jego struktura, transkrypty i produkty białkowe. Schemat struktury chromosomu 19. Kolorem czerwonym i strzałką znaczono lokalizację genu LIPE. (B) Schemat struktury genu LIPE. Litery i cyfry oznaczają nazewnictwo eksonów, ATG sekwencja sygnalizująca start translacji (oznaczono strzałką). (C) Schemat struktury transkryptów i produktów białkowych genu LIPE. Wszystkie transkrypty zawierają eksony od 1. do 9. W nawiasach podano eksony, poprzedzające ekson 1. w poszczególnych wariantach transkryptów. Odstępy w schematach produktów białkowych wskazują granice domen funkcjonalnych. R region regulatorowy. oddziaływania z tymi białkami odpowiedzialny jest dodatnio naładowany, 5 kd fragment, znajdujący się w izoformie 89 kd. Domena C-końcowa zawiera triadę katalityczną: Ser 424, Asp 693 i His 723 (u człowieka) oraz Ser 423, Asp 703, His 733 (u szczura), miejsce wiązania substratu oraz region regulatorowy, który ma postać pętli zawierającej wszystkie miejsca fosforylacji [36,37]. Ser 424 triady katalitycznej znajduje się w charakterystycznym dla esteraz motywie Gly-X-Ser-X-Gly [38]. Wzajemne ułożenie przestrzenne łańcuchów bocznych aminokwasów triady katalitycznej umożliwia im tworzenie wiązań wodorowych, które nie tylko stabilizują strukturę triady, lecz także zwiększają nukleofilowe właściwości reszty Ser 424, niezbędnej do hydrolizy wiązania estrowego. Przy stężeniu substratu 45 μm (równym stałej Michaelisa, K m ) enzym osiąga szybkość reakcji (V) 1 nmol/mg min., równą połowie szybkości maksymalnej (V max ). HSL wykazuje niewielką homologię sekwencji aminokwasów z innymi enzymami lipolitycznymi ssaków. Wykazuje natomiast znaczną homologię z lipazami prokariotycznymi, w szczególności z lipazą występującą u antarktycznych bakterii z rodzaju Moraxella [15,39,40]. Homologia ta dotyczy regionów kodowanych przez eksony od 5 do 9, natomiast fragment kodowany przez pierwsze cztery eksony, nie wykazuje podobieństwa do żadnego innego białka. Lipaza Moraxella, zdolna do działania w temperaturze poniżej 4 C, ma bardzo podobną strukturę domeny katalitycznej, nie zawiera natomiast pętli regulatorowej, obecnej w HSL. Z tego podobieństwa może wynikać, niespotykana wśród enzymów lipolitycznych, tolerancja HSL na niskie temperatury [15]. Przypuszcza się, że w procesie ewolucji, w wyniku insercji sekwencji około 150 reszt aminokwasowych, w HSL pojawiła się struktura pętli regulatorowej, która umożliwia jej oddziaływanie z kroplami lipidowymi. W strukturze trzeciorzędowej HSL występują motywy α/β, w których centralna struktura β harmonijki jest otoczona przez dwie lub trzy helisy α. Podobną budowę wykazują m.in.: esteraza acetylocholiny (AChE, ang. acetylcholine esterase), lipaza trzustkowa oraz lipazy z grzybów Geotrichum candidum i Candida rugosa [39]. Struktura krystaliczna HSL nie została poznana. Przez analogię ze znanymi strukturami białek należących do tej samej nadrodziny przypuszczano, że domena katalityczna ma konfigurację fałdy α/β-hydrolazowej [39]. Poprawność tego modelu potwierdzono po rozwiązaniu struktury krystalicznej esterazy brefeldiny A (która jest homologiem strukturalnym ludzkiej HSL), posiada ona pokrywającą się topologię reszt triady katalitycznej i ma strukturę fałdy α/β-hydrolazowej, zawierającej dwie insercje tworzące miejsce wiązania substratu [37]. REGULACJA EKSPRESJI LIPE Poziom ekspresji LIPE zależy od rodzaju tkanki i zmienia się podczas wzrostu i rozwoju organizmu [29]. W komórkach tkanki tłuszczowej jak i w komórkach β wysp Langerhansa podwyższenie stężenia glukozy powoduje zwiększenie ekspresji LIPE, zarówno na poziomie mrna jak i produktu białkowego genu [10,41,42]. W warunkach niedoboru glukozy poziom transkryptów LIPE w tych komórkach obniża się dwukrotnie. Nie wpływa to jednak na stopień zróżnicowania komórek, gdyż poziom czynnika transkrypcyjnego C/EBPα, odpowiedzialnego za różnicowanie adipocytów, nie zmienia się [42]. Wynika to z faktu, że zarówno promotor A (aktywny głównie w tkankach steroidogennych), jak i promotor B Postępy Biochemii 61 (2)

5 (aktywny głównie w tkance tłuszczowej) zawierają podobne sekwencje odpowiedzi na podwyższony poziom glukozy (przypuszczalnie jest to motyw E-box). Spośród hormonów zwiększających aktywność enzymatyczną HSL w adipocytach, (m.in. adrenalina, glukagon i hormon wzrostu), jedynie dwa pierwsze pobudzają transkrypcję LIPE [43]. Ludzka gonadotropina kosmówkowa (hcg, ang. human chorionic gonadotropin), przypominająca swoim działaniem LH, pobudza gruczoł śródmiąższowy jąder do produkcji i uwalniania testosteronu. W komórkach Leydiga gonadotropina kosmówkowa i LH zwiększają aktywność transkrypcyjną LIPE i podwyższają zawartość HSL, w szczególności jego izoformy o masie cząsteczkowej 120 kd [44]. W warunkach in vitro, zarówno camp jaki i estry forbolu wywołują obniżenie ekspresji LIPE w adipocytach linii 3T3-F442A [45]. Podobnie, obniżenie poziomu transkryptu LIPE obserwuje się w efekcie inkubacji adipocytów 3T3-L1 z TNFα [46]. Badania własne [47] przeprowadzone na komórkach kory nadnerczy ludzkich linii ustalonych H295R dowiodły, że aktywacja ścieżki sygnałowej PKA prowadzi do pobudzenia ekspresji LIPE poprzez wzrost aktywności transkrypcyjnej promotora A. Towarzyszy temu zwiększenie transkrypcji SF-1, którego produkt białkowy, czynnik transkrypcji SF-1, w formie defosforylowanej, wiąże się z sekwencją do pz tego promotora. Równocześnie wzrasta ekspresja DUSP, kodującego fosfatazę odpowiedzialną za utrzymywanie SF-1 w formie defosforylowanej. Natomiast fosforylacja SF-1 przez kinazę MAP hamuje ekspresję LIPE (Ryc. 2). ODDZIAŁYWANIA HSL Z INNYMI BIAŁKAMI Fosforylacja reszt serynowych domeny regulatorowej HSL jest sygnałem do jej oddziaływania z innymi białkami oraz migracji enzymu do kropli lipidowych, gdzie zgromadzone są substraty w postaci triacylogliceroli lub estrów cholesterolu. Dopiero wtedy HSL może wykazać w pełni swoją aktywnością katalityczną. W tkankach steroidogennych, HSL łączy się z białkiem StAR, ograniczającym wydajność syntezy hormonów steroidowych [48]. Białko StAR, syntetyzowane jako cząsteczka o masie 37 kd, w mitochondriach jest przekształcane w formę 30 kd, w wyniku usunięcia peptydu sygnalnego. W doświadczeniach in vitro HSL może tworzyć kompleksy zarówno z białkiem 37 kd jak i 30 kd [49], jednakże w warunkach fizjologicznych, najbardziej prawdopodobna jest interakcja z białkiem 37 kd. Oddziaływanie to, nie tylko podwyższa aktywność enzymatyczną HSL, lecz także zwiększa napływ cholesterolu do mitochondrium wraz z nowo zsyntetyzowanymi cząsteczkami białka StAR. Przypuszcza się, że StAR może wywoływać zmiany konformacyjne HSL, które mogą ułatwiać wiązanie substratu w miejscu katalitycznym lub uniemożliwiać hamowanie tego enzymu przez kwasy tłuszczowe [49]. W transporcie cholesterolu do mitochondriów zaangażowane jest także białko (StARD3), należące do rodziny białek Rycina. 2. Hipotetyczny mechanizm regulacji ekspresji LIPE in vitro za pośrednictwem ścieżek sygnałowych kinaz białkowych A i MAP. CA cyklaza adenylanowa; DUSP fosfataza o podwójnej specyficzności substratowej; HSL hormonozależna lipaza/esteraza cholesterolowa; LIPE gen kodujący HSL; MAPK kinaza aktywowana mitogenem; PKA kinaza białkowa A; SF-1 steroidogenny czynnik 1. StART (ang. StAR-related lipid transfer protein3) zawierających domenę przenoszącą lipidy, homologiczną z białkiem StAR [18]. Białko StARD3 umożliwia przeprowadzanie wydajnej steroidogenezy w tkankach, w których nie zachodzi synteza białka StAR (np. w łożysku) [50]. Oddziaływanie z ALBP (FABP4, ang. fatty acid-binding protein 4), białkiem należącym do rodziny wewnątrzkomórkowych czynników wiążących lipidy i inne ligandy hydrofobowe, zwiększa aktywność HSL przez indukcję zmian konformacyjnych cząsteczki enzymu. Wiążąc kwasy tłuszczowe uwalniane w wyniku reakcji katalizowanej przez HSL, ALBP zabezpiecza enzym przed jego zahamowaniem przez produkty reakcji [51]. U myszy pozbawionych ALBP, wzrost aktywności lipolitycznej HSL pod wpływem stymulacji agonistą β-receptorów (izoproterenolem) jest o około 40% mniejszy niż u myszy posiadających funkcjonalne białko ALBP [52]. Zaobserwowano, że w trakcie pobudzania procesów lipolitycznych, HSL migruje z cytosolu w kierunku kropli lipidowych [53]. Po dotarciu enzymu do ich powierzchni, silnie wiąże się z białkami opłaszczającymi krople lipidowe. W translokacji HSL w kierunku kropli lipidowych może także uczestniczyć lipotransyna (ang. lipase translocating protein) [35]. Lipotransyna, nazywana też p60 kataniną, jest białkiem o masie cząsteczkowej około 60 kd, należącym do rodziny ATPaz związanych z różnorodnymi aktywnościami komórkowymi (AAA, ang. ATPases associated with diverse cellular activities). Fosforylacja HSL zwiększa jej powinowactwo do lipotransyny, stąd po zadziałaniu czynników aktywujących jedną z kinaz biorących udział w regulacji aktywności lipazy, oba białka tworzą kompleks. Po dotarciu tego kompleksu do powierzchni kropli lipidowych lipotransyna uaktywnia swoją domenę ATP-azową. W wyniku hydrolizy ATP następuje uwolnienie HSL z kompleksu, lipaza/esteraza może wtedy przeprowadzać hydrolizę lipidów. Przypuszcza się, że antylipolityczny efekt insuliny polega na zahamowaniu aktywności ATP-azowej lipotransyny, wskutek 142

6 czego lipaza zostaje zamrożona w kompleksie z lipotransyną i nie może uczestniczyć w lipolizie. W komórkach tkanki tłuszczowej, kory nadnerczy i w komórkach Leydiga, krople lipidowe są otoczone warstwą perylipin, które, podobnie jak HSL, ulegają fosforylacji pod wpływem stymulacji ścieżki sygnałowej zależnej od camp [54,55]. Perylipiny tworzą barierę uniemożliwiającą dostęp HSL do substratów zgromadzonych w kroplach lipidowych. Nadekspresja genów kodujących perylipiny wywołuje około 30-krotne zwiększenie ilości lipidów w komórkach tkanki tłuszczowej [56]. W odpowiedzi na hormony lipolityczne lub ACTH perylipiny ulegają fosforylacji, oddzielają się od powierzchni kropli lipidowych i umożliwiają innym białkom dostęp do ich zawartości. KRÓTKOTERMINOWA REGULACJA HSL Krótkoterminowa regulacja dotyczy aktywności HSL i wymaga udziału hormonów. W tkance tłuszczowej aktywność enzymu zwiększają aminy katecholowe i glukagon, podczas gdy insulina obniża aktywność enzymu. W tkankach steroidogennych aktywność enzymu zwiększają hormony tropowe przedniego płata przysadki, ACTH (w korze nadnerczy) oraz FSH, LH i HCG (odpowiednio w gonadach i łożysku) Hormony te wiążą się ze specyficznymi receptorami na powierzchni komórek docelowych i za pośrednictwem jednego z białek G s aktywują cyklazę adenylanową, katalizującą reakcję syntezy cyklicznego AMP z ATP. Głównym czynnikiem regulującym aktywność HSL jest poziom camp, aktywatora kinazy białkowej A (PKA) [57]. Kinaza białkowa A, poprzez fosforylację reszt seryny w domenie regulatorowej HSL, wywołuje zmiany konformacji enzymu prowadzące do wzrostu jego aktywności. Techniką ukierunkowanej mutagenezy wykazano udział reszt Ser 563, Ser 569 i Ser 660 w regulacji aktywności enzymu [58]. Fosforylacja tych reszt ułatwia też przemieszczenie się HSL z cytosolu na powierzchnię kropli lipidowych. REGULACJA AKTYWNOŚCI HSL POPRZEZ FOSFORYLACJĘ/DEFOSFORYLACJĘ Aktywność HSL wzrasta w wyniku aktywacji ścieżki sygnałowej PKA (fosforylacji ulega reszta Ser 563 ) [59] przez aminy katecholowe (w tkance tłuszczowej) lub ACTH (w strefie pasmowatej/siatkowatej) kory nadnerczy. Aktywacja ścieżki sygnałowej kinaz MAP (MAPK, ang. mitogen- -activated protein kinase), zwłaszcza ERK1/2 (ang. extracellular signal-regulated kinase) (fosforylacji ulega reszta Ser 600 ) przez aminy katecholowe, powoduje około dwukrotne zwiększenie aktywności HSL w tkance tłuszczowej [60]. W komórkach strefy kłębkowatej kory nadnerczy, angiotensyna II (A-II) oraz jony K +, w wyniku pobudzenia ścieżki sygnałowej kinaz MAP, zwiększają aktywność HSL przez pobudzanie fosforylacji resztę Ser 600 HSL [61]. Ustalono, że efekty wywoływane przez A-II zależą od aktywacji kinaz MAP, podczas gdy fosforylację HSL pod wpływem jonów K + katalizuje kinaza zależna od Ca 2+ i kalmoduliny (ang. Ca 2+ /calmodulin-dependent protein kinase) CaMK. Szczególne znaczenie w regulacji syntezy aldosteronu przez angiotensynę II i jony K + odgrywa ścieżka sygnałowa zależna od jonów Ca 2+. Angiotensyna II pobudza aktywność kinazy C oraz, podobnie jak jony K +, powoduje zwiększenie stężenia Ca 2+ w cytosolu. Wiadomo, że angiotensyna II pobudza również produkcję StAR i tym samym przyczynia się do zwiększenia przepływu cholesterolu z zewnętrznej błony mitochondrialnej do błony wewnętrznej. Co ciekawe, nie powoduje to znacznego ograniczenia stężenia cholesterolu w błonie zewnętrznej mitochondrium, co sugeruje, że A-II pobudza także uruchomienie rezerw cholesterolu zgromadzonego w kroplach lipidowych. HSL ulega także aktywacji przez przedsionkowy peptyd natriuretyczny (ANP, ang. atrial natriuretic peptide). ANP zwiększa stężenie cgmp w komórkach w wyniku pobudzania aktywności cyklazy guanylanowej. Podwyższenie stężenia cgmp prowadzi do uaktywnienia kinazy pierwszej, zależnej od cgmp (cgk1, ang. cgmp-dependent protein kinase 1), która fosforyluje HSL, a także perylipiny [62]. Warto podkreślić, że efekty wywoływane przez pobudzenie ścieżki sygnałowej cgk1 są niezależne od stymulacji ścieżki sygnałowej kinazy zależnej od camp. W wyniku działania kinazy zależnej od 5 AMP (AMPK) fosforylacji ulega reszta Ser 565. Modyfikacja ta obniża aktywność enzymu, gdyż uniemożliwia fosforylację reszty Ser 563 przez kinazę A. Podobny efekt wywołują także: kinaza syntazy glikogenowej (GSK4, ang. glycogen synthase kinase-4) i Ca 2+ / kalmodulino-zależna kinaza białkowa II (CaMKII, ang. Ca 2+ / calmodulin-dependent protein kinase II) [14,59]. W warunkach in vitro fosforylacja umiarkowanie zwiększa aktywność enzymu wobec estrów cholesterolu i triacylogliceroli. Nie wpływa jednak na aktywność wobec di- i mono-acylogliceroli [3]. Aktywność HSL obniża się po defosforylacji enzymu. Defosforylację HSL katalizują cytozolowe fosfatazy serynowo-treoninowe PP1, PP2A i PP2C (PP, ang. protein phosphatase), wykazujące specyficzność w stosunku do poszczególnych pozycji reszt serynowych [63]. Fosfatazy PP2A i PP2C wykazują rozpoznają ufosforylowaną resztę Ser 563, zaś fosfataza PP2A usuwa resztę fosforanową przyłączoną do Ser 565 [63]. Aktywność fosfataz zwiększa insulina, która w ten sposób obniża aktywność HSL [3]. UWAGI KOŃCOWE Wprawdzie struktura i funkcja HSL oraz regulacja ekspresji kodującego ją genu zostały dość dokładnie poznane, podobnie jak aktywacja enzymu przez fosforylację. Jednak powstaje do rozstrzygnięcia kwestia czy enzym ten jest niezbędny do prawidłowego metabolizmu triacylogliceroli i estrów cholesterolu i czy inne enzymy mogą go zastąpić? Dotychczas nie uzyskano zadowalającej odpowiedzi na to pytanie. Chociaż nie ma dowodów na istnienie chorób dziedzicznych bezpośrednio związanych z niedoborem HSL, dowiedziono, że myszy transgeniczne HSL -/- są fenotypowo normalne, ale osobniki męskie są niepłodne i wykazują oligospermię, a stężenie estrów cholesterolu w gonadzie męskiej i triacylogliceroli w tkance tłuszczowej jest kilkakrotnie wyższe. Pomimo braku aktywności HSL zwierzęta nie wykazują jednak objawów hipogonadyzmu i niewydolności kory nadnerczy oraz otyłości spowodowanej nagromadzeniem substratów HSL [64]. Chociaż poziom glukokortykoidów w Postępy Biochemii 61 (2)

7 surowicy krwi tych zwierząt jest prawidłowy, komórki kory nadnerczy hodowane in vitro produkują o połowę mniej kortykosteronu niż komórki prawidłowe, co mogłoby wskazywać na niedobór substratu-cholesterolu [65]. Sugeruje to istnienie w korze nadnerczy i tkance tłuszczowej innych lipaz, które mogłyby częściowo zastępować HSL. Spośród enzymów hydrolizujących estry cholesterolu, w lizosomach kory nadnerczy wykryto lipazę/esterazę cholesterolową działającą optymalnie w środowisku kwaśnym. Gen LIPA kodujący tę lipazę znajduje się na chromosomie 10q [66], a genetycznie uwarunkowany niedobór tego enzymu wywołuje, występującą u dzieci, chorobę Wolmana charakteryzującą się pierwotną niewydolnością nadnerczy i gromadzeniem triacylogliceroli i estrów cholesterolu w tkankach. Występujący u dorosłych jej łagodniejszy wariant, spowodowany również mutacją LIPA, określa się jako chorobę spichrzania estrów cholesterolu [67]. W siateczce śródplazmatycznej makrofagów myszy wykryto esterazę cholesterolowa działającą optymalnie w środowisku obojętnym [68]. Enzym ten występuje także w korze nadnerczy [69] i może on odgrywać fizjologiczną rolę u myszy, jednak u człowieka dotychczas go nie znaleziono. Doświadczenia na myszach transgenicznych HSL -/- dowiodły istnienia w tkance tłuszczowej enzymu hydrolizującego preferencyjnie TAG (1), zwanego lipazą triglicerydową adipocytów (ATGL). Enzym ten, w przeciwieństwie do HSL, nie hydrolizuje estrów cholesterolu i retinolu [70]. Hydrolizę TAG zapoczątkowuje ATGL, odpowiadający za uwalnianie około 90% kwasów tłuszczowych zestryfikowanych w pozycji 1. Diacyloglicerole są hydrolizowane przez HSL do monoacylogliceroli, hydrolizowanych następnie przez lipazę monoacyloglicerolową do glicerolu i kwasów tłuszczowych [70,71]. ATGL występuje zarówno w cytosolu jak i na powierzchni dużych kropli lipidowych. Pod wpływem pobudzenia ścieżki sygnałowej kinazy A za pośrednictwem receptorów β-adrenergicznych, ATGL przemieszcza się na powierzchnie małych kropli lipidowych [72,73]. W wyniku fosforylacji przez kinazę A, perylipiny, które opłaszczają krople lipidowe, uwalniają białko CGI-58 (ang. comparative gene identification-58), które przyłącza się do ATGL i pobudza jej aktywność [74]. ATGL podobnie jak HSL jest też pośrednio związana z pobudzaniem lipolizy przez TNFα. Jakkolwiek TNFα nie wpływa bezpośrednio na poziom syntezy obu lipaz, jak również CGI-58, to pobudza on lipolizę poprzez hamowanie produkcji selektywnego inhibitora ATGL, G0S2 (ang. G0/G1 switch gene 2) oraz perylipin, blokujących dostęp enzymu do kropli lipidowych.[75]. W białej tkance tłuszczowej lipoliza może być także pobudzana przez dehydroepiandrosteron (DHEA). Efekt ten jest przypuszczalnie związany z pobudzaniem syntezy PPARγ2 (ang. peroxisome proliferator-activated receptor γ 2), który aktywuje transkrypcję genów kodujących HSL i ATGL [76]. Spośród czynników hamujących lipolizę należy wymienić progesteron i insulinę [77,78]. Oba hormony obniżają syntezę HSL. Insulina redukuje także syntezę ATGL [77], a progesteron pomimo, iż nie wpływa bezpośrednio na produkcję ATGL, pobudza syntezę jej inhibitora, G0S2 [78]. Niewielka ilość ATGL w korze nadnerczy (około ¼ zawartości w brunatnej tkance tłuszczowej) jest przypuszczalnie wykorzystywana do hydrolizy TAG, gdyż enzym nie działa na estry cholesterolu i dlatego nie odgrywa roli w steroidogenezie. Jednoznaczna odpowiedź na postawione pytanie jest przy obecnym stanie wiedzy niemożliwa. Ostatecznie powinna być twierdząca, jednak z pewnym zastrzeżeniem. Wprawdzie HSL jest najważniejszym enzymem w metabolizmie triacylogliceroli i estrów cholesterolu sama aktywność tego enzymu nie wystarcza aby zapewnić odpowiednią ilość substratu potrzebnego do syntezy hormonów steroidowych i zapobiec gromadzeniu się triacylogliceroli i estrów cholesterolu w tkankach. Do prawidłowego metabolizmu tych związków potrzebne jest także współdziałanie lizosomalnej hydrolazy, a być może także innych dotąd nieodkrytych enzymów. PIŚMIENNICTWO 1. Kraemer FB, Shen WJ, Natu V, Patel S, Osuga J, Ishibashi S, Azhar S (2002) Adrenal neutral cholesteryl ester hydrolase: identification, subcellular distribution, and sex differences. Endocrinology 143: Boyd GS, McNamara B, Suckling KE, Tocher DR (1983) Cholesterol metabolism in the adrenal cortex. J Steroid Biochem 19: Holm C (2003) Molecular mechanisms regulating hormone-sensitive lipase and lipolysis. Biochem Soc Trans 31: Yeaman SJ, Smith GM, Jepson CA, Wood SL, Emmison N (1994) The multifunctional role of hormone-sensitive lipase in lipid metabolism. Adv Enzyme Regul 34: Cook KG, Yeaman SJ, Stralfors P, Fredrikson G, Belfrage P (1982) Direct evidence that cholesterol ester hydrolase from adrenal cortex is the same enzyme as hormone-sensitive lipase from adipose tissue. Eur J Biochem 125: Sonnenborn U, Eiteljorge G, Trzeciak WH, Kunau WH (1982) Identical catalytic subunit in both molecular forms of hormone-sensitive cholesterol esterase from bovine adrenal cortex. FEBS Lett 145: Fredrikson G, Stralfors P, Nilsson NO, Belfrage P (1981) Hormone-sensitive lipase of rat adipose tissue. Purification and some properties. J Biol Chem 256: Holm C, Osterlund T, Laurell H, Contreras JA (2000) Molecular mechanisms regulating hormone-sensitive lipase and lipolysis. Annu Rev Nutr 20: Kraemer FB, Patel S, Saedi MS, Sztalryd C (1993) Detection of hormone-sensitive lipase in various tissues. I. Expression of an HSL/bacterial fusion protein and generation of anti-hsl antibodies. J Lipid Res 34: Lindvall H, Nevsten P, Strom K, Wallenberg R, Sundler F, Langin D, Winzell MS, Holm C (2004) A novel hormone-sensitive lipase isoform expressed in pancreatic beta-cells. J Biol Chem 279: Grober J, Lucas S, Sorhede-Winzell M, Zaghini I, Mairal A, Contreras JA, Besnard P, Holm C, Langin D (2003) Hormone-sensitive lipase is a cholesterol esterase of the intestinal mucosa. J Biol Chem 278: Langfort J, Ploug T, Ihlemann J, Saldo M, Holm C, Galbo H (1999) Expression of hormone-sensitive lipase and its regulation by adrenaline in skeletal muscle. Biochem J 340: Khoo JC, Reue K, Steinberg D, Schotz MC (1993) Expression of hormone-sensitive lipase mrna in macrophages. J Lipid Res 34: Kraemer FB, Shen WJ (2002) Hormone-sensitive lipase: control of intracellular tri-(di-) acylglycerol and cholesteryl ester hydrolysis. J Lipid Res 43:

8 15. Langin D, Laurell H, Holst LS, Belfrage P, Holm C (1993) Gene organization and primary structure of human hormone-sensitive lipase: possible significance of a sequence homology with a lipase of Moraxella TA144, an antarctic bacterium. Proc Natl Acad Sci USA 90: Yeaman SJ (2004) Hormone-sensitive lipase--new roles for an old enzyme. Biochem J 379: Miller WL, Bose HS (2011) Early steps in steroidogenesis: intracellular cholesterol trafficking. J Lipid Res 52: Miller WL (2013) Steroid hormone synthesis in mitochondria. Mol Cell Endocrinol 379: Sztalryd C, Kraemer FB (1994) Differences in hormone-sensitive lipase expression in white adipose tissue from various anatomic locations of the rat. Metabolism 43: Reynisdottir S, Dauzats M, Thorne A, Langin D (1997) Comparison of hormone-sensitive lipase activity in visceral and subcutaneous human adipose tissue. J Clin Endocrinol Metab 82: Holm C, Kirchgessner TG, Svenson KL, Fredrikson G, Nilsson S, Miller CG, Shively JE, Heinzmann C, Sparkes RS, Mohandas T et al. (1988) Hormone-sensitive lipase: sequence, expression, and chromosomal localization to 19 cent-q13.3. Science 241: Levitt RC, Liu Z, Nouri N, Meyers DA, Brandriff B, Mohrenweiser HM (1995) Mapping of the gene for hormone sensitive lipase (LIPE) to chromosome 19q13.1-->q13.2. Cytogenet Cell Genet 69: Laurin NN, Wang SP, Mitchell GA (2000) The hormone-sensitive lipase gene is transcribed from at least five alternative first exons in mouse adipose tissue. Mamm Genome 11: Grober J, Laurell H, Blaise R, Fabry B, Schaak S, Holm C, Langin D (1997) Characterization of the promoter of human adipocyte hormone- -sensitive lipase. Biochem J 328: Mairal A, Melaine N, Laurell H, Grober J, Holst LS, Guillaudeux T, Holm C, Jegou B, Langin D (2002) Characterization of a novel testicular form of human hormone-sensitive lipase. Biochem Biophys Res Commun 291: Smale ST (1997) Transcription initiation from TATA-less promoters within eukaryotic protein-coding genes. Biochim Biophys Acta 1351: Blaise R, Grober J, Rouet P, Tavernier G, Daegelen D, Langin D (1999) Testis expression of hormone-sensitive lipase is conferred by a specific promoter that contains four regions binding testicular nuclear proteins. J Biol Chem 274: Holst LS, Langin D, Mulder H, Laurell H, Grober J, Bergh A, Mohrenweiser HW, Edgren G, Holm C (1996) Molecular cloning, genomic organization, and expression of a testicular isoform of hormone-sensitive lipase. Genomics 35: Kraemer FB, Tavangar K, Hoffman AR (1991) Developmental regulation of hormone-sensitive lipase mrna in the rat: changes in steroidogenic tissues. J Lipid Res 32: Laurell H, Grober J, Vindis C, Lacombe T, Dauzats M, Holm C, Langin D (1997) Species-specific alternative splicing generates a catalytically inactive form of human hormone-sensitive lipase. Biochem J 328: Ray H, Beylot M, Arner P, Larrouy D, Langin D, Holm C, Large V (2003) The presence of a catalytically inactive form of hormone-sensitive lipase is associated with decreased lipolysis in abdominal subcutaneous adipose tissue of obese subjects. Diabetes 52: Osterlund T, Beussman DJ, Julenius K, Poon PH, Linse S, Shabanowitz J, Hunt DF, Schotz MC, Derewenda ZS, Holm C (1999) Domain identification of hormone-sensitive lipase by circular dichroism and fluorescence spectroscopy, limited proteolysis, and mass spectrometry. J Biol Chem 274: Shen WJ, Patel S, Hong R, Kraemer FB (2000) Hormone-sensitive lipase functions as an oligomer. Biochemistry 39: Shen WJ, Sridhar K, Bernlohr DA, Kraemer FB (1999) Interaction of rat hormone-sensitive lipase with adipocyte lipid-binding protein. Proc Natl Acad Sci USA 96: Syu LJ, Saltiel AR (1999) Lipotransin: a novel docking protein for hormone-sensitive lipase. Mol Cell 4: Osterlund T, Contreras JA, Holm C (1997) Identification of essential aspartic acid and histidine residues of hormone-sensitive lipase: apparent residues of the catalytic triad. FEBS Lett 403: Wei Y, Contreras JA, Sheffield P, Osterlund T, Derewenda U, Kneusel RE, Matern U, Holm C, Derewenda ZS (1999) Crystal structure of brefeldin A esterase, a bacterial homolog of the mammalian hormone- -sensitive lipase. Nat Struct Biol 6: Holm C, Davis RC, Osterlund T, Schotz MC, Fredrikson G (1994) Identification of the active site serine of hormone-sensitive lipase by site- -directed mutagenesis. FEBS Lett 344: Contreras JA, Karlsson M, Osterlund T, Laurell H, Svensson A, Holm C (1996) Hormone-sensitive lipase is structurally related to acetylcholinesterase, bile salt-stimulated lipase, and several fungal lipases. Building of a three-dimensional model for the catalytic domain of hormone-sensitive lipase. J Biol Chem 271: Langin D, Holm C (1993) Sequence similarities between hormone- -sensitive lipase and five prokaryotic enzymes. Trends Biochem Sci 18: Botion LM, Green A (1999) Long-term regulation of lipolysis and hormone-sensitive lipase by insulin and glucose. Diabetes 48: Smih F, Rouet P, Lucas S, Mairal A, Sengenes C, Lafontan M, Vaulont S, Casado M, Langin D (2002) Transcriptional regulation of adipocyte hormone-sensitive lipase by glucose. Diabetes 51: Slavin BG, Ong JM, Kern PA (1994) Hormonal regulation of hormone- -sensitive lipase activity and mrna levels in isolated rat adipocytes. J Lipid Res 35: Kraemer FB, Patel S, Singh-Bist A, Gholami SS, Saedi MS, Sztalryd C (1993) Detection of hormone-sensitive lipase in various tissues. II. Regulation in the rat testis by human chorionic gonadotropin. J Lipid Res 34: Plee-Gautier E, Grober J, Duplus E, Langin D, Forest C (1996) Inhibition of hormone-sensitive lipase gene expression by camp and phorbol esters in 3T3-F442A and BFC-1 adipocytes. Biochem J 318: Sumida M, Sekiya K, Okuda H, Tanaka Y, Shiosaka T (1990) Inhibitory effect of tumor necrosis factor on gene expression of hormone sensitive lipase in 3T3-L1 adipocytes. J Biochem 107: Holysz M, Derebecka-Holysz N, Trzeciak WH (2011) Transcription of LIPE gene encoding hormone-sensitive lipase/cholesteryl esterase is regulated by SF-1 in human adrenocortical cells: involvement of protein kinase A signal transduction pathway. J Mol Endocrinol 46: Stocco DM (2001) StAR protein and the regulation of steroid hormone biosynthesis. Annu Rev Physiol 63: Shen WJ, Patel S, Natu V, Hong R, Wang J, Azhar S, Kraemer FB (2003) Interaction of hormone-sensitive lipase with steroidogenic acute regulatory protein: facilitation of cholesterol transfer in adrenal. J Biol Chem 278: Watari H, Arakane F, Moog-Lutz C, Kallen CB, Tomasetto C, Gerton GL, Rio MC, Baker ME, Strauss JF, 3rd (1997) MLN64 contains a domain with homology to the steroidogenic acute regulatory protein (StAR) that stimulates steroidogenesis. Proc Natl Acad Sci USA 94: Shen WJ, Liang Y, Hong R, Patel S, Natu V, Sridhar K, Jenkins A, Bernlohr DA, Kraemer FB (2001) Characterization of the functional interaction of adipocyte lipid-binding protein with hormone-sensitive lipase. J Biol Chem 276: Coe NR, Simpson MA, Bernlohr DA (1999) Targeted disruption of the adipocyte lipid-binding protein (ap2 protein) gene impairs fat cell lipolysis and increases cellular fatty acid levels. J Lipid Res 40: Egan JJ, Greenberg AS, Chang MK, Wek SA, Moos MC, Jr., Londos C (1992) Mechanism of hormone-stimulated lipolysis in adipocytes: translocation of hormone-sensitive lipase to the lipid storage droplet. Proc Natl Acad Sci USA 89: Greenberg AS, Egan JJ, Wek SA, Garty NB, Blanchette-Mackie EJ, Londos C (1991) Perilipin, a major hormonally regulated adipocyte- -specific phosphoprotein associated with the periphery of lipid storage droplets. J Biol Chem 266: Postępy Biochemii 61 (2)

9 55. Servetnick DA, Brasaemle DL, Gruia-Gray J, Kimmel AR, Wolff J, Londos C (1995) Perilipins are associated with cholesteryl ester droplets in steroidogenic adrenal cortical and Leydig cells. J Biol Chem 270: Brasaemle DL, Rubin B, Harten IA, Gruia-Gray J, Kimmel AR, Londos C (2000) Perilipin A increases triacylglycerol storage by decreasing the rate of triacylglycerol hydrolysis. J Biol Chem 275: Trzeciak WH, Boyd GS (1974) Activation of cholesteryl esterase in bovine adrenal cortex. Eur J Biochem 46: Anthonsen MW, Ronnstrand L, Wernstedt C, Degerman E, Holm C (1998) Identification of novel phosphorylation sites in hormone-sensitive lipase that are phosphorylated in response to isoproterenol and govern activation properties in vitro. J Biol Chem 273: Yeaman SJ (1990) Hormone-sensitive lipase--a multipurpose enzyme in lipid metabolism. Biochim Biophys Acta 1052: Greenberg AS, Shen WJ, Muliro K, Patel S, Souza SC, Roth RA, Kraemer FB (2001) Stimulation of lipolysis and hormone-sensitive lipase via the extracellular signal-regulated kinase pathway. J Biol Chem 276: Cherradi N, Pardo B, Greenberg AS, Kraemer FB, Capponi AM (2003) Angiotensin II activates cholesterol ester hydrolase in bovine adrenal glomerulosa cells through phosphorylation mediated by p42/p44 mitogen-activated protein kinase. Endocrinology 144: Sengenes C, Bouloumie A, Hauner H, Berlan M, Busse R, Lafontan M, Galitzky J (2003) Involvement of a cgmp-dependent pathway in the natriuretic peptide-mediated hormone-sensitive lipase phosphorylation in human adipocytes. J Biol Chem 278: Wood SL, Emmison N, Borthwick AC, Yeaman SJ (1993) The protein phosphatases responsible for dephosphorylation of hormone-sensitive lipase in isolated rat adipocytes. Biochem J 295: Wang SP, Wu JW, Bourdages H, Lefebvre JF, Casavant S, Leavitt BR, Labuda D, Trasler J, Smith CE, Hermo L, Mitchell GA (2014) The catalytic function of hormone-sensitive lipase is essential for fertility in male mice. Endocrinology 155: Kraemer FB, Shen WJ, Harada K, Patel S, Osuga J, Ishibashi S, Azhar S (2004) Hormone-sensitive lipase is required for high-density lipoprotein cholesteryl ester-supported adrenal steroidogenesis. Mol Endocrinol 18: Anderson RA, Rao N, Byrum RS, Rothschild CB, Bowden DW, Hayworth R, Pettenati M (1993) In situ localization of the genetic locus encoding the lysosomal acid lipase/cholesteryl esterase (LIPA) deficient in Wolman disease to chromosome 10q23.2-q23.3. Genomics 15: Anderson RA, Byrum RS, Coates PM, Sando GN (1994) Mutations at the lysosomal acid cholesteryl ester hydrolase gene locus in Wolman disease. Proc Natl Acad Sci USA 91: Hormone-sensitive lipase/cholesteryl esterase from the adrenal cortex structure, regulation and role in steroid hormone synthesis Marcin Hołysz, Wiesław H. Trzeciak Department of Biochemistry and Molecular Biology, University of Medical Sciences, 6 Święcickiego St., Poznan, Poland trzeciak@ump.edu.pl Key words: HSL, adrenals, structure, function, gene, regulation. ABSTRACT 68. Okazaki H, Igarashi M, Nishi M, Sekiya M, Tajima M, Takase S, Takanashi M, Ohta K, Tamura Y, Okazaki S, Yahagi N, Ohashi K, Amemiya-Kudo M, Nakagawa Y, Nagai R, Kadowaki T, Osuga J, Ishibashi S (2008) Identification of neutral cholesterol ester hydrolase, a key enzyme removing cholesterol from macrophages. J Biol Chem 283: Ohta K, Sekiya M, Uozaki H, Igarashi M, Takase S, Kumagai M, Takanashi M, Takeuchi Y, Izumida Y, Kubota M, Nishi M, Okazaki H, Iizuka Y, Yahagi N, Yagyu H, Fukayama M, Kadowaki T, Ohashi K, Ishibashi S, Osuga J (2011) Abrogation of neutral cholesterol ester hydrolytic activity causes adrenal enlargement. Biochem Biophys Res Commun 404: Zimmermann R, Strauss JG, Haemmerle G, Schoiswohl G, Birner-Gruenberger R, Riederer M, Lass A, Neuberger G, Eisenhaber F, Hermetter A, Zechner R (2004) Fat mobilization in adipose tissue is promoted by adipose triglyceride lipase. Science 306: Morak M, Schmidinger H, Riesenhuber G, Rechberger GN, Kollroser M, Haemmerle G, Zechner R, Kronenberg F, Hermetter A (2012) Adipose triglyceride lipase (ATGL) and hormone-sensitive lipase (HSL) deficiencies affect expression of lipolytic activities in mouse adipose tissues. Mol Cell Proteomics 11: Bezaire V, Mairal A, Ribet C, Lefort C, Girousse A, Jocken J, Laurencikiene J, Anesia R, Rodriguez AM, Ryden M, Stenson BM, Dani C, Ailhaud G, Arner P, Langin D (2009) Contribution of adipose triglyceride lipase and hormone-sensitive lipase to lipolysis in hmads adipocytes. J Biol Chem 284: Wang H, Bell M, Sreenivasan U, Hu H, Liu J, Dalen K, Londos C, Yamaguchi T, Rizzo MA, Coleman R, Gong D, Brasaemle D, Sztalryd C (2011) Unique regulation of adipose triglyceride lipase (ATGL) by perilipin 5, a lipid droplet-associated protein. J Biol Chem 286: Schweiger M, Schreiber R, Haemmerle G, Lass A, Fledelius C, Jacobsen P, Tornqvist H, Zechner R, Zimmermann R (2006) Adipose triglyceride lipase and hormone-sensitive lipase are the major enzymes in adipose tissue triacylglycerol catabolism. J Biol Chem 281: Yang X, Zhang X, Heckmann BL, Lu X, Liu J (2011) Relative contribution of adipose triglyceride lipase and hormone-sensitive lipase to tumor necrosis factor-alpha (TNF-alpha)-induced lipolysis in adipocytes. J Biol Chem 286: Karbowska J, Kochan Z (2012) Fat-reducing effects of dehydroepiandrosterone involve upregulation of ATGL and HSL expression, and stimulation of lipolysis in adipose tissue. Steroids 77: Kershaw EE, Hamm JK, Verhagen LA, Peroni O, Katic M, Flier JS (2006) Adipose triglyceride lipase: function, regulation by insulin, and comparison with adiponutrin. Diabetes 55: Stelmanska E, Szrok S, Swierczynski J (2014) Progesterone-induced down-regulation of hormone sensitive lipase (Lipe) and up-regulation of G0/G1 switch 2 (G0s2) genes expression in inguinal adipose tissue of female rats is reflected by diminished rate of lipolysis. J Steroid Biochem Mol Biol 147: Hormone-sensitive lipase/cholesteryl esterase (HSL), encoded by LIPE gene, plays a very important role in the metabolism of acylglycerols in the adipose tissue and cholesteryl esters in the adrenal cortex, gonads and placenta. Isoforms of this enzyme supply fatty acids, important energy substrates, and free cholesterol required for steroid hormone synthesis. Recent discoveries on hormonal regulation of HSL synthesis with special emphasis given to the regulation of LIPE gene expression, its tissue-specific promoters and activation of the gene products by phosphorylation, as well as the role of HSL in the metabolism of cholesteryl esters were reviewed. In the concluding remarks, the gaps in our knowledge of the metabolism of acylglyceroles and cholesteryl esters, as well as the possibility of effects, synergic with HSL, influencing metabolism of these compounds were discussed